Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Hjertemassage Bypass i en musemodel: en ny tilgang

doi: 10.3791/56017 Published: September 22, 2017
* These authors contributed equally

Summary

Dette papir beskriver hvordan man udfører hjertemassage bypass i mus. Denne nye model vil lette undersøgelsen af de molekylære mekanismer involveret i organskader.

Abstract

Som langvarig hjertemassage bypass bliver mere afgørende under hjerte interventioner, opstår en stigende kliniske behov for procedure optimering og for at minimere organskade som følge af langvarig extracorporal cirkulation. Målet med dette papir var at vise en fuldt funktionel og klinisk relevante model af hjertemassage bypass i en mus. Vi rapport om enhed design, perfusion kredsløb optimering og microsurgical teknikker. Denne model er en akut model, som ikke er kompatibel med overlevelse på grund af behovet for flere blod tegninger. På grund af vifte af værktøjer til rådighed for mus (fx, markører, knockouts, etc.), vil denne model lette undersøgelse af de molekylære mekanismer af organskader og effekten af hjertemassage bypass i forhold til andre co-morbiditet.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Siden indførelsen af hjertemassage bypass (CPB) ind på klinikken, har det spillet en væsentlig rolle i hjertekirurgi1. I moderne hjertekirurgi er langvarig CPB tid afgørende for at udføre omfattende aorta rekonstruktioner og kombinerede procedurer. Selv om teknologiske fremskridt har været enorm, brug af extracorporal omsætning er forbundet med intra - og postoperativ systemiske og lokale orgel skade2,3.

Store dyremodeller er blevet udviklet for at undersøge rollen som CPB fysiologiske processer4,5. Selv om disse modeller har givet indblik i nogle af CPB forbundet komplikationer, de er ekstremt dyrt og molekylære værktøjer (f.eks. antistoffer) er meget begrænset. Et mere omkostningseffektivt alternativ er blevet udviklet i små dyr. Siden deres udvikling, er flere undersøgelser blevet gennemført for at optimere en CPB model i rotter og kaniner5,6,7,8,9. Disse modeller er et godt grundlag for målinger af patofysiologiske sygdomsprocesser; de er imidlertid stadig utilstrækkelige til at undersøge cellulære og humorale immunologi på grund af manglende relevante antistoffer og reagenser. Dette forringer deres rolle inden for forskning.

Vi har for nylig udviklet en musemodel af CPB. På grund af en bred vifte af mus-specifikke reagenser og genmodificerede mus er musemodeller generelt model valg for fysiologiske, molekylære og immunologiske forskning10,11. Derfor vil vores model lette undersøgelse af CPB i forhold til forskellige co-morbiditet, som der er mange mus stammer tilgængelige med klinisk relevante sygdomme12,13. Dette papir beskriver i overensstemmelse hermed, i detaljer, hvordan man udfører CPB i mus. Ilt og hæmodynamiske parametre overvåges nøje efter dybt respiratorisk og cirkulatorisk anholdelse.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

alle dyreforsøg blev udført i overensstemmelse med den tyske lov om dyr (TierSchG) og blev godkendt af den lokale dyrevelfærd (lavere Sachsen statslige kontor for forbrugerbeskyttelse og fødevaresikkerhed, protokol TSA 14/1556). Minimal vægten af musen egnet til denne model er 25 g.

1. Præoperative præparater

Bemærk: alle procedurer er udført under rene, ikke-sterile forhold, med autoklaveres instrumenter.

  1. Sted 50-60 8-cm lang propylen hule fibre parallelt i en tube og slutte med en T-adapter på begge sider. Fylde rummet mellem de hule fibre og den eksterne gren af T-adapter med lim.
    1. Tillad mindst 24 timer for lim til at hærde. Skær de hule fibre udvide ud fra T-adapter ved hjælp af en standard mikrotomen og trække silikone rør til forbindelsessteder.
  2. Indsætte en 27 G metal nål (fra en 26G branule) i en 2 Fr polyurethan kanyle. Brug en kirurgisk klinge og mikro-saks under et mikroskop (8-12 X forstørrelse) at gøre tre til fire fenestrations på omkring 0,15 cm hver i den distale tredjedel af kanyle til at sikre optimal venøs vende tilbage strømmen.
    1. Fjern ledning når afsluttet. Bruge bomuld svaberprøver for stump dissektion og sammentrækning af strukturer. Bruge gaze svaberprøver (5 x 5 cm 2) til at opsuge overskydende væske til at forhindre væv dehydrering.
  3. Forberede priming volumen. For færdiggørelse, tilføje 30 IE heparin pr. mL priming løsning og 2,5% v/v af en 8,4% NaHCO 3 til bufferlagring. Gemme denne løsning ved 4 ° C indtil bruges.
  4. Fylde CPB kredsløb (dvs., pumpe, air trapper, slanger og begge cannulas) med 850 µL priming løsning via den venøse kanyle. Når fyldt, holde den CPB cirkulerende indtil dyret er klar til cannulation.

2. Animalske anæstesi

  1. til at administrere anæstesi, placere dyret i en induktion kammer under 2,5% v/v isofluran/ilt blanding. Bekræfte ordentlig anæstesi ved at vurdere pedal tilbagetrækning refleks, hale knivspids refleks og øjet blinke refleks. Anvende veterinære øjet salve for at undgå øjet tørhed.
  2. Placere dyret på en opvarmning pad med temperatur-regulerende funktion. Måle kropstemperaturen med en sonde indsat rektalt og tilsluttet dataoptegningssystem.
  3. Efter fuld anæstesi er opnået, intubate den animalske orotracheally ved hjælp af en 20G plast braunule, indsætte det mundtligt og skubbe det ind i luftrøret under visuel kontrol. Start mekanisk ventilation ved hjælp af en isofluran vaporizer tilsluttet en mus ventilator. Afhængig af dyrenes vægt, justere ventilationen så der opnås en tidalvolumen af 250-350 µL.
  4. Til at sikre komplet analgesi, indsprøjtes 5 mg/kg animalske legemsvægt carprofen subkutant. Det anbefales, at isofluran koncentration holdes mellem 1,3-2,5% ilt. Isofluran koncentration kan justeres manuelt afhængigt af fase af proceduren.

3. Kirurgiske procedurer

  1. efter fuld anæstesi og intubation er opnået, udføre en midterlinjen hud indsnit til halsen med skarpe fine saks, adskille musklerne i en stump mode, og udsætter de rigtige halsfedt og venstre halspulsåren. Under tilberedning, koagulerer små fartøjer, der anvender en veterinær coagulator tilsluttet bipolar pincet til at sikre minimal blodtab.
  2. Efter forberedelse af de fartøjer, der er jugularis, cranially ligate den distale segment af den venstre fælles halspulsåren med sin tvedeling, ved hjælp af 8-0 silke suturer.
  3. Tilslut den distale ende af en 27 G kanyle til arteriel indstrømning slangen ved hjælp af et silikone stik (0,5 mm ID, 1 mm OD), sted 8-0 silke sutur slip knob på den proksimale segment af arterie, og sæt spidsen af kanylen i halspulsåren.
  4. Efter korrekt placering af kanylen tip, fremme kanyle tip så at det lægger 3-4 mm proksimalt til aortabuen. Fix kanyle spidsen af sikring med 8-0 silke knuder.
  5. Brug af microsurgical pincet og saks, udføre stump og skarp dissektion, udsætter de rigtige halsfedt af stump forberedelse af væv lateralt til sternocleidomastoideus musklen, tæt på kravebenet, og placere en 8-0 silke knude i den distale ende og en 8-0 løkke på den proksimale ende.
  6. Efter ligatur af den distale ende af halsfedt, Placer spidsen af den venøse kanyle i højre halsfedt og fremskridt i retning af højre atrium og sikre ved hjælp af silke knude. For optimal venøs tilbagevenden, kan det være nødvendigt at rykke den venøse spids ind i højre hjertekammer.
  7. Når den korrekte kanyle position er opnået, udføre systemiske heparinization ved at tilføje 2,5 IE heparin pr. gram animalsk legemsvægt via direkte intravenøs injektion i halsfedt.
  8. For real-time invasive pres overvågning, kanyleres venstre femoralis arterie. Udsætte skridtet og forsigtigt adskille den fælles femorale arterie fra femoral vene og femoralis nerve under 25 X forstørrelse.
    1. Ligate den distale del af arteria femoralis. Midlertidigt occlude den proksimale del med en slip-knude og gøre en lille snit på den forreste væg ved hjælp af mikro-pincet.
    2. Bagefter, indsætte en 1 Fr polyurethan kanyle i arteria femoralis og sikre det med en silke 10-0 sutur. Denne kanyle bruges til at udtrække blodprøver til blod gas analyse.
  9. Efter vellykket placering af til arterielle og venøse cannulas, indlede hjertemassage bypass ved at dreje på pumpen. Tiden fra intubation til igangsætning af CPB er ca 45 min. Start ved hjælp af en flow-hastighed på 0,5 mL/min., afhængigt af systemisk pres målinger og øge blodgennemstrømningen indenfor 2 min til fuld flow (4-6 mL/min) ved at øge pumpens omdrejningstal.
  10. Under fuld overvågning, udføre en øvre sternotomi bruger skarpe saks fra manubrium og går 5 mm i den caudale retning. Koagulere brystbenet kanterne straks for at undgå blødning. Udsætte aortabuen ved at trække den højre halspulsåren i kraniel retning.
  11. For optimal kontrol, circumferentially gratis aortabuen fra thymus og omkringliggende væv til at lette opspænding. Placer en 8-0 silke løkke omkring opstigende aorta. For at placere den cross klemme for cardioplegia, trække silke løkken i kraniel retning til bedre eksponere opstigende aorta.

4. Hjertemassage Bypass og blod Gas analyse

  1. For blod gas analyse (BGA), bruge glas kapillarrør for at indsamle 60-90 µL arterielt blod via femorale arterie kateteret.
    1. Bruger en lille klemme på silikoneslanger og frigøre slangen fra kateteret. Trykket langsomt på klemme til at tillade kontrolleret fyldning af de kapillarrør.
    2. Vedhæfte silikone rør til kateteret. Indsæt kapillarrør i blod gas analysator for målinger på følgende tidspunkter:
      10 min efter indledningen af CPB med ventilation (BGA1)
      efter 25 min af CPB og 15 min af respirationsstop (BGA2)
      efter 40 min af CPB og 30 min af respirationsstop (BGA3)
      efter 55 min af CPB, 45 min af respiratorisk og 20 min af hjertestop (BGA4)
  2. Under stabile CPB flow, som te respirationsstop ved at stoppe ventilation.
  3. Efter ophør af ventilation, sæt opvarmning puden til 28 ºC og starte topisk køling dyr til 28 ºC kropstemperatur inden for de første 20 min af respirationsstop ved hjælp af gaze dyppet i koldt saltvand.
  4. Når en kropstemperatur på 28 ° c opnås, og efter 30 min af respirationsstop alt, administrere 0,3 mL af 7,45% KCl løsning i CPB kredsløb at indlede cardioplegia.
  5. Til cross fastspænding af aorta, trække de tidligere indsatte silke loop (trin 3.10) i kraniel retning for bedre eksponering og placere en mikro-serrefine klemme på den stigende del af aorta.
  6. Udfører alt i 60 min respirationsstop og 30 min af hjertestop. Fjerne mikro-serrefine klemmen fra den opstigende aorta at indlede reperfusion af hjertet. Samtidig, at ventilere og varm dyr til 37 ° C.
  7. Efter reperfusion er afsluttet og dyret har nået normothermia, opsige CPB ved at slukke pumpen og fortsætte med at overvåge fysiologiske målinger (fx kropstemperatur, EKG, og invasive blodtryk) i 20 min.
  8. i slutningen af forsøget, exsanguinate dyr under fuld bedøvelse (5% isofluran) og indsamle blod og organer til yderligere analyse 14.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Denne protokol beskriver perfusion kredsløb, kirurgiske procedurer, og overvågning af fysiologiske parametre under CPB musen. Når der udføres af en tilstrækkeligt kvalificeret microsurgeon, er konsekvent og reproducerbar resultaterne.

For at opretholde passende væv perfusion, holdes den middel-arterielt tryk altid mellem 40 og 60 mmHg ved at justere CPB blodgennemstrømningen og tilføjelse af ekstra volumen. Afhængigt af vægten af dyret, dets diskenhedens status og kropstemperatur opretholdes extracorporal blodgennemstrømningen mellem 2,3-6,5 mL/min. korrektion af volumen tab under eksperimentet er opnået ved tilsætning af 0,1 mL af priming løsning til kredsløb under CPB. Systemisk pH stabilisering er opnået ved at tilføje 8,4 mmol/L af NaHCO2. Alle væsker administreres via luft-fældefangst reservoir til at reducere risikoen for air embolisering.

Fysiologiske parametre blev vurderet ved hjælp af BGA på fire forskellige tidspunkter (figur 1) og målinger fra en repræsentativ succesfulde CPB procedure er præsenteret i tabel 1.

Hæmatokrit målinger viser blodfortynding som følge af tilsætning af priming mængde til kredsløb (tabel 1). Der var dog ikke behov for blodtransfusion som hæmoglobinniveauet blev opretholdt på et tilstrækkeligt niveau i løbet af eksperimentet (tabel 1). Systemiske arterielle pO2, iltmætning, pCO2 udløb værdier valideret fremragende funktion af mikro-oxygenator (tabel 1). pCO2 udløb var optimal ved hjælp af en ilt/luft blanding på FiO2 0,8.

BGA gav også indsigt i den metaboliske status af dyret under CPB. Efter indledningen af CPB med ventilation, arteriel pH var forhøjet (tabel 1). Denne effekt er ofte mindsket når respirationsstop initieres. En gradvis reduktion i pH i løbet af eksperimentet blev set (tabel 1). Kontinuerlig buffering af arteriel pH og laktat var nødvendige for at kompensere for acidose.

Figure 1
Figur 1 : Eksperimenterende tidslinjen. Timingen af intubation, ventilation, respirationsstop, CPB, hjertestop, reperfusion, køling/re-opvarmning og BGA prøveudtagningssteder. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

BGA1 BGA2 BGA3 BGA4
Hæmoglobin (g/dl) 8.9 6.8 6.8 5.6
Hæmatokrit 27,5 21,2 21.3 17,7
pO2 (mmHg) 508 506 504 271
pCO2 (mmHg) 24,5 20.3 20 36,4
sO2 (%) 100 100 100 100
pH 7.56 7.65 7.36 7,32
Laktat (mmol/L) 2.6 3.1 3 6.9

Tabel 1: repræsentant BGA resultater fra en vellykket CPB i en mus. BGA taget på fire forskellige tidspunkter i løbet af et eksperiment.

Figure 2
Figur 2 : Skematisk Diagram over CPB kredsløbet i musen. En venøse kanyle (blå) er placeret i den ringere vena cava via , den rigtige halsfedt og en arteriel kanyle (rød) i aorta via den venstre halspulsåren. Iltet blod pumpes gennem luften-pelsjæger reservoir i den venstre halspulsåren. EKG-elektroder er placeret subkutant, kroppen temperaturen er målt rektalt, og tryk overvåges via arteria femoralis. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Vi har udviklet en fuldt fungerende klinisk relevante model af CPB i en mus. Med mere end tredive stammer af mus har hjerte-kar-sygdomme, kunne vores model være et udgangspunkt for udviklingen af nye potentielle protokoller relateret til CPB. Desuden, på grund af overfloden af mus-specifikke reagenser og knockout-out mus, denne model kan ikke kun erstatte den nuværende rotte model af CPB men vil lette dissektion af de molekylære mekanismer involveret i CPB-relaterede organskader. Til dato har CPB ikke er anvendt i mus på grund af microsurgical udfordringer i cannulation teknik, såvel som tekniske udfordringer, herunder udvikling af en mikro-oxygenator et volumen på tilstrækkelig lille priming. Ca 90 stier og det omhyggelige arbejde af en erfaren microsurgeon var nødvendig for at opnå en stabil model. Over 15 prototyper af CPB maskinen at have forskellige roller pumper, rør og forskellige reservoirer blev testet og hele tiden forbedres. Mere end 10 versioner af forskellige forordning blev bygget og testet for at opnå de aktuelle resultater. Vores nye model krævede en komplet redesign af eksisterende rotte model opsætningen af extracorporal omsætning. For det første, vi har bygget de mindste mulige mikro-oxygenator tillader priming diskenheder < 0,3 mL. Oxygenator blev redesignet ved hjælp af en omvendt system hvor blodet strømmer gennem de hule fibre og ikke mellem dem, giver mulighed for en betydelig reduktion i priming volumen.

Under udviklingen af vores model stødte vi flere tekniske vanskeligheder. Vores første prototype kredsløb kræves store priming mængder på op til 6 mL. Dette resulterede i ekstreme blodfortynding med hæmoglobin under 4 g/dL og hæmatokrit værdier af ca 15. Trods BGA viser god iltning observeret vi tegn på hypoxæmi fører til hurtige hjertestop under proceduren. For at opnå ordentlig væv iltning, skal hæmatokrit værdier være over 25. Ved at justere rør størrelse, ændre udformningen af rulle-pumpe, producerer en minituariseret luft trapper, og optimere venøs og arteriel cannulas, priming volumen blev væsentligt reduceret til < 0,9 mL.

Trods tilstrækkelig perfusion er flow af 4-6 mL/min., hvilket giver tilstrækkelig venøse tilbage strøm afgørende. Placeringen af den venøse kanyle i højre atrium eller, endnu bedre, i højre hjertekammer, lindrer problemet. Øge perfusion flow fører til enten sutte den venøse kanyle eller overperfusion-relaterede tab af væske og væv ødem. For at undgå CO2 tilbageholdelse i mus, der har en hurtig metabolisme, fandt vi at holde iltforsyning gennem oxygenator på FiO2 80% med en strøm af 600 mL/min. er optimal for væv iltning.

Et andet spørgsmål man kan støde er gradvis tab af intravaskulære volumen til interstitium, nødvendiggør gentage volumen substitution hver 30-40 min. Hyperosmolarity af elektrolyt opløsninger indeholdende hydroxyethylmethacrylat stivelse (HES) forhindrer tab af intravaskulære volumen, men når der udelukkende, dens høj viskositet forårsager en enorm stigning i systemisk pres under CPB. Dette fører til lækage i oxygenator og slange proksimalt for den arterielle kanyle. Derfor, for at opnå en balance mellem hyperosmolarity og moderat viskositet, en 1:1 blanding af HES-holdige løsninger og en anden isotonisk afbalanceret væske blev fundet for at være optimal.

Rulle pumpe drivende elektronik blev ændret for at øge hastigheden således tilstrækkeligt flow inden for lille diameter rør. Under stærk suge produceret af rulle-pumpe, er det typisk at have mikroskopiske luftbobler i det venøse system. Opførelsen af en minituariseret luft trapper med priming volumen under 0,15 mL løst dette problem. Tilsætning af 0,1 mL af ekstra volumen og reducere CPB flow ud over at kontrollere den korrekte placering af den venøse kanyle elimineret luft blodprop i kredsløbet.

For at teste den tekniske gennemførlighed af en roman hjertemassage bypass model, er der behov for flere blod prøveudtagninger. At fjerne mere end 0,2 mL blod er normalt dødelig for en sund mus. For at forsikre ilt og hæmodynamiske stabilitet, mængden af blod prøveudtagninger i vores eksperiment var langt ud over denne værdi og nået næsten 0,9 mL i slutningen af forsøget. Ikke desto mindre blev stabil iltning og hæmodynamiske parametre observeret trods den konstante fald i hematological værdier. Derfor var vores indledende feasibility-model primært designet som et akut, ikke-overlevelse protokol. Vi nu udvikle en minimalt invasiv overlevelse model, der af nødvendighed, får mindre blod prøveudtagning.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ikke noget at oplyse.

Acknowledgments

Forfatterne har ingen anerkendelser.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Sterofundin B.Braun Petzold GmbH PZN:8609189 priming volume, 1:1 with Tetraspan
Tetraspan 6% HES Solution B. Braun Melsungen AG PZN: 05565416 priming volume, 1:1 with Sterofundin
Heparin Natrium 25.000 Ratiopharm GmbH PZN: 3029843 2.5 IU per ml of priming solution
NaHCO3 8,4% Solution B. Braun Melsungen AG PZN: 1579775 3% in priming solution
KCL 7.45 % Solution B. Braun Melsungen AG PZN: 2418577 0.1 mL for cardioplegia
Carprofen Zoetis Inc., USA PZN:00289615 08859153 5 mg/kg/BW
1 Fr PU Catheter Instechlabs INC., USA C10PU-MCA1301 carotid artery
2 Fr PU Catheter Instechlabs INC., USA C20PU-MJV1302 jugular vein
Vasofix Safety catheter 20G B.Braun Medical 4268113S-01 orotracheal intubation
8-0 Silk suture braided Ashaway Line & Twine Mfg. Co., USA 75290 ligature
Isoflurane Piramal Critical Care Deutschland GmbH PZN:9714675 narcosis
CLINITUBES blood capillaries Radiomed GmbH 51750132 blood sampling 60 - 95 microliter
Spring Scissors - 6mm Blades Fine Science Tools GmbH 15020-15 instruments
Spring Scissors - 2mm Blades Fine Science Tools GmbH 15000-03 instruments
Halsted-Mosquito Hemostat Fine Science Tools GmbH 13009-12 instruments
Dumont #55 Forceps Fine Science Tools GmbH 11295-51 instruments
Castroviejo Micro Needle Holder - 9cm Fine Science Tools GmbH 12060-02 instruments
Micro Serrefines Fine Science Tools GmbH 18555-01 instruments
Bulldog Serrefine Fine Science Tools GmbH 18050-28 instruments
MiniVent Ventilator for Mice (Model 845) Harvard Apparatus 73-0044 mechanical ventilation
Isoflurane Vaporizer Drager 19.1 Drägerwerk AG & Co. KGaA anesthesia 1.3 - 2.5%
PowerLab data acquisition device 4/35 ADInstruments Ltd, New Zealand PL3504 invasive pressure, ECG, temperature
ABL 800 Flex Radiometer GmbH blood gas analysis
NMRI mice Charles River Laboratories Crl:NMRI(Han) male, 30 - 35 g, 12 weeks old, housed at least 1 week before the experiment

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Edmunds, L. Cardiopulmonary Bypass after 50 Years. N. Engl. J. Med. 351, (16), 1601-1603 (2004).
  2. Goto, T., Maekawa, K. Cerebral dysfunction after coronary artery bypass surgery. J. Anesth. 28, (2), 242-248 (2014).
  3. Uysal, S., Reich, D. L. Neurocognitive outcomes of cardiac surgery. J. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 27, (5), 958-971 (2013).
  4. Ballaux, P. K., Gourlay, T., Ratnatunga, C. P., Taylor, K. M. A literature review of cardiopulmonary bypass models for rats. Perfusion. 14, (6), 411-417 (1999).
  5. Jungwirth, B., de Lange, F. Animal models of cardiopulmonary bypass: development, applications, and impact. Semin. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 14, (2), 136-140 (2010).
  6. Günzinger, R., et al. A rat model of cardiopulmonary bypass with cardioplegic arrest and hemodynamic assessment by conductance catheter technique. Basic Res Cardiol. 102, (6), 508-517 (2007).
  7. Waterbury, T., Clark, T. J., Niles, S., Farivar, R. S. Rat model of cardiopulmonary bypass for deep hypothermic circulatory arrest. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 141, (6), 1549-1551 (2011).
  8. Schnoering, H., et al. A newly developed miniaturized heart-lung machine-expression of inflammation in a small animal model. Artif. Organs. 34, (11), 911-917 (2010).
  9. Kim, J., et al. The responses of tissues from the brain, heart, kidney, and liver to resuscitation following prolonged cardiac arrest by examining mitochondrial respiration in rats. Oxid. Med. Cell. Longev. 2016, (2016).
  10. Shappell, S. B., Gurpinar, T., Lechago, J., Suki, W. N., Truong, L. D. Chronic obstructive uropathy in severe combined immunodeficient (SCID) mice: lymphocyte infiltration is not required for progressive tubulointerstitial injury. J. Am. Soc. Nephrol. 9, (6), 1008-1017 (1998).
  11. Majzoub, J. A., Muglia, L. J. Knockout mice. N. Engl. J. Med. 904-907 (1996).
  12. Houser, S. R., et al. Animal Models of Heart Failure A Scientific Statement From the American Heart Association. Circ. Res. 111, (1), 131-150 (2012).
  13. Russell, J. C., Proctor, S. D. Small animal models of cardiovascular disease: tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis. Cardiovasc. Pathol. 15, (6), 318-330 (2006).
  14. Iurascu-Gagea, M., Craig, S. Euthanasia and necropsy. The laboratory rabbit, guinea pig, hamster, and other rodents. Suckow, M. A., Stevens, K. A., Wilson, R. P. Academic Press (Elsevier). 117-141 (2012).
Hjertemassage Bypass i en musemodel: en ny tilgang
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Madrahimov, N., Natanov, R., Boyle, E. C., Goecke, T., Knöfel, A. K., Irkha, V., Solovieva, A., Höffler, K., Maus, U., Kühn, C., Ismail, I., Warnecke, G., Shrestha, M. L., Cebotari, S., Haverich, A. Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach. J. Vis. Exp. (127), e56017, doi:10.3791/56017 (2017).More

Madrahimov, N., Natanov, R., Boyle, E. C., Goecke, T., Knöfel, A. K., Irkha, V., Solovieva, A., Höffler, K., Maus, U., Kühn, C., Ismail, I., Warnecke, G., Shrestha, M. L., Cebotari, S., Haverich, A. Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach. J. Vis. Exp. (127), e56017, doi:10.3791/56017 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter