Summary
Dit document wordt beschreven hoe u cardiopulmonale bypass bij muizen. Dit nieuwe model zal het vergemakkelijken van het onderzoek in de moleculaire mechanismen die betrokken zijn bij orgel schade.
Abstract
Naarmate langdurige cardiopulmonale bypass essentiëler tijdens cardiale interventies, ontstaat een toenemende klinische vraag voor de optimalisering van de procedure en voor het minimaliseren van orgel schade ten gevolge van langdurige alsook omloop. Het doel van deze paper was om aan te tonen een volledig functioneel en klinisch relevante model van cardiopulmonale bypass in een muis. Wij rapporteren over het ontwerp van het apparaat, perfusie circuit optimalisatie en microchirurgische technieken. Dit model is een acute model, dat niet compatibel met overleving te wijten aan de noodzaak voor meerdere bloed tekeningen is. Vanwege het aantal tools beschikbaar voor muizen (b.v., markeringen, uitsparingen, enz.) vergemakkelijkt dit model onderzoek naar de moleculaire mechanismen van orgel schade en het effect van cardiopulmonale bypass ten opzichte van andere comorbidities.
Introduction
Sinds de introductie van cardiopulmonale bypass (CPB) in de kliniek, heeft het een essentiële rol gespeeld in de Cardiale Heelkunde1. In moderne Cardiale Heelkunde is CPB langdurig essentieel voor het uitvoeren van uitgebreide aorta reconstructies en gecombineerde procedures. Hoewel technologische vooruitgang enorme geweest, het gebruik van alsook omloop is geassocieerd met intra - en postoperatieve systemische en lokale orgel schade2,3.
Grote dierlijke modellen zijn ontwikkeld voor het onderzoek naar de rol van CPB op fysiologische processen4,5. Hoewel deze modellen hebben verstrekt inzicht in enkele van de CPB bijbehorende complicaties, ze zijn zeer kostbaar en moleculaire hulpmiddelen (bijvoorbeeld antistoffen) zijn zeer beperkt. Een meer kosten-efficiënt alternatief is ontwikkeld bij kleine dieren. Sinds hun ontwikkeling, zijn meerdere studies uitgevoerd voor het optimaliseren van een model van het CPB in ratten en konijnen5,6,7,8,9. Deze modellen bieden een goede basis voor metingen van pathofysiologische ziekteprocessen; ze zijn echter nog onvoldoende om te onderzoeken van cellulaire en humorale immunologie als gevolg van het ontbreken van relevante antilichamen en reagentia. Dit schaadt hun rol op het gebied van onderzoek.
We hebben onlangs een muismodel van CPB ontwikkeld. Als gevolg van een grote verscheidenheid van muis-specifieke reagentia en genetisch gemodificeerde muizen zijn Muismodellen in het algemeen het model bij uitstek voor fysiologische, moleculaire en immunologisch onderzoek10,11. Daarom, ons model vergemakkelijkt de studie van het CPB met betrekking tot de verschillende comorbidities als er veel muizen variëteiten verkrijgbaar met klinisch relevante ziekten12,13. Dienovereenkomstig, dit document wordt beschreven, in detail, CPB in muizen. Zuurstof en hemodynamische parameters worden nauwlettend gevolgd na de arrestatie van diepe ademhaling en bloedsomloop.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
alle dierproeven zijn uitgevoerd in overeenstemming met de Duitse dier bescherming wet (TierSchG) en goedgekeurd door de Commissie van de lokale dierenwelzijn (lagere Saksen staat Bureau voor de bescherming van de consument en voedselveiligheid, Protocol TSA 14/1556). Het minimale gewicht van muis geschikt voor dit model is 25 g.
1. preoperatieve voorbereiding
Opmerking: alle procedures worden uitgevoerd in schone, niet-steriele omstandigheden met gesteriliseerde met autoclaaf instrumenten.
- Plaats 50-60 8 cm lange propyleen holle vezels parallel in een buis en verbinden met een T-adapter aan beide zijden. Vul de ruimte tussen de holle vezels en de externe tak van de T-adapter met lijm.
- Toestaan ten minste 24 uur voor de lijm te verharden. Snijd de holle vezels uitbreiding uit van de T-adapter met behulp van een standaard microtoom en trek de Siliconen slang naar de verbindingspunten.
- Een naald 27 G metalen (vanaf een branule van 26G) invoegen in een 2 Fr polyurethaan canule. Use een chirurgisch mes & micro-schaar onder een microscoop (8-12 X vergroting) om drie tot vier fenestrations van ongeveer 0,15 cm elke binnen het distale derde deel van de canule om te verzekeren optimale veneuze return stroom.
- Verwijderen de draad wanneer voltooid. Gebruik katoenen wissers voor botte dissectie en intrekking van structuren. Gaas swabs (5 x 5 cm 2) gebruiken om te genieten van overtollige vocht om weefsel uitdroging te voorkomen.
- Bereiden de vulvolume. Toevoegen voor de voltooiing, 30 IU heparine per mL priming oplossing en 2,5% v/v van een 8,4% oplossing van NaHCO 3 voor het bufferen. Bewaar deze oplossing bij 4 ° C tot gebruikt.
- Vul het CPB-circuit (d.w.z., pomp, lucht trapper, leidingen en beide cannulas) met 850 µL instructieoplossing via de veneuze canule. Eenmaal gevuld, houden de CPB circulerende totdat het dier klaar voor cannulation is.
2. Dierlijke verdoving
- te beheren van anesthesie, plaats het dier in een kamer met inductie onder 2,5% v/v Isofluraan/zuurstof mengsel. Bevestig goede verdoving door ramingskosten pedaal terugtrekking reflex, staart snuifje reflex en oog knipperen reflex. Toepassing veterinaire oog zalf Voorkom oog droogheid.
- Plaats het dier op een opwarming pad met temperatuur-regeling functie. Lichaamstemperatuur meten met een sonde rectally geplaatst en aangesloten op het data-acquisitiesysteem.
- Na volledige verdoving wordt bereikt, intubate de dierlijke orotracheally met behulp van een plastic braunule van 20G, invoegen van het mondeling en duwen het in de luchtpijp onder visuele controle. Beginnen met mechanische ventilatie met behulp van een vaporizer van Isofluraan aangesloten op een muis-ventilator. Afhankelijk van het dier gewicht, de ventilatie zodanig aanpassen dat een ademhalingsvolume van 250-350 µL wordt bereikt.
- Om te verzekeren van volledige Analgesie, injecteren subcutaan 5 mg/kg lichaamsgewicht van de dieren carprofen. Het wordt aanbevolen dat Isofluraan concentratie worden gehouden tussen 1,3 tot 2,5% in zuurstof. Isofluraan concentratie kan handmatig worden aangepast afhankelijk van de fase van de procedure.
3. Chirurgische Procedures
- na volledige narcose en Intubatie wordt bereikt, voeren een middellijn huid incisie aan de hals met een scherpe fijne schaar, spieren op een botte manier te scheiden en bloot de juiste halsslagader en de linker halsslagader. Tijdens de voorbereiding, coaguleren kleine vaartuigen met behulp van een veterinaire coagulator verbonden met bipolaire pincet om minimaal bloedverlies.
- Na de voorbereiding van de jugular schepen, afbinden cranially het distale segment van de linker gemeenschappelijke halsslagader te zijn met behulp van 8-0 zijde hechtingen bifurcatie.
- Verbinden de distale einde van een canule 27 G aan de arteriële instroom buis met behulp van een siliconen connector (0,5 mm ID, 1 mm OD), plaats 8-0 zijde hechtdraad slip knots op het proximale segment van de slagader, en steek het uiteinde van de canule in de halsslagader.
- Na de correcte plaatsing van het uiteinde van de canule, verder het uiteinde van de canule zodat zij 3-4 mm proximally tot de aortaboog bevat. Het uiteinde van de canule door beveiligen met 8-0 zijde knopen bevestigen.
- Using microchirurgische Tang en schaar, bot en scherpe dissectie uitvoeren, bloot de juiste halsslagader door botte voorbereiding van weefsel lateraal naar de musculus sternocleidomastoideus, dicht bij het sleutelbeen, en plaats een 8-0 zijde knoop aan het distale eind en een 8-0 lus proximale eind.
- Na Afbinding van het distale deel van de halsslagader, plaatst u het uiteinde van de veneuze canule in de juiste halsslagader en de vorderingen op weg naar de juiste atrium en beveiligen met behulp van de zijde knoop. Voor optimale veneuze terugkeer, het mogelijk moet vooraf de veneuze tip in het rechterventrikel.
- Zodra de juiste canule positie is bereikt, verrichten systemische heparinization door toevoeging van 2,5 IU heparine per gram de dierlijke lichaamsgewicht via directe intraveneuze injectie in de halsslagader.
- Voor real-time invasieve druk monitoring, cannulate de linker femorale slagader. De liesstreek bloot en voorzichtig het scheiden van de gemeenschappelijke femorale slagader van de femorale ader en femur zenuw onder 25 X vergroting.
- Ligate het distale deel van de femorale slagader. Tijdelijk occlude het proximale deel met een slip-knoop en maak een kleine incisie op de voorste muur met behulp van micro-pincet.
- Daarna een 1 Fr polyurethaan canule invoegen de femorale slagader en veilig met een zijde 10-0 hechtdraad. Deze canule wordt gebruikt voor het uitpakken van bloedmonsters voor gas bloedwaarden.
- Na de succesvolle plaatsing van de arteriële en veneuze cannulas, cardiopulmonale bypass te initiëren door te draaien op de pomp. De tijd tussen intubatie starten van CPB is ongeveer 45 min. Start met een debiet van 0,5 mL/min, afhankelijk van systemische druk metingen, en verhoging van de bloedstroom binnen 2 min tot full-flow (4-6 mL/min) door het verhogen van het toerental van de pomp.
- Onder volledige controle, het uitvoeren van een bovenste sternotomy met behulp van scherpe schaar vanaf het manubrium en 5 mm in de caudal richting gaan. Stollen de sternale randen onmiddellijk om te voorkomen bloeden. De aortaboog bloot door te trekken van de juiste halsslagader in de craniale richting.
- Voor optimale controle, gratis omtrek de aortaboog van de zwezerik en de omringende weefsel te vergemakkelijken klemmen. Plaats een 8-0 zijde lus rond de oplopende aorta. Als u wilt plaatsen de cross klem voor cardioplegia, trek de zijde lus in de craniale richting naar betere bloot de oplopende aorta.
4. Cardiopulmonale Bypass en bloed Gas-analyse
- voor bloed gas-analyse (BGA), glazen capillaire buizen te gebruiken voor het verzamelen van 60-90 µL arteriële bloed via de femorale slagader katheter.
- Gebruik van een kleine klem op de slang silicone en loskoppelen van de slang van de katheter. Release druk langzaam op de klem om gecontroleerde vullen van het capillair.
- Opnieuw koppelen de Siliconen slang aan de katheter. Capillaire buisjes invoegen de blood gas analyzer voor metingen op de volgende tijdstippen:
10 min na de inleiding van het CPB met ventilatie (BGA1)
na 25 min van CPB en 15 min van respiratoire arrestatie (BGA2)
na 40 min van CPB en 30 min van respiratoire arrestatie (BGA3)
na 55 min van CPB, 45 min van respiratoire en 20 min van hartstilstand (BGA4)
- onder stabiele CPB stroom, initia de luchtwegen arrestatie te door te stoppen met ventilatie.
- Na beëindiging van de ventilatie, de opwarming pad ingesteld op 28 ºC en start topisch koeling het dier tot 28 ºC lichaamstemperatuur binnen de eerste 20 min van respiratoire arrestatie met behulp van gaas gedrenkt in koud zout.
- Zodra een lichaamstemperatuur van 28 ºC is bereikt, en na een totaal van 30 min van respiratoire arrestatie, 0.3 mL 7,45% KCl oplossing beheren in het CPB circuit te leiden cardioplegia.
- Voor cross klemmen van de aorta, trekken de eerder geplaatste zijde lus (stap 3.10) in de craniale richting voor betere blootstelling en een micro-serrefine klem zetten het ascenderende deel van de aorta.
- Voeren een totaal van 60 min respiratoire arrestatie en 30 min van hartstilstand. Verwijder de klem micro-serrefine van de oplopende aorta tot reperfusie van het hart. Tegelijkertijd opnieuw ventileren en warm het dier tot 37 ° C.
- Na reperfusie is voltooid en het dier normothermia bereikt, beëindigen van het CPB door het uitschakelen van de pomp en blijven volgen van fysiologische metingen (b.v. lichaamstemperatuur, ECG, en invasieve bloeddruk) gedurende 20 minuten
- Aan het einde van het experiment, exsanguinate het dier onder volledige verdoving (5% Isofluraan) en het verzamelen van bloed en organen voor verdere analyse 14.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Dit protocol beschrijft de perfusie circuit, chirurgische ingrepen, en controle van fysiologische parameters tijdens CPB van een muis. Wanneer uitgevoerd door een goed geschoolde microsurgeon, de resultaten zijn consequent en reproducibly verkregen.
Te handhaven voldoende weefsel perfusie, wordt de gemiddelde arteriële druk altijd gehouden tussen 40 en 60 mmHg door aanpassing van de CPB-doorbloeding en het toevoegen van extra volume. Afhankelijk van het gewicht van het dier, de volumestatus en lichaamstemperatuur, wordt de alsook bloedstroom gehandhaafd tussen 2.3-6,5 mL/min. die correctie van volume verlies tijdens het experiment wordt bereikt door toevoeging van 0,1 mL instructieoplossing aan het circuit tijdens CPB. Systemische pH stabilisatie wordt bereikt door toevoeging van 8.4 mmol/L voor NaHCO2. Alle vloeistoffen worden toegediend via het reservoir van de lucht-overlapping om risico van lucht embolisatie kan leiden.
Fysiologische parameters werden geschat aan de hand van BGA op vier verschillende tijdstippen (Figuur 1) en de metingen van een representatieve succesvolle CPB-procedure worden weergegeven in tabel 1.
Hematocriet metingen laten zien hemodilution als gevolg van de toevoeging van vulvolume aan het circuit (tabel 1). Er was echter geen noodzaak voor bloedtransfusie zoals hemoglobine niveaus werden gehandhaafd op een voldoende niveau in de loop van het experiment (tabel 1). Systemische arteriële pO2, zuurstof saturatie, pCO2 vervaldatum waarden gevalideerd uitstekende werking van de micro-oxygenator (tabel 1). pCO2 verlopen was optimaal gebruik van een mengsel van zuurstof/lucht op FiO2 0.8.
BGA verstrekte ook inzicht in de metabole status van het dier tijdens CPB. Na de inleiding van het CPB met ventilatie, arteriële pH werd verheven (tabel 1). Dit effect is vaak verminderd zodra respiratoire arrestatie wordt gestart. Een geleidelijke daling van de pH in de loop van het experiment werd gezien (tabel 1). Continu bufferen van arteriële pH en lactaat was noodzakelijk om acidose te compenseren.
Figuur 1 : Experimentele tijdlijn. Tijdstip van intubatie, ventilatie, respiratoire arrestatie, CPB, hartstilstand, reperfusie, koeling/re-opwarming van de aarde en BGA monsternemingspunten. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
| BGA1 | BGA2 | BGA3 | BGA4 | |
| Hemoglobine (g/dl) | 8,9 | 6,8 | 6,8 | 5.6 |
| Hematocriet | 27,5 | 21.2 | 21,3 | 17,7 |
| pO2 (mmHg) | 508 | 506 | 504 | 271 |
| pCO2 (mmHg) | 24,5 | 20.3 | 20 | 36,4 |
| sO2 (%) | 100 | 100 | 100 | 100 |
| pH | 7.56 | 7,65 | 7.36 | 7.32 |
| Lactaat (mmol/L) | 2.6 | 3.1 | 3 | 6,9 |
Tabel 1: vertegenwoordiger BGA resultaten van een succesvolle CPB in een muis. BGA genomen op vier verschillende tijdstippen in de loop van een experiment.
Figuur 2 : Schematisch Diagram van het CPB-Circuit in de muis. Een veneuze canule (blauw) wordt geplaatst in de vena cava inferior via de juiste halsslagader en een arteriële canule (rood) in de aorta via de linker halsslagader. Zuurstofrijk bloed wordt door het lucht-trapper reservoir gepompt in de linker halsslagader. ECG elektroden worden geplaatst subcutaan, lichaamstemperatuur is gemeten rectally en druk wordt gecontroleerd via de femorale slagader. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
We hebben een volledig functionerende klinisch relevante model ontwikkeld van CPB in een muis. Met meer dan dertig muizenstammen met cardiovasculaire ziekten, zou ons model een uitgangspunt voor de ontwikkeling van nieuwe prospectieve protocollen aan CPB gerelateerde. Bovendien, als gevolg van de overvloed van muis-specifieke reagentia en knock-out-out muizen, dit model kan alleen geen vervanging van het huidige model van de rat van CPB maar vergemakkelijkt dissectie van de moleculaire mechanismen die betrokken zijn bij de CPB-gerelateerde orgel schade. Tot op heden, CPB niet vereffend in muizen wegens microchirurgische uitdagingen in cannulation techniek, evenals technische uitdagingen, waaronder de ontwikkeling van een micro-oxygenator hebben een voldoende kleine vulvolume. Ongeveer 90 routes en het noeste werk van een ervaren microsurgeon waren die nodig zijn om een stabiel model. Meer dan 15 prototypes van de CPB-machine met verschillende roller pompen, leidingen, en diverse stuwmeren werden getest en voortdurend verbeterd. Meer dan 10 versies van verschillende oxygenators werden gebouwd en getest om de huidige resultaten te bereiken. Ons nieuwe model vereist een complete redesign van de bestaande rat model installatie alsook verkeer. Ten eerste, bouwden we de kleinste mogelijke micro-oxygenator waardoor priming volumes < 0.3 mL. De oxygenator werd herontworpen met behulp van een omgekeerde systeem waar bloed stroomt door de holle vezels en niet tussen hen, waardoor voor een significante vermindering van vulvolume.
Tijdens de ontwikkeling van ons model ondervonden we verschillende technische moeilijkheden. Onze eerste prototype circuits vereist grote priming volumes van maximaal 6 mL. Dit resulteerde in extreme hemodilution met hemoglobine waarden onder 4 g/dL en hematocriet van ongeveer 15. Ondanks de BGA toont goede oxygenatie zien we tekenen van hypoxemia leidt tot snelle hartstilstand tijdens de procedure. Met het oog op een goede weefsel oxygenatie, moet hematocriet waarden boven 25. Door het aanpassen van de grootte van de leidingen, wijzigen van het ontwerp van de roller-pomp, het produceren van een verkleinde lucht trapper en optimaliseren van veneuze en arteriële cannulas, werd het vulvolume aanzienlijk gereduceerd tot < 0,9 mL.
Ondanks adequate perfusie is stroom van 4-6 mL/min, verstrekken van voldoende veneuze terug stroom essentieel. Plaatsing van de veneuze canule in de juiste atrium of, nog beter, in het rechterventrikel, vermindert dit probleem. De perfusie-stroom te verhogen tot ofwel zuigen van de veneuze canule of overperfusion-gerelateerde verlies van vocht en weefsel oedeem. Voorkom CO2 retentie in de muis, die een snelle stofwisseling heeft, vonden we dat het houden van de zuurstoftoevoer via de oxygenator bij FiO2 80% met een stroom van 600 mL/min optimaal voor weefsel oxygenatie is.
Een andere kwestie die men kan tegenkomen is geleidelijk verlies van intravasculaire volume het interstitium, vergend herhalen volume vervanging elke 30-40 min. De hyperosmolarity van elektrolyt oplossingen met hydroxyethyl-zetmeel (HES) voorkomt intravasculaire volume verlies, maar wanneer uitsluitend gebruikt, zijn hoge viscositeit veroorzaakt een enorme toename in systemische druk tijdens CPB. Dit leidt tot lekkage in de oxygenator en de proximale aan de arteriële canule buis. Daarom, om te bereiken van een evenwicht tussen hyperosmolarity en gematigde viscositeit, een 1:1-mengsel van HES-bevattende oplossingen en een ander isotone evenwichtige vloeistof bleek te zijn optimaal.
De drijvende elektronica van de roller pomp werden gewijzigd om de rotatiesnelheid waardoor voldoende stroom binnen de kleine diameter buizen te vergroten. Onder de sterke zuigkracht geproduceerd door de roller-pomp, is het tekenend dat microscopisch kleine luchtbellen in het veneuze systeem. Bouw van een verkleinde lucht trapper met vulvolume lager dan 0,15 mL dit probleem opgelost. Toevoeging van 0,1 mL extra volume en vermindering van CPB stroom naast het controleren van de juiste plaatsing van de veneuze canule geëlimineerd longembolie van de lucht in het circuit.
Om te testen de technische haalbaarheid van een roman cardiopulmonale bypass model, zijn meerdere bloed bemonsteringen nodig. Het verwijderen van meer dan 0,2 mL bloed is meestal dodelijk voor een gezonde muis. Om zuurstof en hemodynamische stabiliteit te verzekeren, de hoeveelheid bloed proeverijen in ons experiment was ver buiten deze waarde en bijna bereikt 0,9 mL aan het einde van het experiment. Niettemin, stabiele oxygenatie en hemodynamische parameters werden waargenomen ondanks de constante daling van hematologische waarden. Daarom was onze eerste haalbaarheid model voornamelijk bedoeld als een acute, niet-survival-protocol. We zijn nu de ontwikkeling van een minimaal invasieve overleving model die door noodzaak, zal minder bloedmonsters.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
De auteurs hebben geen bevestigingen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sterofundin | B.Braun Petzold GmbH | PZN:8609189 | priming volume, 1:1 with Tetraspan |
| Tetraspan 6% HES Solution | B. Braun Melsungen AG | PZN: 05565416 | priming volume, 1:1 with Sterofundin |
| Heparin Natrium 25.000 | Ratiopharm GmbH | PZN: 3029843 | 2.5 IU per ml of priming solution |
| NaHCO3 8,4% Solution | B. Braun Melsungen AG | PZN: 1579775 | 3% in priming solution |
| KCL 7.45 % Solution | B. Braun Melsungen AG | PZN: 2418577 | 0.1 mL for cardioplegia |
| Carprofen | Zoetis Inc., USA | PZN:00289615 08859153 | 5 mg/kg/BW |
| 1 Fr PU Catheter | Instechlabs INC., USA | C10PU-MCA1301 | carotid artery |
| 2 Fr PU Catheter | Instechlabs INC., USA | C20PU-MJV1302 | jugular vein |
| Vasofix Safety catheter 20G | B.Braun Medical | 4268113S-01 | orotracheal intubation |
| 8-0 Silk suture braided | Ashaway Line & Twine Mfg. Co., USA | 75290 | ligature |
| Isoflurane | Piramal Critical Care Deutschland GmbH | PZN:9714675 | narcosis |
| CLINITUBES blood capillaries | Radiomed GmbH | 51750132 | blood sampling 60 - 95 microliter |
| Spring Scissors - 6mm Blades | Fine Science Tools GmbH | 15020-15 | instruments |
| Spring Scissors - 2mm Blades | Fine Science Tools GmbH | 15000-03 | instruments |
| Halsted-Mosquito Hemostat | Fine Science Tools GmbH | 13009-12 | instruments |
| Dumont #55 Forceps | Fine Science Tools GmbH | 11295-51 | instruments |
| Castroviejo Micro Needle Holder - 9cm | Fine Science Tools GmbH | 12060-02 | instruments |
| Micro Serrefines | Fine Science Tools GmbH | 18555-01 | instruments |
| Bulldog Serrefine | Fine Science Tools GmbH | 18050-28 | instruments |
| MiniVent Ventilator for Mice (Model 845) | Harvard Apparatus | 73-0044 | mechanical ventilation |
| Isoflurane Vaporizer Drager 19.1 | Drägerwerk AG & Co. KGaA | anesthesia 1.3 - 2.5% | |
| PowerLab data acquisition device 4/35 | ADInstruments Ltd, New Zealand | PL3504 | invasive pressure, ECG, temperature |
| ABL 800 Flex | Radiometer GmbH | blood gas analysis | |
| NMRI mice | Charles River Laboratories | Crl:NMRI(Han) | male, 30 - 35 g, 12 weeks old, housed at least 1 week before the experiment |
References
- Edmunds, L. Cardiopulmonary Bypass after 50 Years. N. Engl. J. Med. 351 (16), 1601-1603 (2004).
- Goto, T., Maekawa, K. Cerebral dysfunction after coronary artery bypass surgery. J. Anesth. 28 (2), 242-248 (2014).
- Uysal, S., Reich, D. L. Neurocognitive outcomes of cardiac surgery. J. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 27 (5), 958-971 (2013).
- Ballaux, P. K., Gourlay, T., Ratnatunga, C. P., Taylor, K. M. A literature review of cardiopulmonary bypass models for rats. Perfusion. 14 (6), 411-417 (1999).
- Jungwirth, B., de Lange, F. Animal models of cardiopulmonary bypass: development, applications, and impact. Semin. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 14 (2), 136-140 (2010).
- Günzinger, R., et al. A rat model of cardiopulmonary bypass with cardioplegic arrest and hemodynamic assessment by conductance catheter technique. Basic Res Cardiol. 102 (6), 508-517 (2007).
- Waterbury, T., Clark, T. J., Niles, S., Farivar, R. S. Rat model of cardiopulmonary bypass for deep hypothermic circulatory arrest. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 141 (6), 1549-1551 (2011).
- Schnoering, H., et al. A newly developed miniaturized heart-lung machine-expression of inflammation in a small animal model. Artif. Organs. 34 (11), 911-917 (2010).
- Kim, J., et al. The responses of tissues from the brain, heart, kidney, and liver to resuscitation following prolonged cardiac arrest by examining mitochondrial respiration in rats. Oxid. Med. Cell. Longev. 2016, (2016).
- Shappell, S. B., Gurpinar, T., Lechago, J., Suki, W. N., Truong, L. D. Chronic obstructive uropathy in severe combined immunodeficient (SCID) mice: lymphocyte infiltration is not required for progressive tubulointerstitial injury. J. Am. Soc. Nephrol. 9 (6), 1008-1017 (1998).
- Majzoub, J. A., Muglia, L. J. Knockout mice. N. Engl. J. Med. , 904-907 (1996).
- Houser, S. R., et al. Animal Models of Heart Failure A Scientific Statement From the American Heart Association. Circ. Res. 111 (1), 131-150 (2012).
- Russell, J. C., Proctor, S. D. Small animal models of cardiovascular disease: tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis. Cardiovasc. Pathol. 15 (6), 318-330 (2006).
- Iurascu-Gagea, M., Craig, S. Euthanasia and necropsy. The laboratory rabbit, guinea pig, hamster, and other rodents. Suckow, M. A., Stevens, K. A., Wilson, R. P. , Academic Press (Elsevier). 117-141 (2012).
