Summary
Mantel cel lymfoom (MCL) is een moeilijk te behandelen stoornis van de B-cel en het is even moeilijk vast te stellen een muismodel van xenograft van primaire MCL te bestuderen en ontwikkelen van therapeutics. Hier beschrijven we de succesvolle invoering van MCL xenografts bij muizen om te helpen begrijpen van de onderliggende biologie.
Abstract
B-lymfocyten zijn belangrijke spelers in de immuun cel verkeer en ze vooral thuis van en wonen in de lymfoïde organen. Terwijl normaal B cellen slechts verspreiden wanneer gestimuleerd door T-lymfocyten, oncogene B cellen overleven en autonoom uit te breiden in ongedefinieerde orgel niches. Mantel cel lymfoom (MCL) is een dergelijke stoornis van de B-cel, waar het tarief van de mediane overleving van patiënten is 4-5 jaar. Dit vraagt om de behoefte aan doeltreffende mechanismen die de homing en engraftment van deze cellen worden geblokkeerd teneinde het voortbestaan en de levensduur van patiënten. Daarom is het streven naar het ontwikkelen van een xenograft muismodel voor het bestuderen van de werkzaamheid van MCL therapeutics door het blokkeren van de homing mechanisme in vivo van het allergrootste belang. Ontwikkeling van dierlijke ontvangers voor menselijke cel xenotransplantatie vroege fase drugs testen zijn lang uitgeoefend, zoals relevante preklinische Muismodellen zijn cruciaal voor het scherm nieuwe therapeutische agenten. Deze diermodel is ontwikkeld om te voorkomen dat menselijke graft afwijzing en om een model voor ziekten bij de mens kan, en het een uiterst nuttig hulpmiddel te bestuderen van de progressie van de ziekte van verschillende lymfoom typen en preklinische testen van kandidaat-geneesmiddelen voor hematologic maligniteiten, zoals MCL. We een muismodel van xenograft die zal dienen als een uitstekend middel om te bestuderen en ontwikkelen van nieuwe therapeutische benaderingen voor MCL opgericht.
Introduction
Lymfocyten door de natuur een belangrijke rol spelen in de immuun toezicht en lymfocyt mensenhandel is een cruciale stap in de montage van antigeen specifieke immuniteit1,2. Dit proces omvat migratie van naïeve T lymfocyten van de thymus naar de bloedstroom, en vandaar naar secundaire lymfoïde organen, met inbegrip van lymfklieren, Peyer de patches, of milt, waar ze elkaar ontmoeten cognaat antigenen. De B-lymfocyten onderscheiden in het beenmerg en in de follikels van secundaire lymfoïde organen3als naïef cellen migreren. Sommige van deze B-cellen antigeen met hun receptor binden en worden geactiveerd door specifieke T-cellen. Proliferatie en differentiatie van deze B-cellen duwt de niet-geactiveerde, naïef B-cellen in de zone van de mantel van de follikel. Geactiveerde cellen kunnen dan onderscheid worden gemaakt in het geheugen B cellen, die het lichaam patrouilleren, of oudere in immunoglobulin afscheidende plasmacellen die naar het beenmerg4 migreren.
MCL treedt op als naïef B lymfocyten in de mantel zone tot een tumor omvormen. Deze cellen van het lymfoom bevinden zich in de communicatie van de lymfoïde organen en vermenigvuldigen onafhankelijk van specifieke T-lymfocyten controle. Echter, in een bepaalde fase van dichtheid ze ontsnappen uit deze niche en recirculate in de bloedbaan op zoek voor niches in andere organen. Gezien de complexiteit van celadhesie-moleculen en de promiscuïteit van chemokines en hun receptoren, het mechanisme van deze cellulaire mensenhandel in vivo slecht wordt begrepen en daarom belemmert therapie. Nieuwe methoden nodig zijn om effectief blokkeren dit migratieproces om te voorkomen dat de cellen van het lymfoom B bereiken van nieuwe microenvironments.
MCL is één van de meest moeilijk te behandelen van B-cel maligniteiten. De ontwikkeling van een neoplastische fenotype van MCL is het resultaat van een meerstaps cascade, gekenmerkt door de acquisitie van unieke biologische eigenschappen. Op het moment van diagnose presenteren de meeste patiënten (70%) al met een gedissemineerde ziekte, met een meerderheid van gevallen extranodal betrokkenheid in de milt, het beenmerg en/of de gastro-intestinale tractus5,6tentoonstellen. Bij behandelde patiënten is herval door resistente tumoren binnen een paar jaar gebruikelijk, hoewel conventionele chemotherapie hoge kwijtschelding tarieven op korte termijn7,8 induceert. Hier presenteren we een nieuw model van de ziekte die kan helpen bij het begrijpen van de MCL verspreiding en de onderliggende biologie: we vastgesteld een menselijke MCL xenograft muismodel dat afkomstig van de primaire tumorcellen van patiënten is. Wij hopen dat dit model helpen zal ontwikkelen van therapeutische strategieën MCL verspreiding tegen te gaan, en eventueel nieuwe klinische perspectieven bieden voor optimale diagnose en behandeling van recidiverende patiënten.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
De menselijke bloedmonsters werden gebruikt volgens de procedures die zijn goedgekeurd door de lokale ethische en menselijke experimenten comités van het universitair ziekenhuis van Genève.
Dierlijke procedures werden uitgevoerd overeenkomstig de institutionele ethisch comité van Animal Care in Genève, Zwitserland en de kantonnale Veterinair Bureau (autorisatienummer: GE/26/15).
1. bereiding van primaire perifere bloed mononucleaire cellen (PBMCs) door dichtheid verlopende scheiding
Opmerking: 3-5 mL van perifeer bloed is verkregen uit patiënten presenteren met MCL in een leukemische fase. De diagnose was opgericht volgens de standaard diagnostische criteria voor stroom cytometry (CD5 +, CD23−, CD200 +, monoklonaal B-celpopulatie), en vervolgens bevestigd door de aanwezigheid van de chromosomale translocatie t(11;14) en overexpressie van cycline D1. In alle gevallen monoclonal B-cellen gevormd voor > 90% van de totale B-celpopulatie. De resterende cellen waren voornamelijk monocyten en sommige T-cellen.
- Verdun (1:1) 5 mL bloedmonster MCL met 5 mL Roswell Park Memorial Instituut voedingsbodem 1640 (RPMI) (figuur 1A).
- Omkeren van de dichtheid kleurovergang media (Tabel of Materials) meerdere malen vóór gebruik om homogenisatie van het mengsel.
- Voeg 5 mL van de kleurovergang media dichtheid in een tube van 15 mL centrifuge met behulp van een pipet aspirator.
- Zachtjes laag het bloedmonster van het verdunde op de dichtheid kleurovergang media in de centrifugebuis van 15 mL met behulp van een aspirator (het bloed dichtheid kleurovergang media verhouding moet 2:1, bijvoorbeeld, 10 mL bloed tot 5 mL van de kleurovergang media dichtheid). Worden moet gewaakt om niet mix de twee lagen (figuur 1B, C).
- Centrifugeer het monster bij 400 x g gedurende 40 minuten bij kamertemperatuur met de remmen van de centrifuge uitgeschakeld.
- Voorzichtig de middelste laag (witachtige, dunne ring gemarkeerd met een pijl (Figuur 1 d, E)) met behulp van een steriele Pipet van Pasteur, gecombineerd met de mononucleaire cellen en ze vervolgens overbrengen naar een schone buis.
- Wassen van mononucleaire cellen
- Schatten van de omvang van de overgedragen celsuspensie en toevoegen aan het 3 delen van steriele 1 x fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) met 1% bovien serumalbumine (BSA).
- Meng de opschorting door pipetteren op en neer meerdere malen.
- Centrifugeer de schorsing bij 400-500 x g gedurende 10-15 minuten bij kamertemperatuur.
- Verwijder het supernatant voor het verkrijgen van de cel pellet en herhaal nogmaals het wassen stap.
- Verwijder het supernatant en resuspendeer de cellen in het gewenste volume, bijvoorbeeld, 1 of 2 mL PBS.
- Het aantal cellen door een geautomatiseerde cel teller of handmatig met behulp van een hemocytometer (Neubauer kamer).
2. de verrijking van B-cellen door B-cel negatieve selectie
- De cellen in PBS om een eindconcentratie van 50 x 106 cellen/mL verdund.
- De cellen overbrengen in een 5 mL ronde onderkant polystyreen buis. Voeg 100 µL van antilichaam cocktail uit de B-cel verrijking kit 2 ml celsuspensie, en meng zachtjes door pipetteren op en neer (Figuur 2-1).
- Incubeer de cellen bij kamertemperatuur gedurende 10 minuten.
- Kort vortex de magnetische deeltjes voorziet in de B-cel verrijking kit 30 s (Figuur 2-2). Voeg 150 µL van de magnetische deeltjes tot 2 mL van het monster.
- Incubeer het monster voor een andere 5 minuten bij kamertemperatuur.
- Het monstervolume brengen door 2,5 mL met 1 x PBS met 2% foetaal kalfsserum (FCS) en 1 mM ethyleendiamminetetra azijnzuuroplossing (NA2EDTA). Plaats de buis in de magneet en Incubeer de buis voor een ander 3-5 min (Figuur 2-3).
- Halen van de magneet met de buis op zijn plaats, en in een continue beweging, decanteren in de buis zodat de verrijkte celsuspensie wordt verzameld in een verse buis (Figuur 2-4). De cellen door een geautomatiseerde cel teller of handmatig met behulp van een hemocytometer te verkrijgen van de totale opbrengst van de B-cellen tellen.
Opmerking: Het rendement is meestal ~ 105 B cellen/mL voor normale B-cellen en 5-50 x 106 cellen/mL voor MCL. - Bevestiging van de zuiverheid van de verrijking van de B-cel
- Nemen ~ 50.000 cellen en Incubeer de cellen met anti-CD19/CD20 antilichamen (1:20 verdunning) en anti-CD45 antilichaam gekoppeld aan verschillende fluorochromes (1:10 verdunning) bij kamertemperatuur gedurende 15-30 minuten.
- Met 1 mL 1 x PBS + 1% BSA wassen, centrifugeren van de cellen bij 400-500 x g gedurende 5 min en resuspendeer de cellen in ~ 200 µL van PBS.
- De celsteekproeven verwerven door stroom cytometry en te analyseren voor de zuiverheid van B-cellen. Zuiverheid is meestal > 90% door deze methode (Figuur 3).
3. ontwikkeling van het Model van de muis Xenograft
- Schorten ~ 40-60 x 106 cellen in 150-200 µL van 1 x PBS (volume nodig is om te injecteren per muis).
- 150 µL van de celsuspensie intraveneus injecteren (i.v.) in elke ader van de staart van 6-7 week oud immunodeficiëntie knik scid gamma (NSG) muizen ongeacht het geslacht (figuur 4A).
- Laat de muizen te ontwikkelen van menselijke lymfoom ~ 10 weken.
Opmerking: Primaire menselijke lymfoom cellen veel langer duren om te ontwikkelen van de tumor ten opzichte van menselijke lymphoma cellijnen (~ 3 weken). - Wanneer de dieren beginnen te symptomen vertonen van een dodelijke ziekte als gewichtsverlies, offeren gegolfde haar, verminderde activiteit, hind-limb verlamming, enz., de muizen door CO2 verstikking gevolgd door cardiale hart punctie te verkrijgen van bloed.
- Verzamel verschillende organen zoals beenmerg, milt en lever door het ontleden van de muizen en verzamelen van perifeer bloed door het bloed van het hart tekenen op het moment van offer voor tumor engraftment analyse (figuur 4B -F).
4. chimerism analyse van Tumor cel geaccepteerd in verschillende organen
- Na het verzamelen van de verschillende organen, verwerken door mechanische verstoring voor het genereren van eencellige schorsingen na lysis van de rode bloedcellen (RBC) met behulp van 200 µL 1 x ammoniumchloride kalium buffer voor bloed en het beenmerg, 500 µL voor milt en 2 mL voor lever .
- Tellen en vlekken van de cellen met behulp van menselijke B-cel specifieke antilichamen, dat wil zeggen, anti-CD19, anti-CD20 en anti-CD45.
Opmerking: NSG muizen geen B-cellen en vandaar p.a., cellen zijn gekleurd met menselijke specifieke B-cel markeringen. - Het analyseren van de cellen die elk orgel door stroom cytometry afgeleid door gating op B cellen (CD19 + CD20 +, CD45 +).
- Kwantificeren van de werk tumorcellen in verschillende organen afgeleid van MCL geïnjecteerd muizen op basis van de gated cellen zoals aangegeven in stap 4.3 (Figuur 4 g).
Opmerking: Zie Tabel van materialen voor details.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Het manuscript wordt beschreven van een geoptimaliseerde protocol voor de succesvolle ontwikkeling van een muismodel van xenograft voor engraftment van cellen van het MCL. Voorbereiding van een zuivere celpopulatie (in dit geval MCL cellen), is zeer cruciaal voor het ontwikkelen van succesvolle MCL xenografts. Figuur 1 geeft de voorbereidende stappen voor mononucleaire cel isolatie uit van MCL patiënt bloed door dichtheid verlopende scheiding. De mononucleaire cellen worden verder verwerkt om te verkrijgen pure B cellen met behulp van een negatieve B-cel verrijking kit te verkrijgen van een zuivere celpopulatie voor xenograft injectie in muizen. Worden moet gewaakt voor maximale zuiverheid om succesvolle MCL engraftment. De zuiverheid verkregen met behulp van deze methode is meestal > 90%. De resterende cellen waren voornamelijk monocyten en sommige T-cellen (gegevens niet worden weergegeven).
Figuur 2 geeft de verschillende stappen van de B-cel zuivering protocol zoals wordt beschreven in de sectie methoden. De verrijkte cellen worden verder geanalyseerd op hun zuiverheid door cytometer van de stroom met behulp van verschillende markeringen (CD45, CD19, CD20, CD23, CD200, CD5, kappa en lambda). Sequentiële gating zoals afgebeeld in Figuur 3 kan karakteriseren van MCL cellen: CD45 +, CD19 +, CD20 +, CD5 +, CD23− en CD200− zijn geselecteerd. Compensatie voor multicolor kleuring werd uitgevoerd met behulp van één gebeitst besturingselementen voor elk van de fluorochromes gebruikt, volgens de standaard cytometry set-up.
Figuur 3E G vertegenwoordigt de typische dot plot van B-cellen voor en na de verrijking. In dit geval, > 95% van de verrijkte cellen met behulp van deze kit zijn B cellen. De cellen zijn opgehangen in PBS met een concentratie van 40-60 × 106 cellen in 150-200 µL PBS zoals vermeld in het protocol. Ze werden onmiddellijk i.v. aan NSG muizen geïnjecteerd. Na 10 weken, > 90% van de geïnjecteerde dieren ontwikkeld lymfoom toont tekenen van terminale ziekte (gewichtsverlies, gegolfde haar, verminderde activiteit, enz.). Nadat offer, de milt en de lever worden verwijderd en verwerkt om te verkrijgen van eencellige schorsingen door mechanische verstoring (Figuur 4 d, F); bloed is zorgvuldig getrokken door cardiale hart punctie en het beenmerg wordt verwerkt door het snijden van beide uiteinden van het dijbeen en spoelen met behulp van een 2 mL spuit gevuld met RPMI gemiddeld of PBS (figuur 4C). De cellen worden verder verwerkt door cytometry van de stroom met behulp van menselijke B-cel specifieke markers zoals CD19/CD20 en CD45. We gebruikten menselijke B-cel specifieke markers hier omdat de geadresseerde muis stam (NSG) B cellen ontbreekt. Figuur 4B - F vertegenwoordigt de collectie van organen na offer en de stappen van de verdere verwerking. De mate van engraftment van de MCL-cellen afgeleid van twee patiënten wordt afgebeeld in Figuur 4 g. Het patroon van de engraftment in verschillende organen en tussen patiënten kan worden vergeleken, na deze techniek.
Figuur 1: isolatie van PBMCs van volbloed. Bloed getrokken uit een MCL-patiënt is 1:1 verdunde in RPMI medium (A) en zorgvuldig geplaatst op de top van de dichtheid kleurovergang media laag (B) zonder het bloed mengen in deze dichtheid kleurovergang media (C). Centrifugeren bij 400 x g gedurende 45 min scheidt de mononucleaire cellen, die worden weergegeven als witachtige ring (pijl geeft de mononucleaire cellaag) (D). Deze laag is afgepipetteerde zachtjes zonder mengen met andere lagen in een schone buis voor verdere verwerking (E). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 2: verrijking van B cellen van PBMCs. PBMCs geïsoleerd door dichtheid kleurovergang centrifugeren worden gewassen tweemaal met PBS. Met behulp van de negatieve B-cel verrijking kit en door het volgen van de fabrikant protocol, een zuivere bevolking van B-cellen (1--4) wordt verkregen. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 3: FACS analyse van MCL cellen en zuiverheid van B-cellen voor en na verrijking. De mononucleaire cellen van de MCL worden gekenmerkt door FACS analyse met behulp van verschillende markeringen zoals CD45, CD19, CD20, CD23, CD200, CD5, kappa en lambda. Cellen die positief voor CD45, CD19, CD20, CD5 en negatief zijn voor CD23 en CD200 zijn geselecteerd (A--F). G vertegenwoordigt de celpopulatie na verrijking met behulp van de negatieve selectie kit in vergelijking tot en met E, dat vóór verrijking is. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 4: NSG muizen als een model van de xenograft voor engraftment van cellen van het MCL. B-cellen afgeleid van MCL patiënten werden ingespoten i.v. via de laterale staart ader van NSG muizen (A). Na enkele dagen voor de tumor aan het engraft toe te staan, de muizen werden geofferd, en (B) voor het verzamelen van verschillende organen zoals beenmerg (C), milt (D), perifeer bloed (E) (getekend door cardiale hart punctie), ontleed en lever (F). Deze organen werden verder verwerkt en geanalyseerd door stroom cytometry voor de aanwezigheid van B-cellen. G het engraftment patroon van MCL cellen in verschillende organen afgeleid van MCL vertegenwoordigt geïnjecteerd NSG muizen. Resultaten van twee patiënten worden weergegeven. Gegevens worden weergegeven als bedoel ± SEM, n = 3. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Klinische proeven zijn mogelijk voor drugs die zijn in een vergevorderd stadium van ontwikkeling, maar kunnen niet worden gebruikt voor drugontdekking. Inspanningen voor de ontwikkeling van dierlijke ontvangers voor menselijke cel xenotransplantatie om te testen van de vroege fase drugs zijn lang uitgeoefend. Hier presenteren we een dierlijk model dat vermijdt menselijke graft afwijzing en een model voor ziekten bij de mens, zoals MCL tot stand kan brengen. Dit is op dit moment een van de modernste xenograft model te bestuderen van de mechanismen voor menselijke tumor engraftment en tumorgroei. We gebruiken hier NSG muizen, één van de meest immuun gebrekkig Muismodellen tot nu toe met het oog op een groter succes van lymfoom engraftment. NSG muizen missen volwassen T-cellen, B-cellen en NK-cellen. Zij ook visueel gehandicapten cytokine signalering en gebreken in aangeboren immuunrespons.
Lymfocyt bereiding op basis van de primaire MCL monster door dichtheid verloop is een belangrijke stap naar het verwijderen van andere celtypes zoals rode bloedcellen en bloedplaatjes. Traditioneel, kunt een dichtheid kleurovergang centrifugeren succesvolle isolatie van lymfocyten. Verdere verwerking van deze lymfocyten te verrijken van de B-celpopulatie wordt bereikt door het gebruik van een B-cel verrijking kit volgens het protocol, zoals beschreven in dit manuscript. Zorg moet worden genomen voor de verwezenlijking van een hoge zuiverheid van de B-lymfocyten bevolking te bereiken optimale engraftment van de cellen van het lymfoom. De MCL-cellen worden intraveneus geïnjecteerd (ten minste 40-60 x 106 cellen/muis) via de laterale staart ader, en muizen mochten lymfoom ontwikkelen tot 10 weken. De muizen waren grondig onderzocht elke dag voor symptomen van de ziekte, met inbegrip van, gewichtsverlies, gegolfde haar, verminderde activiteit, hind-limb verlamming, etc. analyse van verschillende organen zoals de milt, lever, beenmerg en bloed door stroom cytometry geopenbaard MCL engraftment. Onlangs is gebleken dat primaire MCL cellen in het beenmerg en de milt van bestraalde NSG muizen bij 20 weken van injectie9 engraft. Onafhankelijk van deze bevinding, hebben we ons eigen model van de xenograft voor primaire MCL met meer snelle vorming van tumor met succes ontwikkeld.
Dit model van de muis xenograft kan een uiterst nuttig hulpmiddel voor de studie van de progressie van de ziekte van verschillende lymfoom typen geworden. Xenograft modellen ook bieden krachtige hulpmiddelen voor het uitvoeren van de preklinische testen van kandidaat-geneesmiddelen voor hematologic maligniteiten als MCL, met bepaalde beperkingen bijvoorbeeld de dominante kloon aanwezig bij herval in een patiënt echter niet noodzakelijkerwijs de kloon ontstaan over xenotransplantatie10. Dit kan te wijten zijn aan de verschillende selectieve druk die het xenograft in verschillende hostsystemen ondergaat. De hematopoietische samenstelling bij deze stam heeft niet volledig recapituleren menselijke Haematopoiese, dus beperken het onderhoud op lange termijn van menselijke cellen. De voordelen in het gebruik van menselijke tumor xenografts overschrijft de beperkingen zoals resultaten worden verkregen in een paar weken van een biopsie van de menselijke tumor ten aanzien van respons op therapie. Drug reacties doen vaak niet correleren met klinische activiteiten in patiënten11 wanneer menselijke cellijnen in plaats van de primaire tumorcellen worden gebruikt als xenografts, maar ze helpen vormen de basis voor mogelijke therapeutische reacties. Het gebruik van primaire tumoren als een orthotropic xenograft heeft een sterkere voorspellende responswaarde, met name wanneer een klinisch relevante drug dosering gebruikte11,12,13. Homing van cellen van het lymfoom aan hun niches is een belangrijke voorwaarde om te overleven en om engraftment van tumor. Dit proces is majorly geregeld via het lymfestelsel, en de vermelding van de circulerende lymfocyten door de hoge endothelial venules onderhoudt de lymfocyt homeostase in lymfeknopen.
Omloop van B lymfocyten via lymfeklieren vereist kruising endothelial barrières en chemoattractant-geactiveerd cel migratie door gecoördineerde interactie met verschillende celadhesie-moleculen. Gericht op de moleculen waarmee de homing van lymfocyten aan hun overleving niches kan vormen derhalve een nieuwe behandeling strategie voor B-cel lymfomen zoals ze zich vergelijkbaar met normale lymfocyten gedragen. Ons doel was om te richten van het molecuul JAM-C, een molecule regulates hechting, die aanwezig is op het MCL. Dit model van xenograft worden gebruikt voor het bestuderen van de therapeutische effecten van JAM-C antilichaam op homing en engraftment van primaire lymfoom cellen aan hun overleving niches. We hebben onlangs een effect van anti-JAM-C antilichamen aangetoond in muizen die een MCL cellijn, Jeko-114 ontvangen. Dit antilichaam een blokkerende effect gehad op homing Jeko-1 cellen en ook toegediend bij regelmatig, het efficiënt de engraftment Jeko-1 cellen voorkomen. Naast het effect daarvan op homing, de behandeling van antilichaam uitgeroeid het lymfoom geaccepteerd in de meeste van de organen in deze muizen14getest.
In het licht van de wetenschappelijke en klinische vraag aangepakt, vertegenwoordigen deze xenografted tumoren op dit moment, een interessant model te bestuderen van de therapeutische resultaten van MCL.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen hebben.
Acknowledgments
Dit werk werd gesteund door de Ligue Genevoise contre le Cancer, Fondation Dr. Dubois Ferriere Dinu-Lipatti, Oncosuisse KPS-OCS, OCS-02260-08-2008 en 2914-02-2012, en de Zwitserse nationale Science Foundation Grant 31003A_156760 en 310030-153456.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ficoll-paque media | GE Healthcare | 17-1440-02 | for separation of mononuclear cells |
| RPMI Medium 1640 | Gibco-Life technologies | 61870-010 | for dilution of blood sample |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Sigma-Aldrich | D8537 | washing of cells |
| Bovine Serum Albumin (BSA) | Sigma-Aldrich | A8412 | for preparation of PBS with 1% BSA used in washing cells during isolation |
| CD19-APC700 | Beckman Coulter | B49212 | human pan-B cell marker |
| CD20-APC | Beckman Coulter | A21693 | human pan-B cell marker |
| CD20-ECD | Beckman Coulter | IM3607 | human pan-B cell marker |
| CD5-PC 5.5 | Beckman Coulter | PN A70203 | human T cell marker |
| CD23-PE | Pharmingen | 555711 | Cell surface protein typically absent in MCL |
| CD45 KO | Beckman Coulter | B36294 | Pan-leucocyte marker |
| CD200-PE | Pharmingen | 552475 | Cell surface protein typically absent in MCL |
| NOD scid gamma (NSG) mice | Charles River Laboratories | 5557 | used to develop MCL xenografts in this study |
| Easy sep Human B cell enrichment kit | Stem cell technologies | 19054 | used to enrich B cells to obtain pure cells for injecting into mice |
| FACS | Beckman Coulter | Navios | used to characterize MCL sample and to study the organs for MCL engraftment |
| 1X ammonium chloride potassium buffer | red blood lysis buffer (NH4Cl 8,024 mg/l; KHCO3 1,001 mg/l; EDTA.Na2·2H2O 3.722 mg/l ) |
References
- Baggiolini, M., Dewald, B., Moser, B. Human chemokines: an update. Annu Rev Immunol. 15, 675-705 (1997).
- Baggiolini, M. Chemokines and leukocyte traffic. Nature. 392, 565-568 (1998).
- Janeway, C. A., Travers, P., Walport, M., Shlomchik, M. J. Immunobiology: The Immune System in Health and Disease. , 5th edition, (2001).
- De Silva, N. S., Klein, U. Dynamics of B cells in germinal centres. Nat Rev Immunol. 15 (3), 137-148 (2015).
- Cohen, P. L., Kurtin, P. J., Donovan, K. A., Hanson, C. A. Bone marrow and peripheral blood involvement in mantle cell lymphoma. Br. J. Haematol. 101, 302-310 (1998).
- Meusers, P., Hense, J., Brittinger, G. Mantle cell lymphoma: diagnostic criteria, clinical aspects and therapeutic problems. Leukemia (Baltimore). 11 (Suppl 2), S60-S64 (1997).
- Herrmann, A., et al. Improvement of overall survival in advanced stage mantle cell lymphoma. J Clin Oncol. 27 (4), 511-518 (2008).
- Martin, P., et al. Intensive treatment strategies may not provide superior outcomes in mantle cell lymphoma: overall survival exceeding 7 years with standard therapies. Ann Oncol. 19 (7), 1327-1330 (2008).
- Iyengar, S., et al. Characteristics of human primary mantle cell lymphoma engraftment in NSG mice. Br J Haematol. 173 (1), 165-169 (2016).
- Klco, J. M., et al. Functional heterogeneity of genetically defined subclones in acute myeloid leukemia. Cancer cell. 25 (3), 379-392 (2014).
- Kerbel, R. S. Human tumor xenografts as predictive preclinical models for anticancer drug activity in humans: better than commonly perceived-but they can be improved. Cancer Biol Ther. 2 (4 Suppl 1), S134-S139 (2003).
- Johnson, J. I., et al. Relationships between drug activity in NCI preclinical in vitro and in vivo models and early clinical trials. Br. J. Cancer. 84, 1424-1431 (2001).
- Scholz, C. C., Berger, D. P., Winterhalter, B. R., Henss, H., Fiebig, H. H. Correlation of drug response in patients and in the clonogenic assay with solid human tumour xenografts. Eur. J. Cancer. 26, 901-905 (1990).
- Doñate, C., Vijaya Kumar, A., Imhof, B. A., Matthes, T. Frontline Science: Anti-JAM-C therapy eliminates tumor engraftment in a xenograft model of mantle cell lymphoma. J Leukoc Biol. 100 (5), 843-853 (2016).
