Summary
Lymphome du manteau (MCL) est difficile à traiter la maladie de lymphocytes B et il est tout aussi difficile d’établir un modèle de souris de xénogreffe de MCL primaire pour étudier et développer des produits thérapeutiques. Nous décrivons ici la mise en place réussie des xénogreffes MCL chez les souris pour aider à comprendre sa biologie sous-jacente.
Abstract
Les lymphocytes B sont des acteurs essentiels dans la circulation de cellules immunitaires et ils abritent principalement et résident dans les organes lymphoïdes. Tandis que les cellules normales de B se multiplient uniquement quand ils sont stimulés par les lymphocytes T, oncogènes B cellules survivent et développez autonome dans des créneaux orgue indéfini. Lymphome du manteau (MCL) est un tel désordre de lymphocytes B, où le taux de survie médiane des patients est 4-5 ans. Cela nécessite le besoin de mécanismes efficaces par lesquels le homing et la prise de greffe de ces cellules sont bloqués afin d’augmenter la survie et la longévité des patients. Par conséquent, les efforts pour développer un modèle de xénogreffe de souris pour étudier l’efficacité de la thérapeutique de la MCL en bloquant l’autoguidage mécanisme in vivo sont primordial. Développement des bénéficiaires animales pour la xénotransplantation de cellules humaines pour tester des médicaments de stade précoce ont longtemps été poursuivies, comme modèles murins précliniques pertinentes sont cruciales pour nouveaux agents thérapeutiques écran. Ce modèle animal est développé afin d’éviter le rejet du greffon humain et d’établir un modèle pour les maladies humaines, et il peut être un outil extrêmement utile pour étudier la progression de la maladie de types différents de lymphomes et d’effectuer des essais précliniques de médicaments candidats pour malignités hématologiques, comme MCL. Nous avons établi un modèle de xénogreffe de souris qui service une excellente ressource pour étudier et développer de nouvelles approches thérapeutiques pour MCL.
Introduction
Lymphocytes par nature jouent un rôle majeur dans la surveillance du système immunitaire, et traite des lymphocytes est une étape essentielle dans le montage de l’immunité spécifique de l’antigène1,2. Ce processus comprend la migration des lymphocytes naïfs T du thymus dans le flux de sang et de là vers les organes lymphoïdes secondaires, y compris les ganglions lymphatiques, rate ou plaques de Peyer où ils rencontrent les antigènes apparentés. Les lymphocytes B se différencient dans la moelle osseuse et migrent comme cellules naïves dans les follicules des organes lymphoïdes secondaires3. Certaines de ces cellules B lient à l’antigène avec leurs récepteurs et sont activées par les cellules T spécifiques. Prolifération et la différenciation de ces cellules B pousse les cellules naïves B non-activé, dans la zone du manteau du follicule. Les lymphocytes activés peuvent alors se différencier en mémoire B cellules qui patrouillent le corps, ou deviennent des immunoglobulines sécrétant des plasmocytes qui migrent de la moelle osseuse4.
MCL se produit lorsque les lymphocytes naïfs B dans la zone du manteau se transforment en une tumeur. Ces cellules de lymphome résident dans le micro-environnement des organes lymphoïdes et prolifèrent indépendamment de contrôle spécifique des lymphocytes T. Cependant, à un certain stade de densité ils échappent à ce créneau et circuler dans le sang à la recherche de niches dans d’autres organes. Compte tenu de la complexité des molécules d’adhésion et la promiscuité des chimiokines et leurs récepteurs, le mécanisme de ce cellulaire traite in vivo est mal compris et par conséquent freine la thérapie. Méthodes novatrices sont nécessaires pour bloquer efficacement ce processus de migration pour empêcher les cellules de lymphome B d’atteindre des micro-environnements nouvelles.
MCL est l’un des plus difficiles à traiter les tumeurs malignes de cellules B. Le développement d’un phénotype néoplasique du MCL est le résultat d’une cascade de plusieurs étapes, que se caractérise par l’acquisition de propriétés biologiques uniques. Au moment du diagnostic, la plupart des patients (70 %) est déjà présent avec une maladie disséminée, avec une majorité de cas présentant extraganglionnaires implication dans la rate, la moelle osseuse, et/ou le tractus gastro-intestinal5,6. Chez les patients traités, rechute de tumeurs résistantes dans les prochaines années est commun, même si la chimiothérapie conventionnelle induit des taux de rémission élevé à court terme7,8. Nous présentons un nouveau modèle de la maladie qui peut aider à comprendre la diffusion de la MCL et sa biologie sous-jacente : nous avons établi un modèle de souris de xénogreffe MCL humain provenant des cellules de la tumeur primitive des patients. Nous espérons que ce modèle permettra de développer des stratégies thérapeutiques contre la diffusion de la MCL et éventuellement offrir de nouvelles perspectives cliniques pour diagnostic optimal et le traitement des patients récidivants.
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Protocol
Les échantillons de sang humain ont été utilisés conformément aux procédures approuvées par l’éthique locale et les comités de l’expérimentation humaine de l’hôpital universitaire de Genève.
Procédures d’animaux ont été effectuées conformément à l’institutionnel éthique Comité of Animal Care à Genève (Suisse) et l’Office vétérinaire Cantonal (numéro d’autorisation : GE/26/15).
1. préparation des cellules mononucléaires de sang périphérique primaire (PBMC) par séparation Gradient de densité
Remarque : 3 à 5 mL de sang périphérique provenaient de patients qui présentent des MCL dans une phase leucémique. Le diagnostic a été établi selon les critères de diagnostique pour la cytométrie en flux (CD5 +, CD23−, CD200 +, population monoclonale de lymphocytes B) et par la suite confirmé par la présence de la translocation chromosomique t(11;14) et la surexpression de la cycline D1. Dans tous les cas, les cellules B monoclonales constituaient à > 90 % de la population totale des cellules B. Les cellules restantes étaient principalement des monocytes et des lymphocytes T.
- Diluer 5 mL (1:1) de l’échantillon de sang MCL avec 5 mL de milieu de Roswell Park Memorial Institute 1640 (RPMI) (Figure 1 a).
- Inverser les médias de gradient de densité (Table des matières) plusieurs fois avant de l’utiliser afin d’assurer un mélange complet.
- Ajouter 5 mL de média gradient de densité dans un tube à centrifuger 15 mL à l’aide d’un aspirateur de pipette.
- La couche doucement l’échantillon de sang dilué sur les médias de gradient de densité dans le tube à centrifuger 15 mL à l’aide d’un aspirateur (le sang à rapport de médias de gradient de densité devrait être de 2:1, par exemple, 10 mL de sang à 5 mL de média gradient de densité). Il faut pour pas mélanger les deux calques (Figure 1 b, C).
- Centrifuger l’échantillon à 400 g pendant 40 minutes à température ambiante avec les freins de la centrifugeuse est éteint.
- À l’aide d’une pipette Pasteur stérile, aspirez doucement la couche intermédiaire (anneau blanchâtre et mince marqué d’une flèche (Figure 1, E As EventArgs)) contenant les cellules mononucléaires et transférez-les dans un tube propre.
- Lavage des cellules mononucléaires
- Estimer le volume de la suspension cellulaire transféré et y ajouter 3 volumes de stérile 1 x en solution saline tamponnée au phosphate (PBS) avec 1 % d’albumine sérique bovine (BSA).
- La composition de la suspension de pipetage et descendre plusieurs fois.
- Centrifuger la suspension à 400-500 g pendant 10-15 min à température ambiante.
- Jeter le surnageant pour obtenir le culot cellulaire et répéter l’étape de lavage.
- Retirez le surnageant et remettre en suspension les cellules dans le volume souhaité, par exemple, 1 ou 2 mL de PBS.
- Compter le nombre de cellules par un compteur de cellules automatisées ou manuellement à l’aide d’un hémocytomètre (chambre de Neubauer).
2. l’enrichissement des cellules B par sélection négative de lymphocytes B
- Diluer les cellules à une concentration finale de 50 x 106 cellules/mL dans du PBS.
- Transférer les cellules dans un tube polystyrène fond rond de 5 mL. Ajouter 100 µL d’anticorps cocktail de la trousse d’enrichissement de lymphocytes B à 2 mL de suspension cellulaire et mélanger doucement en pipettant également, haut et bas (Figure 2-1).
- Incuber les cellules à température ambiante pendant 10 min.
- Brièvement vortex les particules magnétiques fourni dans le kit de l’enrichissement de lymphocytes B pour 30 s (Figure 2-2). Ajouter 150 µL des particules magnétiques à 2 mL de l’échantillon.
- Incuber l’échantillon pendant 5 min à température ambiante.
- Porter le volume de l’échantillon à 2,5 mL avec 1 x PBS contenant 2 % de sérum de veau foetal (FCS) et de l’acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA) de 1 mM. Placer le tube dans l’aimant et incuber le tube pendant 3-5 min (Figure 2-3).
- Ramasser l’aimant avec le tube en place et, d’autre part, dans un mouvement continu, décanter le tube pour que la suspension cellulaire enrichi est recueillie dans un nouveau tube (Figure 2-4). Compter les cellules par un compteur de cellules automatisées ou manuellement à l’aide d’un hémocytomètre pour obtenir le rendement total des cellules B.
Remarque : En général, le rendement est environ 105 B cellules/mL pour la normale des cellules de B et 5-50 x 106 cellules/mL pour MCL. - Confirmant la pureté de l’enrichissement des cellules B
- Prendre ~ 50 000 cellules et incuber les cellules avec des anticorps anti-CD19/CD20 (01:20 dilution) et les anticorps anti-CD45 couplés à des fluorochromes différents (01:10 dilution) à température ambiante pendant 15 à 30 min.
- Laver avec 1 mL de 1 x PBS + 1 % de BSA, centrifuger les cellules à 400-500 g pendant 5 min et remettre en suspension les cellules de ~ 200 µL de PBS.
- Acquérir les échantillons de cellules par cytométrie en flux et analyser pour la pureté des cellules B. La pureté est la plupart du temps > 90 % par cette méthode (Figure 3).
3. développement de la modèle de xénogreffe de souris
- Suspendre environ 40 à 60 x 106 cellules pour 150-200 µL de PBS 1 x (volume nécessaire d’injecter par souris).
- Injecter 150 µL de la suspension cellulaire par voie intraveineuse (i.v.) dans chaque veine de queue de 6-7 semaine vieux NOD scid gamma (NSG) des souris immunodéficientes quel que soit le sexe (Figure 4 a).
- Laissez les souris développer le lymphome humain pendant environ 10 semaines.
Remarque : Les cellules de lymphome humain primitif prennent beaucoup plus de temps pour développer des tumeurs par rapport aux lignées de cellules de lymphome humain (environ 3 semaines). - Quand les animaux commencent à montrer des symptômes d’une maladie mortelle comme la perte de poids, cheveux ébouriffé, diminution de l’activité, paralysie des membres postérieurs, etc., sacrifier les souris en CO2 asphyxie suivie par ponction cardiaque coeur d’obtenir le sang.
- Recueillir différents organes comme la moelle osseuse, rate et le foie en disséquant les souris et recueillir le sang périphérique de prélever le sang du coeur au moment du sacrifice pour l’analyse de prise de greffe tumorale (Figure 4 b -F).
4. chimérisme analyse des cellules de tumeur implanté dans différents organes
- Après avoir recueilli les différents organes, les traiter par rupture mécanique pour générer des suspensions de cellules unique après la lyse des globules rouges (RBC) avec 200 µL de 1 x tampon de potassium chlorure d’ammonium pour le sang et la moelle osseuse, 500 µL de rate et 2 mL pour du foie .
- Compter et tacher les cellules à l’aide d’anticorps spécifiques de cellules B humaines, c'est-à-dire, anti-CD19, anti-CD20 et anti-CD45.
NOTE : Souris NSG manquent de cellules B et donc pour l’analyse, les cellules sont colorées avec des marqueurs de cellules de B humaines spécifiques. - Analyser les cellules dérivées de chaque organe par cytométrie de blocage sur les cellules B (CD19 +, CD20 +, CD45 +).
- Quantifier les cellules tumorales implantée dans différents organes provenant de souris MCL injecté basés sur les cellules fermées comme indiqué dans l’étape 4.3 (Figure 4).
Remarque : Consultez la Table des matières pour plus de détails.
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Representative Results
Le manuscrit décrit un protocole optimisé pour la mise au point d’un modèle de souris de xénogreffe pour greffe de cellules MCL. Préparation d’une population de cellules pur (dans ce cas cellules MCL), est très essentiel d’élaborer des xénogreffes MCL réussies. La figure 1 représente les étapes préparatoires pour l’isolement de cellules mononucléées du sang du patient MCL de séparation gradient de densité. Les cellules mononucléaires sont traitées ultérieurement pour obtenir des cellules de B purs en utilisant un kit d’enrichissement des lymphocytes B négatif afin d’obtenir une population de cellules pure pour injection de xénogreffe chez la souris. Il faut pour obtenir la pureté maximum afin d’avoir la greffe réussie de MCL. La pureté obtenue à l’aide de cette méthode est généralement > 90 %. Les cellules restantes étaient principalement des monocytes et des lymphocytes T (données non présentées).
La figure 2 représente les différentes étapes du protocole de purification de cellules de B tel que décrit dans la section Méthodes. Les cellules enrichies sont également analysés pour leur pureté par cytomètre en flux à l’aide de différents marqueurs (CD45, CD19, CD20, CD23, CD200, CD5, kappa et lambda). Le déclenchement séquentiel tel qu’illustré à la Figure 3 permet de caractériser des cellules MCL : CD45 + CD19 +, CD20 +, CD5 +, CD23− et CD200− sont sélectionnés. Indemnités pour souiller multicolore a été réalisée en utilisant des contrôles tachées unique pour chacune des fluorochromes utilisés, selon la configuration standard de cytométrie en flux.
Figure 3E G représente l’intrigue dot typique des cellules B avant et après enrichissement. Dans ce cas, > 95 % des cellules enrichies à l’aide de ce kit sont des lymphocytes B. Les cellules sont en suspension dans du PBS à une concentration de 40-60 × 106 cellules dans 150-200 µL de PBS comme mentionné dans le protocole. Ils ont été immédiatement injectés i.v. à des souris NSG. Après 10 semaines, > 90 % du Lymphoms injecté animaux développés montre des signes de maladie en phase terminale (perte de poids, cheveux ébouriffé, diminution de l’activité, etc.). Après le sacrifice, rate et le foie sont enlevés et traités pour obtenir des suspensions cellulaires unique par rupture mécanique (Figure 4, F) ; sang est soigneusement dessiné par ponction cardiaque cœur et la moelle osseuse est traitée en coupant les deux extrémités du fémur et rinçage à l’aide d’une seringue de 2 mL rempli de milieu RPMI ou PBS (Figure 4). Les cellules sont traitées ultérieurement par cytométrie de flux à l’aide de marqueurs spécifiques des cellules B humaines comme CD19/CD20 et CD45. Nous avons utilisé des marqueurs spécifiques des cellules B humaines ici parce que la souche de souris destinataire (NSG) n’a pas de cellules B. Figure 4 b - F représente la collection des organes après le sacrifice et les étapes de traitement ultérieur. Le degré de prise de greffe de cellules MCL provenant de deux patients est représenté dans la Figure 4. Le modèle de prise de greffe dans les différents organes et entre chaque patient peut être comparé selon cette technique.
Figure 1 : isolement des PBMC du sang total. Sang prélevé sur un patient MCL est dilué 1:1 dans un milieu RPMI (A) et placé délicatement sur le dessus de la couche de médias de gradient de densité (B) sans mélanger le sang dans ce média de gradient de densité (C). Centrifugation à 400 g pendant 45 min sépare les cellules mononucléaires, qui apparaissent sous forme d’anneau blanchâtre (la flèche indique la couche de cellules mononucléées) (D). Cette couche est reversée doucement sans mélanger avec d’autres couches dans un tube propre pour un traitement ultérieur (E). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : enrichissement du B cellules de PBMC. PBMC isolé par centrifugation en gradient de densité est lavés deux fois avec du PBS. À l’aide de la négative lymphocytes B kit de l’enrichissement et en suivant le protocole du fabricant, une population pure des cellules B est obtenue (1–4). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : analyse des FACS de cellules MCL et pureté de B cellules avant et après enrichissement. Les cellules mononucléaires de MCL sont caractérisés par l’analyse de FACS en utilisant des marqueurs différents tels que CD45, CD19, CD20, CD23, CD200, CD5, kappa et lambda. Les cellules qui sont positifs pour CD45, CD19, CD20, CD5 et négatif pour CD23 et CD200 sont sélectionnées (A–F). G représente la population cellulaire après enrichissement grâce au kit de sélection négative par rapport à E, c'est-à-dire avant l’enrichissement. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : souris NSG comme un modèle de xénogreffe de greffe de cellules MCL. Cellules B provenaient de patients chez MCL ont été injectés i.v. via la veine latérale queue de souris NSG (A). Après avoir laissé plusieurs jours pour que la tumeur à greffer, les souris ont été sacrifiés et disséqué (B) pour collecter les différents organes comme la moelle osseuse (C), rate (D), du sang périphérique (E) (dessinés par ponction cardiaque coeur), et foie (F). Ces organes ont été transformés plus en détail et analysés par cytométrie de flux pour la présence de cellules de B. G représente le modèle de prise de greffe de cellules MCL dans différents organes dérivés de MCL injecté souris NSG. Les résultats de deux patients sont indiqués. Les données apparaissent comme moyenne ± et, n = 3. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Les essais cliniques sont possibles pour les médicaments qui sont à un stade avancé de développement, mais ne peut pas être utilisés pour la découverte de médicaments. Efforts visant à développer les animaux receveurs pour la xénotransplantation de cellules humaines afin de tester des médicaments de stade précoce ont longtemps été poursuivi. Nous présentons ici un modèle animal qui évite le rejet du greffon humain et peut établir un modèle pour les maladies humaines, comme le MCL. À l’heure actuelle, c’est un modèle de xénogreffe de pointe pour étudier les mécanismes de prise de greffe de tumeur humaine et la croissance tumorale. Ici, nous utilisons les souris NSG, un des modèles de souris déficientes immunitaires plus à ce jour afin d’atteindre une plus grande réussite de la greffe de lymphome. Souris NSG manquent matures lymphocytes T, lymphocytes B et les cellules NK. Ils ont une déficience signalisation des cytokines et ont des défauts dans la réponse immunitaire innée.
Préparation de lymphocytes de l’échantillon MCL primaire par gradient de densité est une étape importante pour éliminer les autres types de cellules comme les globules rouges et les plaquettes. Traditionnellement, une centrifugation en gradient de densité permet une isolation réussie des lymphocytes. Traitement ultérieur de ces lymphocytes à enrichir la population de lymphocytes B est obtenu par l’utilisation d’un kit d’enrichissement de lymphocytes B suivant le protocole, tel que décrit dans ce manuscrit. Il faut pour atteindre une pureté élevée de populations de lymphocytes B pour atteindre la prise de greffe optimale des cellules de lymphome. Les cellules de la MCL sont injectées par voie intraveineuse (au moins 40-60 x 106 cellules/souris) dans la queue latérale veine et la souris ont été permis de développer des lymphomes jusqu'à 10 semaines. Les souris ont été examinés attentivement tous les jours pour des symptômes de la maladie, notamment, la perte de poids, ébouriffé les cheveux, diminution de l’activité, paralysie des membres postérieurs, etc. analyse de différents organes comme la rate, le foie, la moelle osseuse et sang par cytométrie révélé MCL prise de greffe. Récemment, il a été démontré que des cellules primaires de MCL greffer dans la moelle osseuse et la rate des souris irradiées de NSG à 20 semaines d’injection9. Indépendamment de cette constatation, nous avons développé avec succès notre propre modèle de xénogreffe de MCL primaire avec la formation de tumeurs plus rapide.
Ce modèle de xénogreffe de souris peut devenir un outil extrêmement utile pour l’étude de la progression de la maladie de types différents de lymphomes. Des modèles de xénogreffes fournissent également des outils puissants pour effectuer des essais précliniques de médicaments candidats pour les malignités hématologiques comme MCL, toutefois, avec certaines limitations, par exemple, le clone dominant présent lors des rechutes chez un patient n’est pas nécessairement le clone nouvelles sur la xénotransplantation10. Cela pourrait être dû à la pression sélective différente que la xénogreffe subit dans les systèmes hôte différent. La composition hématopoïétique chez cette souche ne pas entièrement récapituler hématopoïèse humaine, donc, limiter le maintien à long terme des cellules humaines. Les avantages de xénogreffes tumorales humaines substitue les limitations que les résultats sont obtenus en quelques semaines d’une biopsie de la tumeur humaine au sujet de la réponse au traitement. Réponses de drogue ne correspondent pas souvent aux activités cliniques dans les patients11 lorsque des lignées cellulaires humaines au lieu de cellules de la tumeur primitive servent de xénogreffes, mais ils aident à former les bases d’interventions thérapeutiques possibles. L’utilisation de tumeurs primaires comme une xénogreffe orthotrope a une plus forte valeur prédictif de la réponse, surtout lorsqu’une dose de médicament cliniquement pertinente est utilisée11,12,13. Homing des cellules de lymphome à leurs niches est une condition préalable importante pour survivre et pour établir la prise de greffe tumorale. Ce processus est majorly régulée par le système lymphatique, et l’entrée des lymphocytes dans les veinules endothéliales circulants maintient l’homéostasie des lymphocytes dans les ganglions lymphatiques.
Circulation des lymphocytes B par le biais de ganglions lymphatiques nécessite des barrières endothéliales de passage à niveau et migration cellulaire chemoattractant déclenchées par interaction coordonnée avec les molécules d’adhérence différents. Par conséquent, ciblant les molécules qui contrôlent le homing des lymphocytes à leurs niches de survie pourrait constituer une nouvelle stratégie de traitement pour les lymphocytes B lymphomes comme ils se comportent semblables aux lymphocytes normaux. Notre objectif était de cibler la molécule JAM-C, une molécule d’adhésion jonctionnelles, qui est présente sur la MCL. Ce modèle de xénogreffe servira à étudier les effets thérapeutiques des anticorps JAM-C sur homing et greffe de cellules de lymphome primitif à leurs niches de survie. Nous avons récemment démontré un effet d’anticorps anti-JAM-C chez les souris ayant reçu une lignée cellulaire MCL, Jeko-114. Cet anticorps a eu un effet bloquant sur la domiciliation des cellules Jeko-1 et également lorsqu’il est administré à intervalles réguliers, il empêche efficacement la prise de greffe de cellules Jeko-1. En plus de son effet sur la domiciliation, le traitement de l’anticorps a éradiqué le lymphome implanté dans la plupart des organes testés dans cette souris14.
À la lumière de la question scientifique et clinique traitée, ces tumeurs xénogreffe représentent à l’heure actuelle, un modèle intéressant pour étudier les résultats thérapeutiques de la MCL.
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Disclosures
Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun intérêt financier concurrentes.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par la Ligue Genevoise contre le Cancer, Fondation Dr Dubois Ferrière Dinu-Lipatti, Oncosuisse KPS-OCS, OCS-02260-08-2008 et 2914-02-2012 et Swiss National Science Foundation Grant 31003A_156760 et 310030-153456.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ficoll-paque media | GE Healthcare | 17-1440-02 | for separation of mononuclear cells |
| RPMI Medium 1640 | Gibco-Life technologies | 61870-010 | for dilution of blood sample |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Sigma-Aldrich | D8537 | washing of cells |
| Bovine Serum Albumin (BSA) | Sigma-Aldrich | A8412 | for preparation of PBS with 1% BSA used in washing cells during isolation |
| CD19-APC700 | Beckman Coulter | B49212 | human pan-B cell marker |
| CD20-APC | Beckman Coulter | A21693 | human pan-B cell marker |
| CD20-ECD | Beckman Coulter | IM3607 | human pan-B cell marker |
| CD5-PC 5.5 | Beckman Coulter | PN A70203 | human T cell marker |
| CD23-PE | Pharmingen | 555711 | Cell surface protein typically absent in MCL |
| CD45 KO | Beckman Coulter | B36294 | Pan-leucocyte marker |
| CD200-PE | Pharmingen | 552475 | Cell surface protein typically absent in MCL |
| NOD scid gamma (NSG) mice | Charles River Laboratories | 5557 | used to develop MCL xenografts in this study |
| Easy sep Human B cell enrichment kit | Stem cell technologies | 19054 | used to enrich B cells to obtain pure cells for injecting into mice |
| FACS | Beckman Coulter | Navios | used to characterize MCL sample and to study the organs for MCL engraftment |
| 1X ammonium chloride potassium buffer | red blood lysis buffer (NH4Cl 8,024 mg/l; KHCO3 1,001 mg/l; EDTA.Na2·2H2O 3.722 mg/l ) |
References
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