Summary
Este artículo describe un protocolo y eficiente derivar líneas de células madre pluripotentes de embriones de ratón de la cultura en la etapa de blastocisto.
Abstract
Derivación de células madre embrionarias (mESC) de ratón es el proceso por que pluripotentes se establecen líneas celulares de embriones de preimplantación. Estas líneas conservan la capacidad de autorrenovación o diferenciar bajo condiciones específicas. Debido a estas propiedades, mESC son una herramienta útil en la medicina regenerativa, modelado de la enfermedad y estudios de ingeniería de tejidos. Este artículo describe un protocolo simple para obtener líneas mESC con eficiencias de derivación alta (60-80%) por cultivo de blastocistos de cepas permisivas ratón células de alimentador en definido suplementado con factor inhibidor de leucemia. El protocolo se puede aplicar también para derivar eficazmente mESC líneas de cepas de ratón no permisiva, por la simple adición de una combinación de dos inhibidores de molécula pequeña al derivación medio (2i). Se proporcionan procedimientos detallados sobre la preparación y cultivo de células de alimentador, recolección y cultivo de embriones de ratón y derivación y cultura de mESC líneas. Este protocolo no requiere equipo especializado y puede realizarse en cualquier laboratorio con experiencia en cultivo células de mamífero básico.
Introduction
Las células madre embrionarias (ESC) son células pluripotentes derivadas de embriones preimplantación, que conservan la capacidad de autorrenovación o diferenciar bajo condiciones específicas1. Partiendo de estas propiedades, ESC se han convertido en una herramienta útil para la medicina regenerativa, modelado de la enfermedad y tejido ingeniería estudios2.
ESC se derivan por primera vez embriones de preimplantación ratón, origina líneas ESC (mESC) de ratón con éxito bajo3,4. Durante años, la eficacia de la derivación seguía siendo baja debido a la dificultad de mantenimiento de la pluripotencia in vitro. Además de la presencia de alimentador células5, que mejorar la eficiencia de la derivación, promover la fijación de la Colonia y mejorar estabilidad cariotípica6, varias modificaciones del protocolo conducen a una mejora en el mantenimiento de la pluripotencia. El más importantes eran la adición de Factor inhibitorio de leucemia (LIF) para mESC medio de cultivo7,8, el uso de embriones de la 129S2 fondo permisiva9 y define la cultura de la mESC con suplementado con suero, libre de potenciales factores de diferenciación10. Más recientemente, convincente evidencia ha demostrado que la adición de un cóctel de dos moduladores de molécula pequeña de vías de señalización al medio de cultivo mESC (conocido como 2i) es mejor mantener la pluripotencialidad. El 2i cóctel consiste en una combinación de inhibidor de la MEK PD0325901, que reduce las señales de diferenciación mediante la inhibición de la vía de la quinasa (MAPK) de proteína mitogen-activados, y el inhibidor de la GSK3β CHIR99021, que mejora la supervivencia de la célula a baja densidad mediante la activación de la vía Wnt del11.
En el presente artículo, se describe un protocolo simple para derivar eficazmente mESC líneas de blastocistos de ratón. Seguimos procedimientos estándar, cultivo de embriones de cepas permisivas en las células de alimentador en medio de la derivación con LIF y un recambio de suero12. Siguiendo este protocolo, mESC líneas puede derivarse con rendimientos equivalentes a las obtenidas en medio 2i. A pesar de esto, pueden agregarse 2i para evitar posibles problemas con el mantenimiento de la pluripotencia o cuando se trabaja con cepas no permisiva.
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Protocol
el uso de los animales descritos en las secciones a continuación ha sido aprobado por el Comité de ética Animal y de la investigación humana de la Universitat Autònoma de Barcelona y por el Departamento d ' Agricultura, Ramaderia, Pesca Alimentació de la Generalitat de Catalunya (protocolo #8741).
1. inactivación de células de alimentador y almacenamiento
Nota: fibroblastos de prepucio humano (HFF-1) fueron congelados previamente en 1 mL de la solución congelada que consiste en 90% suero bovino Fetal (FBS) y 10% dimetil sulfóxido ( DMSO) y almacenadas en nitrógeno líquido hasta uso.
- Descongelar un vial criogénico de HFF-1 (1 mL) sumergiendo el frasco en un baño de agua de 37 ° C.
- Agregar el contenido descongelado del frasco criogénico a precalentado Dulbecco ' s Modified Eagle ' s medio (DMEM) suplementado con 10% FBS para hacer un 1:10 dilución.
- Las células diluidas (10 mL) de semillas en un frasco de T75 y cultivo a 37 ° C y 5% CO 2.
- Al día siguiente, cambiar el medio para eliminar los restos de DMSO. Quite el medio y añadir 10 mL de precalentado DMEM suplementado con 10% FBS.
- Cultura las HFFs y cambiar el medio cada 48 h hasta que la cultura llegue a la etapa confluente. Esto puede tardar aproximadamente 7 a 10 días.
- Para preparar la solución de inactivación, diluir la mitomicina C en DMEM suplementado con 10% FBS a una concentración final de 10 μg/mL. Incubar las células con la solución de inactivación por 3 h a 37 ° C y 5% CO 2.
- Eliminar la inactivación de la solución y enjuague las células tres veces con 2 mL de Hanks balanceada sal solución (HBSS) para eliminar restos de mitomicina C.
- Para separar las células inactivadas, añadir 1 mL de solución de tripsina-EDTA precalentado e incubar 5 min a 37 ° C y 5% CO 2.
- Observar las células bajo un microscopio invertido para asegurar que están separadas (objetivo de 10 x 0.3 apertura numérica o NA). Si no, los incuban durante un par de minutos más a 37 ° C y 5% CO 2. Compruebe las células otra vez bajo el microscopio invertido.
- Pipetear la solución con una pipeta Pasteur para disociar las matas celular.
- Neutralizar la solución enzimática añadiendo 4 mL de DMEM suplementado con 10% FBS y resuspender.
- Toma una alícuota de la suspensión de células y hace una dilución 1: 100 en HBSS. Para determinar el número de células, cargar 10 μl de la dilución en un Neubauer ' cámara de s. Contar las células situadas en una de las grandes plazas de la cámara en un microscopio invertido (objetivo 20 x con un NA 0.45).
- Repetir el recuento en un total de cuatro cuadrados grandes. Calcular el número total de células (N) n = número promedio de células contadas x volumen total x dilución x 10 4.
- Centrifugar el resto de la muestra durante 5 min a 200 x g. descartar el sobrenadante y resuspender el precipitado con congelación de la solución en una concentración de 10 6 células / mL.
- Alícuota la suspensión en frascos criogénicos con 10 6 celdas (1 mL) cada uno. Coloque los frascos criogénicos en un recipiente de congelación y congelación a -80 ° C.
- Al día siguiente, guarde los viales criogénicos de nitrógeno líquido.
2. Cultivo de células de alimentador
- uno a cuatro días antes de iniciar el proceso de derivación, inactivado de descongelar un vial criogénico que contiene 1 x 10 6 células de HFF-1 en un baño de agua a 37 ° C.
- Hacer una dilución de 1:6 del HFF-1 descongelado en pre calentado DMEM suplementado con 10% FBS y mantenga la temperatura a 37 ° C.
- Llene cada pocillo de una placa de 4 pozos con 500 μl de precalentado 0.2% de gelatina de piel porcina y mantenga la placa a 37 ° C durante 10 minutos
- Quitar el 500 μl de la gelatina de los pozos y agregar 500 μl de la dilución de HFFs. Muévalo suavemente la placa para asegurar una distribución uniforme de las HFFs en la parte inferior de los pozos. Evitar movimientos circulares, de lo contrario las células se concentrarán en el centro del pozo.
- Incubar la placa por lo menos 24 h a 37 ° C y 5% CO 2 para obtener una monocapa de HFFs inactivados en cada pozo.
- Al día siguiente, observar las células bajo un microscopio invertido (objetivo de 10 X con NA 0.3) y compruebe que están conectados y distribuidos homogéneamente. Cambiar el medio para eliminar los restos de DMSO. Quite el medio y agregar 500 μl de precalentado DMEM suplementado con 10% FBS.
3. Colección de embriones y de la cultura
- cuatro días antes de la recogida de embriones, administrar 5 UI de yegua preñada ' gonadotropina del suero de s por inyección intraperitoneal a ratones hembra 6-12 semanas de edad.
Nota: Hemos utilizado las hembras de los 129S2 o cepas de B6CFAF1, aunque las hembras de otras cepas de ratón pueden ser utilizadas. Sin embargo, cuando trabajo con hembras de cepas no-permisivas (por ejemplo, CBA), medio debería complementarse con 2i como se menciona en el paso 4.2. - Después de 48 h, administrar 5 UI de gonadotropina coriónica humana por inyección intraperitoneal y aparearse las hembras con los machos, por lo menos 8 semanas de edad, en una proporción 1:1. Separar las hembras de los machos al día siguiente.
- El día antes de embrión, preparar un cultivo de células de 35 mm placa de Petri con varias gotas de μl 40 KSOMaag suplementado con 4 mg/mL de albúmina sérica bovina (BSA) y llenar el plato con aceite mineral para cubrir completamente las gotas. Incubar la placa a 37 ° C y 5% CO 2 para equilibrar el medio.
- Para preparar pipetas de la manipulación del embrión, calienta la parte más delgada de un cristal con punta larga pipeta Pasteur utilizando un mechero Bunsen. Una vez suave, retirar del fuego y separe los dos extremos. Romper a la longitud deseada. El diámetro interior en la punta debe ser 100-150 μm.
- Eutanasia los ratones hembra por dislocación cervical 45-48 h post-coitum (p.c.).
- Disecar ratones para exponer la cavidad abdominal mediante la reducción de la piel con unas tijeras afiladas lisas curvadas y peritoneo con tijeras recta agudos. Agarrar un útero con pinzas, corte el oviducto utilizando unas tijeras afiladas rectas y colóquelo en CZB tamponado con Hepes medio (HCZB) 13 a 37 ° C. Repita el proceso para eliminar el otro oviducto.
- Descarga los oviductos con una jeringa de 1 mL cargados con HCZB sostenido por pinzas de relojero para recoger los embriones de 2 células.
Nota: Para preparar la aguja lavado, tomar una aguja de hipodérmica 30 G, corte el extremo y una punta Roma en una piedra abrasiva de tierra. - Usando el aparato de la pipeta de boca, recoger los embriones, lavar en HCZB y les cultura en la placa de cultivo de embriones previamente preparado a 37 ° C y 5% de CO 2 hasta la fase de blastocisto. Hasta 50 embriones pueden ser cultivados en cada gota de 40 μl. Supervisar el desarrollo del embrión cada 24 h bajo un estereomicroscopio.
Nota: Como alternativa, los embriones pueden recogerse en la etapa de blastocisto para acortar en vitro el cultivo de embriones. En este caso, las hembras de eutanasia en día 3.5-4.5 p.c., diseccionar el útero. y enjuague con HCZB.
4. Derivación de células madre
- preparación de las placas de derivación
- en el día de la siembra de embriones, preparar el medio de derivación complementando el medio DMEM con 100 μm 2-β-mercaptoetanol, 1 x de los aminoácidos no esenciales , el 20% de reemplazo de suero y 10 3 U/mL LIF.
- Si lo desea, también añadir 1 μm del inhibidor MEK PD0325901 y 3 μm del inhibidor GSK3 CHIR99021 para obtener un medio de 2i.
- Tomar la placa de 4 pozos con la monocapa de HFFs inactivadas (paso 2.6) de la incubadora. Quite el medio y añadir 800 μl de medio con derivación a cada pocillo. Devolver la placa a la incubadora de.
- Retiro de la Zona pelúcida y embrión siembra
- preparar un cultivo celular de 35 mm placa de Petri con gotas tres 30 μl de ácido Tyrode ' s solución 14 y gotas tres 30 μl de medio de derivación. Cubrir las gotas con aceite mineral y mantener el plato a 37 ° C.
- Tomar la placa de cultivo de embrión de la incubadora. Uno por uno, transfiera los blastocistos de las gotas de cultura a un ácido Tyrode ' gota de la solución de s con una pipeta de manipulación de embriones. Si es posible, seleccione sólo los blastocistos expandidos para iniciar el proceso de derivación.
- Monitor la zona pelúcida digestión bajo el estereomicroscopio. Tan pronto como desaparece la zona pelúcida, transferir el blastocisto a una gota media de derivación para lavar el ácido Tyrode ' solución s.
- Tomar la placa de 4 pozos de derivación de la incubadora y semilla de una zona libre blastocisto en el alimentador de células en cada pozo.
- Volver la placa de 4 pozos de derivación a la incubadora y la cultura en 37 ° C y 5% CO 2.
- Crecimiento de la célula de vástago de monitoreo y medio cambio
- vigilar los cultivos cada 24 h debajo de un microscopio invertido (objetivo 20 X con NA 0.45). Es importante observar si hay signos de diferenciación de células madre, como células refractivas inflamadas que rodea el fruto o incluso empujar el alimentador células aparte.
- Día, cambiar el medio de la cultura. Tomar la placa de 4 pozos de la incubadora, retire el medio de cada bien y añadir 800 μl de medio con derivación suplementado con LIF y 2i, si se utiliza. Mantener la cultura hasta crecimientos se observan (días 6-8).
5. Mantenimiento y cultivo de células de vástago
asas de Kolle-como- preparar y pipetas de manipulación de células madre. Siga el paso 3.4 preparar pipetas de manipulación de la célula de vástago con diámetro interno en la punta de 250-300 μm. utilizar la otra parte de la pipeta de Pasteur tirada para preparar el mango de Kolle-como. Calor y la forma hasta obtener un gancho de.
- Tomar la placa de cultivo de 4 pozos fuera de la incubadora y localizar la consecuencia bajo un estereomicroscopio. Use la manija para alejar las células diferenciadas y los alimentadores que rodean el fruto.
Nota: Para evitar eventual diferenciación de la consecuencia, es importante eliminar todas las células diferenciadas del borde de la extensión. - Aspire el fruto con una pipeta de la manipulación de células madre y coloque en un plato nuevo en una gota de tripsina-EDTA 50 μl.
- Utilizar un bisturí para cortar el fruto en varias partes para desagregación mecánica y enzimáticamente.
- , Transferencia de los fragmentos del fruto en una dulce gota de medio de derivación para neutralizar la acción de la tripsina.
- Transferencia de los fragmentos del fruto a una nueva placa de 4 pozos con una monocapa de alimentadores. Transferencia de fragmentos de hasta 10 por pozo y de la cultura con un medio de derivación a 37 ° C y 5% CO 2.
- Mantener las culturas de célula de vástago-como por lo menos seis semanas antes de considerar la línea mESC establecida. Cambiar el medio cada otro día y subcultura ellas una vez por semana.
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Representative Results
Siguiendo este protocolo, debe lograrse más 95% de la formación del fruto después de la primera semana de la cultura (figura 1A). Establecimiento de líneas de la mESC luego de seis pasos es variable entre los distintos recipientes experimentales, con un éxito promedio de 60-80%. La adición de 2i no mejora significativamente los resultados cuando se trabaja con cepas de ratón permisiva, como aquellas con antecedentes de 129S2, pero es necesario cuando se trabaja con cepas no permisiva.
Colonias de ratón ESC debe presentar una morfología regular con una forma plana y definido los bordes cuando cultivadas sin tratamiento (figura 1B-C) o cultivadas con 2i (figura 1). Colonias que presentaba signos de diferenciación periférica deben ser descartan (Figura 1E-F). Si las eficiencias de derivación obtenidas son inferiores a los valores esperados, controlan el crecimiento de colonias mESC y subcultura más a menudo para evitar crecimiento excesivo, ya que esto puede causar la muerte celular y promovería la diferenciación (figura 1-H).
Figura 1 : Imágenes representativas de colonias mESC cultura. (A) consecuencia derivada de un blastocisto después de la primera semana de la cultura (B, C) mESC varias colonias en el paso 10 que presenta bordes definidos y una forma plana. (D) las colonias de mESC líneas tratan con 2i. (E, F) Ejemplos de colonias mESC semi diferenciado que presenta signos de diferenciación periférica (resaltadas con elipses discontinuas). (G, H) Ejemplos de colonias mESC overgrown que presenta una mala morfología y diferenciación signos. Barras de escala = 100 μm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Para verificar la troncalidad de las líneas de la supuesta mESC obtenidos después de seis semanas de la cultura, debe evaluarse la presencia de marcadores de pluripotencia y la diferenciación. Las líneas de la mESC debe ser positivas para los marcadores de pluripotencia Oct4 y Sox2 (figura 2 A-B). Por otra parte, después de la inducción de la diferenciación espontánea de las células de cultivo durante 10 días sin células de alimentador en DMEM suplementado con 10% FBS, mESC líneas se espera que sean positivos para el ectodermo marcador β-tubulina de clase III (Tuj1) (figura 2), el mesodermo marcador α-liso músculo actina (αSMA) (Figura 2D) y el marcador de endodermo alfa-fetoproteína (AFP) (Figura 2E). Positivo para los cinco marcadores evaluados sólo las líneas deben ser consideradas verdadero mESC líneas y así utilizadas para el cálculo de la eficiencia de la derivación. Generalmente, esto corresponde a prácticamente todas las líneas de la mESC mediante el presente Protocolo.
Figura 2 : Representante inmunofluorescencia contra marcadores de pluripotencia y diferenciación. mESC colonias expresan Oct4 (A) (verde) (B) y Sox2 (rojo). Distinguir colonias mESC expresando Tuj1 (C) (verde), (D) αSMA (verde) y (E) AFP (verde). En todas las imágenes de los materiales nucleares es contratinción con Hoeschst (azul). Barras de escala = 100 μm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Aunque mESC línea derivación es un procedimiento bien conocido en muchos laboratorios utilizado habitualmente, su eficiencia no siempre es tan alta como se esperaba debido a los múltiples factores que pueden perturbar el mantenimiento de la pluripotencia. En el presente artículo mostramos, paso a paso, cómo establecer líneas mESC con alta eficiencia utilizando un protocolo sencillo y fiable. Estas eficiencias son similares a los reportados en la literatura.
Para asegurar la máxima eficiencia, es importante controlar las células todos los días o cada otro día, desde el momento en puntos indicados son sólo ilustrativas. Es esencial para evitar el crecimiento excesivo de las colonias, ya que esto promueve la diferenciación y muerte celular. También es importante reducir todo lo posible la exposición de las colonias a tripsina-EDTA durante su subcultura, porque esto también puede reducir la viabilidad de las células.
Otro factor fundamental es la fuente de las células de alimentador y su cultura. Varios estudios han demostrado que los fibroblastos STO HFF, fibroblastos embrionarios de ratón (MEF) y el ratón son igualmente capaces de soportar ESC derivación y cultura15. Sin embargo, HFF son hasta dos veces más durable que MEF y STO en cultura16, permitiendo más tiempo para la mESC crecer. Así, el uso de HFF evita mESC extra subcultivos.
Si las eficiencias de derivación obtenidas son inferiores a los reportados, es importante comprobar cuidadosamente todos los componentes del medio de derivación, especialmente reemplazo de suero. Diferentes lotes de reemplazo de suero pueden resultar en diferencias significativas en la eficacia de derivación17,18. Por lo tanto, se debe probar cada nuevo lote antes de su uso.
Es importante señalar que el fondo genético de los embriones utilizados como una fuente para la derivación de la mESC también significativamente puede afectar la eficiencia de la derivación. De hecho, las cepas de ratón se han clasificado en cepas permisivas (como 129S2 y C57BL6) y cepas no permisivas (como CBA, cabeceo y FVB) según su capacidad de rendimiento de líneas mESC bajo condiciones estándar9,19. El protocolo reportado aquí puede aplicar con éxito a los embriones de ambos tipos de cepas como el 2i cóctel está incluido en el medio de derivación cuando se trabaja con los embriones de las cepas no permisiva. El medio de 2i es capaz de modular el patrón de señalización de mESC líneas para mantener la pluripotencialidad, independientemente de la genética6. La principal limitación es que, debido al fuerte patrón de señalización adquirido durante cultura20, mESC líneas cultivadas en 2i que se vuelven resistentes a la diferenciación. Para superar esta limitación, se deben cultivar líneas de mESC sin 2i para al menos un paso antes de la inducción de la diferenciación para debilitar la señalización adquirida.
En general, este trabajo puede facilitar la práctica de derivación mESC, mostrando los pasos como simplemente como sea posible y señalar las principales dificultades y cómo superarlas.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Agradecemos a Jonatan Lucas por su asistencia técnica en cultivo de células de alimentador, Servei Estabulari de la UAB para el cuidado de los animales y Domènec Martín para grabar el video. Este trabajo ha sido apoyado por el Ministerio de Economia y Competitividad AGL2014-52408-R y la Generalitat de Catalunya 2014 SGR-524. MVC es beneficiario de una beca de PIF-UAB.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 mL sryringe | BD | 309628 | |
| 2-β-mercaptoethanol | Life Technologies | 31350-010 | |
| 4-well plate | Thermo Scientific Nunc | 176740 | |
| Acidic Tyrode's solution | Home-made | See recipe in Nagy et al, 2003. For short-term storage (up to 1 month) keep it at 4ºC. Alternatively, for long-term storage keep it at -20ºC. If the efficiency of the solution diminishes, it should be acidified by the adition of a small drop of HCl 1M. | |
| BSA | Sigma | A3311 | |
| Chicken anti-Mouse IgG, Alexa Fluor 488 | Molecular Probes - Invitrogen | A-21200 | 1:500 dilution. Secondary antibody for Oct4, Tuj1, αSMA and AFP mouse antibodies. |
| CHIR990212 | Axon Medchem | 1386 | Reconstitute with 2.15 ml DMSO for each mg of powder, to obtain a 1 mM stock solution. Aliquot at desired volume and store at -20ºC. Avoid freeze and thaw cycles. |
| CryoTube | Thermo Scientific Nunc | 3754518 | |
| DMSO | Sigma | 41640 | |
| DMEM | BioWest | L0107 | |
| FBS | BioWest | S1810 | Inactivate it prior to use by heating for 30 mins at 56ºC. Aliquot and store at -20ºC |
| Flushing needle | BD | 304000 | Cut the end of the needle and ground to a blunt tip on an abrasive stone |
| Gelatin from porcine skin | Fluka | 48724 | Dilute at 0,2% in destilled water and autoclave it. Each dilution can be used for a month. |
| Goat anti-Rabbit IgG, Alexa Fluor 594 | Molecular Probes - Invitrogen | A-11037 | 1:500 dilution. Secondary antibody for Sox2 rabbit antibody. |
| HBSS | BioWest | L0611 | |
| Hepes-buffered CZB | Home-made | See composition in Chatot et al, 1989 | |
| Human chorionic gonadotropin | Divasa-Farmavic | Veterin-Corion 3000 UI | Dilute in NaCl 0.9% at 50 IU/ml. Aliquot it in 1 ml and store at -20ºC for up to two months. Once thawed do not freeze again. |
| Human foreskin fibroblasts | ATCC | ATCCSCRC-1041 | For long term storage it is recommended to store them in liquid nitrogen. |
| KnockOut Serum Replacement | Life Technologies | 10828-028 | Photosensitive. It is recommended to aliquot it in small volumes such as 10 ml and store it at -20ºC (check the expiration date). Avoid freeze and thaw cycles. |
| KSOMaag Evolve | Zenith Biotech | ZEKS-050 | Supplement with 4 mg/ml BSA. Equilibrate at 37ºC and 5% CO2 a day prior to use. |
| Leukemia Inhibitory Factor | Merk Millipore | ESG1106 | |
| Mice | Charles River/Harlan | It is recommended to use mice from a permissive strain in terms of mESC derivation (such as 129S2 or C57BL). However, inbreed strains are less efficient producing embryos. Therefore, it is recomended to use a hybrid strain, such as 129S2 x C57BL or B6CBAF1 to take advantage of the hybrid vigor. | |
| Mineral oil | Sigma | M8410 | Embryo tested. Photosensitive. |
| Mitomycin C | Serva | 2980501 | Reconstitute the powder with MilliQ water at 0.5 mg/ml. Store at 4ºC protected from light. Attention, it is harmful and suspected of causing cancer. |
| Mouse anti-tubulin β III (Tuj1) | Biolegend | MMS-435P | 1:500 dilution |
| Mouse monoclonal anti-αSMA | Sigma | A5228 | 1:200 dilution |
| Mouse monoclonal anti-AFP | R&D Systems | MAB1368 | 1:50 dilution |
| Mouse monoclonal anti Oct3/4 | Santa cruz | Sc-5279 | 1:50 dilution |
| Non-Essential Amino Acids | Life Technologies | 11140-035 | |
| PD0325901 | Axon Medchem | 1408 | Reconstitute with 2.08 ml DMSO for each mg of powder, to obtain a 1 mM stock solution. Aliquot at desired volume and store at -20ºC. Avoid freeze and thaw cycles. |
| Petri dish (35mm) | Thermo Scientific Nunc | 153066 | |
| Petri dish (60mm) | Thermo Scientific Nunc | 150288 | |
| Pregnant mare's serum gonadotropin | Foligon | Foligon-1000 UI | Dilute in NaCl 0.9% at 50 IU/ml. Aliquot it in 1 ml and store at -20ºC for up to two months. Once thawed do not freeze again. |
| Rabbit policlonal anti-Sox2 | Merck Millipore | AB5603 | 1:200 dilution |
| T75 falcon | Thermo Scientific | 130190 | |
| Trypsin-EDTA 10x | BioWest | X0930 | Dilute 1:10 in HBSS to obtain a 1x solution |
References
- Biswas, A., Hutchins, R. Embryonic stem cells. Stem Cell Dev. 16 (2), 213-221 (2007).
- Weinberger, L., Ayyash, M., Novershtern, N., Hanna, J. H. Dynamic stem cell states: naive to primed pluripotency in rodents and humans. Nat Rev Mol Cell Biol. 17 (3), 155-169 (2016).
- Evans, M. J., Kaufman, M. H. Establishment in culture of pluripotential cells from mouse embryos. Nature. 292, 154-156 (1981).
- Martin, G. R. Isolation of a pluripotent cell line from early mouse embryos cultured in medium conditioned by teratocarcinoma stem cells. Proc Nat Acad Sci U S A. 78 (12), 7634-7638 (1981).
- Martin, G. R., Evans, M. J. Differentiation of clonal lines of teratocarcinoma cells: formation of embryoid bodies in vitro. PNAS. 72 (4), 1441-1445 (1976).
- Czechanski, A., et al. Derivation and characterization of mouse embryonic stem cells from permissive and nonpermissive strains. Nat Prot. 9 (3), 559-574 (2014).
- Smith, A. G., et al. Inhibition of pluripotential embryonic stem cell differentiation by purified polypeptides. Nature. 336 (6200), 688-690 (1988).
- Williams, R. L., et al. Myeloid leukaemia inhibitory factor maintains the developmental potential of embryonic stem cells. Nature. 336 (6200), 684-687 (1988).
- Brook, F. A., Gardner, R. L. The origin and efficient derivation of embryonic stem cells in the mouse. Proc Nat Acad Sci U S A. 94 (11), 5709-5712 (1997).
- Ward, C. M., Stern, P., Willington, M. A., Flenniken, A. M. Efficient germline transmission of mouse embryonic stem cells grown in synthetic serum in the absence of a fibroblast feeder layer. Lab Invest. 82 (12), 1765-1767 (2002).
- Ying, Q. L., et al. The ground state of embryonic stem cell self-renewal. Nature. 453 (7194), 519-523 (2008).
- Wakayama, S., et al. Efficient establishment of mouse embryonic stem cell lines from single blastomeres and polar bodies. Stem cells (Dayton, Ohio). 25 (4), 986-993 (2007).
- Chatot, C. L., Ziomek, C. A., Bavister, B. D., Lewis, J. L., Torres, I. An improved culture medium support development of random-bred 1-cell mouse embryos in vitro. J Reprod Fertil. 86, 679-688 (1989).
- Nagy, A., Vintersten, K., Behringer, R. Manipulating the Mouse Embryo: A Laboratory Manual. , 3rd, Cold Spring Harbor Lab Press. New York. (2003).
- Lee, K. H. Conditions and techniques for mouse embryonic stem cell derivation and culture. Pluripotent Stem Cells. , 85-115 (2013).
- Ma, Y., et al. Human foreskin fibroblast produces interleukin-6 to support derivation and self-renewal of mouse embryonic stem cells. Stem Cell Res Ther. 3 (29), (2012).
- Cheng, J., Dutra, A., Takesono, A., Garrett-Beal, L., Schwartzberg, P. L. Improved generation of C57BL/6J mouse embryonic stem cells in a defined serum-free media. Genesis. 39 (2), 100-104 (2004).
- Chaudhry, M. A., Vitalis, T. Z., Bowen, B. D., Piret, J. M. Basal medium composition and serum or serum replacement concentration influences on the maintenance of murine embryonic stem cells. Cytotechnology. 58 (3), 173-179 (2008).
- Kawase, E., Suemori, H., Takahashi, N., Okazaki, K., Hashimoto, K., Nakatsuji, N. Strain difference in establishment of mouse embryonic stem (ES) cell lines. Int. J. Dev. Biol. 38 (2), 385-390 (1994).
- Gonzalez, J. M., et al. Embryonic stem cell culture conditions support distinct states associated with different developmental stages and potency. Stem Cell Rep. 7 (2), 177-191 (2016).
