Summary
Le but du présent protocole est de décrire étape par étape la technique de constriction aortique transversale peu invasive (TAC) chez la souris. Par élimination d’intubation et ventilation obligatoires pour la procédure standard couramment utilisée, TAC minimalement invasive simplifie l’intervention chirurgicale et réduit l’exercée sur l’animal.
Abstract
Constriction aortique transversale (TAC) chez la souris est l’un, des techniques chirurgicales plus couramment utilisés pour l’étude expérimentale de la pression induite par la surcharge laissé hypertrophie ventriculaire (HVG) et sa progression de l’insuffisance cardiaque. Dans la plupart des études rapportées, cette procédure est exécutée avec intubation et ventilation de l’animal qui le rend exigeante et beaucoup de temps et ajoute à la charge chirurgicale de l’animal. Ce protocole vise à décrire une technique simplifiée de TAC mini-invasive sans intubation et ventilation des souris. Les étapes critiques de la technique sont privilégiés afin d’atteindre une mortalité faible et une grande efficacité dans l’induction de HVG.
Les souris C57BL/6 mâles (âgés de 10 semaines, 25 à 30 g, n = 60) ont été anesthésiés avec une seule injection intrapéritonéale d’un mélange de kétamine et de xylazine. Dans une respiration spontanée animal suivant une sternotomie partielle supérieure de 3 à 4 mm, un segment de suture de soie 6/0 enfilée à travers le œil d’une prothèse de la ligature a été passa sous l’arc aortique et rattacher sur une aiguille de calibre 27 émoussée. Les animaux opérés ont subi la même préparation chirurgicale mais sans rétrécissement aortique. L’efficacité de la procédure dans l’induction de LVH est attestée par une augmentation significative du ratio de poids du coeur/corps. Ce ratio est obtenu au jour 3, 7, 14 et 28 après chirurgie (n = 6-10 dans chaque groupe et chaque point dans le temps). Grâce à notre technique, LVH est observée chez TAC par rapport aux animaux de l’imposture du jour 7 au jour 28. Du dispositif et à la fin (plus de 28 jours) mortalités sont tous les deux très bas à 1,7 %.
En conclusion, notre technique rentable du TAC minimalement invasive chez les souris porte très faible mortalité opératoire et post-opératoire et est très efficace pour induire l’HVG. Il simplifie l’intervention chirurgicale et réduit l’exercée sur l’animal. Elle peut être facilement réalisée en suivant les étapes essentielles décrites dans le présent protocole.
Introduction
Durant les dernières années, l’étude de l’insuffisance cardiaque a été menée dans animal viable les modèles1. Par rapport aux grands modèles animaux de l’insuffisance cardiaque, petits modèles animaux ont de nombreux avantages potentiels. À côté de la réduction des coûts du logement et de la maintenance, petits modèles animaux sont accessibles à davantage de chercheurs en raison de la moins complexe d’installations nécessaires2.
Insuffisance cardiaque murin offre bon nombre des mêmes avantages que les modèles de rat. En outre, réduit à un logement coûte3, souris modèles bénéficient de la disponibilité des souches de le pertinents transgéniques et knock-out (KO). La possibilité de cellule spécifique au type, inductible KO ou stratégies transgéniques font la souris un outil précieux pour l’étude de la pathogenèse de l’insuffisance cardiaque et de tenter d’identifier les nouveaux régimes thérapeutiques3.
Chez la souris de l’insuffisance cardiaque, les modèles actuellement utilisés4, constriction aortique transversale (TAC), qui a été décrite par Rockman5 est le modèle préféré pour générer la pression induite par la surcharge hypertrophie ventriculaire gauche (HVG)1 , 3. le plus grand avantage de ce modèle est la capacité de permettre la stratification de l’HVG2, bien que le ventricule gauche transformant en réponse au TAC est variable chez les souches de souris différents. En particulier, des souris C57BL/6 développent une dilatation rapide LV après un TAC qui ne peut pas se produire avec d’autres souches4,6,7.
L’apparition soudaine de l’hypertension artérielle atteint avec TAC causes un environ augmentation de 50 % en masse de LV dans les 2 semaines, ce qui permet d’examiner rapidement l’activité des interventions pharmacologiques ou moléculaires visant à moduler le développement de l’HVG4. L’induction aiguë d’hypertension artérielle sévère par la TAC ne reproduit pas exactement l’hypertrophie ventriculaire gauche progressiste et remodelage observés en milieu clinique de sténose aortique ou hypertension artérielle. Néanmoins, ce modèle est utilisé par de nombreux chercheurs pour identifier et modifier les nouvelles cibles thérapeutiques dans l’insuffisance cardiaque4.
TAC chez les souris requiert une plus grande expertise chirurgicale que celle requise pour les autres techniques utilisées pour induire l’HVG et ultérieures insuffisance cardiaque2. La plupart des auteurs exécutez cette procédure d’intubation et la ventilation de l’animal2,8, qui rend cette procédure plus exigeants et chronophage et ajoute à la charge chirurgicale de l’animal. Seulement quelques chercheurs ont utilisé des TAC minimalement invasive dans leur étude avec une brève référence à l’intervention chirurgicale9,10,11.
Le but du présent protocole est de décrire étape par étape une technique simplifiée et facile à utiliser de mini-invasive transversale constriction aortique chez les souris, mettant en évidence les étapes cruciales de la procédure. En suivant ces étapes clés, on peut facilement réaliser cette technique.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
souris mâles C57BL/6J (10 semaines, 25 à 30g, n = 60) sont utilisés dans le présent protocole. Animaux reçoit des soins compatissants conformément aux directives formulées par le Ministère Français de l’Agriculture et de l’enseignement supérieur et de la recherche, et toutes les procédures sont effectuées conformément à la Directive européenne du Conseil communautaire du 24 novembre 1986 () 86/609/CEE) et les lois Français. Le protocole a été approuvé par le " Comité régional d’éthique pour Animal Experimentation CREMEAS " (#2016092816207606).
1. préparation pour la chirurgie
- maintenir les souris pendant une semaine après l’arrivée dans l’animalerie pour un cycle lumière/obscurité de 12h / 12h, dans des cages standards, avec de la nourriture (pour les détails, voir la Table des matières) et de l’eau disponible ad libitum.
- Le jour de l’opération, placez les souris dans des cages individuelles quelques minutes avant l’induction de l’anesthésie, afin d’éviter tout stress supplémentaire à l’animal. Stériliser tous les instruments chirurgicaux, la veille de la chirurgie.
- Injection intra-peritoneally une dose unique d’un mélange de kétamine (51,4 mg/kg) et de xylazine (3,3 mg/kg) diluée dans du sérum physiologique (0,9 % NaCl).
- S’assurer de la profondeur de l’anesthésie par l’absence du réflexe orteil-retraite.
- Raser le cou et la poitrine de l’animal avec un rasoir commercialement disponible et désinfecter la zone rasée avec alcool à 70 %.
- Placer l’animal en position couchée sur un tapis de travail propre Liège et fixer les pattes avec du ruban adhésif.
2. Chirurgie
- technique chirurgicale stérile est utilisé tout au long de la procédure. Dans une respiration spontanément animal, effectuer une incision cervicale médiane longitudinale supérieure à 10 mm avec un couteau lame 11 de supra sternale entaille la poitrine moyenne afin d’exposer le sternum ( Figure 1).
- Escamoter la thyroïde en passant une suture de séjour polypropylène monofilament 4/0 avec un bois-Crile porte-aiguille et morceau de ruban adhésif sur la zone de travail.
- Séparer carrément les muscles pré trachéales avec une pince micro-chirurgicale afin de découvrir la trachée.
- Glisser doucement la lisse à pointe courbée pinces micro-chirurgicale avec les mâchoires fermées sur la trachée et derrière le sternum.
- Par soigneusement ouvrant et fermant les mâchoires de la pince de microchirurgie incurvée à embout lisse réalisent une dissection émoussée sous les muscles pré trachéales et derrière le sternum à la plèvre m’éloigner.
- Saisir les muscles droit supra-claviculaire avec la pince micro-chirurgicale directement à embout lisse, puis tirer doucement la poitrine de l’animal.
- Glisser la mâchoire inférieure de la pince de l’os sous le sternum et effectuer une sternotomie partielle supérieure de 3-4 mm ( Figure 2). Direct de la partie inférieure de la mini-sternum légèrement vers la gauche.
- Traversent une 7/0 séjour polypropylène suture monofilament d’à l’intérieur pour en dehors de l’espace intercostal deuxième de chaque côté de la mini-sternotomie utilisant un porte-aiguille micro-chirurgicale. Rester à proximité de l’angle costo-sternales pour éviter toute blessure aux intercostaux et internes des vaisseaux thoraciques ou plèvre.
- Étendre les bords sternales à l’aide de sutures de séjour polypropylène monofilament 7/0 de chaque côté et fixez-les sur le tampon de travail avec du ruban adhésif.
- Doucement écarter les muscles pré trachéales, la graisse médiastinale et thymus utilisant lisse à bout incurvé microchirurgicales pinces pour visualiser la crosse aortique sous grossissement faible puissance (2-3 X) ( Figure 3). Prenez particulièrement soin de ne pas toucher ou endommager la plèvre pariétale pour empêcher le développement d’un pneumothorax.
- Exposer les tissus mous sous la crosse aortique en attachant des pinces ( Figure 4 A) et répandre doucement ses mâchoires. Préparer un tunnel dans les tissus mous sous la crosse aortique avec une deuxième pince liant en ouvrant et en fermant les mâchoires dans les tissus mous doucement.
- Passer un segment de ligature soie 6/0, passant à travers le œil d’une aide de ligature ( Figure 4 B) qui s’est tenue dans la main gauche sous la crosse aortique et récupérez-la en attachant des pinces qui s’est tenue dans la main droite entre l’origine du les artères carotides communes ( Figure 5) gauche et droite innommés.
- Couper une aiguille de calibre 27 sur une longueur de 5 mm et émoussé les deux extrémités en les pressant avec un porte-aiguille Crile. Placez l’aiguille de calibre 27 émoussé à côté de l’arc aortique ( Figure 6) avec une pince micro-chirurgicale directement à embout lisse et nouez la suture serrée autour de l’aiguille et l’aorte entre la carotide commune gauche et droite innommée artères à l’aide de la pince liant deux ( Figure 7). Pour attacher solidement la suture, effectuez un double nœud initial, suivi de quatre nœuds supplémentaires. Assurez-vous que tous les noeuds sont plats.
- Après la ligature, enlever rapidement mais délicatement l’aiguille pour atteindre un diamètre de 0,4 mm rétrécissement et une constriction aortique reproductible transversal 65-70 %.
- Vérifier l’hémostase des tissus mous autour de l’arc aortique, des muscles pré trachéales et bords sternales. Mettre une gaze hémostatique résorbable où suintant de sang est observé. Supprimer le polypropylène monofilament de 7/0 rester sutures utilisées pour propager les bords sternales.
- Passer une suture simple polypropylène monofilament de 6/0 avec une micro-chirurgicale porte-aiguille de dehors à l’intérieur de l’espace intercostal deuxième gauche et ensuite de l’intérieur à en dehors de l’espace intercostal droit second. Rester à proximité de l’angle costo-sternales pour éviter toute blessure aux intercostaux et internes des vaisseaux thoraciques ou plèvre.
- Rassembler des bords sternales en liant la suture polypropylène monofilament de 6/0 avec un bois-Crile porte-aiguille.
- Fermer la peau avec un polypropylène monofilament 5/0 exécutant suture en une seule couche avec un bois-Crile porte-aiguille.
- Effectuer l’intervention factice identique à l’opération de rétrécissement, mais sans lier une suture autour de l’aorte.
3. Convalescence postopératoire
- suivre de très près les animaux. transférer la souris dans une cage individuelle et le placer dans une position couchée.
- Autoriser la souris pour récupérer sous un léger réchauffement de la planète complètement éveillé (moins de 1 h après l’induction de l’anesthésie).
- Pour l’analgésie postopératoire, injecter par voie intrapéritonéale de 0,1 mg/kg de la buprénorphine. répéter les injections sous-cutanées de 0,1 mg/kg de buprénorphine toutes les 8 h pendant les trois premiers jours comme indiqué.
- Placer les souris fonctionnant dans des cages standards (maximum 3 souris par cage) et minimums 2 souris par cage.
4. Récolte de coeur
- le jour de l’analyse, euthanasier la souris avec une solution de la kétamine 300 mg/kg et xylazine 20 mg/kg dans une solution saline par injection intrapéritonéale.
- Tout d’abord récolter le sang de la veine cave inférieure et ensuite par le biais de la même ligne injecter 5 mL de solution de 2,6 mM EDTA dans une solution saline.
- Récolte le cœur, supprimer les oreillettes et poids du cœur (les ventricules gauche et droit sans oreillettes).
- Séparer le ventr droite gauchemécanicien responsable avec le septum restant à la partie du ventricule gauche. Peser les deux échantillons de tissus et congelez-les dans l’azote liquide.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Survie du dispositif et à la fin
La survie du dispositif était très élevée, 98,3 % (59 sur 60) pour toute la série (TAC et animaux opérés). La mort du seul dispositif était due à une complication hémorragique chez une souris rabotée pour une opération fictive. La survie postopératoire durant la période d’observation de 28 jours était aussi excellente, de 98,3 % (58 sur 59). Le décès post-opératoires seulement tardif est survenu chez une souris de TAC jour (D) 16, probablement d’origine cardiaque.
Validation de la technique
La technique présentée est très fiable et reproductible. Le placement correct de la suture entre les artères carotides communes gauche et droite innommés a été confirmé au cours de la récolte de tissus chez tous les animaux subissant des TAC.
L’efficacité de la technique pour induire une hypertrophie ventriculaire gauche a été validée par la détermination du cœur/rapports poids poids corporel (HW/BW, mg/g) à 3, 7, 14 et post-chirurgie de 28 jours. Le DJ est le poids des ventricules droit et gauche sans oreillettes. Le ratio HW/BW a considérablement augmenté dans les bandes par rapport aux groupes imposture de D7 post-opératoire (4.9±0.2 versus 4.1±0.05 mg/g, P < 0,01) de suite et est resté sensiblement plus élevés jusqu'à D28 (5.8±0.3 versus 4.1±0.1 mg/g, P < 0,0001) après la chirurgie (Figure 8). L’augmentation observée en ratio HW/BW était uniquement due à une augmentation de gauche ventricule rapport/poids corporel (Figure 9A) depuis le rapport de poids corps/ventricule droit est demeuré comparable entre les TAC et les animaux opérés lors de l’observation de toute période (Figure 9B).
En outre, nous avons mesuré dans le tissu ventriculaire gauche l’expression de l’ARNm des biomarqueurs de l’hypertrophie cardiaque comme décrit précédemment12. À D14, expression de l’ARNm de la protéine du cerveau natriurétique (BNP), la protéine natriurétique atriale (ANP), angiotensin converting enzyme (ACE), collagène 1 a 1 (Col1a1) et transformant le facteur de croissance ß (TGFβ) était significativement plus élevée en bandes aortique par rapport à animaux opérés (Figure 10). Par conséquent, l’hypertrophie ventriculaire gauche observée valide l’efficacité de notre technique de TAC.
Moyenne et écart-type des valeurs moyennes ont été comparées entre les TAC et sham groupes utilisant ANOVA à suivie de test post hoc de Bonferroni pour la comparaison des données appariées.
Figure 1 : Incision.
La peau est incisée au-dessus de 10 mm de l’encoche supra sternale à Mid-sternum et la glande thyroïde est rentrée avec une suture de séjour. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Pince OS.
Cet instrument permet une coupe courte et précise dans l’OS pour un 3-4 mm supérieure partielle supérieure mini-sternotomie. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Exposition.
Après rétraction des bords sternales avec 7/0 rester sutures, l’arc aortique, innommé droite et gauche artères carotides communes ainsi que la trachée sont exposés. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : A. encordement forceps. Ces pinces sont nécessaires pour effectuer une dissection douce et brutale, derrière le sternum et autour de la crosse aortique. B. aide ligature. Il s’agit d’un instrument indispensable pour réaliser un passage délicat et atraumatique sous la crosse aortique en TAC et souris opérés. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Passage sous l’aorte arch.
Un segment de ligature soie 6/0 est passé sous la crosse aortique à l’aide de ligature et placé entre les artères carotides communes gauche et droite innommés. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Préparation pour la ligature.
Un court segment de 2 à 3 mm d’une aiguille de calibre 27 atténuée est placé au-dessus de la crosse aortique. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 7 : Rétrécissement aortique transversale.
La suture de soie est liée au fil de l’aiguille et la crosse aortique entre les artères carotides communes innommés à droite et à gauche avec une pincette égalisateur. La soie au lieu de suture en polypropylène est préférée pour la ligature de l’aorte, parce que le noeud tiendra mieux. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 8 : Validation du rétrécissement aortique transversale.
L’induction de l’hypertrophie cardiaque par une constriction aortique transversale notre mini-invasive est démontrée par une augmentation significative en coeur poids rapport/poids corporel en bandes (bandes noires) comparativement à simulacre exploité (barres blanches) souris. L’hypertrophie cardiaque est déjà présent à D7 après chirurgie et augmente progressivement au fil du temps jusqu'à D28 (n = 6-10 par groupe. ** P < 0,01, *** P < 0,001, *** P < 0,0001). Les données sont présentées comme moyenne ± SEM (barres d’erreur). Plaidoyer de culpabilitése cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 9 : Gauche (A) et (B) le ventricule à droite / rapport poids de corps.
Au cours de la période d’observation, le rapport de poids de corps/ventricule gauche augmente tandis que le rapport de poids de corps/ventricule droit reste similaire au TAC (barres noires) par rapport aux animaux opérés (barres blanches). Cela confirme une hypertrophie ventriculaire gauche sans modification dans le ventricule droit et renforce la validation de notre technique (n = 6-10 par groupe. ** P < 0,01, *** P < 0,001, *** P < 0,0001). Les données sont présentées comme moyenne ± SEM (barres d’erreur). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 10 : Expression de l’ARNm de la BNP.
expression de l’ARNm de la protéine du cerveau natriurétique (BNP), la protéine natriurétique atriale (ANP), angiotensin converting enzyme (ACE), collagène 1 a 1 (Col1a1) et transformant le facteur de croissance ß (TGFβ), positif contrôle pour hypertrophie cardiaque en bandes aortiques (barre noire) simulacre de vs animaux (barre blanche) (n = 6 par groupe) à D14. Expression est calculée comme 2(-ΔCt) où le calibrateur est le niveau de l’ARNm du gène Gapdh référence. Les données sont présentées comme moyenne ± SEM (barres d’erreur). * P < 0,05, ** P < 0,01, *P < 0,001 par rapport au groupe fictif (t-test). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Le but du présent protocole est de présenter une illustration étape par étape de la technique chirurgicale pour la constriction aortique transversale peu invasive chez les souris. Description technique détaillée du transverse constriction aortique chez la souris a été signalée par d’autres auteurs2,8. Toutefois, ces enquêteurs opérer après intubation et ventilation des animaux. L’utilisation d’une étape supplémentaire d’intubation-ventilation augmente la complexité et la durée de l’ensemble de la procédure et le stress global, l’animal est exposé à. Pour ces raisons, le concept de constriction aortique transversal peu invasive a reçu peu d’attention. La constriction aortique transversale peu invasive chez la souris est utilisée pour induire une hypertrophie ventriculaire gauche et sa progression vers l’insuffisance cardiaque9,10,11. Ces études se concentrent sur les voies impliquées dans la genèse de l’hypertrophie ventriculaire gauche et l’insuffisance cardiaque, mais pas sur la description de la technique chirurgicale9,10,11.
Dans ce protocole, nous présentons en détails une technique simplifiée et reproductible du TAC minimalement invasive chez les souris. Un chirurgien qualifié peut faire l’opération de constriction en 20 minutes et l’opération fictive (sans suture liant) en 15 minutes. Au cours de notre preuve technique initiale, nous avons constaté que l’introduction d’un instrument-clé, l’aide de la ligature, a permis une très faible mortalité opératoire de 1,7 %. Cela se compare favorablement à la mortalité opératoire de 4 % rapporté par Rockman et. al. 5, de 3,7 % par Liao et al. 13 et de 2,7 % par Stansfield et al14. En outre, la période d’observation vers le haut jusqu'à 28 jours, montre également une très faible mortalité post-opératoire tardive de 1,7 %. Encore une fois, cela se compare bien à la mortalité tardive rapportée par Rockman et al (10 %)5, Liao et al (19 %)13 ou Stansfield et al (2,6 %)14.
Le passage sous la voûte aortique est la plus importante étape de l’ensemble de la procédure. La reproductibilité de cette étape n’était pas décrite par Hu et ses collaborateurs qui ont utilisé un fil fait maison avec un piège à son extrémité pour passer sous l’aorte entre l’origine de la droite gauche et innommé commun artères carotides9, ni par Tarnavski qui a placé le pince courbée du côté médial en vertu de l’aorte ascendante pour attraper la soie 7/0 de suture sur le côté opposé et placez-le sous l' aorte2. L’aide de ligature utilisée dans notre technique permet une manœuvre standardisée et reproductible avec faible risque de déchirure aortique.
Une autre étape décisive de la procédure est la tension appliquée à la cravate sur l’aiguille de calibre 27 pour réduire efficacement et homogène de la lumière de la crosse aortique. Tout d’abord, nous utilisons la pince liant, qui aide à appliquer une tension uniforme et reproductible sur la suture autour de l’arc aortique. Le placement approprié de la suture est vérifié au cours de la récolte du cœur et de l’arc aortique. Andersen et ses collaborateurs vérifié le placement approprié de la bande par évaluation des signaux Doppler des artères carotides avant et après le placement de l' aorte bande11. Dans leur rapport, baguage adéquat a été acceptée lorsque le ratio de vitesse Doppler doublé de droite à gauche des artères carotides,11. Dans notre technique, nous avons choisi de mesurer l’efficacité du TAC en fonction du degré d’hypertrophie ventriculaire gauche induit en bandes par rapport aux animaux de l’imposture afin de valider la procédure, car il ne nécessite pas toute une plus longue durée de la procédure ou anesthésie des animaux supplémentaire. Dans notre technique, le degré d’hypertrophie ventriculaire gauche et le placement approprié de baguage sont vérifiées à la fin de l’expérience. Le degré d’hypertrophie du ventricule gauche par notre technique se compare favorablement avec les résultats rapportés par d’autres chercheurs, à 3 semaines après TAC en souris15. En outre, la faible variation du ratio de cœur au poids corporel observé chez nos animaux bagués atteste la faible fluctuation de la tension appliquée à la cravate.
En conclusion, grâce à l’évitement d’intubation-ventilation telle que présentée dans le présent protocole, notre technique de TAC minimalement invasive chez les souris fournit un modèle fiable et reproductible. Ce modèle réduit la globale exercée sur les animaux et est gagner du temps et du coût par rapport au TAC à l’aide d’intubation-ventilation des animaux. Les taux de mortalité du dispositif et à la fin de cette procédure sont très faibles et faire de cette technique une des méthodes de choix pour l’induction de l’hypertrophie ventriculaire gauche chez les souris.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêt à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par une subvention (N ° 32016) de la Fondation Suisse cardiovasculaire RT.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Surgical microscope | Olympus | SZX2-TR30 | |
| Razor | Rowenta | Nomad TN3650FO | |
| Sutures: | |||
| Polypropylene 7/0 | Ethicon | BV-1X | |
| Polypropylene 6/0 | BBraun | C0862061 | |
| Silk 6/0 ligature | FST | 18020-60 | |
| Polypropylene 4/0 | Ethicon | 8683 | |
| Polypropylene 5/0 | Ethicon | Z303 | |
| Drugs: | |||
| Ketamin | Merial | Imalgène 1000, LBM154AD | |
| Xylazine | Bayer | Rompun 2%, KP09PPC | |
| Buprenorphine | Ceva | Vetergesic, 072013 | |
| Instruments: | |||
| Bone nippers | Fine Surgical Tools | 16101-10 | |
| Ligation aid | Fine Surgical Tools | 18062-12 | |
| Tying forceps | Fine Surgical Tools | 18026-10 | |
| Needle holder Crile-Wood | Fine Surgical Tools | 12003-15 | |
| Microsurgery forceps | Fine Surgical Tools | 11003-12 | |
| Microsurgery forceps | Fine Surgical Tools | 11002-12 | |
| Tissue forceps | Fine Surgical Tools | 11021-12 | |
| Microsurgery needle holder | Fine Surgical Tools | 12076-12 | |
| Microsurgery scissors | Fine Surgical Tools | 91501-09 | |
| Mayo scissors | Fine Surgical Tools | 14511-15 | |
| 11-blade knife | Fine Surgical Tools | 10011-00 | |
| RNA extraction and qPCR: | |||
| TriReagent | Euromedex | TR-118-200 | |
| Rneasy Mini kit | Qiagen | 74704 | |
| Qubit Fluorimetric RNA assay | Fisher Scientific | 10034622 | |
| RNA 6000 Nano kit | Agilent | 5067-1511 | |
| High Capacity cDNA kit | Fisher Scientific | 10400745 | |
| Taqman Master Mix | Fisher Scientific | 10157154 | |
| Taqman BNP primers | Fisher Scientific | Mm01255770_g1 | |
| Taqman ANP primers | Fisher Scientific | Mm01255747_g1 | |
| Taqman ACE primers | Fisher Scientific | Mm00802048_m1 | |
| Taqman Col1a1 primers | Fisher Scientific | Mm00801666_g1 | |
| Taqman TGFb primers | Fisher Scientific | Mm01178820_m1 | |
| Taqman Gapdh primers | Fisher Scientific | Mm99999915_g1 | |
| ABIPrism Thermocycler | Applied Biosystems | 7000 | |
| Software: | |||
| GraphPad Prism | GraphPad | Prism 7 | |
| Animal food | |||
| Complete diet for adult rats/mice | Safe | UB220610R |
References
- Molinari, F., Malara, N., Mollace, V., Rosano, G., Ferraro, E. Animal models of cardiac cachexia. Int. J. Cardiol. 219 (15), 105-110 (2016).
- Tarnavski, O. Mouse surgical models in cardiovascular research. Methods. Mol. Biol. 573, 115-137 (2009).
- Verma, S. K., Krishnamurthy, P., Kishore, R., et al. Transverse aortic constriction: a model to study heart failure in small animals. Manual of Research Techniques in Cardiovascular Medicine. Ardehali, H. , Wiley, J., & Sons. 164-169 (2014).
- Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. Small animal models of heart failure. Development of novel therapies, past and present. Circ. Heart Fail. 2 (2), 138-144 (2009).
- Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 88 (18), Erratum in: Proc. Natl. Acad. Sci. USA Page 9907 8277-8281 (1991).
- Barrick, C. J., Rojas, M., Schoonhoven, R., Smyth, S. S., Threadgill, D. W. Cardiac response to pressure overload in 129S1/SvImJ and C57BL/6J mice: temporal- and background-dependent development of concentric left ventricular hypertrophy. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 292 (5), 2119-2130 (2007).
- Deschepper, C. F., Olson, J. L., Otis, M., Gallo-Payet, N. Characterization of blood pressure and morphological traits in cardiovascular-related organs in 13 different inbred mouse strains. J. Appl. Physiol. 97 (1), 369-376 (2004).
- Almeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. T. Transverse aortic constriction in mice. J. Vis. Exp. (38), April 21 (2010).
- Hu, P., Zhang, D., Swenson, L., Chakrabarti, G., Abel, E. D., Litwin, S. E. Minimally invasive aortic banding in mice: effects of altered cardiomyocyte insulin signaling during pressure overload. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 285 (3), 1261-1269 (2003).
- Faerber, G., et al. Induction of heart failure by minimally invasive aortic constriction in mice: Reduced peroxisome proliferator-activated receptor ϒ coactivator levels and mitochondrial dysfunction. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 141 (2), 492-500 (2011).
- Andersen, N. M., Tang, R., Li, L., Javan, H., Zhang, X. Q., Selzman, C. H. IKK-β inhibition prevents adaptive left ventricular hypertrophy. J. Surg. Res. 178 (1), 105-109 (2012).
- Nemska, S., Monassier, L., Gassmann, M., Frossard, N., Tavakoli, R. Kinetic mRNA profiling in a rat model of left ventricular hypertrophy reveals early expression of chemokines and their receptors. PLoS ONE. 11 (8), 0161273 (2016).
- Liao, Y., et al. Echocardiographic assessment of LV hypertrophy and function in aortic-banded mice: necropsy validation. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 282 (5), 1703-1708 (2002).
- Stansfield, W. E., et al. Characterization of a model to independently study regression of ventricular hypertrophy. J. Surg. Res. 142 (2), 387-393 (2007).
- Beetz, N., et al. Ablation of biglycan attenuates cardiac hypertrophy and fibrosis after left ventricular pressure overload. J. Mol. Cell. Cardiol. 101, December 145-155 (2016).
