Summary
本协议描述了一个永久性的 epicranial 电极插座和植入的啮齿动物的胸电极的外科设置。通过把第二个电极插入插座, 不同类型的经颅电脑刺激可以通过完整的头骨传递到警报动物的马达系统。
Abstract
经颅电脑刺激可以调节人和啮齿动物的皮质兴奋性和可塑性。人类最常见的刺激形式是经颅直流电刺激 (tDCS)。不常使用, 经颅交变电流刺激 (可) 或经颅随机噪声刺激 (tRNS), 一种特定形式的可使用电流在预定的频率范围内随机应用。在人类的非侵入性电脑刺激研究的增加, 无论是为实验和临床目的, 已经产生了对动物的基本的, 机械的, 安全研究的增加的需要。本文介绍了一个模型, 经颅电脑刺激 (附加费), 通过完整的头骨目标的马达系统警报啮齿动物。该协议提供了 step-by 的步骤说明的外科设置一个永久性的 epicranial 电极插座结合一个植入的柜台电极在胸部。通过放置一个刺激电极到 epicranial 插座, 不同的电刺激类型, 可比较 tDCS, 可, 和 tRNS 在人, 可以交付。并介绍了警示啮齿动物的实用步骤。根据实验需要, 可选择应用电流密度、刺激持续时间和刺激类型。讨论了这种设置的注意事项、优点和缺点, 以及安全性和耐受性方面。
Introduction
经颅的电流对大脑的管理已被用于研究大脑功能和修改行为。最近, 应用直接电流, 或较少频繁交流电流 (可和 tRNS), 通过使用两个或更多的电极 (阳极 (s) 和阴极 (s), 非通过完整的头骨, 获得了科学和临床的兴趣。特别是, tDCS 已被用于33200多个疗程的健康主题和精神病患者和神经精神疾病, 并已成为一个安全和方便, cost-effective 床边应用, 有可能的治疗潜力以及长期行为效果1。这清楚地产生了对机械研究, 包括安全方面的需求和科学兴趣的增加。本文着重介绍最常用的刺激形式, tDCS。
跨物种, tDCS 调节皮质兴奋性和突触可塑性。兴奋性的变化已报告为极性依赖性改变自发性神经元的射击率在大鼠和猫2,3,4, 或作为电机诱发电位的变化, 在人类和小鼠 (两个在阳极以后增加了并且减少了阴极 tDCS: 人5,6;鼠标7)。阳极 DCS 增加了运动皮层或海马突触的突触效果在体外刺激或长期增强后的几个小时, 当共同与一个特定的弱突触输入或当给定的可塑性诱导刺激8,9,10,11,12。根据训练, 刺激对运动或认知训练成功的好处经常被显露, 只有当 tDCS 是共同与培训8,13,14,15。虽然这些先前的发现主要归因于神经元的功能, 但应该指出的是, 神经细胞细胞 (胶质) 也可能有助于 tDCS 的功能作用。例如, 在警报小鼠的阳极 tDCS 中, 星细胞内钙水平增加了16。同样, 阳极 tDCS 的电流密度低于阈值神经诱发剂量依赖性激活小胶质细胞17。然而, tDCS 神经元-胶质细胞相互作用的调节需要进一步的具体研究。
一起, 动物研究清楚地推进我们的理解 tDCS 的调节作用对兴奋性和可塑性。然而, 在人类 tDCS 研究发表的指数增长中, 有一个 "反向平移间隙" 可观察到, 与在体外和体内动物模型。此外, 在研究实验室 (从透皮到 epicranial 刺激) 的高变异性中执行了啮齿动物污水附加费模型, 报告的刺激程序往往不完全透明, 阻碍了可比性和可基础研究数据以及结果解释。
在这里, 我们详细描述了一项经颅脑部刺激设置的外科实施, 针对初级运动皮层, 它允许翻译的人 tDCS 条件, 同时尽量减少变异性, 并允许重复的刺激没有阻碍行为。给出了警报大鼠后续附加费的 step-by 步骤协议。讨论了安全应用于警戒啮齿动物的方法和概念方面。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
对于涉及动物的研究, 在开始实验之前必须获得相关的 (具体国家的) 批准。这里报告的所有动物实验都是按照欧盟指令 2010/63/欧盟、更新的德国动物保护法 (和 #34; Tierschutzgesetz 和 #34;) 2013年7月, 以及2013年8月更新的德国动物研究条例进行的。地方当局和 #34 批准了动物议定书; 弗赖堡和 #34 区域理事会动物实验委员会; 和 #34; 大学医学中心动物实验委员会弗莱堡和 #34;.
1. 准备用于外科手术的仪器和材料
- 请确保在 图 1 中列出的项目已经可用, 并已放置用于手术.
- 准备一个薄的矩形铂金板 ( 例如, 10 mm x 6 mm x 0.15 mm), 它将用作在胸前放置的计数器电极, 并在两个相反的角板上打两个小孔.
- 焊接一条长度为10厘米的绝缘电缆, 使用无铅锡焊料到铂盘的一个角 (无孔).
- 在焊接接头上应用一小滴组织-丙烯酸胶水进行隔离.
2。外科用啮齿类动物的制备
- 将研究编号分配给啮齿动物, 并在准备好的手术卡上注明.
- 称量啮齿动物, 注意手术卡上的重量。计算注射麻醉剂的剂量 ( 例如, 氯胺酮100毫克/千克体重加上嗪70毫克/千克体重的大鼠).
- 通过腹腔 (ip) 注射麻醉药的量来诱导麻醉剂.
注: 当使用吸入麻醉代替 ( 例如, 异氟醚) 时, 将啮齿类动物置于感应腔内, 在1-2 升/分钟氧气中连续流动 4%. - 检查麻醉深度, 由脚趾捏反射开始5分钟后注射。如果脚趾捏反射仍然存在, 通过注射30% 的初始剂量达到延长和深化麻醉.
- 如果在实验中的任何时间点的脚趾夹紧反射返回, 应注射30% 的初始剂量的麻醉.
- 当使用吸入麻醉时, 寻找在感应室的啮齿动物的姿势反射损失和检查深度的麻醉由缺乏脚趾捏反射。如果反射仍然存在, 延长在麻醉室的持续时间。在整个实验中, 将异氟醚的比例调整到麻醉深度, 直到达到 1-1. 5% 异氟醚的维持浓度.
- 当呼吸频率下降, 喘息发生时, 降低百分比; 当啮齿动物恢复脚趾捏反射或显示自发运动时, 增加吸入麻醉的百分比.
- 当反射不存在时, 将啮齿类动物放在实验室的长凳上或握住它的手.
注: 吸入麻醉时, 使用与雾化器相连的喷嘴, 提供持续减少的异氟醚流量 (现在介于2-3% 之间). - 移除老鼠头上的毛发, #39 的头部, 从耳朵到耳朵, 从侧的眼睛, 到耳朵后面, 用剪刀把区域剃掉。然后把剑上的前肢和锁骨之间的区域剃掉, 把头发移到胸前.
注意: 保持皮肤紧绷使剃须. - 用一滴眼药膏遮住老鼠的眼睛以保护角膜. 根据指定的学习编号,
- 标记大鼠和 #39 的耳朵.
注: 根据研究的长度, 尾巴标记可能是充足的, 否则规范化指定是优选的.
3。手术方法: 胸电极植入术
注意: 当将计数器电极外部放置在带背心的剃须胸前时, 可以跳过此步骤.
- 将啮齿动物俯卧 (在胸部) 放在手术台上.
注: 在吸入麻醉的情况下, 将大鼠和 #39 的鼻口置于麻醉喷嘴中, 进一步将异氟醚浓度降低到 1.5-2%. - 用消毒剂喷雾或用杀菌剂浸泡过的棉签 ( 例如, 乙醇 70%) 消毒剃光头, 让其风干。重复两次.
- 用手术刀在一条线上从侧的眼睛切开皮肤到中耳水平.
注: 这允许隧道的连接电缆从植入的胸部电极的头部顶部, 也是理想的切割 DCS 电极插座的位置. - 将鼠转到仰卧位, 使胸部暴露.
- 步骤3.2 中所述, 对胸部皮肤进行消毒.
- 用纸巾钳将右胸的侧皮抬高, 用小剪刀从右腋内侧剪下0.5 厘米的扣眼。然后用剪刀在颅骨方向上做一个直矢状切口.
- 通过 atraumatically 从左侧主要的胸肌中断开皮肤, 形成皮下囊。这样做, 通过反复打开小剪刀 (或由盐水浸泡棉签).
- 将其右侧的动物转到沿颈部打开的头部皮肤的左枕角的电缆通道, 然后用平衡钳穿透浅筋膜, 进入胸袋.
- 小心打开平衡钳, 以抓住连接到铂电极的电极电缆的末端, 而不允许尖锐的导线偏离。拉电缆通过隧道, 直到电极进入邮袋, 以焊接点为导向的啮齿动物左后肢。将啮齿动物恢复到俯卧位置.
- 修复铂板与无菌合成编织吸收缝合到胸筋膜在两个对立的角落孔 (4-5 节建议稳定).
- 类似地将电缆连接到筋膜上的一个松散的结, 形成一个轻微的循环前的组织隧道入口.
- 根据切口的大小将皮肤缝合3-4 皮 (同样的缝合材料可用于电极和电缆).
4。外科手术: Epicranial 的位置
- 将动物置于立体定向的框架中.
注意: 如果使用吸入麻醉, 降低麻醉的浓度到维持异氟醚的流量〜 1.5-1%, 调整到脚趾捏反射和呼吸模式. - 步骤3.2 中所述的剃光头皮进行消毒.
- 用手术刀在一条线上从侧的眼睛切开皮肤到中耳水平.
注: 如果胸电极 placem执行了耳鼻喉科, 已执行步骤4.2 和 4.3. - 用手术刀把骨膜 (结缔组织放在头骨上) 刮掉, 并彻底抹掉棉花掉期。固定的结缔组织在4角的切口与斗牛犬钳夹, 让他们横向挂起, 以保持手术场开放.
- 应用0.9% 盐水以棉签清洁骨骼表面和组织。然后用 3% H 2 O 2 清除骨骼表面。避免与组织接触。因此, 骨头被清洗得更彻底, 骨头上的轻微出血将被停止。并且, 骨膜的残差变得可见。使用中等压力的棉签将这些残余物移除.
注: 去除骨膜残差将增加粘附在骨上的附加物的附着力和耐久性。- 在不可阻挡的出血情况下, 使用骨钻, 并触摸它为 1-3 s, 在骨头上的轻微压力。这种机械程序将在大多数情况下停止出血没有显着加热。不要在骨头上使用电;即使是短暂的应用也会导致脑组织损伤 (电应仅用于伤口组织出血).
- 作为固定螺钉将提高安装的粘度, 请选择一个钻头, 使其与螺钉大小匹配。在两个不同的骨板上放置两个毛刺孔前用手钻, 然后通过轻微的垂直压力应用与骨钻。避免接近所需位置的污水附加费插座, 因为它可能会妨碍在电极拧紧 ( 例如, 左主电机皮质附加费, 选择右额和后侧壁螺钉位置).
- 在植入的反电极的情况下, 毛刺在右后壁骨的第三个孔, 以未来固定的隧道电缆.
- 将塑料螺丝放置在毛刺孔和螺钉中, 直到感觉到第一个摩擦力为止。然后执行三额外的180和 #176; 螺丝转动。用镊子检查螺丝是否稳定, 如果不够紧就再加一转.
注: 对于成年大鼠, 这将确保硬膜外放置的螺丝, 而不损害硬脑膜或大脑 (取决于螺纹设计, 转数可能会有所不同)。使用不锈钢螺丝也应该是可行的, 因为即使在 DCS 电流密度以上的神经阈值, 螺钉放置没有扰乱病变的位置或范围以下的螺丝. - 打开焊接铁和预热约5分钟风电缆退出组织隧道 occipitally 周围的右顶叶, 然后削减它, 留下约1厘米电缆背后的绕组。小心地用手术刀把电缆末端的绝缘层剥去.
- 用基胶水将缠绕的电缆固定在螺钉和骨骼上.
- 将少量无铅锡焊料应用到连接器和反电极电缆的裸线上, 并将两个 pre-soldered 部件连接在一起, 同时接触焊接尖端, 直到锡焊料熔化 (约2-3 秒)。立即卸下焊接头, 以避免电缆的过度金属加热, 从而导致随后的组织损坏.
- 拿起定制的污水附加费电极插座 ( 图 1B , 在红色) 与弯曲, 锯齿状尖端镊子和应用一层薄薄的基胶水到插座的底部边缘。安置在马达皮层之上并且使用4毫米直径插口, 安置中间插座点在2毫米前和2毫米侧向从 bregma。对于这个位置, 插座的内内侧边界应直接在矢状缝合处结束, 尾端边界应以 bregma 的高度结束。将插座简要地压在骨骼上 (大多数基胶水通过压力硬化).
注意: 将光源直接放置在插座上方可以轻松放置插座. - 确保插座区域内的骨骼不含胶水 (通过检查光, 因为胶水是反光的)。在胶水溢出的情况下, 卸下插座, 用手术刀刮胶水, 并重复步骤 4.12.
- 插座到位后, 以后的刺激区域没有胶水, 首先用一小滴基胶水将插座的外侧边界密封到相邻的组织上, 以避免有可能导致在这个位置分流电流的流体桥。不要应用太多的胶水, 因为它可能流入刺激区域 (如果发生这种情况, 返回步骤 4.12).
注: 保持刺激区不粘胶是至关重要的, 减少刺激面积可能大大增加电流密度 (一个/m & #178;). - 用基胶水覆盖所有螺钉.
- 在小型硅管或玻璃中混合双组分牙科丙烯酸水泥。一旦它变得粘性, 应用它与牙科刮刀密封的插槽的其余边界的骨骼。避免任何流动的牙科丙烯酸水泥进入刺激区.
- 最后覆盖整个头骨、螺钉、计数器电极电缆和插座, 并 #8531; 与牙科丙烯酸水泥的插座。确保水泥具有正确的粘度: 如果太流体, 它会流入周围的组织;如果太硬, 很难均匀地分配.
- 当所有的骨头被覆盖, 水泥硬化, 去掉牛头犬钳; 皮肤应该接触已建成的水泥, 这样就不需要缝合了。(如果最初的切口选择太长, 结缔组织或肌肉是可见的, 请按照步骤3.12 中的描述应用缝合线).
- 应用一层碘与棉签在切口皮肤和皮下注射卡洛芬 (5 毫克/千克体重溶解在 5-7. 5 毫升0.9% 盐水为痛苦治疗和液体替换).
注: 如果使用吸入麻醉, 现在关闭它. - 将啮齿类动物放在一个变暖的盒子里, 从麻醉中恢复, 直到啮齿动物苏醒并恢复体位稳定性.
注意: 根据机构和 #39 的建议, 每天检查动物和 #39 的体重发展、创面状况和一般福利标准.
5。经颅电刺激程序
注意: 由于麻醉会影响工商业污水附加费的效果, 因此建议尽可能在警报啮齿动物中执行刺激。在开始实验之前, 允许啮齿动物至少恢复5天 (头部和胸部伤口愈合)。实验可以在手术后的早期时间点进行, 当使用外电极固定在背心, 因为胸部伤口是最急躁;但是, 动物需要习惯于电极背心数天的时间和干扰行为的任务可能发生.
- 用0.9% 盐水填充附加费电极插座的一半, 并除去气泡.
- 被前阴极 tDCS 的会议, 总是检查氯化, 如果需要 (如一个闪亮的银色表面), re-chlorinate 银/氯化电极。在阳极 tDCS 之前, 从以前的刺激中去除可能过量的氯化沉积物, 以允许良好的导电性。螺丝在工商业污水附加电极螺丝盖帽 ( 图 1B , 灰色片断).
警告: 如果在阴极 tDCS 之间 re-chlorinate 电极, 则会导致在刺激过程中的氯化反应耗尽, 并通过电化学化学反应产生有毒的积聚。这会引起组织损伤。如果刺激持续时间少于20分钟, 在一个疗程内不需要再加氯. - 将电缆连接到头上的两个接头 (用于阳极刺激, 阳极电缆连接到螺钉盖上的接头上, 用于阴极刺激, 则相反)
注: 当使用外部放置的计数器电极时, 用导电胶盖住计数器电极, 并将其放置在啮齿动物和 #39 的胸前。这是最简单的, 如果电极是 pre-fixed 在一个小啮齿动物背心, 这种啮齿动物可以穿在刺激. - 将啮齿动物放入实验笼中, 将电缆连接到保持架上方的旋转, 允许自由运动.
- 打开刺激器并调整激励参数 (刺激强度、持续时间、爬坡和下一次).
- 当不使用具有安全关机和断开警报的商业可用刺激装置时, 在电路中包括一米来检查恒定电流流.
注意: 通过这种设置, 可以在性能或训练行为任务时应用刺激. - 在刺激过程中检查啮齿动物的压力或不适症状.
- 在刺激结束后, 断开电缆, 拧开头上的电极帽, 用棉签清洁和烘干插座。如果需要, 将啮齿动物返回家庭环境或进行行为过程.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
在警报啮齿类动物的可靠重复附加费的设置的被描述的实施可以容易地集成入机械实验、剂量反应研究或者实验包括行为任务。到目前为止, 从动物研究中使用 (无创性) 污水附加费的数据可比, 由于实验室之间的工商业污水附加费刺激的变化和刺激参数的差异 (例如,各种电流密度的应用在与人类的应用相比过高的高等级)。因此, 动物研究在工商业污水附加费方面的信息价值是有限的。这篇文章提出了一个很容易标准化的工商业污水附加费的设置, 通过实施在目标皮层上方的骨骼上放置 "活性" 电极 (这里, 在主要的运动皮层 (M1) 之上) 以盐水作为优选的导电性中和计数器电极放在胸前 (外部或植入)。
鉴于啮齿类动物的体积较小, 将电极置于啮齿动物皮肤上的靶皮质上可能会导致过度分流, 特别是当 counter-electrode 被放置在靠近的位置时,例如,在颈部 (对于当前建模的例子, 请参见图 3 (从引用1中通过))。此外, 在使用透皮应用时, 在头皮上反复放置电极, 使稳定性和电极接触不太可靠, 而啮齿类动物更恼火。固定的非永久性的设置也可能会阻碍啮齿动物自由地表演。相比之下, 啮齿类动物会迅速适应这种永久性的植入装置。
与人的刺激参数相比, 等效刺激强度的估计是困难的, 因为模型只能考虑有限数量的因素和啮齿动物是 pachygyric (参见参考1的估计缩放因素)。因此, 收集包括低强度电流在内的剂量响应数据可能是最有用的。在麻醉大鼠的剂量反应研究中, 利用所提出的手术设置, 证实了经久刺激期 (24 小时 post-stimulation) 的剂量依赖性胶质活化, 分离从神经发生在高强度 DCS (图 4; 从引用17中采用)。胶质活化, 由形态学改变评估, 首先发生在 31.8 a/平方米 (图 4C), 而神经的第一个标志被发现了在 47.8 a/m ²。在这些实验中, 麻醉明显地影响了对 DCS 的反应的大小, 因为 fluorojade C (FJC) 阳性神经元在警戒大鼠的脑切片百分比高于 47.8 A/平方米 (图 4A)。由于阈值≥ 24 h 持久胶质激活是接近的病灶阈值, 但大大高于强度, 促进生理认知和塑料过程的人, 这样的活化可能更表明 pre-lesional 炎症由 DCS 引起。因此, 与低强度效应相比, DCS 在这些高强度下的行为或分子效应将机械不同 (参见图 5中 tDCS 实验的总结效果和强度的方案)。
图 1: 附加费插座和电极盖单元的手术和技术方案的耗材.(A) 1。棉签, 2。消毒剂, 3。立体定向框架, 4。焊锡铁, 5。镇痛剂 (例如, 卡洛芬), 6。和 #38; 7。麻醉剂 (例如,嗪和 #38; 氯胺酮), 8。注射器, 9。剪, 10。耳朵冲孔, 11。眼药膏 (例如, bepanthene), 12。无铅锡焊料, 13。双组分牙科丙烯酸水泥 (DAC), 14。碘, 15。3% H2O2, 16。0.9% 盐水, 17。合成编织吸收缝合 (例如, Mersilene 4-0), 18。钻头, 19。基胶水, 20。斗牛犬钳21。稳态钳, 22。弯曲, 锯齿状的尖端钳, 23。直, 锐尖钳, 24。直的, 组织钳, 25。牙科刮刀, 26。手术刀, 27。剪刀, 28。手钻, 29。螺丝司机, 30。马达被驾驶的钻, 31。女性连接器, 32。33。方铂电极连接到电缆, 焊接接头用 histoacrylic 胶水覆盖, 34。塑料螺丝。(B) 用于固定在啮齿动物头骨上的 (红色), 内径为4毫米;电极单元 (灰色) 是由一个螺丝盖和一个内戳和一个中心孔离开房间的银/Cl 圆盘电极的电缆, 这是粘在邮票的底部。这允许在敏感的导线-电极-连接点上设置和避免导线断裂的最大稳定性。请单击此处查看此图的较大版本.
图 2: 配备了附加费设置的老鼠.左边的老鼠在剃光的胸膛上装有一个外部固定的反电极。碳橡胶电极被缝到背心的底部。右边的老鼠有一个植入的胸电极, 电缆以隧道的头部。连接到电缆 (尾端) 的女性连接器固定在牙科丙烯酸水泥建造的单位内, 后面的插槽为工商业污水附加电极 (侧)。请单击此处查看此图的较大版本.
图 3: 两种不同的啮齿动物污水附加费蒙太奇的电流分布建模.用有限元模型预测 epicranial tDCS 蒙太奇的两个大鼠模型中的脑电流流, 修改权限1。使用这些模型, 预测的阈值脑电流密度诱发皮质病变是 17.0 A/平方米的蒙太奇使用的 Fritsch, et al.8 (A) 和 6.3 A/m ²的蒙太奇由洛汗国, et al.21 (B), 分别对应于61和23伏/米的电场。请注意两个不同蒙太奇的当前流模式的差异。在 (a) 中, 应用较短时间的更高电流密度, 导致电荷密度低于 (B)。最重要的是放置的计数器电极 (颈部与胸部) 可能会有额外的影响, 由此产生的大脑电流流。因此, 对于啮齿动物数据的解释, 电极尺寸、放置 (两个电极)、外加电流和刺激持续时间的规范是必要的。请注意, 在大鼠大脑中的实际电流只能通过使用这些计算模型来估计。颜色刻度表示当前密度从零到 11.6/平方米, 以及以上。请单击此处查看此图的较大版本.
图 4: 在不同剂量的阳极 tDCS 应用于原发性运动皮质后, DCS 对小胶质细胞活化和神经的剂量反应效应.该图从17中进行了修改, 总结了剂量响应 tDCS 研究的免疫结果。(A) 之间的关系形态学活化的小胶质细胞由 anti-CD11b/c 染色 (分级见下) 和神经显示 FJC 阳性。大鼠运动皮层脑切片由盲调查员评价为 anti-CD11b/c 和 FJC 染色阴性, anti-CD11b/c 阳性仅 (检测活化确定形态), 或为 anti-CD11b/c 和 FJC 阳性。请注意, 胶质激活之前出现了神经。(B) 左侧运动皮层脑切片 (离 bregma +1.56 毫米处或附近) 的代表性冠状切面, 由暴露于不同强度的阳极 tDCS, 应用于初级运动皮层。在麻醉大鼠, 没有神经的迹象发生在 31.8 a/平方米, 而少数变性神经元存在于 47.8/平方米和神经元损伤进一步增加剂量增加。注意, 阳极 DCS 在 47.8 A/平方米的警戒大鼠增加了切片的百分比与神经。所有部分的缩放条形图: 500 µm. 所有部分的放大入口刻度栏:20 µm. (C) 组织学样本图像的小胶质细胞活化的评分 anti-CD11b/c 免疫组化, 范围从 0 (未激活) 到 4 (严重激活), 1-4 被评为 "积极"。缩放栏 = 50 µm.请单击此处查看此图的较大版本.
图 5: 方案说明当前使用的啮齿类动物 tDCS 电流密度与人类应用的关系: 炎症的阈值, 神经, 以及在刺激期内生理过程的调节, 最多可达30最小目前使用的啮齿动物 DCS 的电流密度范围从1.3 到 143 a/平方米, 大多数研究使用超过 20 a/平方米, 而目前的密度在大多数的人类研究之间是0.3 和 0.8 A/m ²1,14。人类刺激参数至少为神经1阈值下的一个数量级。在麻醉下, 当皮质兴奋性被抑制17时, 神经的阈值明显增高。持久的胶质激活开始于下面, 但接近于引起神经元损伤的强度17。DCS 对病变阈下高强度下生理性脑过程的调节作用研究可能不同于在极低强度下 (可与人类应用相比) 所见的论文。对不同物种间刺激参数的精确翻译进行了研究。估计受到诸如大小和解剖 (沟和回) 等被动因素的阻碍, 但也由于不同种类的神经元、胶质细胞和网络对电场的敏感性 (不知道是否相同的电流流会导致相同的生理效应)。因此, 最具信息性的研究设计是以剂量反应的方式测试工商业污水附加费的影响, 包括极低的电流强度。该方案是基于数据从7,12,16,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30,31 (最大刺激持续时间为每届30分钟, 数据来自疾病动物模型除外)。请单击此处查看此图的较大版本.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
这项协议描述了典型的材料和程序步骤的外科实现永久附加费的设置, 以及随后的刺激警报啮齿动物。在准备一项啮齿动物试验的过程中, 几个方法学方面 (安全和耐受性工商业污水附加费, 结果参数) 以及概念方面 (与人类状况的可比性, 对特定大脑刺激的预期效果区域) 需要加以考虑。从方法论的角度来看, 颅内的手术设置与植入的胸部计数器电极是有利的纵向研究, 因为它允许应用在警报, 自由移动啮齿动物。啮齿类动物对电缆连接和永久设置的适应是必要的, 但之后, 它允许工商业污水附加费甚而与行为任务结合。此外, 在刺激过程中, 啮齿类动物的不适感可能会降低, 这与佩戴在背心上的计数器电极相比较, 因为运动在前一种情况下不受限制, 在植入电极的组织接触期间刺激被保证。
所提出的污水附加费设置已用于实验长达3月, 没有任何电极电缆不连续性, 物质不稳定, 或感染。因此, 这种设置也很可能比这一时期更适合于实验。
这种 epicranial 刺激蒙太奇防止过度分流通过真皮结构, 这是可能发生在更大程度上的啮齿动物的关系, 鉴于电极与身体大小 (见图 3和参考1)。在啮齿类动物的 epicranial 刺激的植入式设置, 使实验在自由运动, 明确的电极位置的定义和电流传递的可靠性高实用性。虽然这些因素代表了实验标准化的主要优势, 但在人类或啮齿目动物中的透皮刺激的差异 (例如,参考32,33) 应牢记在心。然而, 对于结果的翻译, 实际的电流到达大脑 (脑电流密度), 独立于通过不同组织的通道, 是重要的相关性34。计数器电极的位置通常决定当前流的方向和分布1。因此, 对于神经元的极化, 将计数器电极放置在胸前 (电流流的 dorsoventral 方向) 比在颈部放置 (电流流的 rostrocaudal 方向) 更有效。
在警报啮齿类动物中, 由于麻醉与 (病理)-生理过程 (包括神经元活动) 有很大的相互作用, 因此, 研究处理工商业污水附加费的基本机制或对行为的影响应在可行的时候进行. ,36和可塑性36,37, 并可抑制或更改附加费有效性17(和我们未发布的观察) 或危害1,17。反之亦然, 在麻醉啮齿类动物中得到的结果不允许直接推断出警报状态, 这可能阻碍了人类研究的向前翻译。有代表性的结果部分显示了 tDCS 在麻醉大鼠和大鼠的运动皮层中应用的差异。tDCS 应用于同样高电流密度诱导大鼠小胶质细胞活化和神经比麻醉大鼠更大的速度17。虽然这些发现是一个剂量反应实验的一部分, 其中 tDCS 对小胶质细胞和神经的影响发生在高强度 (不推荐使用机构或行为研究), 它是诱人的推测, 在低 tDCS 电流密度, 同样的结果转移会发生取决于啮齿动物的警觉性。
最后, 所提供的协议的另一个优点是减少可能的错误源。协议中强调了故障排除策略和关键步骤。这些包括为特定的研究目的选择适当的电流密度 (如上所述), 在每次应用刺激前需要制备附加费电极, 以及对可靠电导进行彻底和反复检查。关于电极的制备, 电极在阴极刺激前的氯化 (即, 在皮质靶区的阴极) 是绝对关键的, 因为在刺激过程中, 氯化的耗尽会导致有毒的积聚电化学反应和其次导致组织损伤。在我们的经验中, 氯化的用尽不会发生在第一20分钟的刺激中。相反, 在反复阳极刺激之前, 必须除去阳极的银/氯沉积, 以避免停止刺激。电导是一个关键点, 它不仅涉及电极的制备, 而且与实际的刺激会议的啮齿动物, 以及质量的手术植入的污水附加费插座。在手术过程中, 应确保关闭对周围颅骨和组织区域的附加费插座, 以正确估计电流密度。沿相邻组织分流会导致对当前应用于大脑的估计过高, 并且可能会根据电流流向的畸变改变生理结果。另一方面, 减少刺激面积-无论是通过银/氯沉积 (见上) 或通过覆盖的刺激面积在附加费插座植入 (例如,由丙烯酸水泥或 histoacrylic 胶)-可能导致低估的应用电流密度和通过减少的区域的刺激可能会导致组织损伤, 仅仅是无意的高峰值电流密度。最后, 导电介质,例如,盐水, 需要在刺激区进行最佳分布, 以允许持续刺激。在进行中的实验中, 改变的电导率可能会显现如下: 啮齿类动物的意外行为 (压力的迹象, 在特定任务上的可变性能), 电流在电子安培表上显示的变化电路, 或完全失去刺激的连续性。在这种情况下, 电极应清理的证词和刺激区应再次检查任何碎片。在出现功能失调时, 应检查和更换电缆连接、在各自插座中放置附加费电极和导电介质。如果附加费的交付不一致, 则可能需要从分析中排除所获得的数据 (例如,行为、组织学)。
神经确定的阈值在警报鼠 (我们未公布的数据) 阴极和阳极会议是安全和良好容忍的警报啮齿动物, 当使用高达20分钟的连续刺激强度低于 31.8 A/平方米 (相当于0。4mA 与4毫米直径经颅电极), 并在遵守本议定书概述的建议。然而, 选择更低的强度更接近人的刺激参数 (0.3-1.6 A/平方米) 或优选剂量-职责建议使用 se 实验来最大限度地提高所获得数据的信息性, 并促进将结果转化为人的应用。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
这项工作得到了德国研究基金会 (DFG RE 2740/3-1) 的支持。我们感谢弗兰克 Huethe 和托马斯 nther 的 in-house 生产 custom-made 工商业污水附加费和 DC 刺激。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Softasept N | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Deutschland |
3887138 | antiseptic agent |
| Ethanol 70 % | Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, Deutschland | T913.1 | |
| arched tip forceps | FST Fine science tools, Heidelberg, Deutschland | 11071-10 | |
| Iris Forceps, 10cm, Straight, Serrated | World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA | 15914 | |
| Scalpel Handle #3, 13cm | World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA | 500236 | |
| Standard Scalpel Blade #10 | World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA | 500239 | |
| Zelletten cellulose swabs | Lohmann und Rauscher, Neuwied, Deutschland | 13349 | 5 x 4 cm |
| Isoflurane | AbbVie Deutschland GmbH & Co | N01AB06 | |
| Iris Scissors, 11.5cm, Straight | World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA | 501758 | small scissors |
| cotton swab/cotton buds | Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, Deutschland | EH12.1 | Rotilabo |
| Kelly Hemostatic Forceps, 14cm, Straight | World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA | 501241 | surgical clamp |
| electrode plate (platinum) | custom made | Wissenschaftliche Werkstatt Neurozentrum Uniklinik Freiburg, Deutschland | 10x6 mm, 0.15 mm thickness |
| insulated copper strands (~1 mm diameter) | Reichelt elektronik GmbH & Co. KG, Sande, Germany | LITZE BL | electrode cable |
| Weller EC 2002 M soldering station | Weller Tools GmbH, Besigheim, Germany | EC2002M1D | |
| Iso-Core EL 0,5 mm | FELDER GMBH Löttechnik, Oberhausen, Deutschland | 20970510 | lead free solder |
| MERSILENE Polyester Fiber Suture | Johnson & Johnson Medical GmbH, Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | R871H | nonabsorbable braided suture, 4-0 |
| Histoacryl | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Deutschland |
9381104 | cyanoacrylate |
| Ketamin 10% | Medistar GmbH, Germany | n/a | anesthetics |
| Rompun 2% (Xylazine) | Bayer GmbH, Germany | n/a | anesthetics |
References
- Bikson, M., et al. Safety of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence Based Update 2016. Brain Stimul. 9 (5), 641-661 (2016).
- Bindman, L. J., Lippold, O. C., Redfearn, J. W. The action of brief polarizing currents on the cerebral cortex of the rat (1) during current flow and (2) in the production of long-lasting after-effects. J Physiol. 172, 369-382 (1964).
- Gartside, I. B. Mechanisms of sustained increases of firing rate of neurones in the rat cerebral cortex after polarization: role of protein synthesis. Nature. 220 (5165), 382-383 (1968).
- Purpura, D. P., McMurtry, J. G. Intracellular activities and potential changes during polarization of motor cortex. Neurophysiol. 28 (1), 166-185 (1965).
- Nitsche, M., Paulus, W. Excitability changes induced in the human motor cortex by weak transcranial direct current stimulation. J Physiol. 527 (Pt 3), 633-639 (2000).
- Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
- Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. Eur J Neuro. 31 (4), 704-709 (2010).
- Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
- Ranieri, F., et al. Modulation of LTP at rat hippocampal CA3-CA1 synapses by direct current stimulation. J Neurophysiol. 107 (7), 1868-1880 (2012).
- Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimul. 10 (November), 51-58 (2016).
- Sun, Y., et al. Direct current stimulation induces mGluR5-dependent neocortical plasticity. Ann Neurol. 80 (2), 233-246 (2016).
- Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Sci Rep. 6, 22180 (2016).
- Reis, J., Fritsch, B. Modulation of motor performance and motor learning by transcranial direct current stimulation. Curr opin Neurology. 24 (6), 590-596 (2011).
- Buch, E. R., et al. Effects of tDCS on motor learning and memory formation a consensus and critical position paper. Clin Neurophysiol. 128 (4), 589-603 (2017).
- Reis, J., Fischer, J. T., Prichard, G., Weiller, C., Cohen, L. G., Fritsch, B. Time- but not sleep-dependent consolidation of tDCS-enhanced visuomotor skills. Cerebral cortex. 25 (1), 109-117 (2015).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Comm. 7, 11100 (2016).
- Gellner, A. -K., Reis, J., Fritsch, B. Glia: A Neglected Player in Non-invasive Direct Current Brain Stimulation. Front Cell Neurosci. 10, 188 (2016).
- Takano, Y., Yokawa, T., Masuda, A., Niimi, J., Tanaka, S., Hironaka, N. A rat model for measuring the effectiveness of transcranial direct current stimulation using fMRI. Neurosci Lett. 491 (1), 40-43 (2011).
- Islam, N., Moriwaki, A., Hattori, Y., Hori, Y. Anodal polarization induces protein kinase C gamma (PKC gamma)-like immunoreactivity in the rat cerebral cortex. Neurosci Res. 21, 169-172 (1994).
- Islam, N., Aftabuddin, M., Moriwaki, A., Hattori, Y., Hori, Y. Increase in the calcium level following anodal polarization in the rat brain. Brain Res. 684 (2), 206-208 (1995).
- Rohan, J. G., Carhuatanta, K. A., McInturf, S. M., Miklasevich, M. K., Jankord, R. Modulating Hippocampal Plasticity with In Vivo Brain Stimulation. J Neurosci. 35 (37), 12824-12832 (2015).
- Wachter, D., et al. Transcranial direct current stimulation induces polarity-specific changes of cortical blood perfusion in the rat. Exp Neurol. 227 (2), 322-327 (2011).
- Koo, H., et al. After-effects of anodal transcranial direct current stimulation on the excitability of the motor cortex in rats. Rest Neurol Neurosci. 34 (5), 859-868 (2016).
- Liebetanz, D., et al. After-effects of transcranial direct current stimulation (tDCS) on cortical spreading depression. Neurosci Lett. 398 (1-2), 85-90 (2006).
- Fregni, F., et al. Effects of transcranial direct current stimulation coupled with repetitive electrical stimulation on cortical spreading depression. Exp Neurol. 204 (1), 462-466 (2007).
- Cambiaghi, M., et al. Flash visual evoked potentials in mice can be modulated by transcranial direct current stimulation. Neurosci. 185, 161-165 (2011).
- Dockery, C. A., Liebetanz, D., Birbaumer, N., Malinowska, M., Wesierska, M. J. Cumulative benefits of frontal transcranial direct current stimulation on visuospatial working memory training and skill learning in rats. Neurobiol Learn Mem. 96 (3), 452-460 (2011).
- Faraji, J., Gomez-Palacio-Schjetnan, A., Luczak, A., Metz, G. A. Beyond the silence: Bilateral somatosensory stimulation enhances skilled movement quality and neural density in intact behaving rats. Behav Brain Res. 253, 78-89 (2013).
- Pikhovych, A., et al. Transcranial Direct Current Stimulation Modulates Neurogenesis and Microglia Activation in the Mouse Brain. Stem Cells In. , 1-10 (2016).
- Rueger, M. A., et al. Multi-session transcranial direct current stimulation (tDCS) elicits inflammatory and regenerative processes in the rat brain. PloS one. 7 (8), e43776 (2012).
- Liebetanz, D., Koch, R., Mayenfels, S., König, F., Paulus, W., Nitsche, M. A. Safety limits of cathodal transcranial direct current stimulation in rats. Clinical Neurophysiol. 120 (6), 1161-1167 (2009).
- Yoon, K. J., Oh, B. -M., Kim, D. -Y. Functional improvement and neuroplastic effects of anodal transcranial direct current stimulation (tDCS) delivered 1 day vs. 1 week after cerebral ischemia in rats. Brain Res. 1452, 61-72 (2012).
- Spezia Adachi, L. N., et al. Exogenously induced brain activation regulates neuronal activity by top-down modulation: conceptualized model for electrical brain stimulation. Exp Brain Res. 233 (5), 1377-1389 (2015).
- Jackson, M. P., et al. Safety parameter considerations of anodal transcranial Direct Current Stimulation in rats. Brain, behavior, and immunity. , (2017).
- Ordek, G., Groth, J. D., Sahin, M. Differential effects of ketamine/xylazine anesthesia on the cerebral and cerebellar cortical activities in the rat. J Neurophysiol. 109 (5), 1435-1443 (2013).
- Sykes, M., et al. Differences in Motor Evoked Potentials Induced in Rats by Transcranial Magnetic Stimulation under Two Separate Anesthetics: Implications for Plasticity Studies. Front Neural Circ. 10, 80 (2016).
- Zhang, D. X., Levy, W. B. Ketamine blocks the induction of LTP at the lateral entorhinal cortex-dentate gyrus synapses. Brain Res. 593 (1), 124-127 (1992).
