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Genetics

Microinjeção de proteína CRISPR/Cas9 em bagre do canal, Ictalurus punctatus, embriões para Gene Editing

Published: January 20, 2018 doi: 10.3791/56275
Automatic Translation
*1,2, *1,3, 1, 4, 4, 5, 5, 1
1School of Fisheries, Aquaculture and Aquatic Sciences, Auburn University, 2Department of Animal Wealth Development, Faculty of Veterinary Medicine, Suez Canal University, 3Anatomy and Embryology Department, Faculty of Veterinary Medicine, Cairo University, 4Department of Molecular Physiology and Biophysics, Vanderbilt University, 5Life Science Institute, University of Michigan
* These authors contributed equally

Summary

Um protocolo simples e eficiente de microinjeção para edição de genes em embriões de bagre de canal usando o sistema CRISPR/Cas9 é apresentado. Neste protocolo, guia de RNAs e proteínas Cas9 foram injetadas na gema de uma célula de embriões. Este protocolo foi validado por nocauteando dois genes imune-relacionados de bagre do canal.

Abstract

O genoma completo do bagre do canal, Ictalurus punctatus, foi sequenciado, levando a maiores oportunidades para estudar a função do gene de bagre do canal. Nocaute de gene tem sido usada para estudar estas funções de gene em vivo. O cluster regularmente intercaladas curta palíndromo repetições/CRISPR associado da proteína 9 (CRISPR/Cas9) sistema é uma poderosa ferramenta usada para editar sequências genomic do DNA para alterar a função do gene. Embora a abordagem tradicional tem sido introduzir os embriões de célula única através de microinjeção CRISPR/Cas9 mRNA, esse pode ser um processo lento e ineficiente em bagre. Aqui, um protocolo detalhado para microinjeção de embriões channel catfish com proteína CRISPR/Cas9 é descrito. Brevemente, óvulos e espermatozoides foram coletada e então artificial fertilização realizada. Ovos fertilizados foram transferidos para uma placa de Petri contendo solução do Holtfreter. Volume de injeção foi calibrada e então guia RNAs/Cas9 alvejando o pedágio/interleucina 1 receptor domínio-contendo adaptador molécula (TICAM 1) gene e gene de lectina (RBL) de vinculação de ramnose foram injetadas na gema de uma célula de embriões. O nocaute do gene foi bem-sucedido como puntuais foram confirmados por sequenciamento de DNA. As alterações de sequência da proteína predita devido a estas mutações incluíam frameshift e truncado proteína devido códons de parada prematura.

Introduction

Microinjeção é uma técnica comum de laboratório usada para entregar uma pequena quantidade de uma substância como DNA, RNA, proteínas e outras macromoléculas em células ou de embriões através de um capilar de vidro1. Microinjeção é executada usando a instalação de equipamentos especiais, incluindo um microinjector e um microscópio2micromanipulador. A técnica tem sido usada por pesquisadores para modificar geneticamente muitos organismos através da geração de transgênicos, gene nocautes e terapia genética, com o objectivo de compreensão da dinâmica dos componentes intracelulares3,4 , 5.

O bagre do canal (Ictalurus punctatus) é as mais populares espécies de bagres na aquicultura e actividades de pesca recreativa nos Estados Unidos. Há uma crescente necessidade de estudar a genómica funcional em bagre do canal, e o sequenciamento do genoma completo de bagre do canal aumenta a utilidade dos avanços recentes em6,de ferramentas de edição do genoma7. Compreender a função do gene teria não só enriquecer a pesquisa que está sendo realizada no peixe-gato, mas também pode levar à programas de melhoramento genético mais eficazes para melhorar a indústria de peixe-gato. Uma vez identificados os genes críticos para uma determinada característica de interesse, eles podem ser usados para melhorar geneticamente produção de bagre através do genoma de edição para gerar alelos benéficos, seleção para estes alelos, suprimindo os alelos prejudiciais, transferência os alelos benéficos através de transgênese, ou uma combinação destas opções. Combinar os melhores genes para diferentes características comercialmente vantajoso de espécies diferentes em um peixe extremamente iria melhorar a produtividade e rentabilidade da produção de peixe operações8.

Nocaute do gene é um método direto para o estudo de funções do gene em vivo. Mutações no nível do DNA serão herdadas pelas gerações futuras, que facilitarão o estudo de seus efeitos em diferentes gerações. Ferramentas de edição de genoma diferentes foram desenvolvidos incluindo zinco dedo as nucleases (ZFNs), transcrição nucleases activator como efetoras (TALENs) e agrupado regularmente intercalada curta palíndromo repetições/CRISPR-proteína associada 9 (CRISPR/Cas9 ) sistema9,10,11,12.

O sistema CRISPR/Cas9 é uma ferramenta poderosa e eficiente que tem sido usada para editar sequências genomic DNA, incluindo o nocaute do gene em peixes através de RNA guiadas site-specific DNA clivagem5,13. O sistema consiste de um RNA guia (gRNA), que determina a sequência alvo do genoma e uma enzima endonuclease de DNA, Cas9. O sistema CRISPR/Cas9 pode ser projetado para qualquer sequência no genoma com várias vantagens sobre ZFNs e TALENs-alvo: (1) baixo custo de engenharia (2) mais fácil ligação (3) mais específica do guia do RNA para a sequência do alvo e reduzida mutações fora do alvo (4) várias sequências podem ser direcionadas com gRNA diferente com a mesma taxa de mutagénese alta de tempo (5) nos genes que poderia não ser mutado por TALENs e (6) taxa de transmissão do germline melhorada de mutações para cima para 6-fold quando comparado com ZFNs e TALENs14, 15,16,17,18.

O principal método alternativo para o microinjection é electroporation, no qual os impulsos elétricos são aplicados a embriões ou células para aumentar a permeabilidade da membrana e a absorção de moléculas biológicas19,20. Vários peixes transgênicos foram gerados usando electroporation como medaka (Oryzias latipes), peixe-zebra (Danio rerio), salmão chinook (Oncorhynchus tshawytscha), bagre de canal, goraz (amiláceos sarba), e comum carpa (Cyprinus carpio)21,22,23,24,25,26.

Electroporation serviu para fornecer proteína de DNA, RNA e Cas9 plasmídeo nocaute do gene. Em células de mamíferos, Cas9/gRNA plasmídeo, Cas9 mRNA/gRNA e complexos de proteína/gRNA Cas9 foram entregues usando electroporation e as taxas de mutagênese foram mais altos usando Cas9 proteína/gRNA complexos para a maioria de condições testadas electroporation27. Os Cordados urocordado (Ciona intestinalis), TALENs expressando construções foram electroporated em ovos fertilizados para induzir o nocaute de múltiplos genes28. ZFNs expressando de shRNA construções foram electroporated para nocautear o hormônio luteinizante em bagre do canal29. No entanto, uma vez introduzido na célula, construções de plasmídeo precisará ser transcrito para o RNA e traduzido para proteínas funcionais antes que eles podem direcionar a sequência de DNA desejada, que provavelmente iria atrasar a hora de mutagénese comparado a microinjeção de RNA / proteína. Como um embrião está se desenvolvendo, mutagênese retardada aumenta o mosaicismo dos fundadores injetados. Além disso, expressão transgênica é improvável alcançar o nível de expressão possível com microinjeção, reduzindo a eficiência de mutagénese.

Como um meio para a introdução de ferramentas de edição do genoma em células, microinjeção tem várias vantagens sobre eletroporação. Edição de moléculas de genoma pode ser confiantemente introduzida em células ou de embriões através de microinjeção de30. Menos material de injeção é necessária. É fácil determinar as quantidades de material injetado. Maior mutação taxas com mosaicismo baixa no peixe fundador podem ser alcançado que melhorariam germline transmissão de mutações de F-1. Menos peixes fundador precisam ser analisado para produzir a primeira geração, devido à maior taxa de mutação. Na eletroporação, mais peixes fundador precisam ser analisado que aumentará os custos. No entanto, a sobrevivência de embriões channel catfish injetadas é inferior a electroporated os, embora isto pode ser superado pela injeção de mais embriões31,32. Em bagre do canal, sobrevivência de embriões de gema-injetadas variou entre 16 e 55%, dependendo dos genes alvo e a dosagem de proteína gRNA/Cas932.

Microinjection regular de embriões de peixe-gato é tecnicamente exigente e demorado, no entanto, um protocolo de microinjeção rápido e eficiente CRISPR/Cas9 proteína é apresentado para embriões de bagre do canal. Este protocolo requer menos tempo e experiência desde a solução de proteína CRISPR/Cas9 é injectada a gema de um embriões de célula. Centenas de ovos fertilizados podem ser injetadas em 1h (aproximadamente o tempo necessário para a primeira divisão celular ocorra). Para validar o protocolo, dois genes de suscetibilidade-relacionados de doença foram eliminados em bagre do canal, o gene molécula (TICAM1) do adaptador de domínio-contendo do pedágio/interleucina 1 receptor e o gene de lectina (RBL) de vinculação de ramnose. TICAM 1 está envolvido na via de sinalização iniciada por receptores do tipo toll (TLR) 3. Em bagre do canal, 1 TICAM foi dramaticamente upregulated seguindo o desafio bacteriano com Edwardsiella ictaluri, enquanto era ativador em bagre azul, uma espécie resistente à ictaluri E.33. RBL desempenha um papel importante na infecção precoce com Flavobacterium columnare, o agente causador da doença de columnaris, onde aguda e upregulation robusto foi gravado em uma cepa de bagre de canal columnaris-sensíveis em comparação com um estirpe resistente columnaris34.

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Protocol

Este experimento foi conduzido na unidade de pesquisa genética de peixes, E. W. Shell Fisheries Research Center, Universidade de Auburn, AL. Todos os protocolos experimentais utilizados neste experimento foram aprovados pelo Comitê de uso (AU-IACUC) e Auburn University institucional Cuidado Animal antes que o experimento foi iniciado. Uma lista de equipamentos e suprimentos usados neste experimento pode ser encontrada na tabela de materiais. A seguir estão as etapas e procedimentos para a preparação e microinjeção de embriões de uma célula de bagre do canal conforme ilustrado na Figura 1.

1. ninhada de desova e seleção das ações

  1. Escolha saudável channel catfish estoque ninhada do estirpe ou linha genética de interesse. Fêmeas e machos de bagre do canal devem apresentar boas características de sexuais secundárias.
  2. Selecione os machos que têm uma ampla cabeça muscular que é maior do que o resto de seus corpos com papila genital bem desenvolvida. Cor escura, cicatrizes e feridas de combate territorial também são sinais de prontidão sexual. Selecionar as fêmeas que têm cabeças que são mais estreitas do que o resto de seus corpos e tem o abdômen macio, palpável, bem-arredondado. Para precisão e evitar salientando os peixes durante o tratamento inicial, pare de alimentar as fêmeas 2-3 dias antes de examinar a sua prontidão para a desova.
  3. Execute o peixe manipulação rapidamente, mas cuidadosamente. Para reduzir o estresse da manipulação, execute todos os procedimentos que exigem manipulação fêmeas enquanto segura o peixe desova sacos (malha de tamanho de 32 mm).
  4. Pouco antes da injeção de hormônio para induzir a ovulação, medir o peso do corpo das fêmeas.
  5. Pendure os desova sacos com fêmeas dentro de um fluxo através de tanque com fluxo contínuo de água e aeração adequada.
  6. Assepticamente, carrega a implantar que tem uma agulha de 14g com 85 µ g/kg de implante (LHRHa) analógico de hormônio de liberação de hormônio luteinizante. Lave o local da injeção (musculatura dorsal) com solução salina estéril 0,9%, antes da injeção. Inserir a implantar em um ângulo de 45° e liberar o implante. Retire a agulha e o local da injeção de furto com uma bola de algodão previamente embebida em etanol 70%.
  7. Lugar o saco de desova no tanque de exploração para que o peixe está completamente submersa em água 15-20 cm abaixo da superfície da água. Aeração adequada (acima de oxigênio dissolvido a 5 ppm) e a boa qualidade da água são importantes para a ovulação de ovos de alta qualidade.
  8. Prever o tempo de ovulação baseado na temperatura da água, usando a relação de graus-hora (h)35. Tempo de resposta de grau-h = tempo entre a injeção de hormônio e ovulação (h) * temperatura (° C) de água. Por exemplo, para um tempo de resposta de grau-h de 900-1000, uma fêmea é esperada para desovar em 36-40 h de tempo de injeção de hormônio a 25 ° C. Geralmente, o primeiro cheque para ovos é feito em cerca de 36 h após a injeção de hormônio e, depois, no intervalo de 4h.
  9. Para verificar se há ovulação, retire o saco de desova acima da superfície da água enquanto você está procurando os ovos que estão conectados dentro do saco de desova. Vendo pelo menos 10 ovos indica esta fêmea ovulating e pronto para descascar da mão.

2. preparação de esperma

Nota: Esperma pode ser preparada alguns h antes do tempo esperado da ovulação.

  1. Eutanásia em machos por uma percussão pancada na cabeça sem anestesia, desde que a anestesia pode ter um efeito negativo na mobilidade do esperma.
  2. Recolher os testículos em uma panela pequena de pesagem, remover todo o tecido e lave-os com 50 mL de solução salina 0,9% para remover o sangue, se necessário. Testículos bem desenvolvidos são brancos com muitas projeções villiform ( Figura 2).
  3. Determine o peso dos testículos.
  4. Para preparar a solução de esperma para fertilização do ovo, transferi os testículos para o centro de um 100 cm2 100 µm de malha usando fórceps. Dobre a malha com os testículos dentro, esmagar os testículos e o esperma do filtro em um tubo de coleta de 50 mL. Isso pode ser feito através da aplicação de pressão para testículos dentro da malha contra a borda do tubo da coleção através do polegar. Use solução salina 0,9% para lavar o esperma da malha no tubo de coleta. Solução salina pode ser adicionada até 10 mL/g de testículos.
  5. Determinar a concentração do esperma, verificar a motilidade e viabilidade.
    Nota: A concentração pode ser determinada através da contagem de espermatozoides num volume conhecido diluídos de milt usando um hemocytometer. Alternativamente, a densidade do esperma pode ser estimada através da avaliação da densidade óptica de milt usando um espectrofotômetro. Neste método, a absorção, o comprimento de onda 505 nm é comparada a um gráfico de controle que foi previamente preparado para a absorção de diferentes concentrações de esperma36. Mobilidade do esperma pode ser verificada sob o microscópio, como o tempo de ativação do esperma até cessação do esperma movimento (chamado a duração da motilidade)37. A viabilidade do esperma pode ser determinada pela coloração do esperma com corantes seletivos como trypan azul, que manchará espermatozoides só não viáveis, enquanto esperma viável permanecerá imaculada. No entanto, para esses procedimentos de microinjeção, isso não é necessário se os testículos são bem desenvolvidos.
  6. Armazenar esperma em soro fisiológico a 0,9% da etapa 2.5 a 4 ° C e usar dentro de 24 horas após o preparo.

3. recolha e fertilização do ovo

  1. Aplique uma camada muito fina de gordura para um diâmetro de 20 cm limpo e seco desova pan vegetal.
  2. Coloque a fêmea na solução anestésica contendo 100 ppm de sulfonato de metano tricaina tamponada com bicarbonato de sódio (pH da solução final deve ser 7.0) até que o peixe é completamente anestesiados38.
    Cuidado: Tricaina sulfonato de metano pode ser irritante se inalado, ingerido ou absorvido pela pele.
  3. Com cuidado, retire o peixe do saco desova e mergulhá-lo em soro fisiológico a 0,9% para lavar a solução anestésica. Seca o peixe completamente usando uma toalha limpa, evitando a remoção da camada de muco na superfície do corpo de peixe.
  4. Aplica gordura vegetal na área em torno do respiradouro, incluindo as nadadeiras pélvicas, para evitar a penhora dos ovos durante o descascamento de mão.
  5. Mão tira os ovos na panela untada desova, aplicando uma pressão suave para os ovários. Ovos bons devem fluir livremente, ser amarelo dourado na cor e têm mínimos ou sem grumos ou coágulos de sangue (Figura 2). Evite o contacto entre ovos e água antes de fertilização, como a água pode estimular fechamento micrópila.
  6. Para fertilizar os ovos para microinjeção, transferi 200 – 300 ovos para uma desova untada. Planta de plástico untado rótulos pode ser usadas como uma colher para transferir os ovos para a desova untada. Adicionar 1-2 mL da solução de esperma (da etapa 2.5) com os ovos e misture delicadamente. O rácio de esperma para ovo deve ser aproximadamente 11.000 esperma e do ovo.
  7. Adicione água doce para os ovos para ativar os espermatozoides e óvulos. Adicione água suficiente para cobrir um pouco os ovos. Agite suavemente os ovos por 30 s. fertilização deve ocorrer em 1 a 2 min. É importante fertilizar os ovos que estão dispostos em uma única camada. Ovos de peixe-gato aderirem ao outro dificultando a microinjeção de múltiplas camadas de embriões.
  8. Adicionar mais água doce para os ovos fertilizados e permitir que os ovos endurecer por 10 a 15 min.
  9. Tampe a panela desova contendo o restante dos ovos não fertilizados em uma toalha molhada para evitar a secagem e fertilizar durante algumas horas. Fertilização pode ser feita de forma escalonada, por exemplo,, um lote de 200 – 300 ovos podem ser fertilizado cada 30-60 min para garantir um fornecimento contínuo de embriões na fase de uma célula para microinjeção e controle não injectada embriões. Evite o contacto entre a toalha molhada e os ovos como os ovos podem aderir a toalha molhada, tornando difícil para removê-los. Neste protocolo, ovos fertilizados dentro de 2-3 h após o descascamento foram injetados com eficiência e teve sucesso similar como ovos fertilizados imediatamente após o descascamento.

4. agulha puxando e carregamento

  1. Colocar um vidro de borosilicato de OD 1,0 mm capilar 2 agulhas (Figura 3). Armazene as agulhas em uma caixa de papel com um pedaço de esponja em que foram feitas várias incisões. Para evitar quebrar a agulha, o diâmetro da esponja deve ser menor que o comprimento da haste da agulha.
  2. Abra a ponta da agulha, quebrando um pedaço pequeno de região mais fina da agulha, usando um objeto pontiagudo. Como alternativa, abra a agulha por beliscar fora da região mais fina da ponta com pinça sob o microscópio.
  3. Prepare a solução de injeção através da mistura de gRNA(s) com Cas9 proteína. Outros tipos de RNA ou proteína também podem ser injetados com o mesmo procedimento. Neste protocolo, gRNAs foram projetados para alvo dois dos bagres do canal imune relacionados genes, pedágio/interleucina 1 receptor domínio-contendo adaptador molécula (TICAM1) gene e gene de lectina (RBL) de vinculação de ramnose e preparados de acordo com Soares et al. com o uso de uma alta fidelidade Taq polimerase32,39. As metas de genômicas para gRNAs eram 5' GGA GGT GAA GCA CGT GGA de CGA 3' do gene TICAM 1 (Figura 4) e 5' GGA CTT TGA GTC GGA GAA GTG G 3' exon 1 do gene RBL com motivo de protospacer adjacentes (PAM) sequência sublinhada (Figura 6).
    1. Alvos de guia RNA explosão contra o genoma channel catfish sequenciar e selecionar aqueles com nenhum potenciais sites fora do alvo.
    2. Vermelho de fenol Adicione cor a proteína gRNA/Cas9 misturar-se a um terço do volume total.
    3. Ajustar a concentração final da mistura de proteína de gRNA/Cas9 com água livre de nuclease, para que cada embrião é injetado com 50 nL contendo aproximadamente 2,5 ng gRNA e 7,5 ng Cas9 de proteína. Incube a mistura durante 10 minutos no gelo antes de usar.
  4. Com um microloader, carrega 5 – 10 µ l da mistura de gRNA/Cas9 para a agulha de injeção introduzindo o microloader na haste da agulha e expulsando a mistura lentamente enquanto retrai a ponta de microloader (Figura 3). Evite aprisionando bolhas de ar dentro.
  5. Anexar a agulha para o titular micropipeta e garantir uma conexão apertada e em seguida, anexar o titular para o micromanipulador. Garantir a livre circulação estável. Aplique pressão para microinjection abrindo o cilindro de nitrogênio e ajustar o regulador de pressão.
    Nota: O volume de injeção pode ser afetado pela pressão, diâmetro da abertura da agulha e a duração da injeção. Para determinar o volume a injectar, injete uma gota de óleo mineral, colocado em um hemocytometer. Se necessário, a pressão, a duração da injeção e o diâmetro da agulha pode ser ajustada para aumentar ou diminuir o volume da injeção. Injecte várias vezes o óleo mineral para garantir volume consistente.

5. microinjeção de embriões de peixe-gato

  1. Aplica uma camada muito fina de gordura para um prato de Petri limpo 100mm vegetal.
  2. Usando um rótulo de planta de plástico untado, transferir 50 – 100 ovos da fertilização panela para o prato de Petri e cubra-os com solução de Holtfreter (tabela de materiais). Alinhe os ovos uns contra os outros em uma única camada. Este alinhamento deve manter os ovos no lugar durante o processo de microinjeção.
  3. Coloque a placa de Petri com os ovos no palco do microscópio e segure-o com uma mão. Abaixe a agulha com a outra mão (Figura 3) até que perfure o córion e a gema em um único movimento suave. A ponta da agulha deve ser tão próxima quanto possível para o discoidal antes de entregar o material de injeção.
    1. Pressione o pedal para entregar o material de injeção para a gema. Se o discoidal não é claramente visível, o material de injeção pode ser espalhado em diferentes locais a gema. Para isso, a agulha é inserida até o final da gema e, em seguida, pressionando o pedal e retirar a agulha são feitas simultaneamente para espalhar o material de injeção através de diferentes áreas da gema. Até 50 nanoliters pode ser injetado a gema do bagre do canal embriões, no entanto, a quantidade de proteína de gRNA/Cas9 precisa ser otimizado para cada gene alcançar os melhores resultados para a mutação taxa e embrião sobrevivência32.
  4. Retire a agulha suavemente para não danificar o ovo. Mova a placa de Petri para injetar outro ovo com o mesmo procedimento. Evite movimento da caixa de Petri durante o processo de injeção, pois isso pode danificar o ovo ou quebrar a agulha. Remova os ovos que se rompeu ou danificados devido a microinjeção. A injeção pode ser iniciado em 15 – 20 min após a fertilização e continuar enquanto os embriões estão ainda em fase de uma célula (até cerca de 60-90 min após a fertilização).
  5. Coloque embriões injetados em solução do Holtfreter com 10 ppm de doxiciclina e aeração suave contínua por 6-7 dias até40de incubação. Alterar a solução diariamente e remover os embriões mortos.

6. mutação deteção

  1. Aleatoriamente, coletar vários embriões injetados na fertilização post de 72 h, retire a gema e extrair DNA genômico. Incluem os embriões não injectada de 3 – 5 como um controle.
    Nota: DNA genômico pode ser extraído de embriões após a remoção das cascas de ovos e material de gema usando digestão proteinase K e precipitação de etanol32.
  2. Amplifica um segmento de ADN flanqueando os alvos genômicos para gRNA de cada gene, onde as mutações são esperadas para ocorrer, usando uma alta fidelidade Taq polimerase32. Para TICAM 1, as primeiras demão 5' GCTGCTGAATGTCTGATTATG 3' (em frente) e 5' GTCCTCCACACTCCTGAAG 3' (reverso) foram utilizados para amplificar um 750 bp enquanto para RBL, as primeiras demão 5' TCATTATTTCCTGGTACTCAGTA 3' (em frente) e 5' AGAGATTAGTCACACATCATTATT 3' (reverso) foram usados para amplifica um segmento bp 375 do gene de RBL.
    1. Use a seguinte reação de PCR: até 20 água de µ l do PCR da classe; 1 x alta fidelidade amortecedor da reação da enzima Taq com MgCl2, 0,2 mM dNTP mix, 0,4 µM para cada um da cartilha frente e verso do mesmo conjunto, 100-300 ng DNA genômico e 1,25 unidades de mistura de enzima Taq alta fidelidade. Executar o ciclismo condições do PCR: desnaturação inicial a 94 ° C por 3 min; 35 ciclos de desnaturação a 94 ° C por 30 s, recozendo a 60 ° C para 55 s para TICAM e 40 s para RBL, extensão a 72 ° C, durante 1 min/kb; e uma extensão final a 72 ° C por 10 min.
  3. Detectar os embriões mutantes usando um método de deteção de mutação como sequenciamento de purificado produtos PCR, ensaios de deteção de mutação de agrimensor, ensaio de mobilidade doheteroduplex, perda do sítio de reconhecimento de enzima de restrição, ou qualquer outro método de deteção mutação que é apropriado para o alvo. Neste protocolo, detecta embriões mutantes usando o ensaio de deteção de mutação surveyor para TICAM 1 e perda da enzima de restrição que SAPI corte local, bem como a sequenciação de purificado produtos PCR para o gene RBL.
  4. Para identificar os alelos mutantes, clone produtos do PCR e vetores da sequência das colônias individuais. Os alelos mutantes, apresentados na Figura 4 e Figura 6 veio de embriões injetados. Produtos PCR de seis injetadas e embriões de controle 3 para cada gene foram agrupados em dois tubos separados, um para embriões microinjected e o outro para embriões de controle, rapidamente clonados e 86 vetores para TICAM 1 e 48 vetores para gene RBL sequenciado, incluindo 8 reações de 3 embriões não injectada de controle para cada gene de sequenciamento.
  5. Para identificar diferentes alelos mutantes, compare as sequências de embriões mutantes para a sequência de tipo selvagem usando qualquer ferramenta de alinhamento de sequência de DNA como explosão ou T-café.

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Representative Results

Para demonstrar a eficiência do protocolo microinjeção, foram injetadas gRNAs projetados para atingir o channel catfish pedágio/interleucina 1 gene do receptor domínio-contendo adaptador molécula (TICAM1) e ramnose gene de lectina (RBL) de vinculação.

TICAM 1
Sequenciamento de DNA de vetores de colónias individuais de produtos PCR em pool, clonados revelou as mutações indel induzidas em TICAM 1 gene. A taxa de mutação foi de 79% em 24 indivíduos analisados. Exemplos de mutações são ilustrados na Figura 4 e Figura 5. Efeitos da indel mutações no gene TICAM1 sequência de bagre do canal de código na proteína predita comprimento e sequência em comparação com a sequência de tipo selvagem são ilustrados na tabela 1. Mutações de exclusão resultaram na remoção de alguns a vários aminoácidos da proteína predita, levando a alterar o quadro de leitura a jusante e encerrando prematuramente tradução (tabela 1).

Na maioria dos casos, mais de 80% da sequência da proteína predita foi truncado devido a um códon de parada prematuro. Nesses casos, a duração prevista do polypeptide variou de 91 a 106 resíduos de aminoácidos (tipo selvagem TICAM 1 tem 520 resíduos de aminoácidos). Mutações com proteína extremamente truncada são esperadas para produzir uma proteína não-funcional. No caso da 87 bp exclusão mutação (tabela 2, Figura 4), 29 aminoácidos foram removidos da proteína, sem alterar o quadro de leitura. As consequências funcionais de tais mutações precisam ser avaliadas experimentalmente.

RBL
Sequenciamento de DNA de vetores de colónias individuais de produtos PCR em pool, clonados confirmou a presença de mutações indel (Figura 6). A taxa de mutação foi de 88% em 40 indivíduos analisados. As exclusões variaram de 5 bp 183 bp, enquanto até 20 bp foram inseridos. Curiosamente, as exclusões de bp 183 completamente removeram intron 1, bp exon 2 e 19 do intron 2. Teoricamente, isso deve influenciar a emenda do gene RBL, desde que os sites da tala tem sido uma mutação.

Mutações indel tinham efeitos variáveis na sequência da proteína predita quando comparado com a sequência de proteínas do tipo selvagem (308 resíduos de aminoácidos) (tabela 2). Mais de 70% de puntuais resultou em uma proteína truncada prevista é de 10% ou menor que o comprimento da proteína do tipo selvagem. Em alguns puntuais (número de mutação 4, 5 e 6), o polipeptídeo previsto era inferior a 10 aminoácidos. Apenas 2 casos (número 2 e 3) resultaram na exclusão de 2 e 4 de aminoácidos na proteína predita sem alterar o quadro de leitura que podem ou não pode afetar a função da proteína.

Bi-alélico mutações foram induzidas com dois outros gRNAs (Elaswad et al., inédito) onde ambos os cromossomos foram uma mutação em alguns embriões e não alelos selvagem tipo foram detectados. Com eletroforese em gel de produtos do PCR, estes embriões tinham apenas uma banda que foi menor do que a banda de tipo selvagem (exclusão de mais de 200 bp). Sequenciamento de DNA clonado produtos de PCR confirmou a presença de apenas um alelo mutante em todos os vetores sequenciado de um embrião (mutação homozigótica biallelic) enquanto dois alelos mutantes ocorreu em outros embriões (mutação heterozigoto biallelic). Em alguns outros embriões que foram mosaico para a mutação, ambos mutante (até 4 alelos) e tipo selvagem alelos foram detectados por sequenciamento de DNA clonado produtos de PCR.

Figure 1
Figura 1 : Um resumo dos procedimentos de microinjeção de bagre do canal de uma célula (Ictalurus punctatus) embriões com gRNA/Cas9 proteína para nocautear o pedágio/interleucina 1 receptor domínio-contendo adaptador molécula (TICAM1) gene e ramnose gene de vinculação lectina (RBL). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2 : Testículos e ovos de peixe gato canal, Ictalurus punctatus . (A) testículos bem desenvolvidos de bagre do canal machos são brancos com muitas projeções villiform. (B) bons ovos das fêmeas de bagre do canal são amarelo-ouro na cor com pouca ou sem coágulos de sangue. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3 : Microneedle puxando, carregamento e microinjeção de bagre do canal de uma célula, Ictalurus punctatus , embriões. (A) agulha puxando com um puxador de agulha vertical. Estrutura de agulha e diâmetro são afetados pelo calor do filamento aquecedor e a força do solenoide. (B) Microneedle a carregar com a mistura CRISPR/Cas9 usando uma ponta de microloader. (C) arranjo de embriões de bagre do canal em um prato de Petri-100mm contendo solução do Holtfreter. Microneedle é abaixada até que toca e atravessa o ovo. (D) ampliada a seção do painel C mostrando o processo de perfuração o ovo. Observe a ponta da agulha está empurrando a membrana coriônica para dentro, mas não penetrou nela ainda. Injetado embriões têm o material vermelho injeção dentro. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4 : CRISPR/Cas9 induzidas mutações no pedágio/interleucina 1 gene do receptor domínio-contendo adaptador molécula (TICAM1) sequência de bagre do canal, de código Ictalurus punctatus . Sequência azul representa o motivo de protospacer adjacentes (PAM) enquanto a sequência verde representa o alvo para gRNA. Dupla quebra de vertente induzida pela proteína Cas9 era esperada para ocorrer no local dos 2 triângulos vermelhos. Mutações são atribuídas números de 1 a 8. Mutações de exclusão são representadas por uma linha tracejada na qual cada traço corresponde a um nucleotídeo que foi excluído. Sequências de vermelho são inserções enquanto o roxo representa a mutação de substituição. Frações de 78 representam o número de alelos mutantes em 78 sequenciamento reações (por exemplo, 3/78, significa que um alelo foi detectado em 3 reações de sequenciamento de um total de 78 reações). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 5
Figura 5 : Mutações Indel em bagre do canal, Ictalurus punctatus , pedágio/interleucina 1 gene do receptor domínio-contendo adaptador molécula (TICAM1) sequência de código induzida pela microinjeção de gRNA/Cas9 proteína em embriões de uma célula de bagre do canal como revelado pelo cromatograma de sequenciamento de DNA. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 6
Figura 6 : CRISPR/Cas9 induzidas mutações no gene de lectina (RBL) de vinculação de ramnose de bagre do canal, Ictalurus punctatus . Exônicos sequências são maiusculas enquanto intrônicas sequências são letras minúsculas. Sequência azul representa o motivo de protospacer adjacentes (PAM) enquanto a sequência verde representa o alvo para gRNA. Uma pausa de fita dupla induzida por Cas9 proteína era esperada para ocorrer no local dos 2 triângulos vermelhos. Mutações são atribuídas números de 1 a 9. Mutações de exclusão são representadas por uma linha tracejada na qual cada traço corresponde a um nucleotídeo que foi excluído. Sequências de vermelho são inserções. Frações de 40 representam o número de alelos mutantes em 40 sequenciamento reações , por exemplo, 2/40 significa que foi detectado um alelo 2 reações de sequenciamento de um total de 40 reações. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Mutação Inserção Exclusão Variação líquida (Δ) Comprimento de proteínas (aminoácido) Frameshift mudou Códon de parada prematuro Sequência da proteína predita
WT 0 0 0 520 Não Não MAEETELVDEKKPTELCVNRNTVVNSPLERSISG
SRSTENISGEHTAAECLIMGASLQPRRESTEAFK
VQKEPPKRDDSYPSSLRSTSTSCSSYSLEISVST
ATTNNSNKESRPLPLKTPPESRDGQNHEAKPSS
PLVDHKPFYSVTKSYKSSDPTPLQERAQLEKFKF
RQYPDKHDTSEIVTPKSPNIESGLEKTFLSIPSGG
GKVGAQPVSTSKPPEASSTQEVGKHDSFSTEKQ
ASQEEEDMFYAFVILHAEEDSEEAVRLKSRLESIS
STIGATFSEDFAVPGQSTFRSVEDAIENSAYVMLL
LTPNFNTHLNETNADSALMNSIEKPHKHNTVIPL
LPRANGLTRNQMPFILRTKNPLVETRDRDTFEKM
AKKVLDLRNIQRQKSMWTEAQLVKKQREKQQW
LQEKKRYCKDFIQESPRVRELEEQIQQLKMQQQ
HLQPPYAQQTNSHQGFPGRPQSSGPMPFRSPS
PMPSYYSGNMWPQLPSNIHIQNAKCIMIGNNSTM
TVGGGVDSGDEDNF
(GenBank: NP_001187154.1
1 0 5 -5 104 Sim Sim MAEETELVDEKKPTELCVNRNTVVNSPLERSISG
SRSTENISGEHTAAECLIMGASLQPRRESTEAFK
VQKEPPKRDDSYPSSLRSTFVQLLQPRNQRIHS
HNQ
2 5 40 -35 94 Sim Sim MAEETELVDEKKPTELCVNRNTVVNSPLERSIS
GSRSTENISGEHTAAECLIMGASLQPRRESTEAF
KVQKEPPKRDDSYPSSLRSTSNKSHNQ
3 0 87 -87 491 Não Sim MAEETELVDEKKPTELCVNRNTVVNSPLERSISG
SRSTENISGEHTAAECLIMGASLQPRRESTEAFK
VQKEPPKRDDSYPSSLRSTSKTPPESRDGQNHE
AKPSSPLVDHKPFYSVTKSYKSSDPTPLQERAQ
LEKFKFRQYPDKHDTSEIVTPKSPNIESGLEKTFL
SIPSGGGKVGAQPVSTSKPPEASSTQEVGKHDSF
STEKQASQEEEDMFYAFVILHAEEDSEEAVRLKS
RLESISSTIGATFSEDFAVPGQSTFRSVEDAIENSA
YVMLLLTPNFNTHLNETNADSALMNSIEKPHKHN
TVIPLLPRANGLTRNQMPFILRTKNPLVETRDRDT
FEKMAKKVLDLRNIQRQKSMWTEAQLVKKQREK
QQWLQEKKRYCKDFIQESPRVRELEEQIQQLKMQ
QQHLQPPYAQQTNSHQGFPGRPQSSGPMPFRSP
SPMPSYYSGNMWPQLPSNIHIQNAKCIMIGNNST
MTVGGGVDSGDEDNF
4 3 131 -128 95 Sim Sim MAEETELVDEKKPTELCVNRNTVVNSPLERSISG
SRSTENISGEHTAAECLIMGASLQPRRESTEAFK
VQKEPPKRDDSYPSSLRSTSRAFKSPG
5 1 0 1 106 Sim Sim MAEETELVDEKKPTELCVNRNTVVNSPLERSISG
SRSTENISGEHTAAECLIMGASLQPRRESTEAFK
VQKEPPKRDDSYPSSLRSTSIFVQLLQPRNQRIH
SHNQ
6 1 0 1 106 Sim Sim MAEETELVDEKKPTELCVNRNTVVNSPLERSISG
SRSTENISGEHTAAECLIMGASLQPRRESTEAFK
VQKEPPKRDDSYPSSLRSTSTFVQLLQPRNQRIH
SHNQ
7 14 0 14 100 Sim Sim MAEETELVDEKKPTELCVNRNTVVNSPLERSISG
SRSTENISGEHTAAECLIMGASLQPRRESTEAFK
VQKEPPKRDDSYPSSLRSTSRSTPPPRAAPTA
8 35 9 26 91 Sim Sim MAEETELVDEKKPTELCVNRNTVVNSPLERSISG
SRSTENISGEHTAAECLIMGASLQPRRESTEAFK
VQKEPPKRDDSYPSSLRSTSTQV

Tabela 1: Efeitos das mutações indel no pedágio/interleucina 1 receptor domínio-contendo adaptador molécula (TICAM1) gene sequência de bagre do canal, Ictalurus punctatus, de codificação em previram comprimento de proteína (aminoácidos) e sequência em comparação à vida selvagem Digite a sequência (WT).

Mutação Inserção Exclusão Variação líquida (Δ) Comprimento de proteínas (aminoácido) Frameshift mudou Códon de parada prematuro Sequência da proteína predita
WT 0 0 0 308 Não Não MMLFLKLSLFTLIISAPGLMVSGENMITCYSDVQR
LTCETGLIKVKSTVYGRTNSITCNTNRPFSEVTFT
NCALRITTIADRCNGLKECELKTDLLGNPDPCFG
TYKYYNTTYDCINGHRVVICEQGYSTLDCGSDSIE
IINANYGRGNSRTCSNGILSSQTQNTNCYAPNTL
SIVAAMCKGKKTCTVEASNTIFNDPCVGTVKYLT
VSYICTREIVTCESSTATLNCGAHRIKIISANYGRT
DSTTCSSGRPASQTSNKNCYTPDALNKIAARCE
EQSSCEVPATNVVFSDPCFGTYKYLTIVYSCV
(GenBank: AHJ14694.1) 53
1 0 5 -5 29 Sim Sim MMLFLKPLHLNYFSSWLNGFWREYDYLLQ
2 0 6 -6 306 Não Não MMLFLSLFTLIISAPGLMVSGENMITCYSDVQRLT
CETGLIKVKSTVYGRTNSITCNTNRPFSEVTFTN
CALRITTIADRCNGLKECELKTDLLGNPDPCFG
TYKYYNTTYDCINGHRVVICEQGYSTLDCGSDSI
EIINANYGRGNSRTCSNGILSSQTQNTNCYAPNT
LSIVAAMCKGKKTCTVEASNTIFNDPCVGTVKYL
TVSYICTREIVTCESSTATLNCGAHRIKIISANYGR
TDSTTCSSGRPASQTSNKNCYTPDALNKIAARC
EEQSSCEVPATNVVFSDPCFGTYKYLTIVYSCV
3 0 12 -12 304 Não Não MILSLFTLIISAPGLMVSGENMITCYSDVQRLTCE
TGLIKVKSTVYGRTNSITCNTNRPFSEVTFTNCA
LRITTIADRCNGLKECELKTDLLGNPDPCFGTYK
YYNTTYDCINGHRVVICEQGYSTLDCGSDSIEIINA
NYGRGNSRTCSNGILSSQTQNTNCYAPNTLSIVA
AMCKGKKTCTVEASNTIFNDPCVGTVKYLTVSYI
CTREIVTCESSTATLNCGAHRIKIISANYGRTDST
TCSSGRPASQTSNKNCYTPDALNKIAARCEEQS
SCEVPATNVVFSDPCFGTYKYLTIVYSCV
4 0 16 -16 6 Sim Sim MMLFLN
5 0 183 -183 8 Não Sim MMLFLKRI (supondo que a emenda não é alterada)
6 1 183 -182 5 Sim Sim MMLFL (supondo que a emenda não é alterada)
7 1 0 1 31 Sim Sim MMLFLKTQPLHLNYFSSWLNGFWREYDYLLQ
8 1 0 1 31 Sim Sim MMLFLKSQPLHLNYFSSWLNGFWREYDYLLQ
9 20 0 20 18 Sim Sim MMLFLKASSHISSSASSP

Tabela 2: Antecipam efeitos das mutações indel na ramnose binding gene lectina (RBL) de bagre do canal, Ictalurus punctatus, em comprimento de proteína (aminoácidos) e sequência em comparação com a sequência de tipo selvagem (WT).

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Discussion

Foi apresentado um protocolo detalhado para microinjeção de embriões de bagre do canal para conseguir o nocaute do gene. Injeção de proteína CRISPR/Cas9 a gema é muito mais simples, economiza tempo e não requer treinamento extensivo em relação ao microinjecting o discoidal do embrião de uma célula, que é a técnica comum para a maioria das transferência do gene e gene edição com peixe 30 , 42. o protocolo atual provou para ser bem sucedido na indução puntuais em channel catfish genes TICAM 1 e RBL. Estes procedimentos fiáveis e eficazes estabelecer a base para gerar nocautes gene futuras em bagre do canal. O protocolo pode ser modificado para atingir outros genes no genoma de bagre de canal usando o sistema CRISPR/Cas9, ou para adaptar a outras tecnologias de gene para bagre, como transgênese tol2 mediada. Também vale a avaliação em outras espécies de peixe-gato como o peixe-gato azul (I. furcatus), que são comercialmente importantes e seus ovos parecem ser mais sensíveis ao tratamento que ovos de bagre do canal. No entanto, se outros gRNAs ou substâncias biologicamente ativas como DNA ou mRNA são para ser injetado, o protocolo pode precisar ser otimizado para determinar as melhores condições.

Protocolos para microinjeção de embriões de peixes, procedimentos de microinjeção poderiam ser divididos em duas categorias principais: injeção em células embrionárias e injeção para a gema. No medaka, morpholinos foram injetadas no citoplasma de uma célula de embriões para estudar vários processos de desenvolvimento na vivo41. Em bagre do canal, CRISPR/Cas9 mRNA como alvo o gene de GnRH foram injetadas na discoidal de embriões de uma célula30. Em – esgana (Gasterosteus aculeatus), blastómeros foram injetados para gerar transgênicos e gene nocautes42. Por outro lado, uma célula zebrafish embriões foram gema-injetado com morpholinos para manipular a proteína coração de vidro (Heg), o que provou para ser eficaz43. Estes 2 tipos de abordagem têm suas vantagens e desvantagens, mas se provar ambos têm a mesma eficácia para a mesma espécie, microinjeção de gema de uma célula de embriões seria preferida por várias razões.

Microinjeção de gema é menos invasiva para os embriões, uma vez que as agulhas de microinjeção não perfurar as células embrionárias. Além disso, muitos embriões podem ser injetados em um curto período, enquanto os embriões estão ainda na fase de célula primeira. Não há nenhuma necessidade de alinhar os embriões em uma determinada posição. Isto também iria poupar tempo e reduzir o estresse da manipulação de embriões. Em sazonalmente desova de peixes, há um tempo limitado de desova em que todos os procedimentos precisam ser feitas para alcançar sucesso nocaute. Em bagre do canal, a época de desova dura cerca de 2 meses,44. Portanto, desenvolver um protocolo de microinjeção rápida e eficaz permitirá microinjeção de muitos embriões de muitos genes-alvo neste período de tempo curto. Felizmente, bagre de canal pode ser gerado artificialmente para fornecer um número bastante grande de embriões para microinjeção superar a alta mortalidade devido a microinjeção procedimentos45. Além disso, o tempo de fertilização pode ser controlado para garantir que os embriões estão no estágio de uma célula quando necessário.

Microinjeção de CRISPR/Cas9 induzido puntuais em espécies de peixes diferentes, incluindo o zebrafish, salmão do Atlântico (Salmo salar L.), tilápia do Nilo (Oreochromis niloticus), bagre de canal, killies Atlântico (Fundulus heteroclitus) 46e comum carpa5,30,46,47,,48,,49,50. Além disso, o sistema CRISPR/Cas9 foi usado para interromper os genes em Labeo Leonardo carpa através da inserção mediada por recombinação homóloga de DNA estranho em genes alvo51. Neste protocolo, puntuais sucesso foram induzidas nas sequências de codificação com efeitos dramáticos sobre a sequência da proteína predita, incluindo mutações frameshift, resultando no códon de parada prematuro. Os efeitos fenotípicos destas mutações ainda precisam ser investigadas. Truncado mRNAs são provavelmente degradados através da mediada por absurdo mRNA decay (NMD) via, resultando na redução ou inibição da expressão, e se expressa, proteínas truncadas provavelmente será não-funcionais52,53 .

Na nossa experiência com o gene RBL, dois tipos de mutações (número 5 e 6) resultaram na exclusão de 183 bp completamente remover metade do exon 1, intron 1, exon 2 e parte do intron 2. Teoricamente, este tipo de mutação pode alterar a emenda de RBL pre-mRNA. Mutações no sites da tala inibem a capacidade do spliceossoma reconhecer o exon54.

Em conclusão, o desenvolvimento de um protocolo confiável e eficiente para edição no channel catfish alvejado do gene é crucial para o estudo de genómica funcional, especialmente depois que a genômicos recursos tem sido enriquecidos com o recente sequenciamento do bagre do canal genoma. Os procedimentos descritos aqui são simples, rápida, mas eficiente e são comprovados para conseguir com sucesso o nocaute do gene. Dois genes, 1 TICAM e RBL, foram direcionados para demonstrar a eficiência do nocaute CRISPR/Cas9 utilizando microinjeção. Dependendo do que está sendo injetado, o protocolo pode ser modificado para incluir outras substâncias biologicamente ativas. Ele também pode ser modificado para microinjeção de outras espécies de peixe-gato ou outras espécies de peixes que têm composição e estrutura similar do ovo. Este protocolo lançar as bases para o nocaute do gene em bagre do canal.

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Disclosures

Os autores declaram que não têm nenhum conflito de interesses.

Acknowledgments

Esta pesquisa foi financiada pelo prêmio do USDA-NIFA 2015-67015-23488 para Roger Cone. Os autores agradecer Dr. Ronald Phelps para a descrição dos critérios de seleção de ações ninhada no vídeo. Ahmed Elaswad e Karim Khalil gostaria de agradecer para os egípcios Cultural e educacional em Washington DC para financiar a sua investigação de doutoramento.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Reproboost implant Center of Marine Biotechnology Luteinizing hormone releasing hormone analog (LHRHa) for induction of ovulation in channel catfish females
TRICAINE-S Western Chemical. Inc. For sedation of brood stock fish during hormone injection and egg stripping. 
Phenol red Sigma-Aldrich P0290 0.5%, sterile filtered
Stereo microscope Olympus 213709 For visualizing the eggs during microinjection
Microinjector ASI-Applied Scientific Instrumentation  Model MPPI-3 For the delivery of the injection material into the embryos
Micromanipulator ASI-Applied Scientific Instrumentation  Model MM33  For holding and controlling the movement of the injection needle. 
Eppendorf Microloader Eppendorf 5242956.003 For loading injection solution into microinjection needles.
Vertical needle puller David Kopf Instruments Model 720 For pulling microinjection needles
Cas9 protein PNA Bio Inc.  CP01 Recombinant Cas9 protein from Streptococcus pyrogenes.
Expand High FidelityPLUS PCR System  Roche Diagnostics, USA For PCR and amplification of DNA templates to be used in gRNA preparation
Borosilicate glass capillaries Fisher Scientific 1 mm outer diameter (OD), for making microinjection needles.
Petri dish VWR 25384-302 For holding the embryos during the microinjection.
Crisco The J.M. Smucker Company Vegetable shortening for coating spawning pans and petri dishes. 
Holtfreter`s solution Home Made 59 mM NaCl, 0.67 mM KCl, 2.4 mM NaHCO3, 0.76 mM CaCl2, 1.67 mM MgSO4 to incubate the microinjected embryos till hatch. 
Doxycycline hyclate USP (monohydrate) Letco Medical 690904 Antibiotic added to Holtfreter's solution to 10 ppm to prevent bacterial infections.

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References

  1. Hammer, R. E., et al. Production of transgenic rabbits, sheep and pigs by microinjection. Nature. 315, 680-683 (1985).
  2. Komarova, Y., Peloquin, J., Borisy, G. Components of a microinjection system. , Cold Spring Harb. Protoc. 935-939 (2011).
  3. Du, S. J., et al. Growth enhancement in transgenic Atlantic salmon by the use of an "all fish" chimeric growth hormone gene construct. Nat. Biotechnol. 10 (2), 176-181 (1992).
  4. Davis, B., Brown, D., Prokopishyn, N., Yannariello-Brown, J. Micro-injection-mediated hematopoietic stem cell gene therapy. Curr. Opin. Mol. Ther. 2 (4), 412-419 (2000).
  5. Jao, L. E., Wente, S. R., Chen, W. Efficient multiplex biallelic zebrafish genome editing using a CRISPR nuclease system. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 110 (34), 13904-13909 (2013).
  6. Liu, Z., et al. The channel catfish genome sequence provides insights into the evolution of scale formation in teleosts. Nat. Commun. 7, (2016).
  7. Abdelrahman, H., et al. Aquaculture genomics, genetics and breeding in the United States: current status, challenges, and priorities for future research. BMC Genomics. 18 (1), 191 (2017).
  8. Dunham, R. A. Aquaculture and Fisheries Biotechnology : Genetic Approaches. , 2nd, CABI. (2011).
  9. Miller, J. C., et al. An improved zinc-finger nuclease architecture for highly specific genome editing. Nat. Biotechnol. 25 (7), 778-785 (2007).
  10. Doyon, Y., et al. Heritable targeted gene disruption in zebrafish using designed zinc-finger nucleases. Nat. Biotechnol. 26 (6), 702-708 (2008).
  11. Miller, J. C., et al. A TALE nuclease architecture for efficient genome editing. Nat. Biotechnol. 29 (2), 143-148 (2011).
  12. Ran, F. A., et al. Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system. Nat. Protoc. 8 (11), 2281-2308 (2013).
  13. Hwang, W. Y., et al. Efficient genome editing in zebrafish using a CRISPR-Cas system. Nat. Biotechnol. 31 (3), 227-229 (2013).
  14. Cong, L., et al. Multiplex genome engineering using CRISPR/Cas systems. Science. 339 (6121), 819-823 (2013).
  15. Cradick, T. J., Fine, E. J., Antico, C. J., Bao, G. CRISPR/Cas9 systems targeting β-globin and CCR5 genes have substantial off-target activity. Nucleic Acids Res. 41 (20), 9584-9592 (2013).
  16. Hruscha, A., et al. Efficient CRISPR/Cas9 genome editing with low off-target effects in zebrafish. Development. 140 (24), 4982-4987 (2013).
  17. Varshney, G. K., et al. High-throughput gene targeting and phenotyping in zebrafish using CRISPR/Cas9. Genome Res. 25 (7), 1030-1042 (2015).
  18. Li, M., Zhao, L., Page-McCaw, P. S., Chen, W. Zebrafish genome engineering using the CRISPR-Cas9 system. Trends Genet. 32 (12), 815-827 (2016).
  19. Neumann, E., Schaefer-Ridder, M., Wang, Y., Hofschneider, P. Gene transfer into mouse lyoma cells by electroporation in high electric fields. The EMBO Journal. 1 (7), 841 (1982).
  20. Powers, D. A., et al. Electroporation: a method for transferring genes into the gametes of zebrafish (Brachydanio rerio), channel catfish (Ictalurus punctatus), and common carp (Cyprinus carpio). Mol. Mar. Biol. Biotechnol. 1 (4-5), 301-308 (1991).
  21. Inoue, K., et al. Electroporation as a new technique for producing transgenic fish. Cell Differ. Dev. 29 (2), 123-128 (1990).
  22. Buono, R., Linser, P. Transient expression of RSVCAT in transgenic zebrafish made by electroporation. Mol. Mar. Biol. Biotechnol. 1 (4-5), 271-275 (1991).
  23. Sin, F., et al. Gene transfer in chinook salmon (Oncorhynchus tshawytscha) by electroporating sperm in the presence of pRSV-lacZ DNA. Aquaculture. 117 (1-2), 57-69 (1993).
  24. Dunham, R. A., et al. Enhanced bacterial disease resistance of transgenic channel catfish Ictalurus punctatus possessing cecropin genes. Mar. Biotechnol. 4 (3), 338-344 (2002).
  25. Lu, J. K., Fu, B. H., Wu, J. L., Chen, T. T. Production of transgenic silver sea bream (Sparus sarba) by different gene transfer methods. Mar. Biotechnol. 4 (3), 328-337 (2002).
  26. Cheng, Q., et al. Interaction of diet and the masou salmon Δ5-desaturase transgene on Δ6-desaturase and stearoyl-CoA desaturase gene expression and N-3 fatty acid level in common carp (Cyprinus carpio). Transgenic Res. 23 (5), 729-742 (2014).
  27. Liang, X., et al. Rapid and highly efficient mammalian cell engineering via Cas9 protein transfection. J. Biotechnol. 208, 44-53 (2015).
  28. Treen, N., et al. Tissue-specific and ubiquitous gene knockouts by TALEN electroporation provide new approaches to investigating gene function in Ciona. Development. 141 (2), 481-487 (2014).
  29. Qin, Z., et al. Editing of the luteinizing hormone gene to sterilize channel catfish, Ictalurus punctatus, using a modified zinc finger nuclease technology with electroporation. Mar. Biotechnol. 18 (2), 255-263 (2016).
  30. Qin, Z. Gene editing of luteinizing hormone, follicle-stimulating hormone and gonadotropin-releasing hormone genes to sterilize channel catfish, Ictalurus punctatus, using zinc finger nuclease, transcription activator-like effector nuclease and clustered regularly interspaced short palindromic repeats/Cas9 technologies. , Auburn University. AL. Ph.D. thesis (2015).
  31. Dunham, R. A., Winn, R. N. Transgenic Animal Technology: A Laboratory Handbook. Pinkert, C. A. , Elsevier BV. Amsterdam. 308-336 (2014).
  32. Elaswad, A. Genetic technologies for disease resistance research and enhancement in catfish. , Auburn University. AL. Ph.D. thesis (2016).
  33. Baoprasertkul, P., Peatman, E., Somridhivej, B., Liu, Z. Toll-like receptor 3 and TICAM genes in catfish: species-specific expression profiles following infection with Edwardsiella ictaluri. Immunogenetics. 58 (10), 817-830 (2006).
  34. Thongda, W., Li, C., Luo, Y., Beck, B. H., Peatman, E. L-rhamnose-binding lectins (RBLs) in channel catfish, Ictalurus punctatus: Characterization and expression profiling in mucosal tissues. Dev. Comp. Immunol. 44 (2), 320-331 (2014).
  35. Phelps, R. P., et al. Effects of temperature on the induced spawning of channel catfish and the production of channel× blue catfish hybrid fry. Aquaculture. 273 (1), 80-86 (2007).
  36. Poole, W., Dillane, M. Estimation of sperm concentration of wild and reconditioned brown trout, Salmo trutta L. Aquacult. Res. 29 (6), 439-445 (1998).
  37. Billard, R. Spermatogenesis and spermatology of some teleost fish species. Reprod. Nutr. Dev. 26 (4), 877-920 (1986).
  38. Coyle, S. D., Durborow, R. M., Tidwell, J. H. Anesthetics in aquaculture. , Southern Regional Aquaculture Center Publication 3900. Stoneville, Mississippi. (2004).
  39. Shah, A. N., Davey, C. F., Whitebirch, A. C., Miller, A. C., Moens, C. B. Rapid reverse genetic screening using CRISPR in zebrafish. Nat. Methods. 12 (6), 535-540 (2015).
  40. Armstrong, J., Duhon, S., Malacinski, G. Developmental Biology of the Axolotl. , 220-227 (1989).
  41. Porazinski, S. R., Wang, H., Furutani-Seiki, M. Microinjection of medaka embryos for use as a model genetic organism. J. Vis. Exp. (46), (2010).
  42. Erickson, P. A., Ellis, N. A., Miller, C. T. Microinjection for transgenesis and genome editing in threespine sticklebacks. J. Vis. Exp. (111), e54055 (2016).
  43. Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. Microinjection of zebrafish embryos to analyze gene function. J. Vis. Exp. (25), e1115 (2009).
  44. Tucker, C. S., Hargreaves, J. A. Biology and Culture of Channel Catfish. 34, Elsevier. 69-94 (2004).
  45. Su, B., et al. Relative effectiveness of carp pituitary extract, luteininzing hormone releasing hormone analog (LHRHa) injections and LHRHa implants for producing hybrid catfish fry. Aquaculture. 372, 133-136 (2013).
  46. Aluru, N., et al. Targeted mutagenesis of aryl hydrocarbon receptor 2a and 2b genes in Atlantic killifish (Fundulus heteroclitus). Aquat. Toxicol. 158, 192-201 (2015).
  47. Chang, N., et al. Genome editing with RNA-guided Cas9 nuclease in zebrafish embryos. Cell Res. 23 (4), 465-472 (2013).
  48. Edvardsen, R. B., Leininger, S., Kleppe, L., Skaftnesmo, K. O., Wargelius, A. Targeted mutagenesis in Atlantic salmon (Salmo salar L.) using the CRISPR/Cas9 system induces complete knockout individuals in the F0 generation. PLoS ONE. 9 (9), e108622 (2014).
  49. Li, M., et al. Efficient and heritable gene targeting in tilapia by CRISPR/Cas9. Genetics. 197 (2), 591-599 (2014).
  50. Zhong, Z., et al. Targeted disruption of sp7 and myostatin with CRISPR-Cas9 results in severe bone defects and more muscular cells in common carp. Sci. Rep. 6, (2016).
  51. Chakrapani, V., et al. Establishing targeted carp TLR22 gene disruption via homologous recombination using CRISPR/Cas9. Dev. Comp. Immunol. 61, 242-247 (2016).
  52. Lim, J., Ghadessy, F. J., Yong, E. A novel splice site mutation in the androgen receptor gene results in exon skipping and a non-functional truncated protein. Mol. Cell. Endocrinol. 131 (2), 205-210 (1997).
  53. Gatfield, D., Unterholzner, L., Ciccarelli, F. D., Bork, P., Izaurralde, E. Nonsense-mediated mRNA decay in Drosophila: at the intersection of the yeast and mammalian pathways. The EMBO Journal. 22 (15), 3960-3970 (2003).
  54. Talerico, M., Berget, S. M. Effect of 5'splice site mutations on splicing of the preceding intron. Mol. Cell. Biol. 10 (12), 6299-6305 (1990).

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Genética questão 131 CRISPR/Cas9 gene edição nocaute do gene microinjeção embriões de bagre do canal mutação truncado proteína puntuais
Microinjeção de proteína CRISPR/Cas9 em bagre do canal, <em>Ictalurus punctatus</em>, embriões para Gene Editing
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Elaswad, A., Khalil, K., Cline, D., Page-McCaw, P., Chen, W., Michel, M., Cone, R., Dunham, R. Microinjection of CRISPR/Cas9 Protein into Channel Catfish, Ictalurus punctatus, Embryos for Gene Editing. J. Vis. Exp. (131), e56275, doi:10.3791/56275 (2018).

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