Composition et caractéristiques des Aquafaba : l’eau extraite des pois chiches commercialement en conserve

Summary

Aquafaba est un jus visqueux de pois chiche en conserve qui, lorsque agité vigoureusement, produit une mousse blanche relativement stable ou en mousse. L’objectif principal de recherche est d’identifier les composantes d’aquafaba qui contribuent viscosifying/épaississement propriétés à l’aide de la résonance magnétique nucléaire (RMN), ultrafiltration, électrophorèse et peptide masse prise d’empreintes.

Abstract

Pois chiches et autres légumineuses sont généralement vendus comme des produits en conserve, emballés dans une solution épaisse ou une saumure. Cette solution a été récemment montrée pour produire des mousses stables et émulsions et peut agir comme épaississant. Récemment, intérêt dans ce produit a été amélioré par le biais de l’internet où il est proposé que cette solution, maintenant appelée aquafaba par une communauté grandissante, peut être utilisé un remplacement pour la protéine d’oeuf et de lait. Comme aquafaba est à la fois nouveau et développé par une communauté sur internet peu est connu de sa composition ou les propriétés. Aquafaba a été retrouvée dans 10 produits commerciaux de pois chiche en conserve et ont étudié les corrélations entre les aquafaba composition, densité, viscosité et des propriétés moussantes. RMN du proton a été utilisée pour caractériser la composition aquafaba avant et après l’ultrafiltration à travers des membranes avec différents poids moléculaire coupe offs (MWCO de 3, 10 ou 50 kDa). Un protocole pour l’électrophorèse et peptide massive prise d’empreintes digitales est également présentée. Ces méthodes a fourni des renseignements utiles concernant les composants responsables de l’aquafaba des propriétés fonctionnelles. Cette information permettra l’élaboration de pratiques de fabriquer des produits standard d’aquafaba commerciaux et peut aider les consommateurs à choisir des produits d’utilité supérieure ou compatible.

Introduction

Plus en plus produits végétariens sont créés qui imitent les propriétés de la viande, le lait et les œufs. Les propriétés fonctionnelles des impulsions sont importantes dans leurs utilisations actuelles dans les applications alimentaires et leurs propriétés sont explorées dans le développement de remplacement des protéines animales. Par exemple, les ventes de produits laitiers alternatives étaient $ 8,8 milliards USD en 2015 et ce marché est en plein essor. Ce marché devrait pour augmenter à $ 35,06 milliards d’ici 2024. En outre, la tendance à la hausse de la demande de substituts du lait à base de plantes résulte, en partie, des préoccupations de santé des consommateurs au sujet de cholestérol, des antibiotiques et des hormones de croissance souvent utilisés dans la production de lait¹. De même, les protéines végétales et des hydrocolloïdes œuf aliment d’allaitement marchés connaissent une expansion rapide et un taux de croissance annuel composé de 5,8 % est attendu pour ces matériaux au cours des 8 prochaines années, avec des ventes de $ 1,5 milliards USD en 2026². Un nombre croissant de consommateurs préfère les sources de protéines végétaliennes, allergène réduit les régimes alimentaires et réduit l’empreinte carbone des produits alimentaires. Demande de produits axée sur l’impulsion, en particulier de lentilles, pois chiches et fèves augmentent régulièrement en raison de la forte teneur en protéines, de fibres alimentaires et de teneur en gras saturés d’impulsions³. Légumineuses contiennent également des composés phytochimiques avec activité biologique potentiellement bénéfiques⁴.

Les entités commerciales, des scientifiques et des particuliers ont adopté des approches différentes pour communiquer que les propriétés de qualité du pois chiche basées remplacements d’oeuf et de lait. Gugger et al. ⁵ produit un lait-comme des grains d’amidon haute dont le haricot adzuki et pois chiche. Dans leurs méthodes décrites les promoteurs ont tenté de montrer que leur produit est unique et différent de « aquafaba »⁶. Dans une autre approche commerciale élucidée par Tetrick et al. succédané de œuf ⁷ a base de plantes a été développé. Leur demande de brevet décrit des méthodes de combiner la farine de légumineuses avec des épaississants connus qui émulent la fonction du blanc de œuf dans les matériaux au four. Formules typiques incluent 80-90 % farine de légumineuses et additifs épaississement de 10 à 20 %.

Peer-revu littérature aussi indique les fonctionnalités possibles avec pois chiche et a démontré que les fractions de protéine albumine obtenues à partir de farine de pois chiche kabuli et desi ont des propriétés de bonne émulsification. Ils ont également constaté un effet significatif de la source de pois chiche sur le rendement et la performance de l’albumine⁸.

Après le rapport initial d’internet décrivant « aquafaba » par le chef Français Joël Roessel, un mouvement de l’open source est montrant l’utilité d’aquafaba en remplacement du blanc d’oeuf et protéines laitières dans de nombreuses applications alimentaires. Il y a beaucoup de pages Web très consultés et des vidéos sur YouTube montrant l’intégration d’aquafaba dans les aliments qui émulent les qualités de la glace, crème, meringue, mayonnaise, fromage, oeufs brouillés et crème fouettée. La plupart des pionniers fournissant des applications open source d’aquafaba (recettes) obtenir leur matériel de pois chiches en conserve à rude épreuve et en utilisant le liquide dans leurs recettes. Ces personnes sont pour la plupart des scientifiques non qualifiés. Commentaires vidéo sections indiquent que les intimés ont copié les recettes et certains n’ont pas réussi à reproduire les succès des partisans aquafaba.

Les trois approches (corporative, scientifique et open source) au développement d’oeuf et lait de remplacement ont du mérite mais manquent une dimension importante. Scientifiques appliquées, les spécialistes des sciences fondamentales et les particuliers promulguant des produits à base de légumineuses ont incomplètement caractérisée et normalisé leurs matières entrantes. Normalisation d’un produit pour un usage spécifique est une pratique industrielle courante. Cultivars de pois chiche ne sont pas normalisées pour la qualité de l’aquafaba et les pratiques industrielles de mise en conserve sont normalisés pour produire des pois chiches conformes pas aquafaba.

Selon les études d’autres produits, il est prévisible que le génotype et l’environnement contribuera à impulsion aquafaba qualité. On sait que le génotype et l’environnement affectent pois chiche kabuli, mise en conserve des propriétés⁹. En règle générale, les effets génotypiques sont grandes entre espèces apparentées et plus petites au sein des membres d’une espèce. Variation des propriétés physiques et chimiques peut être réduite par le biais de préservation de l’identité qui permet la sélection de cultivars avec les propriétés désirées. Effets sur l’environnement peuvent également être volumineux et sont gérés par l’évaluation de la qualité et mélange de performances standard dans certains essais de¹⁰.

Il existe de nombreux cultivars génétiquement distinctes de pois chiche en production commerciale. Pour obtenir des exemples, l’Université de la Saskatchewan Crop Development Centre, une source majeure de germoplasme commercial de pois chiche, a libéré 23 cultivars de pois chiche depuis 1980, dont 6 sont actuellement recommandés pour la culture au Canada. Alors que les manuscrits scientifiques décrivent souvent le cultivar utilisé dans une étude, les brevets et les pages internet interrogés n’indiquaient pas le cultivar utilisé ou la provenance des pois chiches. La normalisation des cultivars et manipulation pourrait aider les utilisateurs à augmenter leur succès en utilisant des pois chiche, mais cette information n’est pas disponible sur les produits de pois chiches en conserve.

L’objectif de cette recherche est de déterminer les composants aquafaba qui contribuent des propriétés moussantes. Ici, on a comparé les propriétés rhéologiques du aquafaba des marques commerciales de pois chiche et les propriétés chimiques ont été étudiées par RMN, électrophorèse et peptide masse prise d’empreintes. À notre connaissance, c’est la première recherche qui décrit la composition chimique et les propriétés fonctionnelles des composants améliorant de viscosité aquafaba.

Protocol

Séparation de Aquafaba de pois chiches

1. Obtenir des boîtes de conserve de pois chiches de magasin d’alimentation local et ouvert avec un manuel d’ouvre-boîtes.
2. Boîtes d’étiquette de A à J.
3. Chiches séparés d’aquafaba à l’aide d’un acier inoxydable mailles des tamis de cuisine et pesant les pois chiches séparés et aquafaba.

Obtenir un échantillon représentatif de pois chiches et Aquafaba pour l’analyse chimique.

4. Choisir au hasard les pois dix chiches après la vidange de l’aquafaba pour déterminer la teneur en humidité.
5. Placer les pois chiches sélectionnés dans un séchage d’étain et de la chaleur à 100 ± 2 ° C pendant 16 à 18 heures dans une étuve.
6. Après séchage, moudre les pois chiches en poudre pour une utilisation ultérieure (p. ex. analyse de teneur en carbone et de protéines).
7. Aquafaba gel et mousse d’aquafaba de chaque source à-20 ° C et puis sécher dans un séchoir de gel. L’aquafaba séchée sera utilisé pour la détermination de contenu d’azote et de carbone.

Aquafaba propriétés fonctionnelles

8. Déterminer aquafaba viscosité à 25 ° C à l’aide d’une tasse de coquille de N2.
   1. Plonger la tasse de shell dans l’aquafaba.
   2. Enregistrer le temps nécessaire pour vider la tasse¹¹. Une minuterie est démarrée lorsque la coupe a été levée par l’aquafaba et s’est arrêtée lorsque le flux de la coupe s’arrête.
   3. La viscosité d’aquafaba peut être déterminée par un graphique fourni avec la coupe qui porte sur la viscosité et le temps de drainage.
9. Capacité moussante
   1. Mélanger la solution d’aquafaba (100 mL) dans un bol en acier inoxydable avec un batteur à main à réglage de vitesse de 10 pendant 2 min.
   2. Noter le volume de mousse immédiatement après mélanger 100 mL de la solution aquafaba comme V_f100 en plaçant la mousse dans une tasse à mesurer graduée.
   3. Laissez la mousse pour reposer et sécher au fil du temps à observer la stabilité de la mousse et prélever un échantillon de mousse séchée.

Paramètres de la couleur des graines de pois chiche

10. Choisir au hasard les pois chiches de chaque boîte pour la détermination de la couleur.
11. Calibrer le colorimètre de laboratoire de chasseur en utilisant les normes de référence, noir et blanc avant les mesures.
12. Valeurs de coordonnées de couleur sont déterminés par la CIE Lab système¹², y compris le L (positive représente blanc et 0 représente sombre), un (positive est rouge et négatif est vert) et b (positive est jaune et négatif est bleue) dans triple avec lumière du jour 65°.

Protéine et teneur en carbone

13. Déterminer les teneurs en protéines et en carbone par combustion à l’aide d’un analyseur élémentaire¹³. Teneur en protéines est estimée à teneur en azote multiplié par 6,25¹⁴.

Teneur en humidité

14. Déterminer les graines et aquafaba teneur en humidité par chauffage des échantillons à 100 ± 2 ° C pendant 16 à 18 h dans un four de séchage¹⁵.

Spectrométrie RMN

15. Préparation des échantillons
    1. Avant, la spectrométrie de centrifuger les échantillons aquafaba à 9200 × g pendant 10 min. Après centrifugation, passer le liquide surnageant à travers un filtre de seringue de 0,45 µm (filtre de seringue 25 mm avec membrane en polytétrafluoroéthylène (PTFE)). Transférer l’échantillon aquafaba (0,4 mL) dans un NMR tube wuth 50 mg ajouté l’oxyde de deutérium à l’intérieur et le sujet de l’échantillon pour analyse par RMN.
    2. Pour l’exemple de la mousse séchée décrit précédemment, l’échantillon (25 mg) est dans l’oxyde de deutérium (500 mg) et la solution est soumise à l’analyse par RMN.
    3. Placez tous les échantillons pour ¹³C-RMN et ¹H-RMN en tubes plafonnés mm 5 NMR. Ajouter de l’oxyde de deutérium et de 3-(triméthylsilyl) sel de sodium acide propionique-2,2,3,3-d₄ (troisième) dans chaque tube de NMR de fournir un signal de verrouillage de solvant et d’agir comme étalon interne, respectivement.
16. Conditions de NMR
    1. Acquérir des spectres de RMN du proton avec une RMN à 500 MHz ou un champ élevé semblable Spectromètre RMN) avec au moins 16 scans par spectre en utilisant une eau suppression programme tels que le spin gradient du champ double pulse echo proton (DPFGSE-RMN) impulsion séquence¹⁶.
    2. Ajuster le décalage spectral pour placer le sommet prenne à 0 ppm puis utilisez le logiciel d’intégration pour déterminer les quantités relatives des composés présents.

Électrophorèse

Remarque : Pour cette étape, aquafaba qui a abouti à la mousse plus stable (marque H) a été choisi. Cette marque ne contenait pas de sel.

17. Préparation des échantillons
    1. Introduire aquafaba dans le réservoir supérieur de trois centrifuge régénéré cellulose ultrafiltration dispositifs chaque avec différents poids moléculaire coupe offs (MWCO) de 3, 10 ou 50 kDa.
    2. Placer les unités de filtration centrifuge dans une centrifugeuse appropriée à 4 ° C et centrifuger à 3900 × g pendant 2 h pour obtenir des fractions surnageant et rétentat. Les fractions surnageantes servaient à ¹H-RMN analyse de molécules plus petites, en l’absence d’espèces de haute masse moléculaire (mm). La fraction de rétentat 3 kDa membrane fut utilisée pour la séparation par électrophorèse comme on croyait que cette membrane conserverait la plupart des protéines.
    3. Estimer le contenu en protéine deux surnageant et retenate à l’aide d’une méthode de Bradford modifiée à l’aide de l’albumine sérique bovine comme une norme¹⁷.
    4. Placer les échantillons de liquide surnageant et rétentat fractions dans des tubes Eppendorf et soumettre ces fractions à trembler à une fréquence de 25 s (10 min) dans un shaker adapté¹⁸. Observer la solution secouée pour déterminer si une mousse a formé de trembler.
    5. Dissoudre le rétentat en ajoutant 2,0 mL d’eau distillée à l’appareil d’ultrafiltration pour un deuxième traitement de centrifugation atteindre diafilteration. Soumettre l’appareil d’ultrafiltration à une seconde centrifugation à 4 ° C et 3900 × g pendant 2 h.
    6. Mélanger le rétentat (0,025 g) avec 1 mL de 0,02 M Tris-HCl pH 7,4 ou le tampon phosphate salin (PBS) pH 7,4 pour dissoudre les protéines.
    7. Centrifuger le mélange à 21000 x g pendant 1 min.
    8. Utilisez le surnageant pour déterminer la teneur en protéines à l’aide de la Bradford modifié tel que mentionné précédemment.
18. Séparation par électrophorèse
    Remarque : Le 3 kDa MWCO membrane rétentat (décrit ci-dessus) est soumise à la séparation par électrophorèse à l’aide de sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gel électrophorèse (SDS-PAGE).
    1. Préparer des gels de polyacrylamide utilisant un gel résolution de polyacrylamide de 15 % et un gel de concentration 5 % polyacrylamide.
    2. Appliquer un échantillon de 20 µg protéine à une voie du gel et PageRuler marqueur protéique échelle avec une gamme de 10-170 kDa à une voie distincte sur gel de polyacrylamide.
    3. Sous réserve les gels à un courant électrique dans un système cellulaire de Tetra mini-protéine modifiée de Laemmli (1970)¹⁹. Pour conditions d’utilisation de l’électrophorèse, gel, coloration et décoloration suivre Ratanapariyanuch et al. (2012) ²⁰.

Peptide masse empreintes

Remarque : Couper les bandes du gel SDS-PAGE de 3 rétentat kDa (MWs d’environ 8, 10, 13, 14, 15, 20, 22, 31, 37, 55 et 100 kDa) pour la digestion trypsique selon Ratanapariyanuch et al. (2012) ²⁰ et effectuer une analyse de spectrométrie de masse.

19. Digestion en gel
    1. Se détachant les bandes deux fois en l’immergeant dans 100 µL de 200 mM de bicarbonate d’ammonium (NH₄HCO₃) à 50 % d’acétonitrile (ACN) et incuber à 30 ° C pendant 20 min.
    2. Après l’achèvement de la coloration, traiter les échantillons de gel avec ACN (100µl) pendant 10 min et puis sécher sous vide, en utilisant un évaporateur sous vide centrifuge, à température ambiante pendant 15 minutes.
    3. Plonger les échantillons de gel séchée dans 100 µL de 10 mM dithiothréitol (DTT) en solution de₃ 100 mM NH₄HCO et incuber à 56 ° C pendant 1 h.
    4. Retirer réduire les excès de la mémoire tampon et le remplacer par 100 µL alkylants tampon [iodoacétamide 100 mM dans l’eau de la spectrométrie de masse (MS) qualité].
    5. Incuber les échantillons de gel dans l’obscurité pendant 30 min à température ambiante.
    6. Échantillons de gel de laver deux fois avec 200 mM NH₄HCO₃ (100 µL), réduire les gels en immergeant dans ACN (100 µL), re-gonfler les gels avec 200 mM NH₄HCO₃ (100 µL) et réduire à nouveau en traitant avec ACN (100 µL).
    7. Égoutter l’ACN et sécher les échantillons de gel sous vide dans un évaporateur sous vide centrifuge pendant 15 min.
    8. Re-gonfler les échantillons de gel séchée à l’aide de 20 µL de tampon de la trypsine (la trypsine ng/µL 50 mm 1:1,200 NH₄HCO₃: solution mère de trypsine) suivi par l’addition de 30 µL de 200 mM NH₄HCO₃ à chaque échantillon.
    9. Incuber les échantillons sur un Thermomixer nuit à 30 ° C sous agitation à 300 tr/min.
    10. Arrêter la réaction de digestion de la trypsine en ajoutant 1/10 de l’acide composé de 1 % de volume final (volume de mélange après l’étape 8) et extraire les peptides tryptiques d’échantillons de gel à l’aide de 100 µL de 0,1 % d’acide composé à 60 % ACN et sécher sous vide en utilisant un centrifuge évaporateur sous vide.
    11. Stocker les peptides tryptiques à-80 ° C avant l’analyse par spectrométrie de masse.
20. Spectrométrie de masse
    1. Reconstituer les peptides tryptiques en ajoutant 12 µL d’eau de qualité MS : ACN : l’acide formique (97:3:0.1, v/v), puis vortexer pendant 1 à 2 min de dissoudre des peptides.
    2. Centrifuger la solution obtenue à 18 000 g pendant 10 min à 4 ° C.
    3. Transfert en aliquotes (10 µL) de la solution à flacons MS pour l’analyse de spectrométrie de masse en tandem par chromatographie liquide (LC-MS/MS) sur un spectromètre de masse de temps de vol (QTOF) quadrupôle équipé d’un appareil de chromatographie en phase liquide et une interface de LC-MS.
    4. Effectuer la séparation chromatographique de peptide à l’aide d’une puce haute capacité HPLC : composé d’une colonne d’enrichissement nL 360 et une colonne analytique de 75 µm × 150 mm, les deux emballé avec 180 C18-A, Å, 3 µm de phase stationnaire.
    5. Charger des échantillons sur la colonne de l’enrichissement à l’acide formique 0,1 % dans l’eau à un débit de 2,0 µL/min.
    6. Transférer les échantillons de la colonne d’enrichissement dans la colonne analytique.
    7. Conditions de séparation de peptide sont : un système de solvants dégradé linéaire consistant en un (acide formique 0,1 % dans l’eau) de solvant et solvant B (0,1 % de l’acide formique chez ACN). Le dégradé linéaire commence avec 3 % de solvant B qui augmente de 25 % de solvant B pendant 50 min. Par la suite, solvant B augmente de 25 à 90 % pendant 10 min à un débit de 0,3 µL/min.
    8. Acquérir des données de spectrométrie de masse electrospray ions positifs en utilisant une tension capillaire fixé à 1900 V, l’ion fragment fixé à 360 V et le séchage gaz (azote) fixé à 225 ° C avec un débit de 12,0 L/min.
    9. Recueillir des résultats spectrales sur une gamme de masses de 250-1700 (masse/charge ; m/z) à une vitesse de balayage de 8 MS/MS de recueillir de données de spectres/s. sur une gamme de 50-1700 m/z et une largeur d’isolation set de 1,3 unités de masse atomique. Sélectionnez les ions précurseurs plus intenses de top 20 pour chaque analyse MS pour tandem MS avec une exclusion active min 0,25.
21. Identification des protéines
    1. Convertir un format de données de masse/charge à l’aide du logiciel d’analyse Qualitative Agilent MassHunter données spectrales.
    2. Traiter les données par rapport à la base de données UniProt Cicer arietinum (pois chiche), à l’aide de SpectrumMill comme le moteur de recherche de base de données.
    3. Inclure les paramètres de recherche comme une erreur massive de fragment de 50 ppm, une erreur massive de parent de 20 ppm, spécificité de clivage de la trypsine et carbamidomethyl comme une modification fixe de cystéine.

Representative Results

Chaque boîte de pois chiches est étiqueté pour indiquer les ingrédients ajoutés au cours de la mise en conserve. Ingrédients inclus eau, pois chiches, le sel et acide de disodium éthylènediamine tétraacétique (EDTA). En outre, deux boîtes ont été étiquetés comme « peut contenir du chlorure de calcium ». Trois couleurs de doublure distinctes ont été observées ; blanc, transparent jaune et métallisé (tableau 1).

Code de marque	Sel	EDTA disodique	Chlorure de calcium	Peut la doublure
A	+	–	–	Blanc
B	+	–	–	Blanc
C	+	+	–	Jaune
D	–	–	–	Métalliques
E	+	+	–	Blanc
F	+	+	–	Jaune
G	+	+	+ / –	Blanc
H	–	–	–	Jaune
J’ai	+	+	–	Jaune
J	+	+	+ / –	Jaune

Tableau 1 : Additifs et doublure de can.

Marques E et D étaient le plus élevé (607 g) et la masse totale (567 g) plus faible (pois chiches et aquafaba). Le coefficient de variation (CV) de la masse totale par bidon n’était que de 2 %. Marque H contenait la masse plus élevée de pois chiche (488 g). Marque J, avec la plus faible masse de pois chiche (335 g), était de 31 % plus léger que la marque H et avait le plus petit nombre de graines (244) dans chaque boîte (tableau 2). Marque D contenait le plus faible volume de jus dans la boîte (110 mL) tandis que le volume de jus plus élevé a été observé pour la marque E (225 mL). La viscosité plus élevée observée, pour la marque H (114,2 cP), a été de 4,3 à 20 fois plus élevée que celle observée pour les autres marques (5,7-26,4 cP). Un certain nombre de corrélations significatives ont été observé qui pourrait prédire l’utilité du produit en conserve pour produire aquafaba. Pois chiche poids frais a été négativement corrélé avec le volume de jus et positivement corrélée avec la viscosité des jus. 100 mL d’aquafaba à fouetter uniformément augmenté environ 5 fois la mousse (V_f100 = 470) immédiatement après le mélange avec un CV de seulement huit pour cent. Marques D, E et G produit la plus petite quantité de mousse de 100 mL d’aquafaba. Aquafaba viscosité est négativement corrélée avec le volume total de mousse par can (V_fcan) (tableau 3). Densité de jus était le paramètre moins variable CV de 4,6 % tandis que la viscosité des jus est le plus variable 160 %. Le CV de pois par bidon était de 22 %.

Code de marque	Peut contenter (g)	Pois chiche fwt (g)	Graines/can	Volume de jus (mL)	Densité de jus (kg/m3)	Viscosité de jus (cP) 1	Vf100 (mL) 2	Vfcan (mL / can) 3
A	588	392	454	170	1067	8.75 ± 0,27bc	500	850
B	581	355	404	200	1100	8.34 ± 0,17abc	500	1000
C	590	389	289	175	1112	10.50 ± 0,18c	470	823
D	567	428	423	110	1180	26.41 ± 1,14e	410	451
E	607	364	300	225	1066	6,21 ± 0,24ab	405	911
F	602	364	304	220	1048	6.32 ± 0,10ab	480	1056
G	598	349	280	220	1103	5.70 ± 0,13une	430	946
H	595	488	429	125	1160	114,2 ± 4.29f	500	625
J’ai	599	385	323	200	1009	16.12 ± 0.64d	500	1000
J	584	335	244	220	1109	5.79 ± 0,30un	510	1122
Moyenne	591	385	345	186,5	1095.4	20,84	470	878.4
SD	12	44	74,72	41,17	50,83	33,44	40	204.63
CV4	2	12	21.66	22.07	4,64	160,48	8.5	23.29
1 Chaque valeur est présentée comme la moyenne ± écart-type (n = 3). Valeurs suivies par des lettres différentes sont significativement différentes (p < 0,05).
2 Augmentation du pourcentage du volume de 100 mL de jus de pois chiche à fouetter.
3 Volume total de mousse par bidon
4 Coefficient de variation (%)

Tableau 2 : Valeurs quantitatives du pois chiche peuvent.

	Peut contenter (g)	Pois chiche fwt (g)	Graines / peut	Volume de jus (mL)	Densité de jus (kg/m3)	Viscosité de jus (cP)	Vfcan (mL / can) 1
Peut contenter (g)	1
Pois chiche fwt (g)	–0.172	1
Graines/can	–0.442	0.664* *	1
Volume de jus (mL)	0.600	– 0.878* *	– 0.739* *	1
Jus masse volumique (kg/m3)	– 0.647* *	0,519	0,339	– 0.705* *	1
Viscosité des jus (cP)	–0.002	0.890* *	0,474	– 0.657* *	0.512	1
Vfcan (mL / can)1	0,483	– 0.818* *	– 0.639* *	0.927* *	– 0.728* *	–0.568	1
1 Volume total de mousse d’une boîte du produit.
Remarque : Il n’y avait aucuns corrélations significatives concernant Vf100 aux autres paramètres.

Tableau 3 : coefficient de corrélation.

Les propriétés fonctionnelles des aquafaba de ces 10 produits commerciaux, surtout la mousse volume et la stabilité de mousse, variée de manière significative (Figure 1). La plus haute V_fcan s’est produite dans les marques B, F, I et J avec des volumes de plus de 1 000 mL. La plus forte densité de jus et le plus faible ratio d’augmentation de volume ont été observés chez la marque D. Malgré le rendement uniform de mousse par 100 mL d’aquafaba à tous les matériaux, la stabilité de la mousse varie beaucoup. Après 1 h liquide s’était séparé de tous les produits sauf de marque H (Figure 1). Après un stockage supplémentaire 14 h la mousse a été en grande partie disparue de toutes les marques sauf les marques D et H. il est intéressant D et H a eu un certain nombre de propriétés distinctives comprenant : 1) la pois chiche plus élevée de masse par bidon ; 2) le rendement le plus bas d’aquafaba par bidon ; 3) la plus forte densité d’aquafaba ; et 4) la viscosité plus élevée d’aquafaba. Les étiquettes sur les produits D et H a indiqué qu’aucun additif ont été inclus autre que de l’eau et les pois chiches.

Figure 1 : Aquafaba mousse et jus de 10 commerciaux chiches. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Graines de pois chiche contenaient 63,2-69,9 % humidité et 45,6-46,5 % carbone (tableau 4). Le contenu de la protéine plus élevé et le plus bas ont été observé dans les marques J (22,4 %) et B (18,2 %), respectivement.

Code de marque	Humidité (%)	Carbone (%)	Protéines (%)
A	67.3 ± 0,2cd	46,47 ± 0,01f	19.04 ± 0,18b
B	66,4 ± 0,4c.-b.	46,24 ± 0,00e	18.24 ± 0,19un
C	67,6 ± 0,2d	45.73 ± 0,01b	18.38 ± 0,07un
D	69,9 ± 0,7e	46.43 ± 0,02f	21.99 ± 0,23f
E	66,8 ± 0,5cd	45.63 ± 0,04a	20,71 ± 0,01d
F	67,1 ± 0,2cd	46,24 ± 0,00e	22.05 ± 0,03fg
G	63.2 ± 0,4a	46.15 ± 0,01de	19.53 ± 0,08c
H	69,3 ± 0,3e	46,49 ± 0,05f	21,53 ± 0,28e
J’ai	66.9 ± 1,5cd	46.09 ± 0,09cd	19.82 ± 0,07c
J	65,4 ± 0,8b	46,04 ± 0,04c	22.37 ± 0,11g
Moyenne ± écart-type (CV)	67,0 ± 1,87 (2.79)	46.20 ± 0,29 (0,63)	20.40 ± 1.57 (7,70)
Chaque valeur est présentée comme la moyenne ± écart-type (n = 3). Valeurs suivies par des lettres différentes sont significativement différentes (p < 0,05).

Tableau 4 : Composition des graines de pois chiche.

Marque E avait la plus forte masse de lyophilisé (17,9 g) (tableau 5). Aquafaba obtenu de marque D avait la protéine plus élevée (26,8 %) et teneur en carbone (39,2 %) et la marque E contient la plus faible teneur en protéines (23,3 %).

Code de marque	Lyophilisé masse (g)	Humidité (%)	Carbone (%)	Protéines (%)
A	12.4	94.39 ± 0,02c.-b.	35.46 ± 0,59de	24.91 ± 0.55cd
B	NA	94.06 ± 0,01abc	ND	ND
C	15,7	94,41 ± 1,89bc	35,09 ± 0,06cd	22,65 ± 0,30un
D	11	94.07 ± 0,47abc	39.22 ± 0,02g	26.83 ± 0.06e
E	17,9	93.59 ± 0,01ab	31,28 ± 0,12un	23.36 ± 0,19b
F	15.6	94,28 ± 0,02c.-b.	34.66 ± 0,06c	24.61 ± 0,15cd
G	12.7	94.70 ± 0,03bc	33,78 ± 0,13b	22.75 ± 0,19ab
H	15.1	92.98 ± 0,00a	37.30 ± 0,10f	24,49 ± 0,26c
J’ai	16.3	93.63 ± 0,00ab	35.85 ± 0,00e	23.20 ± 0,02ab
J	13.1	95.12 ± 0,00c	34,77 ± 0,05c	25,22 ± 0,44d
Chaque valeur est présentée comme la moyenne ± écart-type (n = 3) sauf geler la masse sèche. Valeurs suivies par des lettres différentes sont significativement différentes (p < 0,05). NA = non disponible. ND = non déterminé

Tableau 5 : Composition du aquafaba.

Marque D avait la plus grande valeur de L qui est associée à la légèreté de semences suivie de pois chiches de marque H, en revanche, la marque J avait la valeur la plus basse qui indique que la graine est plus sombre (tableau 6). Cela pourrait être lié à des valeurs une augmentation du temps de cuisson et/ou la qualité des graines. En outre, cela pourrait être associée à la qualité physique de la mousse qui en résulte. Il est évident qu’un produit plus léger est plus souhaitable pour une utilisation comme épaississant.

Code de marque	L	un	b
A	58.02 ± 0,96cd	8,64 ± 0,95abc	27.23 ± 1,14ab
B	57.66 ± 1,92bcd	8,66 ± 0,97abc	24.84 ± 1,64un
C	58,45 ± 0,93cde	10,31 ± 0,70d	29.62 ± 2,18b
D	60.49 ± 0.55e	± 7,95 0,69un	27,74 ± 0,87b
E	55.65 ± 1,16ab	9,92 ± 0,28cd	27.39 ± 0,87ab
F	57.25 ± 0,52bcd	8.51 ± 0,58ab	28.09 ± 1,16b
G	59.02 ± 1,20de	7.58 ± 0,34un	28.80 ± 1,58b
H	56,63 ± 1,78abc	10.44 ± 0,57d	26.77 ± 0,74ab
J’ai	56,25 ± 1,34abc	9,71 ± 1,02bcd	28.87 ± 2,51b
J	54.94 ± 0,90un	9.34 ± 0,09bcd	28.29 ± 0.64b
Chaque valeur est présentée comme la moyenne ± écart-type (n = 3). Valeurs suivies par des lettres différentes sont significativement différentes (p < 0,05).

Tableau 6 : Les paramètres de couleur de pois chiches.

Le contenu de protéine dans le liquide surnageant a augmenté lorsque MWCO augmentait (tableau 7). Lorsqu’une membrane MWCO 3 kDa a été utilisée pour la filtration de l’aquafaba, pas de protéines a été trouvé dans le surnageant, confirmant que les protéines présentes dans le jus de pois chiche avaient MWs supérieurs à 3 kDa. Comme membrane que MWCO augmentée, certaines protéines ont été observées dans le surnageant. Le rétentat après diafiltration était une boulette de type gel, par conséquent, elle a été dissoute en 0,02 M Tris-HCl pH 7.4 ou PBS au tampon pH 7,4.

Fraction	MWCO (kDa)
	3	10	50
Surnageant	0,05 ± 0,00 g/L	0,17 ± 0,01 g/L	0.89 ± 0,01 g/L
Rétentat1	0,88 ± 0,01 g/L	1.36 ± 0,00 g/L	0,82 ± 0,02 g/L
1 Le rétentat a été dissoute en 0,02 M Tris HCl, pH 7,4. Tendance et des résultats similaires ont été obtenus lorsque les PBS à pH 7,4 a été utilisé comme solvant.

Tableau 7 : Teneur en protéines (g/L) de surnageant de filtrage jus de marque H, à l’aide de différent MWCO.

Aquafaba de 10 produits disponibles dans le commerce de pois chiche a été analysée à l’aide de DPFSE -¹H-RMN. Un spectre ¹H-RMN d’aquafaba annoté typique est représenté sur la Figure 2. Les résonances des constituants ont été classées selon les précédentes publications²¹. Un total de 20 composés ont été identifiés, y compris les alcools (éthanol, isopropanol, méthanol), des acides organiques (acide lactique, acide acétique, l’acide succinique, citrate, formiate, malate), sucres (glucose, saccharose), acides aminés (alanine) et nucléosides (inosine, adénosine).

Figure 2 : Représentant ¹ Spectre RMN H de la région totale d’aquafaba. 1, Isopropanol ; 2, l’éthanol ; 3, l’acide lactique ; 4, alanine ; 5, l’acide acétique ; 6, glutamine ; 7, acide succinique ; citrate de 8, 9, malate ; 10, choline ; 11, phosphocholine ; 12, méthanol ; 13, saccharose ; 14, glucose ; 15, β-glucose ; 16, α-glucose ; 17, saccharose ; 18, inosine ; 19, adénosine ; 20, formiate. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

La plupart des spectres ¹H-RMN du aquafaba d’échantillons commerciaux (sauf marques E, G et J) ont montré un triplet à 1,2 ppm de groupe méthyle de l’éthanol (Figure 3). Fermentation acétique en aquafaba peut aussi vérifier au moyen de l’acétate signal ppm 1,95. Aquafaba de marque F montrent un niveau élevé d’acide lactique (1,35 ppm), tout en aquafaba d’un spectacle de haut niveau d’acide lactique et l’acide succinique (2,48 ppm). Le singulet 3,2 ppm dans le spectre ¹H-RMN de tous aquafaba étudié indique la présence de choline. Il est probable que l’éthanol, acide acétique et l’acide lactique sont produites pendant le trempage des pois chiches avant la mise en conserve. Saccharose, de choline et d’autres molécules pouvant découler les pois chiches sous forme de métabolites normaux.

Figure 3 : ¹ Spectre RMN H d’aquafaba de produit commercial différent. 2, l’éthanol ; 3, l’acide lactique ; 5, l’acide acétique ; citrate de 8, 9, malate ; 10, choline ; et 11, phosphocholine. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Pour comprendre la composition de la mousse, le spectre ¹H-RMN du liquide séparé de la mousse après que 12 h de marque A a été comparée avec le spectre de la mousse (Figure 4). Signaux des protons dans la région (5,0 à 5,4 ppm) ont été fortement enrichis dans le spectre de la mousse. La concentration de saccharose (3,63 ppm) était plus élevée dans la mousse que dans le liquide. Les composants volatils tels que le méthanol (3,40 ppm), éthanol (1,20 ppm), l’acide lactique (1,35 ppm), l’acide acétique (1,95 ppm) et l’acide succinique (2,48 ppm) a diminué dans la couche de mousse, probablement à cause de l’évaporation. Signaux des protons des protéines (0,5 à 3,0 ppm, les protons de la chaîne latérale aliphatique acides aminés) sont présents dans la mousse.

Figure 4 : ¹ H-RMN spectre de mousse d’aquafaba et du jus de marque A. 1, Isopropanol ; 2, l’éthanol ; 3, l’acide lactique ; 4, alanine ; 5, l’acide acétique ; 6, glutamine ; 7, acide succinique ; citrate de 8, 9, malate ; 10, choline ; 11, phosphocholine ; 12, méthanol ; 13, saccharose ; 14, glucose ; 15, β-glucose ; 16, α-glucose ; 17, saccharose ; 18, inosine ; 19, adénosine ; 20, formiate ; et *, polysaccharide. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Le jus d’aquafaba de marque H était soumis à l’ultrafiltration utilisant trois différents MWCO membranes et les spectres ¹H ont été comparés (Figure 5). La membrane de 10 kDa séparés un polynucléotide apparent (6,5 à 8,5 ppm), tandis que les polysaccharides, contribuant à des pics de 5,0 à 5,2 ppm, ont été adoptées par la membrane de 50 kDa. Peptides signaux (0,5 à 2,5 ppm) ont été détectés dans le filtrat 3 kDa.

Figure 5 : ¹ Spectre RMN H d’aquafaba soumis à la filtration sur membrane. 16, α-Glucose ; 17, saccharose ; *, polysaccharide. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Enrichissement des protéines du produit H, celle donnant la mousse plus stable par filtration sur membrane suivie par SDS-PAGE du rétentat a révélé des bandes claires de protéines solubles de chaleur avec MWs supérieurs à 3 kDa (Figure 6 a). Curieusement, il semble que cinq bandes de protéines identifiées contiennent des protéines du champignon pathogène pour les pois chiches Didymella rabiei. La plupart des autres protéines appartenaient aux protéines solubles chaleur connu comme fin protéines abondantes de l’embryogenèse et alignements (Figure 6 b). Identifié les protéines protéine du choc thermique aussi inclus, defensin, histone, lipides non-spécifiques transfert protéine et superoxyde dismutase. Leguminin et provicillin de protéines de stockage principaux étaient également présents.

Figure 6 : (A) SDS-PAGE de séparation de la protéine de pois chiche de jus ; B identification des protéines potentiels par tranche. Cinq bandes de protéines identifiées sont mises en évidence. SAUT = fin protéine abondante de l’embryogenèse, HSP = protéine de choc thermique. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Discussion

Dans cette recherche, nous avons trouvé ce aquafaba de pois chiche provenant de différentes sources commerciales produit mousses qui varient en composition chimique et propriétés (volume et la stabilité de la mousse). Il y avait une corrélation positive entre la viscosité d’aquafaba et d’humidité. Augmentation de volume de mousse (V_f100) n’était pas reliée à ces paramètres. Les additifs tels que sel et disodium EDTA pourrait supprimer viscosité et stabilité de la mousse comme aquafaba de pois chiches en conserve, avec ces additifs avait plus faible viscosité et produit des mousses avec plus faible stabilité de la mousse. Ce résultat diffère de celui de benoit et al. (2014) ²² , où il a été signalé que le volume de mousse micellaire a été réduite en présence de sel et que la mousse s’effondre taux ont été ralentis par le sel. Aquafaba pois chiche provenant d’échantillons cuites avec addition de sel a également eu l’humidité plus élevée et la plus faible teneur en carbone par rapport à aquafaba de pois chiche en conserve avec du sel. Ajout de sel avant la cuisson des pois chiche peut-être avoir un limité amidon et en protéines gonflement²³.

Séparation des protéines par filtration sur membrane suivie par SDS-PAGE et peptide massive prise d’empreintes digitales a montré qu’aquafaba protéines étaient largement connus chaleur espèces hydrophiles solubles. Curieusement, il y avait également des fragments trypsiques qui a proposé que ce matériel a été contaminé par l’ascochytose. L’analyse par RMN a révélé jusqu'à 20 petites solutés organiques, y compris les alcools, l’acétate, l’acide lactique et l’acide succinique. Ces résultats semblent indiquer que les produits de fermentation sont accumulés dans l’aquafaba. Ces composés peuvent ont été produites par des microorganismes pendant le trempage des graines avant la mise en conserve. Spectres de RMN du proton de la mousse et les jus ont montré que les isoflavones et composantes volatiles étaient présents dans le jus tout en la mousse contenaient surtout des polysaccharides, des saccharose et des protéines. D’intérêt la ¹H-RMN indique également la présence d’acides nucléiques (ADN, éventuellement).

Clairement les processus utilisés dans la mise en conserve des propriétés touchées d’aquafaba et la qualité. Il est possible qu’un consommateur pouvait identifier les meilleures sources d’aquafaba basée sur la concentration de la solution. Principalement une source pourrait être sélectionnée qui a été mis en conserve sans sel ajouté ni EDTA. Après avoir ouvert un peut le consommateur pouvait mesurer le rapport entre la masse de pois chiches et aquafaba pour déterminer la concentration. Toutefois, un fabricant pourrait normaliser les conditions de transformation et produire normalisé aquafaba comme un produit commercial.

Ce peptide recherche massive prise d’empreintes digitales et de ¹H-RMN ont été utilisés pour analyser la composition d’aquafaba. Masse de peptide empreintes identifiées aquafaba protéines qui contribuent à des propriétés moussantes. La thermostabilité des protéines qui ont été identifiés est bien connue. La technique a été suffisamment hautes pour identifier la présence de protéines associées aux organismes fongiques de semences. Cependant, divers facteurs susceptibles d’influencer les résultats²⁴. Les étapes essentielles sont la préparation des échantillons, purification des protéines, la séparation avant l’électrophorèse sur gel, la digestion trypsique et recherche massive qui conduit à l’identification. Recherches de base de données logiciel de fragments tryptiques de considèrent la présence de nombreuses modifications de peptide y compris carbamylée lysine, méthionine oxydé, l’acide pyroglutamique, désamidé l’asparagine, sérine phosphorylée, thréonine et tyrosine comme variable modifications. Les coups validés de l’analyse de deux étages sont recherchés puis en utilisant un semi-trypsine non-spécifiques C-terminale et semi-trypsine non-spécifiques aminée. Après l’analyse itérative les validations sont fournies pour les peptides et protéines avec un taux de fausse découverte de 1 %.

RMN du proton a été utilisée pour déterminer la présence de molécules organiques de petits en aquafaba. Plusieurs composés ont été identifiés par leurs spectres. Filtration et centrifugation des échantillons d’aquafaba a été réalisée afin d’éliminer les particules insolubles qui peuvent interférer avec des formes de pointe de NMR et sensibilité plus faible. En outre, répression solvant a été utilisée pour améliorer la sensibilité du détecteur NMR pour des molécules qui se chevauchent avec la ligne de base large causée par la résonance de l’eau forte.

RMN du proton est un outil créé dans le contrôle de la qualité des produits alimentaires. Par rapport aux méthodes chromatographiques tels que GC/MS, LC/UV et LC/MS, ¹méthode H-NMR est généralement moins sensible. Toutefois, cette méthode requiert des préparations très peu et permet d’obtenir des résultats rapides et des informations générales dans une mesure²⁵. Où suffisamment de matière est présent ¹H-RMN est également une méthode très fiable pour l’analyse quantitative et l’élucidation de la structure chimique des composés inconnus.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Freeze Dryer
Stoppering Tray Dryer	Labconco Inc.	7948040
Mixer
Stainless steel hand mixer	Loblaws	PC2200MR
Viscosity Measurement
Shell cup No. 2	Norcross Corp.
Color Measurement
Colorflex HunterLab spectrophotometer	Hunter Associates Laboratory Inc.
Protein and Carbon Contents
Elemental analyzer	LECO Corp.	CN628
NMR Spectrometry
Spectrafuge 24D	Labnet International Inc.
Syringe filters	VWR International	CA28145-497	25 mm, with 0.45 µm PTFE membrane
Deuterium oxide	Cambridge Isotope Laboratories Inc.	7789-20-0
3-(trimethylsilyl)propionic-2,2,3,3-d4 acid sodium salt	Sigma-Aldrich	169913-1G
Bruker Avance 500 MHz NMR spectrometer	Bruker BioSpin
TopSpin 3.2 software	Bruker BioSpin GmbH
Electrophoresis
Regenerated cellulose membrane	Millipore Corp.		3, 10, 50 kDa (MWCO)
Centrifugal filter unit	Millipore Corp.
Benchtop centrifuge	Allegra X-22R, Beckman Coulter Canada Inc.
Mixer Mill MM 300  bead mill	F. Kurt Retsch GmbH & Co. KG
Eppendorf centrifuge 5417C	Eppendorf
Phosphate buffered saline, pH 7.4	Sigma-Aldrich	P3813-10PAK
Tris-HCl buffer pH 7.4	Sigma-Aldrich	T6789-10PAK
PageRuler Prestained Protein Ladder	Fisher Scientific
Mini-Protein Tetra Cell system	BioRad
Peptide Mass Fingerprinting
Thermo-Savant SpeedVac	BioSurplus		Centrifugal vacuum evaporator
Trypsin buffer			20 µL trypsin in 1 mM hydrochloric acid and 200 mM NH4HCO3
Iodoacetamide	Sigma-Aldrich	I1149-5 g
Trifluoroacetic acid	Fluka	BB360P050
Acetonitrile	Fisher Scientific	L14734
Formic acid	Sigma-Aldrich	33015-500mL
Mass spectrometry vial	Agilent Technologies Canada Ltd.
Agilent 6550 iFunnel quadrupole time-of-flight mass spectrometer	Agilent Technologies Canada Ltd.		Agilent 1260 series LC instrument and Agilent Chip Cube LC-MS interface
HPLC-Chip II: G4240-62030 Polaris-HR-Chip_3C18			360 nL enrichment column and 75 µm × 150 mm analytical column, both packed with Polaris C18-A, 180Å, 3 µm stationary phase.
Agilent MassHunter Qualitative Analysis Software	Agilent Technologies Canada Ltd.
SpectrumMill data extractors	Agilent Technologies Canada Ltd.