Summary
Test für Transposase zugänglichen Chromatin gepaart mit Hochdurchsatz-Sequenzierung (ATAC-Seq) ist eine genomweite Methode zugänglich Chromatin aufzudecken. Dies ist ein Schritt für Schritt ATAC-Seq-Protokoll von molekularen bis die abschließende computergestützte Analyse, optimiert für menschlichen Lymphozyten (Th1/Th2). Dieses Protokoll kann von Wissenschaftlern ohne Vorkenntnisse in Next Generation Sequencing Methoden übernommen werden.
Abstract
Test für Transposase zugänglichen Chromatin mit Hochdurchsatz-Sequenzierung (ATAC-Seq) ist eine Methode zur Identifizierung von offenen (zugänglich) Regionen des Chromatins. Diese Regionen sind regulatorische DNA-Elemente (z.B., Promotoren, Enhancer, Locus Kontrollregionen, Isolatoren), welche, die Transkription Faktoren binden. Mapping der zugänglichen Chromatin-Landschaft ist ein leistungsfähiger Ansatz zur Aufdeckung aktive regulatorische Elemente über das Genom. Diese Informationen dienen als eine unvoreingenommene Ansatz für die Entdeckung, das Netz der relevanten Transkriptionsfaktoren und Mechanismen der Chromatinstruktur, die Genprogramme Ausdruck zu regieren. ATAC-Seq ist eine robuste und sensible Alternative zu DNase ich Überempfindlichkeit Analyse gepaart mit Next Generation Sequencing (DNase-Seq) und Formaldehyd-gestützte Isolation der regulatorischen Elemente (Jahrmarkt-Seq) für genomweite Analyse von Chromatin Zugänglichkeit und die Sequenzierung von micrococcal Nuklease-Sensitive Websites (MNase-Seq) Nukleosom Positionierung zu bestimmen. Wir präsentieren Ihnen ein detailliertes ATAC-Seq-Protokoll optimiert für menschliche primäre d.h. CD4 +-Lymphozyten Immunzellen (T-Helfer 1 (Th1) und Th2-Zellen). Dieses umfassende Protokoll beginnt mit Zellernte, dann beschreibt das molekulare Verfahren von Chromatin Tagmentation, Probenvorbereitung für die Sequenzierung der nächsten Generation, und auch Methoden und Überlegungen für die computergestützten Analysen verwendet, um interpretieren Sie die Ergebnisse. Um Zeit und Geld zu sparen, haben wir darüber hinaus eingeführt Qualitätskontrollmaßnahmen zur Bewertung der ATAC-Seq-Bibliothek vor der Sequenzierung. Wichtig ist, erlauben die Grundsätze, die in diesem Protokoll präsentiert seine Anpassung an anderen menschlichen immun- und nicht-immunen Primärzellen und Zell-Linien. Diese Richtlinien werden auch nützlich für Labore die nicht geübt im Umgang mit Next Generation Sequencing-Methoden sind.
Introduction
ATAC-Seq1,2 ist eine robuste Methode, die Ermittlung der regulatorischen3 offene Chromatin Regionen und Nukleosom Positionierung ermöglicht. Diese Information gilt für ableiten, die Lage, die Identität und die Aktivität von Transkriptionsfaktoren. Die Methode Empfindlichkeit zur Messung der quantitative Abweichungen in Chromatinstruktur ermöglicht die Untersuchung der Aktivität von Chromatin Faktoren, einschließlich Chromatin Remodelers und Modifikatoren sowie die transkriptionelle Aktivität der RNA-Polymerase II1. ATAC-Seq bietet somit einen leistungsstarke und unvoreingenommenen Ansatz für die Entschlüsselung der Mechanismen, die transkriptionelle Regulierung in jeden Zelltyp des Interesses zu regieren. Wir beschreiben die Anpassung der ATAC-Seq an primären menschlichen Th1 und Th2-Zellen.
ATAC-Seq geladen hyperaktiven Tn5 Transposase mit Adaptern für Next Generation Sequencing (NGS) Paare DNA-Fragmentierung mit tagging von DNA mit Adaptern (d.h. der Prozess "Tagmentation")1. Nach PCR-Amplifikation sind die daraus resultierenden DNA-Bibliotheken bereit für Next Generation Sequencing (Abbildung 1). Die bevorzugte Tagmentation von zugänglich Chromatin wird durch die Analyse der lokalen Bereicherung der ATAC-Seq Sequenzierung liest erkannt.
Die kurze Versuchsdurchführung und Voraussetzung für weniger Ausgangsmaterial, im Vergleich zu anderen Methoden zur Messung von Chromatin Zugänglichkeit und nucleosomal Positionierung z. B. DNase-Seq4und FAIRE Seq5MNase-Seq6, hat die Verwendung von ATAC-Seq in mehrere biologische Systeme, einschließlich menschliche Primärzellen1,7 und klinischen Proben8, sowie Einzeller9, Pflanzen10, Fruchtfliegen11 gefördert , und verschiedene Säugetiere12.
Die Identität der Transkription, die Faktoren, die an zugänglich Loci gebunden sind durch Analyse der Anreicherung von ihrer Bindung Sequenzmotive oder Kombination von ATAC-Seq mit Chromatin Immunopräzipitation (ChIP) gefolgt von Hochdurchsatz-DNA-Sequenzierung (aufgedeckt werden können ChIP-seq). Dieser Ansatz ermöglicht die Identifizierung von Geschlecht-spezifische Transkriptionsfaktoren wichtig für die Blutbildung Maus13. Die unvoreingenommene und globale Natur der ATAC-Seq ermöglicht Studium der Genregulation in Organismen für die Reagenzien wie Antikörper gegen ChIP-Analyse nicht verfügbar sind. Z. B. evolutionäre Variationen in Cis-regulatorische Regionen wurden durch das Studium der kranialen Neuralleiste Zellen von Menschen und Schimpansen14, Entwicklungsstörungen Variationen in regulatorischen Elemente während der frühen Maus Embryogenese15, ändert in der regulatorischen Landschaft während einer Lebensdauer von einzelligen C. Owzarzaki9und die Entwicklung der Promotoren und Enhancer über 20 Säugetier Arten12.
ATAC-Seq war auch maßgeblich für die Messung von Chromatin Barrierefreiheit in Einzelzellen, so aufschlussreich Variabilität innerhalb Zell-Populationen, die in der Regel genomweite Studien7,16entzieht. ATAC-Seq kann darüber hinaus verwendet werden, um Veränderungen zu studieren, die in regulatorischen Regionen der DNA in Erkrankungen, auftreten, in denen Proben selten sind. Z. B. ATAC-Seq kann verwendet werden, um Veränderungen im regulatorischen Umfeld zu studieren, während der Beginn der akuten myeloischen Leukämie (AML)17 oder Ras-Onkogenese11angetrieben.
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Protocol
alle Verfahren wurden von institutionellen Review Board der Bar-Ilan-Universität angenommen und das Protokoll folgt den Richtlinien des Ausschusses zur Genehmigung der Experimente zur Verfügung gestellt.
1. Reinigung von naiven CD4 + Zellen und Polarisation zu T-Helfer-1 (Th1) und Th2-Zellen
Hinweis: hier beschreiben wir die Vorgehensweise, die gefrorenen menschlichen peripheren mononukleären Blutzellen (PBMCs) ab. Der erste Schritt besteht aus CD4 + Zellen mittels Microbeads zu isolieren und Spalten in der Regel geben uns mehr als 95 % der CD4 +-Zellen. Dieser Schritt kann jedoch nach dem bevorzugten Protokoll in jeder Übungseinheit variieren. Das Protokoll für T-Zell-Aktivierung und Polarisation wurde von Jenner Et Al. modifiziert. (2009) 18. Isolation der CD4 +-Zellen von 10 Millionen PBMCs gibt Anlass zu 4 Millionen der CD4 +-Zellen. Sie sind aufgeteilt in zwei Fläschchen und angebaut unter Th1 und Th2 polarisierenden Bedingungen nachgiebige 3 Millionen Th1 und Th2-Zellen innerhalb nur einer Woche.
Hinweis: Abkühlen der Zentrifuge auf 4 ° C vor.
- Tauen 1 mL der menschlichen PBMCs (10 7 Zellen) in ein 50 mL-Tube mit 10 mL RPMI Medium mit 1 % Penicillin-Streptomycin, 2 mM L-Glutamin und 10 % Hitze-inaktivierten fötalen Rinderserum ergänzt. Zentrifugieren bei 500 X g für 5 min. Überstands entfernen und die Zellen mit einer sterilen 25 mL-Pipette in 15 mL ergänzt RPMI Medium aufzuwirbeln. Die Zellen (mit sterilen 25-mL-Pipette) auf einem T75 Kultur Kolben übertragen.
- Lassen die Zellen über Nacht in einem befeuchteten Inkubator (37 ° C, 5 % CO 2).
- Übertragen die schwimmenden Zellen mit einer sterilen 25 mL-Pipette auf 50 mL-Tube. Zellzahl und Lebensfähigkeit durch Trypan blau Ausgrenzung bestimmen.
- Isolieren CD4 +-Zellen von 10 Millionen Leben nicht-anhaftende PBMCs durch positive Selektion mit CD4 + Microbeads und Spalten nach Angaben des Herstellers ' s Empfehlungen (siehe Tabelle der Materialien/Geräte) mit den folgenden Modifikationen: 10 7 PBMCs sind beschriftet mit 30 µL CD4 Microbeads in 120 µL 0,5 % BSA in PBS.
- Aktivieren der CD4 + T-Zellen für 72 h RhIL-2 (10 ng/mL), Platte gebundene Anti-CD3 (5 µg/mL) und lösliche Anti-CD28 (2 µg/mL). Fügen Sie für Th1 Polarisation RhIL-12 (20 ng/mL) und Anti-IL-4 (10 µg/mL). Für Th2 Polarisation, fügen RhIL-4 (40 ng/mL) und Anti-IFN-γ (10 µg/mL).
- Kultur der Zellen für weitere 7 Tage im Beisein von RhIL-2 (10 ng/mL) und die gleichen polarisierende Zytokine (RhIL-12 für Th1 und Th2 RhIL-4).
2. Kerne Isolation
Hinweis: ATAC-Seq erfolgt mit intakten Zellkernen. Lyse Puffer mit 0,05 % Nonylphenyl Polyethylenglykol wurde (siehe Tabelle der Materialien/Geräte) für die Isolierung von Kernen aus primären menschlichen Th1 und Th2-Zellen kalibriert. Es wird empfohlen, diesen Schritt mit den Laborreagenzien und Zellen zu kalibrieren. Ein Übermaß an intakten Zellen von nicht genügend Reinigungsmittel verringert die Effizienz der Umsetzung Reaktion. Lyse Zelleffizienz richtet sich nach der Anzahl der Kerne (Trypan blau positive Zellen) bezogen auf die Gesamtzahl der Zellen.
Hinweis: Bereiten Sie die Lyse-Puffer (10 mM Tris-HCl, pH 7,5, 10 mM NaCl, 3 mM MgCl 2). Abkühlen, eine Zentrifuge mit einem Swing-Eimer-Rotor bis 4 ° c die Zellen in einer Swing-Eimer-Zentrifuge anstelle einer festen Winkel Zentrifuge Pelletierung Zellkerne/Verlust reduziert. Zellkerne oder Zellverlust, Pipettieren sorgfältig, wenn den Überstand verwerfen zu vermeiden.
- Add frischen Nonylphenyl Polyethylenglykol (um eine Endkonzentration von 0,05 %) und 100 x Protease-Inhibitoren (um eine Endkonzentration von 1 X) auf den kalten Lyse Puffer unmittelbar vor der Anwendung. Halten Sie den Puffer auf Ice
- Graf T-Zellen, und ihre Lebensfähigkeit Trypan blau-Methode bestimmen. Rentabilität, die niedriger ist als 90 % ergibt höhere unspezifische Verdauung.
- Übertragung 0,5 x 10 6 T Zellen (Th1 oder Th2) 1,5 mL Mikroröhrchen. Spin-down bei 500 X g für 5 min bei 4 ° c
- Aufschwemmen der Zelle Pellet in 1 mL kalte Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) Lösung. Spin-down bei 500 X g für 5 min bei 4 ° c
- Aufschwemmen der Zelle Pellet in 1 mL kalte Lyse Puffer (mit Nonylphenyl Polyethylenglykol und Protease-Inhibitoren). Halten Sie das Rohr auf dem Eis. Pipette vorsichtig, um nicht zu stören die Kerne.
- Schnell 10 µL und die Zellen mit einem automatisierten Zelle Zähler zählen, während die Reaktionscup mit lysierten Zellen auf dem Eis ist. Dieser Schritt sollte fünf Minuten zur Vermeidung von Schäden die Kerne nicht überschreiten. Sollte mindestens 80 % der Zellen lysiert werden.
- Weiter sofort mit der Umsetzung-Reaktion. Halten Sie die vorbereitete Kerne auf der Ice
3. Umsetzung Reaktion
Hinweis: In diesem Schritt sind isolierte Kerne mit prokaryotischen Tn5 Transposase (TDE1) beladen mit Adapter für die Sequenzierung von NGS inkubiert. Hyperaktiv Tn5 gleichzeitig DNA-Fragmente und ligates Adapter in zugänglichen Bereichen des Genoms (Tagmentation Verfahren). Das Verhältnis zwischen Kernen und Tn5 Transposase ist entscheidend für bevorzugte Spaltung an zugänglich Chromatin. Dieses Protokoll ist für 100.000 Kerne in einer 100 μl Reaktionsvolumen kalibriert. Jedoch kann die Reaktion nach unten skaliert werden.
- Stellen Sie Temperatur in einem thermischen Shaker auf 37 ° c
- Transfer 100.000 Kerne auf einem 1,5 mL Reaktionscup.
- Zentrifuge bei 500 X g für 10 min bei 4 ° C und sanft entfernen des Überstands.
- Den Kernen als gemäß Tabelle 1 die Umsetzung Reaktionskomponenten hinzufügen.
- Durch sanfte Pipettieren Aufschwemmen.
- Brüten die Umsetzung Reaktion in einem thermischen Shaker bei 37 ° C für 30 min mit sanften Zittern (500 u/min).
Hinweis: DNA-Bereinigung erfolgt durch reversible Immobilisierung Festphasen-Perlen 19 (siehe Tabelle der Materialien/Geräte) oder PCR-Reinigung-Spalten. Am Ende der Reinigung eluieren Sie die DNA-Fragmente in 20 µL 10 mM Tris-HCl, pH 8. Vermeiden Sie EDTA in der Elution Buffer.
4. PCR-Bereicherung der ATAC-Seq Bibliotheken
Hinweis: Diese Schritt zielt darauf ab, die ATAC-Seq Bibliothek z. B. DNA-Fragmente mit eingefügten Adapter zu verstärken. Ermöglichen, Mischen mehrerer ATAC-Seq-Bibliotheken in der gleichen Spur Next Generation Sequencing (" multiplexing ") Nutzung nichtindizierte Primer 1 (Ad1_noMx) 1 für alle Proben und ein anderes indiziert (Barcode) Primer 2 (Ad 2.1-2.24) 1 für jede Probe. Die Primer-Sequenzen werden in der ergänzten Tabelle von Material/Ausrüstung zur Verfügung gestellt.
- Erste PCR Verstärkung
Hinweis: die Arbeit Konzentration der Primer 1 (Ad1_noMx) und Primer 2 ist 25 µM. Die Primer werden vom ursprünglichen Bestand von 100 µM bis 25 µM verdünnt. Verwenden Sie in allen PCR-Reaktionen Primer 1 (Ad1_noMx) und nur einer der indizierten Primer 2.- Gemäß Tabelle 2 in ein steriles Röhrchen PCR die Komponenten der PCR-Reaktion Agrega.
- Ort-PCR Tubus in einem Thermocycler und PCR-Amplifikation mit dem Radsport in Tabelle 3 aufgeführten Bedingungen erfüllen.
- Beurteilung der Anzahl der zusätzlichen Verstärkung Zyklen
Hinweis: die Anzahl der zusätzliche PCR-Zyklen sollten ausreichenden Menge an Bibliothek Fragmente f Ausbeuteoder eine erfolgreiche Sequenzierung der nächsten Generation ausgeführt, während zur Vermeidung von GC und Größe Bias 20 minimiert. Die Bestimmung der Anzahl der PCR-Zyklen (N) erforderlich für optimale Bibliothek Fragment Verstärkung erfolgt durch quantitative PCR (qPCR).- Verdünnen Primer 1 (Ad1_noMx) und 2 (verwendet für die erste Bibliothek Verstärkung) von 25 µM bis 6,25 µM.
- Komponenten zu optischen PCR-Röhrchen oder eine Platte hinzufügen, wie in Tabelle 4 angegeben.
- In eine qPCR Instrument und Zyklus gemäß Tabelle 5.
- Zur Ermittlung der erforderlichen Anzahl von zusätzlichen Verstärkung Zyklen (N) plot Zykluszahl auf der x-Achse und relative Fluoreszenz (RFU) auf der y-Achse.
- Die Anzahl der zusätzlichen Verstärkung Zyklen (N) ist 1/3 der Anzahl der Zyklen die qPCR-Reaktion die Hochebene erreichte. Abbildung 2 enthält Beispiele für die drei ATAC-Seq-Bibliotheken, die Plateau ~ 2.350 relative Fluoreszenz Einheiten, RFU (dicke grüne Linie) erreicht. Die Anzahl der PCR-Zyklen, in denen ein Drittel des maximalen Betrages (783 RFU, markiert auf y-Achse) verstärkt, entspricht 8 Zyklen für zwei Bibliotheken (rot und blau Verstärkung Kurven) und 9 PCR-Zyklen für die dritte Bibliothek (rosa).
- Letzte PCR Verstärkung
- verstärken die restlichen 45 µL des PCR-Reaktion. Legen Sie ein PCR-Röhrchen mit Verstärkung Reaktion aus Schritt 4.1.2 in einem Thermocycler. Führen Sie das in Tabelle 6 beschriebenen PCR-Programm aus. Verwenden Sie die zuvor ermittelte (4.2.5) Schrittnummer Verstärkung Zyklen (N).
5. Größe Auswahl der Bibliotheken der ATAC-Seq
Hinweis: nach unserer Erfahrung verbessert die Größenauswahl des verstärkten ATAC-Seq-Bibliotheken Next Generation Sequencing Ergebnisse, da hochmolekularen Bibliothek Fragmente aus beseitigt die abschließende ATAC-Seq Bibliothek.
Hinweis: Lassen Sie die magnetische Beads auf Zimmertemperatur 30 min vor Gebrauch erwärmen.
Bereiten Sie frische 70 % Ethanol in Nuklease-freies Wasser.
- Aufschwemmen der magnetischen Kügelchen durch das Mischen von.
- Der ATAC-Seq-Bibliotheken (abgerufen im Schritt 4.3.1.) Nuklease-freies Wasser hinzu und bringen bis zu 100 µL.
- Fügen Sie 50 µL (0,5 X) der resuspendierte DNA-Bindung magnetische Beads zu 100 µL der verstärkten Bibliotheken. Durch Pipettieren oben und unten mindestens 10 Mal mischen. Inkubieren Sie Beispiele für 5 min bei Raumtemperatur. Bei Bedarf schnell spin-down der Mikroröhrchen.
- Legen Sie das Rohr auf eine entsprechende Magnetstativ für 2 min der Überstand der magnetischen Kügelchen trennen. Nach 2 min übertragen den Überstand auf eine neue Reaktionscup.
- Messen Sie das Volumen des Überstands von pipettieren und 0,7 x magnetische Beads hinzufügen. Mix von Pipettieren oben und unten mindestens 10 Mal. 5 min bei Raumtemperatur inkubieren Sie
- . Auf einem Magnetstativ für 2 min.
- Nach 2 min Inkubation, verwerfen den überstand. Fügen Sie 200 µL frisch 70 % Ethanol um die Perlen zu waschen, während die Rohre auf die Magnetstativ.
- Halten die Reaktionscup auf den Magneten für 30 s und dann verwerfen das Ethanol. Wiederholen Sie die Schritt 5.7.for zwei endgültige Ethanol Wäschen.
- Vollständig entfernen, die restlichen Ethanol und lassen Sie die Perlen für 5 min an der Luft trocknen während der Schlauch auf den Magneten ist. Falls erforderlich, kurz drehen Sie die Reaktionscup. Entfernen Sie die Spuren von Ethanol mit einer Pipettenspitze p10.
- Die Reaktionscup vom Magneten zu entfernen und fügen Sie 22 µL 10 mM Tris-HCl, pH 8. Nicht die ATAC-Seq-Bibliotheken in Puffer mit EDTA eluieren.
- Schlauch für 2 min bei Raumtemperatur inkubieren und dann auf die Magnetstativ.
- Wenn die Lösung klar ist, übertragen 20 µL der eluierten Bibliotheken auf eine neue sterile Reaktionscup.
- Store die Größe ausgewählt ATAC-Seq Bibliotheken bei-20 ° c
6. Qualitätsanalyse der ATAC-Seq Bibliotheken
- Überprüfung der Qualität der ATAC-Seq-Bibliotheken von Real-Time PCR
Hinweis: Es ist wichtig zu beurteilen, das Signal Rauschabstand der ATAC-Seq-Bibliotheken vor der nächsten Generation Sequenzierung. Dies erfolgt durch die Bestimmung der relativen Höhe der DNA-Fragmente aus zugängliche und unzugängliche Loci mittels quantitativen PCR (qPCR). Die unzugänglichen Loci (negative Kontrolle, Chr1:48, 137, 860-48,137,934 und Chr1:193, 093, 748-193,093,827) werden verstärkt durch Grundierung Paare 1 und 2. Die zugänglichen Loci (Positivkontrolle, Chr19:30, 336, 166-30,336,253 und Chr19:11546154-11546237) werden verstärkt durch Primer-Paaren 3 und 4. Positive und negative Loci wurden von Chromatin Zugänglichkeit (DHS-Seq) Profile von menschlichen CD4 + Zellen (ENCODE Beitritte, ENCSR000EQE und ENCSR000EQG) definiert. Negativen Primer 1 befindet sich in einer großen heterochromatischen intergenetischer Region (230 kb, vom TRADB2 und vom FOXD2 88 kb). Negativkontrolle Region 2 befindet sich der ersten Intron des CDC73-Gens. Positiv Primerpaar 3 innerhalb einer offenen Chromatin-Region ist stromabwärts des Gens Cyclin E (CCNE1), während positive Primerpaar 4 innerhalb der Projektträger von Protein-Kinase C Substrat 80K-H (PRKCSH) zentriert. Wichtig ist, zeigen diese Kontrolle Loci ein ähnliches Muster der Barrierefreiheit in anderen menschlichen Zelltypen aus das ENCODE-Projekt 3, was darauf hindeutet, dass sie können, zur Überwachung der ATAC-Seq-Bibliotheken aus einem breiten Spektrum an menschlichen Zelltypen angewendet werden. Primer-Effizienz und Spezifität von alle Primer-Paaren wurde vom qPCR auf eine serielle Verdünnung von genomischer DNA (aus menschlichen Th-Zellen) und einer schmelzenden Kurvenanalyse der erhaltenen amplifizierten Produkte nachgeprüft.- Isolierung genomischen DNA mit einem handelsüblichen kit (siehe Tabelle der Materialien/Geräte).
- Verdünnen der verstärkten ATAC-Seq Bibliothek 01:10 (1 µL Bibliothek + 9 µL Nuklease-freies Wasser) und genomischer DNA, ~ 5 ng/µL.
- Bereiten Reaktionsgemisch (Tabelle 7) für jede positive und negative Kontrolle Primerpaar, unter Berücksichtigung, dass die Reaktionen in dreifacher Ausführung durchgeführt werden.
- Inkubation in qPCR Thermocycler nach dem Protokoll von qPCR master-Mix Lieferanten empfohlen.
- Analyse der Ergebnisse in qPCR Instrument ' s Software (siehe Tabelle der Materialien/Geräte). Wählen Sie genomischen DNA als ein Beispiel für ein Steuerelement. Die erhaltenen Werte stellen eine Bereicherung der zugänglichen Regionen (verstärkt durch Positivkontrolle Primer). Ein Beispiel ist in Tabelle 8 dargestellt.
Hinweis: Schätzung der durchschnittlichen Bibliotheksgröße und Konzentration: die Größenverteilung der DNA-Fragmente von ATAC-Seq Bibliotheken richtet sich nach hoher Empfindlichkeit automatisierte Elektrophorese Systeme laut Hersteller ' Anweisungen. Es ist ratsam, die Probenkonzentration auf einem Fluorometer mit DsDNA hochempfindlichen Kit und mindestens 2 µL jeder DNA-Probe zu messen.
Hinweis: Next Generation Sequencing - vor multiplexing der Bibliotheken, das Molarity jeder ATAC-Seq-Bibliothek mit der Formel berechnen: (ng/µL X 10 6) / (660 x durchschnittliche Bibliothek fragment Länge). Ziel ist es für > 30 Millionen liest jeder ATAC-Seq-Bibliothek geöffnet Chromatin bewerten Regionen des humanen Proben. Wenn Sie möchten ermitteln, ob die Bibliothek gut genug für die NGS Sequenzierung ist, streben Sie zunächst 10 Millionen Mal gelesen (5 % der Sequenzierung Fahrspur auf DNA-Sequenzierung Instrument im schnellen Modus). Denken Sie daran, dass um Nukleosom Positionierung ableiten, gepaart-End Sequenzierung benötigten 1.
7. Analyse der erhaltenen Next-Generation Sequenzierung Ergebnisse
- die Qualität der Sequenzierung lautet durch die Überprüfung der FastQC-Dateien separat für jede Bibliothek ableiten.
- Ausrichten der Lesezugriffe auf menschlichen Bezug Genom (hg19 Montage) mit Bowtie 21 Software in der Unix/Linux-Umgebung. Der Befehl ist ' Fliege -m 1 - Q -S Genom Verzeichnis reads.fastq output_aligned.sam '. Genom-Verzeichnis steht für den Ordner wo die Genom-Indizes der Bowtie gespeichert sind. Die Parameter-m 1 ist für das erlauben nicht die Ausrichtung der Lesezugriffe auf mehr als einem Ort im Genom, - Q ist die Eingabedatei, die im Fastq Format sein sollte, -S ist für die Ausgabe, die im SAM-Format ist.
- Entfernen Sie doppelte liest mit SAMtools 22 Rmdup-Option in der Unix/Linux-Umfeld. Die Befehle sind ' Samtools anzeigen -S output_aligned.sam -b | SamTools sortieren -o-Output_aligned > output_aligned.bam ',
Samtools Rmdup -s output_aligned.bam Output_aligned _rmdup.bam '. Der erste Befehl Ansicht ändert das SAM-Format in BAM-Format, die dann sortiert ist. Die Möglichkeit der Rmdup wird dann auf die sortierten BAM-Datei angewendet. Optional kann man die lautet für die Insertionsstelle Transposon einstellen, wie in der ursprünglichen ATAC-Seq Papier 1 beschrieben. Dies geschieht mittels BEDtools Befehle 23 im Unix/Linux-Umfeld. Die Befehle sind ' BamToBed -i Output_aligned _rmdup.bam > Output_aligned _rmdup.bed ', ' ShiftBed -i Output_aligned _rmdup.bed -p-4 - m-5 - g-Genom > Output_aligned _rmdup_adjusted.bed '. Der erste Befehl, BamTobed, ändert das BAM-Format ins Bett-Format, welches dann für den ShiftBed-Befehl verwendet werden kann. Die Genom-Datei ist eine Registerkarte durch Trennzeichen getrennte Datei, die die Länge jedes Chromosom im Genom enthält. Die Datei wird in der Regel in das BEDtools Verzeichnis hinzugefügt. - Perform Peak Berufung mit modellbasierte Analyse der ChIP-Seq (MACS2) 24-Software in der Unix/Linux-Umgebung auf die verschobene Bett-Datei mit den folgenden Parametern:--Nomodel--Extsize 75---30 zu verlagern. Diese Parameter werden verwendet, um die lautet so einstellen, dass die Einstichstelle Transposon in der Mitte jeder Sequenzierung lesen ist.
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Representative Results
Das Endergebnis dieses Protokolls ist ein ATAC-Seq-Bibliothek von in der Regel 3-20 ng/µL. Bei der Ausführung auf ein System für die DNA-Integrität-Analyse (siehe Tabelle der Materialien/Geräte), sie zeigen Leiter aussehen2 (Abb. 3A). Die durchschnittliche Größe der DNA-Fragmente ist in der Regel ~ 450-530 bp.
Richtige Qualitätskontrolle der ATAC-Seq-Bibliotheken vor der Durchführung von Next Generation Sequencing ist wichtig, Zeit und Geld sparen. Wir erwägen, die Bibliotheken geeignet für Next Generation Sequencing (NGS) wenn die Bereicherung der Positivkontrollen mehr als 25 - und 75 - fache (für Grundierung Paare 3 und 4, beziehungsweise) im Vergleich zu Negativkontrollen (Abb. 3 b) und wenn sie zeigen die vorher erwähnten nucleosomal, Leiter-wie aussehen. Bei der Analyse der qPCR Daten sind wir auch überprüfen, dass die Cq-Werte für negative und positive Kontrolle Primer in die Reaktionen mit der genomischen DNA als Vorlage ähnlich sind und, dass der Cq für die Negativkontrolle Regionen (in den Reaktionen mit ATAC-Seq DNA-Werte Fragmente) sind konstant zwischen den Experimenten. Zum Beispiel im Falle von plötzlich niedrigere Cq Werte vermuten wir, dass die Kerne übermäßig transponierte waren und somit DNA-Fragmente aus Heterochromatin Regionen überrepräsentiert sind. Darüber hinaus Wenn Gelbild (gewonnen durch hohe Empfindlichkeit bandbasierten Elektrophorese) der ATAC-Seq Bibliotheken das Vorhandensein von den Adaptern zeigt (~ 120 bp), übermäßige DNA-Abbau (die Mehrheit der Fragmente sind ~ 200 bp), oder große Fragmente (mehr als 1 kb), wir würde nicht mit dem NGS Schritt fortfahren.
Darüber hinaus führen wir immer erste NGS, in dem wir 10 Millionen Lesevorgänge pro Bibliothek anstreben. Wenn die Ergebnisse dieser Sequenzierung zufriedenstellend (die Probe passiert alle Parameter im FastQC-Report-Datei und erhalten wir 1000-2000 Gipfel nach der Durchführung Peak Berufung) sind, sind die Bibliotheken tiefer sequenziert (mehr als 30 Millionen Mal gelesen/ATAC-Seq-Bibliothek).
Im ATAC-Seq Experimente auf Säugerzellen, überall von ~ 30-70 % der sequenzielle Lesevorgänge von MtDNA10kommen können. Im Gegensatz dazu enthalten unsere Bibliotheken 6-20 % Lesevorgänge auf das mitochondriale Genom abgebildet. Dies ist niedriger als die gemeldeten 46 % in der ATAC-Seq-Bibliothek von menschlichen CD4 + T-Lymphozyten-1. Nach Beseitigung dieser Kontamination liest, blieben wir mit 7 Millionen einzigartige liest Referenz menschlichen Genoms (58 % - 91 % der alle Lesevorgänge) zuordnen. Aus diesen 0,1 - waren 2 Millionen Mal gelesen (6,8 % - 12 % der alle Lesevorgänge) im ATAC-Seq-Gipfel (Abbildung 4).
Abbildung 1 . Workflow der experimentellen Schritte. Darstellung der wichtigsten Schritte in diesem Protokoll ATAC-Seq. Stopping Punkte sind durch gelbe Sechsecke gekennzeichnet. Ein optionaler Schritt ist mit einem orangefarbenen Sechseck vertreten. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 2 . Berechnung der zusätzlichen Anzahl von PCR-Zyklen für die endgültige Bereicherung der ATAC-Seq Bibliotheken erforderlich. PCR-Amplifikation Kurven für drei verschiedene ATAC Seq Bibliotheken erscheinen in rot, blau und rosa. Die Amplifikationen erreicht ein Plateau bei 2.350 RFU (obere grüne horizontale Linie). Die Anzahl der zusätzliche PCR-Zyklen schneidet mit 783 RFU (2.350/3) auf der Verstärkung Kurve. Zwei Bibliotheken (rot und blau) erfordern 8 zusätzliche Verstärkung Zyklen, während die dritte Bibliothek (rosa) 9 Zyklen erfordert. Nicht-Template-Kontrolle (NTC) wird als die untere grüne Linie angezeigt. X-Achse, Zykluszahl. Y-Achse, RFU Einheiten. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 3 . Qualitätskontrolle Analyse der ATAC-Seq Bibliotheken. (A) die Ergebnisse der bandbasierte automatisierte Elektrophorese der verstärkten ATAC-Seq-Bibliotheken. L, Leiter; A-D, Bibliotheken der biologischen wiederholt von Th1 und Th2-Zellen. (B) qPCR Qualitätskontrolle Analyse der ATAC-Seq-Bibliotheken. Genomische DNA und vier ATAC-Seq-Bibliotheken wurden durch negative Kontrolle Grundierung Paare (1 und 2) und Positivkontrolle Primer (3 und 4) verstärkt. Die erhaltenen Werte für ATAC-Seq-Bibliotheken (blau) wurden zuerst auf die Verstärkungsstufen genomic DNA normalisiert (willkürlich festgelegt auf einen Wert von 1; rot). Anschließend wurden Werte für die Positivkontrolle Regionen für die Negativkontrolle Regionen (untere Abbildung) normalisiert. NGS Sequenzierung received Bibliotheken #1 und #2. Die Werte stellen Mittelwert ± SEM Klicken Sie bitte hier, um eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 4 . Genom-Browser Snapsh ots zugänglich Chromatin Regionen in Th1 und Th2 Zellen. ATAC-Seq Spuren werden für NFKB1, JUN, CD28, IFNG (ausgedrückt in Th1) und IL4 und IL13 (ausgedrückt in Th2) Loci in Th1 und Th2-Zellen (zwei biologische Wiederholungen für jede) dargestellt. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
| TD-Puffer | 50 | ΜL |
| TDE1 transposase | 5 | ΜL |
| Nuklease-freies Wasser | 45 | ΜL |
| Gesamtvolumen | 100 | ΜL |
Tabelle 1: Vorbereitung der Umsetzung Reaktionsgemisch.
| ATAC-Seq-Bibliothek | 15 | ΜL |
| Grundierung 1 (Ad1_noMx) * | 2.5 | ΜL |
Tabelle 2: Bestandteile der ersten PCR Reaktion Mischung (Schritt 5.1.1.).
| ZYKLUS-SCHRITT | TEMPERATUR | ZEIT | ZYKLEN |
| Erweiterung * | 72 ° C | 5 min | 1 |
| Anfängliche Denaturierung | 98 ° C | 30 s | |
| Denaturierung | 98 ° C | 10 s | 5 |
| Glühen | 63 ° C | 30 s | |
| Erweiterung | 72 ° C | 3 min | |
| Halten | 4 ° C | ∞ | |
| * Diese Schritt ist erforderlich, um beide zu verlängern | |||
| Enden der Primer nach Umsetzung Reaktion. | |||
Tabelle 3: PCR Radfahren Bedingungen für erste Bibliothek Verstärkung (Schritt 5.1.2.)
| Aliquoten der PCR-Reaktion (Schritt 4.1.1) * | 5 | ΜL |
| Grundierung 1 (Ad1_noMx) ** | 1 | ΜL |
| Primer 2 | 1 | ΜL |
| 2 X SYBR-master-Mix *** | 7.5 | ΜL |
| Nuklease-freies Wasser | 0,5 | ΜL |
| Gesamtvolumen | 15 | ΜL |
| * Für nicht-Template-Steuerelement anstelle der DNA Schablone fügen Sie ultrareines Wasser hinzu. | ||
| ** Die Endkonzentration von jeder Grundierung ist 417 nM. | ||
| Verwenden Sie bevorzugten master-Mix für qPCR. | ||
| Es sollte Polymerase, dNTPs, MgCl2und fluoreszierenden Farbstoff enthalten. | ||
Tabelle 4: Vorbereitung der qPCR Reaktionsgemisch (Schritt 5.2.2).
| ZYKLUS-SCHRITT | TEMPERATUR | ZEIT | ZYKLEN |
| Anfängliche Denaturierung | 98 ° C | 30 s | 1 |
| Denaturierung | 98 ° C | 10 s | 20 |
| Glühen | 63 ° C | 30 s | |
| Erweiterung | 72 ° C | 3 min | |
| Halten | 4 ° C | ∞ |
Tabelle 5: Radfahren Bedingungen für qPCR-basierte Assesment zusätzliche Anzahl von Verstärkung Zyklen (N) (Schritt 5.2.3).
| ZYKLUS-SCHRITT | TEMPERATUR | ZEIT | ZYKLEN |
| Anfängliche Denaturierung | 98 ° C | 30 s | 1 |
| Denaturierung | 98 ° C | 10 s | N |
| Glühen | 63 ° C | 30 s | |
| Erweiterung | 72 ° C | 3 min | |
| Halten | 4 ° C | ∞ |
Tabelle 6: Radfahren Bedingungen für den letzten PCR Anreicherungsschritt (Schritt 5.3.).
| Für einen einzigen PCR-Reaktion: | ||
| Verdünnung der Bibliothek von genomischer DNA | 2.5 | ΜL |
| 10 μM Grundierung F (F1 oder F2 oder F3 oder F4) * | 0,3 | ΜL |
| 10 μM Primer R (R1 oder R2 oder R3 oder R4) ** | 0,3 | ΜL |
| 2 X SYBR-master-Mix *** | 5 | ΜL |
| Nuklease-freies Wasser | 1.9 | ΜL |
| Gesamtvolumen | 10 | ΜL |
| * Die Endkonzentration jedes Primers im Reaktionsgemisch beträgt 300 nM. | ||
| ** Wenn Grundierung F1 verwenden als die R-Grundierung R1 etc. sein sollte. | ||
| Verwendung bevorzugt 2 x master-Mix für das qPCR-Instrument in Ihrem Labor geeignet. | ||
Tabelle 7: Reaktionsbedingungen für QC-Analyse (Schritt 7.1.3.).
| Ziel | Probe | Meine Cq | CQ SEM | Relative Menge | Normalisiert | |
| 1 | Negativ-Kontrolle | ATAC-seq | 30.39 | 0,11 | 1 | 1.01 |
| gDNA | 30.4 | 0,16 | 0.99 | 1 | ||
| 2 | ATAC-seq | 30.3 | 0.18 | 1 | 1 | |
| gDNA | 30.34 | 0,09 | 0.99 | 1 | ||
| 3 | Positivkontrolle | ATAC-seq | 23,27 | 0,03 | 1 | 173.14 |
| gDNA | 30.7 | 0,06 | 0,01 | 1 | ||
| 4 | ATAC-seq | 21,55 | 0,24 | 1 | 750.31 | |
Tabelle 8: Berechnung der Bereicherung der positiven Kontrolle Negativkontrollen (Schritt 7.1.5..).
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Discussion
Das hier beschriebene ATAC-Seq-Protokoll erfolgreich eingesetzte für die Analyse von zugänglich Chromatin in primäre Zellen (menschliche Th1, Th2 Zellen und B-Zellen) sowie die kultivierten Zelllinien (MCF10A menschlichen Brustkrebszellen und U261-Glioblastom-Zellen). Andere Zelltypen ATAC-Seq zuweisen kann einige Protokoll-Optimierung, vor allem in der Lyse Schritt erfordern. Wenn die Konzentration von nichtionischen Waschmittel zu hoch ist, liegt möglicherweise ein höherer Prozentsatz der mitochondrialen DNA-Kontaminationen. Dies kann reduziert werden, verringernd, die Waschmittel-Konzentration in der Lyse Puffer ohne die Kerne Ausbeute zu verringern. Nach unserer Erfahrung gab Lyse Puffer mit 0,05 % des Waschmittels sehr zufriedenstellende Ergebnisse. Darüber hinaus dreht die Kerne in einem Schwung-Eimer statt Rotor mit festen Winkeln erlaubt, Reduzierung der G-Force auf 500, die die Mitochondrien in das Pellet reduziert. Forscher können auch andere Arten von Reinigungsmitteln, z. B. Digitonin17testen. Jedoch ist auch mit optimierten Lyse Bedingungen MtDNA Verschmutzung unvermeidlich. Um die MtDNA vollständig zu entfernen, kann das CRISPR/Cas9 System verwendeten15sein. ATAC-Seq-Bibliotheken sind in diesem Fall mit SgRNAs Ziel MtDNA und Cas9 Nuklease MtDNA15verdauen inkubiert.
Die Anzahl der Nukleonen erforderlich für dieses ATAC-Seq-Protokoll (100.000) kann in Fällen wo Zellzahl von Klinikmustern knapp7ist begrenzt. ATAC-Seq wurde erfolgreich bis zu 5.000 und 500 Zellen1,13,17 skaliert durch die Reduzierung der Reaktion Volumen1,13, Bereinigung mit magnetischen Beads statt mit Spalten 13oder Aufräumsegment1zu vermeiden. Darüber hinaus kann einzellige ATAC-Seq (ScATAC-Seq) mit einem mikrofluidischen Gerät um zu trennen Sie einzelne Kerne16durchgeführt werden. Bemerkenswert ist, erfordern andere Methoden für die Messung von Chromatin Zugänglichkeit, z. B. DNase-Seq und FAIRE-Seq, mehr Ausgangsmaterial und ein paar Tage um das Experiment durchzuführen.
Es ist jetzt weithin geschätzt, dass Verzerrungen in diversen NGS Methoden gemeinsamen Phänomene25. Eine der Ursachen für Abweichungen in verschiedenen Chromatin Zugänglichkeit Maßnahmen ist die enzymatische Spaltung Schritt25. Es hat sich gezeigt, dass DNase I Dekolleté Bias26 zeigt und jetzt es anerkannt ist, dass Tn5 Transposase Spaltung Vorliebe sowie27zeigt. Glücklicherweise kann die potenzielle Verzerrung rechnerisch über eine Qualitätskontrolle Pipeline wie ChiLin28identifiziert werden. Eine weitere häufige Quelle von Bias ist der PCR-Amplifikation Schritt20,25. Dies manifestiert sich häufig wie eine Vorliebe für die Verstärkung der GC-reichen25Fragmente. Da die Vorspannung mit jedem PCR-Amplifikation Schritt erhöht, überschreiten wir nicht 9 zusätzliche Zyklen (N) bei der endgültigen PCR Verstärkung der ATAC-Seq-Bibliotheken.
Das richtige Verhältnis zwischen Tn5 Transposase und Kerne ist entscheidend für erfolgreiche ATAC-Seq2. Ein Übermaß an Enzym führt zu "über Umsetzung" in unzugänglichen Loci und hoher Hintergrund. Dies spiegelt sich im hohen Verstärkung der Negativkontrolle Regionen der qPCR-Qualitätskontrolle-Schritt. Ein Übermaß an Kernen führe zu "unzureichende Umsetzung". In diesem Fall führt allzu fernen Spaltstellen weniger PCR verstärkt Fragmente und niedrigen Bibliothek Komplexität. Um die Anzahl der Nukleonen genau zu bestimmen, haben wir einen weiteren Schritt der Zählung nach lyse der Zelle und vor der Umsetzung Reaktion eingeführt.
Chromatin Barrierefreiheit ist eine wichtige epigenetische Regulierung Schicht, wie es die Aktivität der Transkription Regulierungsbehörden an spezifische genomische Standorten ermöglicht. So bietet die DNA-Sequenz innerhalb des Profils zugänglich Chromatin eine Fülle von Informationen über die Identität und das Ziel Loci von Zehntausenden möglich Transkriptionsfaktoren. Kombination dieser Informationen (ATAC-Seq) mit einer RNA-Expressionsprofil erlaubt einen Fokus auf die relevanten Transkriptionsfaktoren, die ChIP-Seq13,22weiter analysiert werden können. Darüber hinaus sind nur 10 % der krankheitsassoziierten Polymorphismen in der Codierung Genom-30. Klinischen Proben so ATAC-Seq zuweisen kann zeigen, welche der Varianten nicht-kodierenden regulatorischen Elemente sind, die Genregulation in der Krankheitszustand (z. B. in systemischer Lupus erythematodes8) beeinträchtigen können. Wir hoffen, dass dieses ATAC-Seq-Protokoll wird helfen und interessierte Forscher dieses leistungsfähige Methode verwenden ermutigen, um ihre Forschung zu fördern.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts preisgeben.
Acknowledgments
Diese Arbeit wird unterstützt von der Israel Science Foundation (Grant 748/14), Marie-Curie-Integration gewähren (CIG) - RP7-Menschen-20013-CIG-618763 und -CORE Programm für Planung und Budgetierung Ausschuss und der Israel Science Foundation grant Nr. 41/11.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 50 mL tubes | Lumitron | LUM-CFT011500-P | Can be from other vendors. |
| Microtubes | Axygen Inc | MCT-175-C | Can be from other vendors. |
| 25 mL serological pipettes | Corning Costar | 4489 | Can be from other vendors. |
| Tissue culture flask | Lumitron | LUM-TCF-012-250-P | Can be from other vendors. |
| Countes Automated Cell Counter | Invitrogen | C10227 | |
| NucleoSpin Tissue | MACHEREY-NAGEL | 740952.5 | |
| Peripheral blood mononuclear cells (PBMC) | ATCC | PCS800011 | Can be from other vendors. |
| RPMI 1640 Medium | Biological Industries | 01-103-1A | Can be from other vendors. |
| L-Glutamine Solution (200 mM) | Biological Industries | 03-020-1B | Can be from other vendors. |
| Penicillin-Streptomycin | Biological Industries | 03-031-1B | Can be from other vendors. |
| Fetal Bovine Serum (FBS), Heat Inactivated, European Grade | Biological Industries | 04-127-1 | Can be from other vendors. |
| MACS CD4 microbeads, human | Miltenyi Biotec | 130-045-101 | |
| MACS MS columns | Miltenyi Biotec | 130-042-201 | |
| Anti-Human CD4 FITC | Biogems | 06121-50 | |
| Mouse IgG1 Isotype Control FITC | Biogems | 44212-50 | |
| Anti-Human CD3 (OKT3) | Tonbo biosciences | 40-0037 | |
| Anti-Human CD28 SAFIRE Purified | Biogems | 10311-25 | |
| Recombinant Human IL2 | Peprotech | 200-02 | |
| Recombinant Human IL4 | Peprotech | 200-04 | |
| Recombinant Human IL12 p70 | Peprotech | 200-12 | |
| In Vivo Ready Anti-Human IL-4 (MP4-25D2) | Tonbo | 40-7048 | |
| LEAF Purified anti-human IFN-γ | BioLegend | 506513 | |
| NaCl, analytical grade | Carlo Erba | 479687 | Can be from other vendors. |
| Magnesium chloride, Hexahydrate, molecular biology grade | Calbiochem | 442611 | Can be from other vendors. |
| EDTA | MP Biomedicals | 800682 | Can be from other vendors. |
| Tris, ultra pure, 99.9% pure | MP Biomedicals | 819620 | Can be from other vendors. |
| NP-40 alternative (Nonylphenyl Polyethylene Glycol) | Calbiochem | 492016 | Can be from other vendors. |
| Protease Inhibitors | Sigma | P2714 | this protease inhibitor coctail is a powder. To make 100 x solution dilute in 1 mL of molecular-biology grade water. |
| Magnetic solid phase reverse immobilization beads: AMPure XP beads | Beckman | 63881 | |
| PCR purification kit | HyLabs | EX-GP200 | Can be from other vendors. |
| Nextera DNA Library Preparation Kit (TDE1 transposase and TD buffer) | Illumina | FC-121-1030 | |
| NEBNext High-Fidelity 2 x PCR Master Mix | New England BioLabs | M0541 | |
| NEBNext Q5 Hot Start HiFi PCR Master Mix | New England BioLabs | M0543 | |
| SYBR Green I | Invitrogen | S7585 | |
| CFX Connect Real-Time PCR Detection System | Bio-rad | 185-5200 | Can be from other vendors. |
| CFX Manager Software | Bio-rad | 1845000 | |
| master mix for qPCR: iTaq Universal SYBR Green Supermix | Bio-rad | 172-5124 | Can be from other vendors. |
| Qubit fluorometer 2.0 | Invitrogen | Q32866 | |
| Qubit dsDNA HS Assay Kit | Invitrogen | Q32854 | |
| Magnet for eppendorf tubes | Invitrogen | 12321D | Can be from other vendors. |
| Swing bucket cooling centrifuge with the buckets for 15 mL falcon tubes and eppendorf tubes | Thermo Scientific | 75004527 | Could be from other vendors. It is important that it has buckets for eppendorf tubes. |
| Thermo-shaker | MRC | Can be from other vendors. | |
| High Sensitivity D1000 ScreenTape | Agilent Technologies | 5067-5584 | |
| High Sensitivity D1000 Reagents | Agilent Technologies | 5067-5585 | |
| 4200 TapeStation system | Agilent Technologies | G2991AA | Tape-based platform for electrophoresis |
| High Sensitivity DNA kit | Agilent Technologies | 5067-4626 | Reagent for high-sensitivity TapeStation analysis |
| Primer name and sequence | Company | ||
| Ad1_noMX: 5'-AATGATACGGCGACCACCGAGA TCTACACTCGTCGGCAGCGTC AGATGTG-3' |
IDT | Ad1-noMx: 5'-P5 sequence-transposase sequence-3' | |
| Ad2.1_TAAGGCGA: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACGAG AT[TCGCCTTA]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.1_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.2_CGTACTAG: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACGAG AT[CTAGTACG]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.2_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.3_AGGCAGAA: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[TTCTGCCT]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.3_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.4_TCCTGAGC: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACGAG AT[GCTCAGGA]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.4_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.5_GGACTCCT: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[AGGAGTCC]GTCTCGTGGG CTCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.5_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.6_TAGGCATG: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[CATGCCTA]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.6_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.7_CTCTCTAC: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[GTAGAGAG]GTCTCGTGGG CTCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.7_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.8_CAGAGAGG: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[CCTCTCTG]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.8_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.9_GCTACGCT: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[AGCGTAGC]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.9_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.10_CGAGGCTG: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACG AGAT[CAGCCTCG]GTCTCGTGG GCTCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.10_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.11_AAGAGGCA: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACG AGAT[TGCCTCTT]GTCTCGTGGG CTCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.11_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.12_GTAGAGGA: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACG AGAT[TCCTCTAC]GTCTCGTGGG CTCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.12_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.13_GTCGTGAT: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[ATCACGAC]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.13_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.14_ACCACTGT: 5'- CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[ACAGTGGT]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.14_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.15_TGGATCTG: 5'- CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[CAGATCCA]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.15_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.16_CCGTTTGT: 5'- CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[ACAAACGG]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.16_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.17_TGCTGGGT: 5'- CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[ACCCAGCA]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.17_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.18_GAGGGGTT: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[AACCCCTC]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.18_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.19_AGGTTGGG: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[CCCAACCT]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.19_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.20_GTGTGGTG: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[CACCACAC]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.20_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.21_TGGGTTTC: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[GAAACCCA]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.21_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.22_TGGTCACA: 5'- CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[TGTGACCA]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.22_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.23_TTGACCCT: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[AGGGTCAA]GTCTCGTGGGC TCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.23_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| Ad2.24_CCACTCCT: 5'-CAAGCAGAAGACGGCATACGA GAT[AGGAGTGG]GTCTCGTGGG CTCGGAGATGT-3' |
IDT | Ad2.24_expected index sequence read: 5'-P7 sequence-[index sequence]-transposase sequence-3' | |
| F1: 5'-CCTTTTTATTTGCCCATACACTC-3' | IDT | ||
| R1: 5'-CCCAGATAGAAAGTTGGAGAGG-3' | IDT | ||
| F2: 5'-TTGAGGGATGCCATAACAGTC-3' | IDT | ||
| R2: 5'-CTGCTGAACAACATCCTTCAC-3' | IDT | ||
| F3: 5'-GGTTTGCAGGTTGCGTTG-3' | IDT | ||
| R3: 5'-AGAGGAATCTGGGAGTGACG-3' | IDT | ||
| F4: 5'-TGCTCATTCCGTTTCCCTAC-3' | IDT | ||
| R4: 5'-AGCCGGAAAGAAAGTTCCTG-3' | IDT |
References
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