Summary
该协议有效地研究了3D 胶原基质中的哺乳动物细胞分裂, 结合细胞分裂的同步, 用活细胞成像技术监测3D 矩阵中的分裂事件, 时间分辨共聚焦反射显微镜和定量成像分析。
Abstract
关于哺乳动物细胞分裂如何在3D 环境中被调控的研究, 尽管其生理相关性和治疗意义仍未得到很大的探索。缺乏探索的可能原因是实验性的限制和技术上的挑战, 使3D 文化中细胞分裂的研究效率低下。在这里, 我们描述了一个 imaging-based 的方法, 以有效地研究哺乳动物细胞分裂和细胞基质相互作用的3D 胶原基质。用荧光 H2B 标记的细胞同步使用胸苷阻断和 nocodazole 治疗的结合, 其次是机械 shake-off 技术。然后将同步细胞嵌入3D 胶原基质中。细胞分裂被监测使用活细胞显微镜。细胞分裂期间和之后的胶原纤维的变形是细胞-基质相互作用的指示物, 可以用定量共焦反射显微镜进行监测和量化。该方法提供了一个有效的和一般的方法来研究哺乳动物细胞分裂和细胞基质相互作用在一个生理相关的3D 环境。这种方法不仅为正常组织和疾病的分子基础的发展提供了新的洞察力, 而且还允许设计新的诊断和治疗方法。
Introduction
细胞有丝分裂是细胞生命的重要事件, 其调控在组织和器官发育中起着至关重要的作用。异常有丝分裂涉及自然遗传变异、人类衰老过程和癌症的进展1,2,3,4,5。与正常细胞相比, 肿瘤细胞增殖率增加是癌症的标志之一, 尽管在不同类型的肿瘤中, 甚至在患者中, 细胞行为是相当不均匀的。尽管有希望的临床研究结果, 一些新开发的有丝分裂药物没有证明是有效的在临床医学试验6,7,8,9,10 ,11。必须考虑实验和临床前模型的相关性。许多类型的正常哺乳动物和癌细胞在三维 (3D) 基质中分裂, 如成纤维细胞和纤维细胞在富含胶原蛋白的3D 结缔组织中, 以及3D 基质细胞外基质 (ECM) 中的转移癌细胞。然而, 绝大多数的哺乳动物细胞分裂实验和化验都是在 two-dimensional (2D) 基质上培养的细胞上进行的。一个工程化的3D 矩阵可以更好地概括的组织, 机械性能和生化信号的 3D ECM 的正常和病理组织12,13,14, 15,16,17。
尽管生理相关性和治疗意义18,19, 但在3D 环境中如何调节哺乳动物细胞分裂的研究仍大体未被探索。可能的原因包括在3D 矩阵中研究细胞分裂的技术难点和实验挑战。细胞有丝分裂在整个细胞周期中构成一个小的时间分数20。以前的研究表明, 许多哺乳动物细胞的增殖率, 如人类乳腺腺癌 MCF-7, 人骨肉瘤 U2OS, 和人的肝脏 HepG2, 是低得多的3D 矩阵相比, 他们的对应在2D 基板21, 22。此外, 嵌入在3D 矩阵中的细胞在活细胞成像过程中进出焦点。所有这些因素都有助于在3D 文化中利用成像技术捕获细胞分裂事件的效率极低。
ECM 和细胞之间的相互作用在调节细胞分裂方面起着至关重要的作用。在这里, 我们描述了一个有效的方法来研究哺乳动物细胞分裂3D 胶原基质。该方法包括将有丝分裂标记纳入细胞, 细胞分裂的同步, 以及使用活细胞成像技术、时间分辨共聚焦反射显微镜对3D 矩阵中的分裂事件进行监测, 以及定量成像分析。荧光标记的组蛋白 H2B 首先引入细胞中, 作为分化有丝分裂和相间细胞的标志物。然后, 细胞是同步使用胸苷阻断和 nocodazole 治疗的组合, 其次是机械 shake-off 技术。然后将同步细胞直接封装到3D 胶原基质中。多细胞的细胞分裂事件的监测有效使用 low-magnification 延时实时细胞成像。胶原纤维的形变是细胞-基质相互作用的指示物, 通过高倍的共聚焦反射显微镜进行监测。
我们以前使用这种技术来监测和量化细胞-基质相互作用之前, 期间和之后, 两个转移癌细胞株, 人浸润性导管癌 MDA-MB-231 和人纤维 HT1080 细胞, 在3D 胶原矩阵19。这里提出的方法提供了一个有效的和一般的方法来研究哺乳动物细胞分裂在3D 环境和细胞基质相互作用。在整个论文中, MDA-MB-231 单元格线被用作示例。这项协议提供了新的洞察到分子基础的发展的正常组织和疾病, 也可以允许设计新的诊断和治疗方法。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
所提供的议定书遵循了 HIRB 机构审查委员会的准则。
1. H2B-mCherry 作为细胞有丝分裂标记物的稳定表达
-
人胚肾 293T (HEK 293T) 细胞中慢粒子的生成
- 在 10 cm 细胞培养皿上 HEK 293T 细胞, 在细胞培养基中的密度为 5 x 106细胞/皿中 (Dulbecco 氏改良的鹰培养基 (DMEM), 含高糖 (4.5 克/升), 丙酮酸钠, 10% 胎牛血清 (FBS) 和1%青霉素-链霉素 (笔/链球菌))。孵育24小时, 在37° c 和5% 二氧化碳 (CO2)。所需的细胞在转染日的70-100 约 70-80%。
注: HEK 293T 细胞用于产生病毒粒子, 这将被用于传感器 MDA-MB-231 细胞, 以生成细胞线稳定表达 H2B-mCherry。确保细胞均匀分布在整个盘子里。细胞的加入对板块有很好的下降, 轻轻地来回移动板块可以帮助均匀分布。细胞也可以在其他大小的盘子或烧瓶中播种, 这将导致收集不同数量的病毒颗粒。 - 染 HEK 293T 细胞使用转染试剂与三质粒 (慢载体, CMV ΔR 8.91, pMDG-VSVG)。用甘油激酶启动子 (PGK) 慢载体克隆 H2B-mCherry 质粒编码。CMV ΔR 8.91 包含三需要的 HIV 基因,堵嘴,政客, 和启示录。pMDG-VSVG 含有 VSV-G 包络基因。
注: 有多种转染剂可供选择。- 在使用前, 允许转染试剂瓶达到室温 (RT)。简单地倒置或漩涡瓶。
- 混合16µg 的 DNA, 其中包括6µg H2B-mCherry 质粒, 8 µg 的 CMV ΔR 8.91, 和2µg 的 pMDG-VSVG, 在1毫升的血清介质减少。在 RT 孵育5分钟。
注意: 三向量的数量和比率是变化和优化的不同的慢传输载体。 - 添加48µL (使用1:3 的 dna 比例: 转染试剂) 转染试剂进入上述 dna 溶液, 然后在 RT 孵育至少15分钟。
注意: DNA 与转染试剂的比值是不同的, 并针对慢转移载体进行了优化。确保转染试剂不接触1.5 毫升离心管的侧面。 - 将步骤 1.1.2.3 drop-wise 中的 DNA 脂质复合液添加到细胞中。轻轻地旋板, 以确保均匀分布的复杂的板块。
- 在转染后约6小时, 吸入培养基, 添加新鲜细胞培养基 (DMEM 高糖 (4.5 克/升), 丙酮酸钠, 10% FBS, 1% 笔/链球菌)。
- 收获上清 24, 48, 和 72 h post-transfection。每次收割后更换培养基 (DMEM, 4.5 克/升葡萄糖, 丙酮酸钠, 10% FBS, 1% 笔/链球菌)。
- 过滤慢微粒通过0.45 µm 过滤器去除细胞残骸。或者, 旋下上清, 分离出细胞碎片。上清液可以马上用于转导, 或者可以储存在-80 ° c。
- 在 10 cm 细胞培养皿上 HEK 293T 细胞, 在细胞培养基中的密度为 5 x 106细胞/皿中 (Dulbecco 氏改良的鹰培养基 (DMEM), 含高糖 (4.5 克/升), 丙酮酸钠, 10% 胎牛血清 (FBS) 和1%青霉素-链霉素 (笔/链球菌))。孵育24小时, 在37° c 和5% 二氧化碳 (CO2)。所需的细胞在转染日的70-100 约 70-80%。
-
稳定表达 H2B-mCherry 的细胞系的生成
注意: 本协议详细描述了 MDA-MB-231 单元。在实验中使用之前, 人乳腺癌细胞 MDA-MB-231 (物理科学肿瘤中心, NIH) 是培养 DMEM 含有高葡萄糖 (4.5 克/升), 丙酮酸钠, 10% FBS, 和1% 笔/链球菌感染。- 在 35 mm 培养皿中, 在密度为 1 x 105细胞的 MDA-MB-231 细胞上板。
注: 不同细胞系的电镀密度应优化, 因此可能与 MDA-MB-231 细胞的最佳密度不同。 - 24 h 在电镀细胞之后, 加入1毫升的病毒和1毫升的新鲜培养基 (DMEM, 高葡萄糖 (4.5 克/升), 丙酮酸钠, 10% FBS, 和1% 笔/链球菌)。
- 将细胞孵育6小时至一夜。
注意: 病毒的体积和孵化时间都需要针对不同的细胞线进行优化。例如, 如果在添加病毒后几个小时内细胞看起来不健康, 请使用1毫升的病毒和2毫升的新鲜培养基 (DMEM、高糖 (4.5 克/升)、丙酮酸钠、10% FBS 和1% 笔/链球菌) 进行步骤1.2.2。在台阶1.2.3 中潜伏期的长短也可以减少。 - 吸入培养基并加入10毫升新鲜培养基 (DMEM、高糖 (4.5 克/升)、丙酮酸钠、10% FBS 和1% 笔/链球菌)。孵育在24到72ĥ在37° c 和 5% CO2之间。
- 使用荧光显微镜检查细胞中 H2B-mCherry 的表达。
注意: 如果细胞的转导效率较低, 步骤2.2 中的病毒体积和步骤2.3 中的潜伏期可以增加。
- 在 35 mm 培养皿中, 在密度为 1 x 105细胞的 MDA-MB-231 细胞上板。
2. 稳定表达 H2B-mCherry 的细胞的同步
- 在50到 60% 70-100 的单元格中,即板 2 x 104 MDA-MB-231 单元在24井板的每个井中。
- 孵育文化在37° c 和 5% CO2为 24 h。
- 用0.5 毫升培养基 (DMEM、高葡萄糖 (4.5 克/升)、丙酮酸钠、10% FBS 和1% 笔/链球菌) 取代生长培养基, 其中含有 2 mM 胸苷, 并在孵化器中留出24小时。
注意: 暴露于胸苷的细胞在细胞生长 (G1)/dna 合成 (s) 过渡阶段和整个 S 期由于对 dna 合成的抑制作用而被逮捕。对于不同的细胞株, 培养时间的长短应进行变化和优化。 - 通过用磷酸缓冲盐 (PBS) 冲洗三次, 释放胸苷暴露的细胞。然后, 在正常细胞培养基中孵育细胞 (DMEM, 高葡萄糖 (4.5 克/升), 丙酮酸钠, 10% FBS 和1% 笔/链球菌) 为5小时。
注意: 从胸苷暴露细胞的释放允许细胞进展到细胞生长 (G2)/有丝分裂 (M) 阶段以前被逮捕的细胞在 G1/S 阶段, 和 G1 阶段之前被捕的细胞 S 阶段。在不同的细胞系中, 释放时间的长短应该变化和优化。 - 用 250 ng/毫升的 nocodazole 12 小时阻断细胞。
注意: 所有暴露于 nocodazole 的细胞都在 G2/M 阶段被逮捕。Nocodazole 是细胞毒长时间接触 nocodazole 会导致细胞凋亡。如果观察到细胞死亡, 调整不同细胞株暴露的时间或浓度。成功同步的单元格将呈现球形形态。 - 摇动的细胞四十五年代至1分钟使用一个轨道振动筛在150至 200 rpm。
注意: 有丝分裂细胞对基质的附着很少, 在过程中会被动摇。 - 取出培养基以提取细胞, 将培养基移到离心管中, 然后加入0.5 毫升的新鲜培养基 (DMEM、高糖 (4.5 克/升)、丙酮酸钠、10% FBS 和1% 笔/链球菌) 到板块的每一个井。
- 重复步骤2.6 和2.7 三次。
- 离心收集的培养基中含有有丝分裂细胞在 800 x g 为3分钟。
注意: 此步骤用于从单元格中删除 nocodazole。
3. 将同步细胞纳入胶原 i 矩阵
注: i 型胶原蛋白是人体内最丰富的蛋白质和结缔组织的 ECM, 因此被广泛用于研究真核细胞的功能是如何被3D 环境调制的17,23,24.胶原蛋白可溶于乙酸。将胶原蛋白溶液中和并升温至 20-37 ° c 后, 胶原单体聚合成网状胶原纤维。
- 准备 10x DMEM 解决方案, 溶解一包 DMEM 粉, 3.7 克碳酸氢钠 (NaHCO3) 和1克 4-(2-羟乙基)-1-piperazineethanesulfonic 酸 (HEPES) 在50毫升蒸馏水。过滤溶液, 然后在50毫升蒸馏水中溶解2克氢氧化钠颗粒, 然后准备1立方米氢氧化钠 (氢氧化钠)。过滤和分溶液成1.5 毫升离心管。
注意: 此步骤中不应使用正常的 DMEM 解决方案。增加大量的胶原蛋白溶液将稀释培养基。因此, 浓缩的 DMEM 溶液, 以确保最终浓度的 DMEM 在胶原基质将是相同的正常 DMEM。 - 继续处理从步骤2.9 收集的单元格。在 0.25-0.5 毫升的新鲜细胞培养基 (DMEM, 高葡萄糖 (4.5 克/升), 丙酮酸钠, 10% FBS, 和1% 笔/链球菌) 中吸入培养基和 re-suspend 细胞。
注: 为了达到特定的细胞密度在胶原基质, 初始密度的细胞在悬浮不能太低。因此, 用于 re-suspend 单元格的介质的体积将取决于可用单元格的总数。 - 将悬浮单元格解决方案的10µL 从步骤3.2 放置在例上, 并计算该解决方案中单元格的密度。
-
确定所有组件所需的卷以制作3D 胶原蛋白基质。500µL 2 µg/µL 胶原凝胶在这里作为一个例子。
- 计算获得4万细胞/毫升 (或 2万500µL 胶原凝胶的细胞) 所需的细胞溶液的体积。这个数字在µL 是 x 50 µL 的 10x DMEM 将需要。将需要50µL 的 FBS。
- 计算所需的胶原蛋白量。胶原蛋白 i 的浓度约4µg/µL。µL 所需的胶原蛋白含量为 Y。
- 计算氢氧化钠的体积需要中和醋酸在胶原溶液中: Y µL 胶原蛋白 * 0.023 * 1000 = Z µL 氢氧化钠需要。
- 确定填料溶液的体积: (500 µL 总凝胶-X µL 细胞-50 µL 10X DMEM-µL FBS-Y µL 胶原蛋白-Z µL 氢氧化钠) = R µL
注: 填料溶液为蒸馏水。如果填充溶液的计算体积为负数, 则细胞悬浮液中原细胞密度过低。细胞需要再次纺下来和悬浮在一个较小的体积培养基 (DMEM, 高葡萄糖 (4.5 克/升), 丙酮酸钠, 10% FBS, 和1% 笔/链球菌)。
- 将以下顺序中的组件添加到干净的1.5 毫升离心管: 培养基中的细胞, 10x DMEM, FBS, 去离子水, 胶原蛋白, 氢氧化钠。将所有的组件放在冰上, 以减缓胶原蛋白溶液的凝胶。使用适当的移技术来防止气泡的形成。
- 加入氢氧化钠后, 用1毫升吸管仔细混合溶液。
注: 胶原蛋白的凝胶将在加入氢氧化钠后立即开始。混合应该仔细和快速地做。 - 一旦解决方案是好的混合, 增加500µL 的解决方案, 每井 24-井板。将24井板放在37° c 恒温箱中。在37° c 水浴中放置新鲜细胞培养基。
注: 塑料底板用于 low-magnification 活细胞显微镜, 其中透镜工作距离在1毫米以上. 玻璃底板用于高倍活细胞显微镜由于高的工作距离短放大镜头。 - 添加500µL 5ml 培养基 (DMEM, 高葡萄糖 (4.5 克/升), 丙酮酸钠, 10% FBS 和1% 笔/链球菌) 的顶部凝胶30分钟后完成步骤3.7。
4. 3D 胶原基质中细胞分裂的活细胞成像 (低放大率)
注: 电池的图像以2分钟的间隔收集, 使用装在相衬显微镜上的电荷耦合器件 (CCD) 摄像机, 该相机装有10X 物镜, 并由成像软件控制。
- 打开安装在物镜上方的活细胞单元。等到温度稳定在37° c 时, CO2的浓度为 5%, 湿度为75%。
- 将24孔的凝胶板放入显微镜的活细胞单元。找到板的底部, 然后移动物镜, 直到显微镜聚焦约500µm 从底部的板块。
注意: 在3D 矩阵中, 胶原基质中太靠近平板底部的细胞没有完全嵌入。500µm 的成像单元将确保单元格不受边缘效果的影响16、17、25。 - 移动舞台以查找单元格, 并选择多个位置进行成像。
- 在2分钟间隔内设置延时实验。
注: 在2分钟间隔内可采取的最大位置数受机动阶段的移动速度和捕捉图像的曝光时间的长短的限制。
5. 细胞分裂过程中的胶原网络变形 (高倍显微镜)
- 打开安装在物镜上方的活细胞单元。等到温度稳定在37° c 时, CO2的浓度为 5%, 湿度为75%。
- 为了使不3D 胶原蛋白基质中的胶原纤维可视化, 配置一个共聚焦显微镜来捕捉仅反射光 (488-nm) 从 488 nm 激光用于照亮样品。激光使用60X 浸水目标, NA = 1.2, WD = 200 µm, 并由成像软件控制。
- 将样品 (胶原蛋白基质中的细胞) 放入活细胞单元。找到板的底部, 然后移动物镜, 直到显微镜聚焦约100µm 从底部的板块。100µm 的成像细胞从板的底部将确保细胞不会受到边缘效应的影响。
注: 这里使用的是浸水物镜, 而不是油浸透镜, 因为油浸透镜的工作距离只有大约100µm。使用油浸透镜构成一个问题, 因为玻璃的厚度在板材的底部通常是大约100µm。 - 移动舞台以查找单元格, 并选择多个位置进行成像。
注: 共焦显微镜光学剖面的样本, 只捕捉信号从焦平面。在延时实验中, 活细胞可能会进入和脱离焦点。为了在长时间内捕获单元格图像, Z 堆栈用于从连续的切片中以5µm 的间隔收集图像。共5片跨越25µm 的图像。 - 以5分钟的间隔设置延时实验。
注: 5 分钟在这里使用的间隔, 而不是2分钟使用在4节, 因为多个扫描模式, 包括荧光扫描 H2B-mCherry, 胶原的反射扫描, 和 Z 堆栈扫描, 适用于每个位置。与低放大率成像相比, 使用多种扫描模式可降低扫描位置的速度。 - 利用粒子成像测速仪 (PIV) 和亚像素分辨率20, 量化细胞附近的胶原基质的形变。对2D 图像进行这种分析, 可以清晰地显示 H2B-mCherry 和胶原纤维的信号。应用各向异性低通滤波增强胶原蛋白网络的信号20。
- 为了测量位于 (x,y) 的子区域的局部位移, 从帧 k 到帧k+ 1, 在帧k上提取15×15像素的区域窗口 (x,y)。然后确定最佳匹配位置 (x,y) * 通过在帧k+ 1 中获得的图像中具有最大规范化相关系数的位置。变形向量计算为 (x,y) *-(x,y)。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
本文的目的是提出一个 imaging-based 的方法来研究哺乳动物细胞分裂过程的3D 矩阵, 并量化的互动之间的细胞和3D 细胞外基质细胞分裂。为了促进细胞有丝分裂的成像, 我们利用慢转导将 H2B-mCherry 纳入 MDA-MB-231 细胞。H2B 结合荧光蛋白被用作有丝分裂标记, 以区分有丝分裂细胞与间期细胞, 并定义在细胞有丝分裂期间的不同阶段19,20,26。利用这种方法, 我们能够监测 MDA-MB-231 细胞在3D 胶原基质中稳定表达 H2B-mCherry 的整个分裂过程 (图 1A)。有丝分裂阶段始于核膜的溶解 (前期; 框架 1,图 1A);染色体的整顿 (中期: 框架 2);染色体在细胞体中间的排列 (中期; 框架 3);染色体的分离 (后期; 框架 4);重组染色体和细胞核膜, 并分离两个子细胞的体 (末期/胞, 框架 5)。
3D 矩阵中的细胞增殖率通常要比2D 基板上的单元格低得多, 这使得在3D 效率较低的19中对单元划分的监视成为了一个问题。为了提高研究3D 细胞分裂的效率, 我们采用了一种结合胸苷、nocodazole 和 shake-off 技术的方法来同步和选择有丝分裂期的 MDA-MB-231 细胞。然后将同步细胞嵌入胶原蛋白基质中。real-time 使用活细胞成像在10X 放大倍数下监测多细胞的分裂过程。大约70% 的细胞在胶原蛋白基质形成后的前2小时内分裂 (图 2), 从而允许对 3D (图 2) 的有丝分裂进行有效的监测。
为了监测细胞与其周围的胶原基质之间的相互作用, 我们将共焦反射显微镜与图像胶原纤维相结合, 并对细胞进行荧光显微成像。60X 透镜可以捕获高质量的胶原纤维图像。使用高倍透镜 (在每个视场中捕获较少的单元格) 的成像比使用 low-magnification 在10X 或20X 时的吞吐量低得多。细胞的成功同步大大提高了这种实验的效率和吞吐量, 因为大多数的同步细胞在胶原基质形成后的前2小时内分裂。在细胞分裂期间和之后的矩阵变形是可视化的 (代表性的快照显示在图 1B) 和量化使用自定义的 PIV 软件。我们量化和比较矩阵的变形期间和有丝分裂阶段的细胞同步到有丝分裂阶段。我们观察到, 在有丝分裂阶段 (图 3A) 中, 基体变形很少发生变化, 并且小于有丝分裂阶段 (图 3B) 中观测到的形变。这一结果表明, 哺乳动物细胞在有丝分裂阶段与周围基质的附着和相互作用最小。
图 1: 有代表性的显微从一个高倍的 MDA-MB-231 细胞的活细胞成像视频中获得, 它嵌入在稳定表达 H2B-mCherry 的胶原基质中。(A) MDA-MB-231 细胞有丝分裂过程的不同阶段是由 H2B-mCherry 标记为红色的。(B)在有丝分裂过程中的胶原纤维 (白色) 通过时间和时间共焦反射显微镜进行可视化。缩放栏 = 20 µm.请单击此处查看此图的较大版本.
图 2: 3D 胶原蛋白基质中同步细胞的分裂.细胞与 G2/M 相同步, 植入胶原基质。大约70% 的同步细胞在前2小时内分裂, 而没有同步的控制单元则随机分裂。误差条 = SEM (平均值的标准误差)。请单击此处查看此图的较大版本.
图 3: 在相间和有丝分裂过程中 MDA-MB-231 细胞的基质变形的定量.(A)矩阵嵌入 MDA-MB-231 单元的矩阵变形大小的变化。绿色箭头表示前期, 红色箭头表示末期。(B) MDA-MB-231 细胞在相间和有丝分裂阶段的基质变形定量, 表明在细胞分裂过程中基质变形极小。误差条 = SEM (平均值的标准误差)。* p < 0.05。请单击此处查看此图的较大版本.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
由于实验的局限性和技术上的挑战18,19, 先前对3D 单元划分的研究没有效率。在3D 胶原基质中有效研究哺乳动物细胞分裂的关键步骤是: (1) 将荧光标记的有丝分裂标记纳入细胞;(2) 细胞分裂的同步;(3) 利用活细胞成像技术、时间分辨共焦反射显微镜和定量成像分析对3D 矩阵中的分裂事件进行监测。
在2D 基底上的有丝分裂细胞可以根据它们的形态学区别于界面细胞, 即有丝分裂细胞是圆形的, 几乎不附着在基底上, 而相间的细胞则扩散出来并牢牢附着在基底上。然而, 在3D 矩阵中, 细胞形态不是有丝分裂细胞的可靠标记, 因为一些细胞在母体中几乎没有扩散, 并且在27,28中仍然是圆的。因此, 在3D 矩阵中引入有丝分裂标记来研究细胞分裂是非常必要的。我们稳定地表达 H2B-mCherry 在 MDA-MB-231 细胞, 这是一个可靠的标志, 不同的有丝分裂阶段, 包括前期, 中期, 中期, 后期, 和末期/胞。我们以前用这种方法来区分3D 矩阵中的有丝分裂细胞和界面细胞。在这个标记的帮助下, 我们还能够测量另一条细胞线, HT1080 细胞的有丝分裂期的长度, 在2D 基板上和3D 矩阵的19中划分。
有多种方式同步细胞, 包括血清饥饿29, 有丝分裂 shake-off30,31, 双胸苷阻断32, 和 nocodazole32。我们结合胸苷治疗和 nocodazole 治疗, 以有效地同步 MDA-MB-231 细胞到 G2/M 阶段。由于胸苷对 DNA 合成的抑制作用, 暴露于胸苷的细胞在 G1/S 过渡和整个 S 期都被逮捕。从胸苷暴露的细胞释放, 让细胞进展到 G2/M 阶段的细胞在 G1/S 阶段被捕, 并 G1 的细胞在 S 阶段被捕。所有暴露于 nocodazole 的细胞都在 G2/M 阶段被逮捕。rounded-up 细胞进入有丝分裂阶段, 然后 shaken-off 从板块和直接封装到胶原基质。我们表明, 大约70% 的细胞在2小时内分裂后, 它们被纳入胶原基质 (图 2)。另外, 在同步之前, 细胞可以嵌入胶原基质中, 但是, 胶原基体的交联网络呈现物理屏障, 降低生物分子扩散和对流的速率33, 34. 事实上, 我们试图使用胸苷和 nocodazole 来同步胶原基质中的细胞, 但未能获得有效的同步。这种结果可能是由于药物通过胶原基质的扩散和对流效果不佳所致。
反射是许多生物大分子的固有光学特性, 包括胶原蛋白。共焦反射显微镜技术的可视化和 quantitates 合成聚合物和3D 胶原基质制备的多孔生物材料的形貌23,24,35,36 ,37。在我们的实验室中, 我们已经建立了监测胶原纤维极性变化的技术, 因为胶原蛋白的浓度在不同的38。在此, 我们描述了基于反射共焦图像的时移视频来监测胶原纤维变形的方法, 以表示细胞-基质相互作用。本文的代表性结果表明, 有丝分裂 MDA-MB-231 细胞的基质变形明显小于相间的细胞, 这表明哺乳动物细胞与周围的矩阵时, 他们进入有丝分裂阶段19。
以前, 我们使用共焦反射显微镜来监测和量化细胞-基质相互作用之前, 期间和之后, 有丝分裂的 HT1080 细胞。我们还监测β-整合素 HT1080 细胞在界面和有丝分裂阶段的基质变形。β-整合素能显著降低细胞在相间的基质变形。然而, 在β-整合素 (KD) 细胞和 HT1080 野型细胞的有丝分裂期, 在基质变形方面没有差异19。
另一种可视化胶原纤维的方法是采用荧光共轭型胶原。我们以前使用这种方法的图像轨道在细胞生成的胶原基质19。然而, 这种方法需要用荧光染料来标记胶原蛋白, 例如荧光素异硫氰酸酯 (FITC), 既费时又效率低。另一方面, 共焦反射显微镜可以直接应用于未修饰的胶原蛋白, 以节省时间和资源, 并排除与荧光漂白相关的问题。此外, 这种方法不需要单独的荧光通道, 因此是兼容所有荧光染料。
本文提出的方法可以应用于任何类型的哺乳动物细胞, 在3D 胶原基质中分裂。通过慢转导将 H2B-mCherry 标记纳入其他哺乳动物细胞, 将遵循与本文中所描述的完全相同的程序, 尽管不同类型的细胞可能通过慢39. 细胞在转导时的密度和病毒的滴度都可以优化以提高效率。如果不能实现高的转导效率, 细胞可以通过荧光辅助细胞分类来选择。胸苷阻断和 nocodazole 应用于成功同步其他几种类型的哺乳动物细胞, 如 HeLa40。在有丝分裂阶段30,31中, 可将机械 shake-off 应用于所有圆形且几乎不附着在基底上的细胞类型。此外, 利用共焦反射显微镜对胶原纤维进行成像, 并对基质变形进行定量化, 可以直接应用于所有其他类型的哺乳动物细胞的划分。
本文所提出的方法是在3D 环境中研究哺乳动物细胞分裂和细胞-基质相互作用的一种有效而普遍的方法。这一方法促进了我们对正常组织和疾病发展的分子基础的探讨, 并加强了今后新的诊断和治疗方法的设计。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
作者声明他们没有竞争的金融利益。
Acknowledgments
这项工作得到了 NIH 赠款 R01CA174388 和 U54CA143868 的支持。作者要感谢约翰·霍普金斯大学的安玛塔拉普拉奖, 支持魏通陈这一材料是根据国家科学基金会研究生研究金资助 No. 1232825 的工作。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Human embryonic kidney 293T | ATCC | ||
| MDA-MB-231 | Physical Sciences Oncology Center, NIH | ||
| DMEM | Corning | 10-013-CV | |
| DMEM powder | ThermoFisher Scientific | 12100-046 | |
| Fetal bovine serum | Hyclone | SH30910.03 | |
| Penicillin-Streptomycin 100X | Sigma-Aldrich | P0781 | |
| Fugene HD | Promega | E2311 | |
| Lipofectamine 2000 | Life technologies | 11668-07 | |
| Plasmid encoding H2B-mCherry in a lentiviral vector | Addgene | plasmid 21217 | |
| Thymidine | Sigma-Aldrich | T1895 | |
| Nocodazole | Sigma-Aldrich | M1404 | |
| Opti-MEM | Life Technologies | 31985-070 | |
| Sodium bicarbonate | GibcoBRL | 11810-025 | |
| HEPES | Sigma-Aldrich | 113375-100 | |
| Collagen | Corning | 354236 | |
| NaOH | J.T. Bake | 3722-01 | |
| Millex-HV syringe filter unit, 0.45-μm, PVDF, 33 mm | Millipore | SLHVM33RS | |
| Nikon TE2000E epifluorescence microscope | Nikon | TE2000E | |
| Cascade 1K CCD camera | Roper Scientific | ||
| NIS-Elements AR imaging software | Nikon | ||
| Nikon A1 confocal microscope | Nikon | A1 |
References
- Ly, D. H., Lockhart, D. J., Lerner, R. A., Schultz, P. G. Mitotic misregulation and human aging. Science. 287 (5462), 2486-2492 (2000).
- Gascoigne, K. E., Taylor, S. S. How do anti-mitotic drugs kill cancer cells? J Cell Sci. 122 (Pt 15), 2579-2585 (2009).
- Brinkley, B. R. Managing the centrosome numbers game: from chaos to stability in cancer cell division. Trends Cell Biol. 11 (1), 18-21 (2001).
- Phillip, J. M., Aifuwa, I., Walston, J., Wirtz, D. The Mechanobiology of Aging. Annu Rev Biomed Eng. 17, 113-141 (2015).
- Hanahan, D., Weinberg, R. A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 144 (5), 646-674 (2011).
- Martin, M. D., et al. Effect of ablation or inhibition of stromal matrix metalloproteinase-9 on lung metastasis in a breast cancer model is dependent on genetic background. Cancer Res. 68 (15), 6251-6259 (2008).
- Knox, J. J., Hotte, S. J., Kollmannsberger, C., Winquist, E., Fisher, B., Eisenhauer, E. A. Phase II study of Triapine in patients with metastatic renal cell carcinoma: a trial of the National Cancer Institute of Canada Clinical Trials Group (NCIC IND.161). Invest New Drugs. 25 (5), 471-477 (2007).
- Komlodi-Pasztor, E., Sackett, D. L., Fojo, A. T. Inhibitors targeting mitosis: tales of how great drugs against a promising target were brought down by a flawed rationale. Clin Cancer Res. 18 (1), 51-63 (2012).
- Tong, W. G., et al. Phase I and pharmacologic study of SNS-032, a potent and selective Cdk2, 7, and 9 inhibitor, in patients with advanced chronic lymphocytic leukemia and multiple myeloma. J Clin Oncol. 28 (18), 3015-3022 (2010).
- Matulonis, U. A., et al. Phase II study of MLN8237 (alisertib), an investigational Aurora A kinase inhibitor, in patients with platinum-resistant or -refractory epithelial ovarian, fallopian tube, or primary peritoneal carcinoma. Gynecol Oncol. 127 (1), 63-69 (2012).
- Boss, D. S., et al. Clinical evaluation of AZD1152, an i.v. inhibitor of Aurora B kinase, in patients with solid malignant tumors. Ann Oncol. 22 (2), 431-437 (2011).
- Griffith, L. G., Swartz, M. A. Capturing complex 3D tissue physiology in vitro. Nat Rev Mol Cell Biol. 7 (3), 211-224 (2006).
- Cukierman, E., Pankov, R., Stevens, D. R., Yamada, K. M. Taking cell-matrix adhesions to the third dimension. Science. 294 (5547), 1708-1712 (2001).
- Lu, P., Weaver, V. M., Werb, Z. The extracellular matrix: a dynamic niche in cancer progression. J Cell Biol. 196 (4), 395-406 (2012).
- Giri, A., et al. The Arp2/3 complex mediates multigeneration dendritic protrusions for efficient 3-dimensional cancer cell migration. FASEB J. 27 (10), 4089-4099 (2013).
- Fraley, S. I., Feng, Y., Giri, A., Longmore, G. D., Wirtz, D. Dimensional and temporal controls of three-dimensional cell migration by zyxin and binding partners. Nat Commun. 3, 719 (2012).
- Fraley, S. I., et al. A distinctive role for focal adhesion proteins in three-dimensional cell motility. Nat Cell Biol. 12 (6), 598-604 (2010).
- Lesman, A., Notbohm, J., Tirrell, D. A., Ravichandran, G. Contractile forces regulate cell division in three-dimensional environments. J Cell Biol. 205 (2), 155-162 (2014).
- He, L., et al. Local 3D matrix confinement determines division axis through cell shape. Oncotarget. 7 (6), 6994-7011 (2016).
- Held, M., et al. CellCognition: time-resolved phenotype annotation in high-throughput live cell imaging. Nat Methods. 7 (9), 747-754 (2010).
- Fallica, B., Maffei, J. S., Makin, G., Zaman, M. Alteration of cellular behavior and response to PI3K pathway inhibition by culture in 3D collagen gels. PLoS One. 7 (10), e48024 (2012).
- Meli, L., Jordan, E. T., Clark, D. S., Linhardt, R. J., Dordick, J. S. Influence of a three-dimensional, microarray environment on human Cell culture in drug screening systems. Biomaterials. 33 (35), 9087-9096 (2012).
- Artym, V. V., Matsumoto, K. Imaging cells in three-dimensional collagen matrix. Curr Protoc Cell Biol. 10, 1-20 (2010).
- Gunzer, M., Kampgen, E., Brocker, E. B., Zanker, K. S., Friedl, P. Migration of dendritic cells in 3D-collagen lattices. Visualisation of dynamic interactions with the substratum and the distribution of surface structures via a novel confocal reflection imaging technique. Adv Exp Med Biol. 417, 97-103 (1997).
- Geraldo, S., Simon, A., Vignjevic, D. M. Revealing the cytoskeletal organization of invasive cancer cells in 3D. J Vis Exp. (80), e50763 (2013).
- Lleres, D., James, J., Swift, S., Norman, D. G., Lamond, A. I. Quantitative analysis of chromatin compaction in living cells using FLIM-FRET. J Cell Biol. 187 (4), 481-496 (2009).
- Poincloux, R., et al. Contractility of the cell rear drives invasion of breast tumor cells in 3D Matrigel. Proc Natl Acad Sci U S A. 108 (5), 1943-1948 (2011).
- Carey, S. P., Kraning-Rush, C. M., Williams, R. M., Reinhart-King, C. A. Biophysical control of invasive tumor cell behavior by extracellular matrix microarchitecture. Biomaterials. 33 (16), 4157-4165 (2012).
- Langan, T. J., Chou, R. C. Synchronization of mammalian cell cultures by serum deprivation. Methods Mol Biol. 761, 75-83 (2011).
- Jackman, J., O'Connor, P. M. Methods for synchronizing cells at specific stages of the cell cycle. Curr Protoc Cell Biol. 8, (2001).
- Zwanenburg, T. S. Standardized shake-off to synchronize cultured CHO cells. Mutat Res. 120 (2-3), 151-159 (1983).
- Harper, J. V. Synchronization of cell populations in G1/S and G2/M phases of the cell cycle. Methods Mol Biol. 296, 157-166 (2005).
- Kihara, T., Ito, J., Miyake, J. Measurement of biomolecular diffusion in extracellular matrix condensed by fibroblasts using fluorescence correlation spectroscopy. PLoS One. 8 (11), e82382 (2013).
- Ramanujan, S., et al. Diffusion and convection in collagen gels: implications for transport in the tumor interstitium. Biophys J. 83 (3), 1650-1660 (2002).
- Harjanto, D., Maffei, J. S., Zaman, M. H. Quantitative analysis of the effect of cancer invasiveness and collagen concentration on 3D matrix remodeling. PLoS One. 6 (9), e24891 (2011).
- Wolf, K., et al. Collagen-based cell migration models in vitro and in vivo. Semin Cell Dev Biol. 20 (8), 931-941 (2009).
- Petroll, W. M. Differential interference contrast and confocal reflectance imaging of collagen organization in three-dimensional matrices. Scanning. 28 (6), 305-310 (2006).
- Fraley, S. I., et al. Three-dimensional matrix fiber alignment modulates cell migration and MT1-MMP utility by spatially and temporally directing protrusions. Sci Rep. 5, 14580 (2015).
- Ikeda, Y., Collins, M. K., Radcliffe, P. A., Mitrophanous, K. A., Takeuchi, Y. Gene transduction efficiency in cells of different species by HIV and EIAV vectors. Gene Ther. 9 (14), 932-938 (2002).
- Ma, H. T., Poon, R. Y. Synchronization of HeLa cells. Methods Mol Biol. 761, 151-161 (2011).
