Summary
Aquí, se presenta un protocolo de trasplante hepático parcial rata vuelva a arterializada. Específicamente, hígado 70% fue resecado en vivo mediante el uso de una técnica actualizada de hepatectomía orientada al buque. La arteria hepática fue reconstruida de manera final a otro. La técnica del manguito fue modificada para acortar el tiempo de anastomosis de la cava de infrahepatic.
Abstract
Fractura del trasplante hepático y trasplante de hígado hígado donante vivo se desarrollaron en la clínica para utilizar órganos hígados de una manera más eficiente. Para comprender mejor el mecanismo detrás de estos procedimientos quirúrgicos, se establece un modelo de parcial trasplante del hígado (PLTx) rata para estudios quirúrgicos pertinentes. Debido a la complejidad del modelo de PLTx de rata, se requiere un protocolo con descripciones detalladas. Un artículo publicado anteriormente informó un protocolo en el que ex vivo hepatectomía se utilizó para alcanzar 50% rata PLTx. En contraste con este protocolo, hemos introducido un nuevo arterializada PLTx con una hepatectomía del 70% en vivo . Una hepatectomía actualizada orientada al buque fue incorporado a la rata PLTx a perfeccionar el procedimiento microsurgical. Las venas porta y arterias hepáticas del lóbulo lateral izquierdo y el lóbulo mediano individualmente fueron disecadas y ligarse antes del retiro de la parenquimia del hígado, disminuyendo la probabilidad de sangrado en el tocón remanente hepático. Además, se introdujo una anastomosis extremo a otro buque entre la arteria hepática común y la arteria hepática apropiada ampliada para volver a arterialize la arteria hepática. Mediante el uso de esta técnica de anastomosis extremo a otro buque, el diámetro de la anastomosis fue ampliado, lo que disminuye la dificultad de la sutura de la mano y mantener una alta tasa de permeabilidad de la anastomosis. Por otra parte, la anastomosis del pun ¢ o de la infrahepatic vena cava fue ligeramente modificada. Una sección del parénquima hepático circunferencial alrededor de la vena cava del receptor fue preservada durante la anastomosis del manguito para mantener la forma tridimensional de la luz vascular. Esta sección de la parenquimia del hígado fue quitada después de completar la anastomosis. Con esta modificación, el paso que implica la colocación de suturas de estancia fue omitido, aún más, acortando el tiempo de anastomosis de brazalete. Mediante este protocolo de rata PLTx, un nivel bajo de enzimas hepáticas, una arquitectura lobular hepática intacta y un índice de supervivencia alto fueron alcanzadas después de la microcirugía.
Introduction
Actualmente, existe una gran discrepancia entre el número de órganos hígados donados y el número de enfermos en espera de un hígado donado. La escasez de órganos hígados es un problema global. Para ampliar el pool de donantes, partida de trasplante hepático (LTx) y donante vivo LTx fueron desarrollados para utilizar un hígado parcial como injerto1.
Para investigar el mecanismo detrás del trasplante del hígado parcial (PLTx), los modelos animales relevantes han sido establecidos2,3,4,5. En ratas PLTx, los lóbulos hepáticos son resecados en vivo y ex vivo para imitar las condiciones del donante vivo LTx y partido LTx, respectivamente, en humanos. Un artículo publicado en el Diario de experimentos visualizados presenta un protocolo detallado que implica una rata de 50% PLTx con un ex vivo hepatectomía5. Sin embargo, una rata PLTx con una hepatectomía en vivo no todavía se ha divulgado en la literatura visualizada.
Además de la diferencia entre hepatectomías in vivo y ex vivo , la técnica de realizar una hepatectomía sí mismo también juega un papel importante en determinar el resultado de PLTx. en la actualidad, en muchos estudios quirúrgicos utilizando la rata PTLx modelo, el hígado en lóbulos fueron resecados después de colocar una ligadura simple en el pedículo de los lóbulo del hígado2,3,6,7,8,9. Sin embargo, colocar una ligadura simple antes de la resección no es adecuada para todos los lóbulos hepáticos, como diferentes lóbulos hepáticos tienen diferentes formas y tamaños. Una simple ligadura en la base del lóbulo mediano lleva un alto riesgo de provocar una constricción de la vena cava, que eventualmente podría afectar la salida del injerto hepático parcial10,11. Por lo tanto, es necesaria una actualización de hepatectomía técnica basada en el conocimiento de la Anatomía hepática de rata en el campo de la rata PTLx.
En el protocolo descrito en este estudio, un actualizado hepatectomía del 70% orientada al buque fue incorporado en el procedimiento de la rata PLTx. Las venas porta y arterias hepáticas del lóbulo lateral izquierdo (LLL) y del lóbulo medio (ML) fueron disecadas y divididas individualmente antes de la eliminación de la parenquimia del hígado. Luego, las venas hepáticas de la LLL y ML se unen por perforación de las suturas. Utilizando trompas individuales y suturas perforantes múltiples en lugar de colocar una ligadura simple, el tocón remanente de la ML pudo repartidas en la vena cava. Por lo tanto, era evitar la constricción de la vena cava de infrahepatic causada por una ligadura quirúrgica. Además, la oclusión de la irrigación sanguínea de la LLL y ML por trompas individuales antes de retiro de la parenquimia del hígado disminuyó la tasa de sangrado en el tocón remanente hepático, minimizando la influencia de la pérdida de sangre en los experimentos11.
Para microsurgeons, es un reto importante para reconstruir la arteria hepática apropiada (PHA) de un injerto del hígado debido al diámetro extremadamente pequeño de este buque. Aunque la cuestión de si es realmente necesario la arterialización en LTx está aún bajo debate12,13,14, numerosas técnicas microquirúrgicas de reconstrucción de la arteria hepática han sido propuestos14 . Aquí, presentamos una técnica novedosa para la arterialización del injerto hepático, que la anastomosis de la arteria hepática común (CHA) a la PHA agrandado de manera final a lado. Mediante el uso de esta técnica de extremo a lateral, dos arterias hepáticas están conectadas con una anastomosis de un diámetro más grande. Cuanto mayor es el diámetro de la anastomosis, la sutura de mano más fácil es llevar a cabo y mayor será la mejora de la permeabilidad de la anastomosis se convierte.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Todos los procedimientos siguieron las pautas de roedor cirugía aprobado por la Universidad Animal política de Wenzhou médica y Comité de bienestar 15.
1. los animales
- Utilizar ratas Lewis macho 250-350 g de peso como donantes y receptores.
2. operativo medio ambiente
- Realizar todos los procedimientos de microcirugía microscopio quirúrgico con aumentos desde 7 X hasta 20 X. Esterilizar todos los instrumentos quirúrgicos antes de su uso en la operación.
Nota: La sala de operaciones y la mesa de operaciones son limpias pero no estériles.
3. básicas microquirúrgicos maniobras
- Libre, diseccionar y movilizar la nave.
- En primer lugar, usar pinzas de micro rectos para levantar el tejido circundante en el buque.
- En segundo lugar, varias veces y suavemente abra y cierre las puntas de las pinzas de micro curva tal que las puntas finas pueden abrir y pelar el tejido circundante en la pared anterior de la nave.
- En tercer lugar, usar pinzas de micro rectos de la abrazadera y levante el recipiente para exponer el espacio posterior. A continuación, utilice las puntas de las pinzas de micro curva para pelar el tejido circundante en la pared posterior de la embarcación. Por último, debe presentarse un buque calvo sin cualquier tejido circundante conectado.
- Dividir o doble ligar y dividir un vaso o tejido.
- En primer lugar, haga dos nudos de Plaza en el buque o tejido con dos micro-pinzas16. En segundo lugar, corte el vaso o tejido entre los dos nudos de Plaza con micro tijeras.
4. preparación de la banda y Stent biliar
- Los puños de la vena porta y infrahepatic de la vena cava mediante catéteres intravenosos calibre 12 y calibre 14, respectivamente, mientras que el stent biliar utilizado es un catéter intravenoso calibre 22. Los puños consisten en una parte del cuerpo y la pieza de la manija. Utilice una redonda en la parte del cuerpo para sujetar la pared del vaso en el manguito (figura 1).
5. anestesia y fijación de las ratas
- Coloque suavemente la rata Lewis en una caja de la inducción con isoflurano 5% mezclado con el oxígeno de 0,5 L/min para inducir la anestesia inhalatoria. Vigilar la frecuencia respiratoria de la rata para evitar la muerte inesperada causada por una sobredosis de isoflurano. Reducir la concentración de isoflurano al 2% para mantener la anestesia cuando la rata no responde al estímulo de dolor.
- Pasar la rata a un tablón de roble 30 cm x 30 cm cubierto por una toalla tapete quirúrgica esterilizada y la rata en una posición supina. Atan los cuatro miembros de la rata con cinta intermedia y posteriormente fijar la cinta con cuatro chinchetas. Desinfectar la piel con alcohol al 70% una vez y yodóforos tres veces.
6. donantes operación
- Exponer el campo operatorio
- Corte una pequeña incisión transversal en la parte superior del abdomen a los vasos epigástricos inferiores bilaterales con un coagulador eléctrico del transecto.
- Extender la incisión transversal cerca de la margen costal en la parte superior del abdomen con tijeras quirúrgicas.
- Invertir y fijar la parte superior del abdomen pared y proceso del xiphoid, respectivamente, en el lado craneal.
- Mover el intestino fuera de la cavidad abdominal con dos palillos de algodón húmedo. Cubra el intestino con un trozo mojado de Gasa.
- Cortar los ligamentos y recorte la cava suprahepática (SHVC)
- Cortar el ligamento falciformal, ligamento coronario y ligamento triangular en secuencia.
- Libre de la vena diafragmática izquierda del diafragma mediante micro pinzas. Luego, doble ligan con suturas de seda 6-0.
Nota: No se dividen esta vena en este paso. - Cortar el ligamento gastrohepático con micro tijeras para liberar el lóbulo caudado inferior y el ligamento hepatoesophageal y arteria.
- Ocluye el suministro de sangre de la LLL y ML antes de la resección (figura 2)
- En primer lugar, utilizar fórceps curvado para disecar cuidadosamente la pared posterior del tronco común de la PV que suministra la LLL y lóbulo medio izquierdo (LML) de la parenquimia. En segundo lugar, doble ligar y dividir con el correspondiente conducto biliar y la arteria hepática juntos.
- Disecar y dividir el PV de la RML suavemente ya que esta vena se adhiere estrechamente a la parenquimia del hígado.
Nota: se recomiendan 14 aumentos. No herir la PV del lóbulo superior derecho, que está cerca de la PV de la RML. - Identificar la arteria hepática y conducto biliar de la RML situado entre el PVs de la RML y el amor de mi vida. Doble ligar y dividir la arteria hepática y conducto biliar de la RML utilizando suturas de seda 6-0.
Nota: Un cambio en el color de la LLL y ML de rojo oscuro es un indicador de éxito oclusión de la irrigación sanguínea. Conocimiento profundo de la anatomía vascular es esencial para identificar y disecar los vasos correspondientes. Un estudio en rata claramente ilustra la Anatomía hepática por corrosión moldes10.
- Resecando el LLL
- Ligar el pedículo del LLL con sutura de seda 3-0 un circunferencial para ocluir el flujo sanguíneo de la vena hepática lateral izquierda. Utilizando micro tijeras, cortar el hígado inmediatamente por encima de la ligadura para retirar la masa del hígado.
- Resecando el amor de mi vida
- Fije la vena hepática media izquierda por pinzas hemostáticas mosquito colocados a lo largo de la fisura mediana (Figura 3A). Eliminar a todos de la parenquimia del hígado del amor mi vida inmediatamente anterior el fórceps con micro tijeras.
- Lugar una sutura de perforación que penetra en el parénquima hepático inmediatamente debajo de las pinzas alrededor de la media izquierda hepática de la vena. Entonces, un nudo cuadrado para ligar antes de soltar las pinzas.
- Coloque otro dos suturas piercing bajo el fórceps para rodear el resto de la incisión abierta del amor de mi vida. A continuación, haga dos nudos de Plaza para cerrar el resto de la incisión. Soltar las pinzas hemostáticas de mosquito para verificar sangrado.
- Resección de RML (figura 4)
- Colocar pinzas hemostáticas de mosquito para rodear la base de la RML en una distancia de 0,5 cm a SHVC (Figura 4B). Entonces, Cruz-abrazadera de la base usando las pinzas hemostáticas de mosquito para ocluir la vena suprahepática derecha mediana.
- Utilizando micro tijeras, quite de la parenquimia del hígado de la RML a lo largo de la superficie superior de las pinzas. Asegúrese de trabajar muy cerca de la superficie de las pinzas, dejando un tocón de la ML liso y fino.
- Lugar la primera sutura piercing penetrando la parenquimia del hígado bajo el fórceps para rodear la mediana media hepática de la vena. Entonces, un nudo cuadrado para ligar la vena hepática media media. Lugar la segunda sutura de perforación para ligar la vena hepática derecha mediana utilizando el mismo método. Coloque otro dos suturas piercing cerca del resto de la incisión después de la descripción en 6.5.2.
- Recorte de la cava de infrahepatic (IHVC)
- Corte el retroperitoneo para exponer la IHVC. Utilizar un micro-pinzas curvas para liberar la IHVC y la vena renal derecha del tejido circundante. Disecar y ligar la vena suprarrenal derecha, que desagua en el IHVC de la parte posterior.
- Realizar una nefrectomía derecha después de la ligadura de la vena renal derecha y la arteria renal derecha para guardar suficiente longitud vascular para instalar el manguito en el IHVC en un paso posterior.
- Instalación de stent biliar
- Conducto biliar común (CBD) a movilizar desde el hilio hepático primer usar micro pinzas. Ligar el CDB en el punto de Cruz de la vena pilórica y CDB mediante una sutura de seda 6-0.
- Cortar una incisión transversal en la pared anterior de la CDB en la parte proximal de la ligadura. Insertar un stent biliar, hecho de un catéter intravenoso calibre 22, en el lumen del CDB a través de la incisión. Asegure el stent biliar con un circunferencial sutura de seda 6-0. Transecto del CDB entre las dos suturas de seda 6-0.
- Recorte a la fotovoltaica
- Ligar la vena pilórica con una sutura de seda 6-0 distal a la PV. A continuación, ligar la vena pilórica con una sutura de polipropileno 7-0 cerca de la PV. Transecto la vena pilórica entre estos dos trompas. Doble ligar y dividir la vena esplénica, de la misma manera.
Nota: Utilice una sutura de polipropileno 7-0 para ligar el vaso para hacer un nudo ligadura menor comparado con la de la sutura de seda 6-0. Un nudo grande puede interferir con la instalación del manguito en el ultimo paso. La pared vascular de la vena pilórica y la vena esplénica es delgada, por lo que las manipulaciones suaves son esenciales durante la disección. Un artículo anteriormente publicado con más descripciones e ilustraciones acerca de disección y dividiendo la vena pilórica y la vena esplénica se debe leer antes de la operación17.
- Ligar la vena pilórica con una sutura de seda 6-0 distal a la PV. A continuación, ligar la vena pilórica con una sutura de polipropileno 7-0 cerca de la PV. Transecto la vena pilórica entre estos dos trompas. Doble ligar y dividir la vena esplénica, de la misma manera.
- Recorte de la arteria hepática común (CHA)
- Con cuidado libre del CHA y sus dos bifurcaciones, la PHA y la arteria gastroduodenal (GDA), del tejido circundante con dos micro-pinzas. Doble ligar el GDA usando las suturas de seda 6-0 en la bifurcación de la CHA a GDA.
- Heparinización y perfundiendo el injerto hepático
- Inyectar 50 UI de heparina en 1 mL de solución salina a través de la vena del pene. Espere 5 minutos lograr la heparinización sistémica.
- Pinzamiento de la PV, IHVC y CHA con tres micro-serrefines curvadas para ocluir el flujo sanguíneo hepático. Realizar una pequeña incisión en la pared anterior de la PV para insertar un catéter de calibre 22. Perfusión del injerto hepático parcial con solución salina a 4 ° C mediante el catéter bajo una presión de 20 cmH2O.
- Rápidamente la corte Abra la cavidad torácica e intratorácico de la vena cava con tijeras quirúrgicas para drenar la sangre y la solución. No deje la perfusión hasta que el color del injerto hepático parcial todo llega a ser uniformemente amarillo.
- Explantar el injerto hepático parcial
- Transecto la vena diafragmática izquierda entre las dos trompas (descrito en 6.2.2) utilizando tijeras micro.
- A continuación, transecto la SHVC cerca del diafragma para guardar la longitud vascular mayor tiempo posible. Transecto de la PV en el nivel de la vena esplénica con micro tijeras. Divida el GDA entre las trompas dobles y transecto CHA cerca del tronco celíaco.
- Transecto los vasos suprarrenales en el lado distal del 6-0 seda ligadura colocada en 6.7.2. Transecto de la IHVC a nivel de la vena renal izquierda con tijeras quirúrgicas.
- Impuestos y transferencia el hígado parcial a un plato de la mesa de detrás (placa de cultivo de 30 mm) llena de solución salina a 4 ° C.
7. tabla de espalda operación (preparación)
- Instalar los manguitos vasculares (figura 5)
- Tire de la PV a través del lumen de un brazalete con un catéter intravenoso calibre 12 con micro pinzas. Fijar temporalmente el brazalete mango y PV usando una abrazadera de buque. Vuelque la pared PV para cubrir la superficie exterior del manguito. Asegure la pared del vaso y manguito en posición con una sutura de seda 6-0 circunferencial.
Nota: No gire el vaso. El mango del manguito debe conservarse en la dirección de 12:00. - Instale el manguito IHVC después de las descripciones en 7.1.1.
- Tire de la PV a través del lumen de un brazalete con un catéter intravenoso calibre 12 con micro pinzas. Fijar temporalmente el brazalete mango y PV usando una abrazadera de buque. Vuelque la pared PV para cubrir la superficie exterior del manguito. Asegure la pared del vaso y manguito en posición con una sutura de seda 6-0 circunferencial.
- Preestablecimiento de las dos estancia suturas en el SHVC
- Penetrar la pared del vaso de la SHVC de fuera a dentro con dos polipropileno 7-0 suturas a lo largo de las 3:00 y 9:00 direcciones, respectivamente.
Nota: No haga un nudo.
- Penetrar la pared del vaso de la SHVC de fuera a dentro con dos polipropileno 7-0 suturas a lo largo de las 3:00 y 9:00 direcciones, respectivamente.
- Preservación del injerto
- Sumerja el injerto hepático parcial en solución salina a 4 ° C para la conservación después de la operación de la mesa de atrás.
8. receptor operación
- Repita los procedimientos 6.1-6.2 y 6.7, excepto la nefrectomía derecha, en el recipiente para exponer el campo operatorio, los ligamentos del transecto y recortar los vasos.
- Preparación de la IHVC, hepático, arteria hepática y vena porta en el recipiente
- En primer lugar, movilizar a la sección de la IHVC hasta la vena renal derecha. En segundo lugar, ligar los vasos suprarrenales derecho usando una sutura de seda 6-0. En tercer lugar, movilizar el CDB desde el hilio hepático primer usar micro pinzas.
Nota: No corte el tejido graso alrededor del CDB. - Transecto del CDB en la primera bifurcación en el hilum hepático después de la ligadura doble utilizando una sutura de seda 6-0. Entonces, transecto del PHA con micro tijeras después de la ligadura doble utilizando una sutura de seda 6-0. Movilizar a la sección de la PV desde el hilio hepático la vena pilórica.
- En primer lugar, movilizar a la sección de la IHVC hasta la vena renal derecha. En segundo lugar, ligar los vasos suprarrenales derecho usando una sutura de seda 6-0. En tercer lugar, movilizar el CDB desde el hilio hepático primer usar micro pinzas.
- Movilización de la parte posterior del hígado
- Retraiga al receptor hepático a la izquierda con dos palillos de algodón. Luego, cortar el ligamento en la parte posterior del hígado de la SHVC a la vena suprarrenal derecho como se describe en un anterior artículo visualizado18. Después de esto, introducir una banda de caucho a través del espacio detrás de la SHVC.
- Preparar los instrumentos y materiales durante la fase anhepatic
- Vuelva a verificar la disponibilidad de todos los instrumentos y materiales necesarios en la fase anhepatic, como una jeringa de 5 mL con una aguja curva, soporte micro-tijeras, aguja micro, micro pinzas, dos pinzas hemostáticas de micro, suturas polipropileno 7-dos 0 y 6-0 material de sutura de seda.
Nota: Búsqueda de materiales o instrumentos puede prolongar la fase anhepatic.
- Vuelva a verificar la disponibilidad de todos los instrumentos y materiales necesarios en la fase anhepatic, como una jeringa de 5 mL con una aguja curva, soporte micro-tijeras, aguja micro, micro pinzas, dos pinzas hemostáticas de micro, suturas polipropileno 7-dos 0 y 6-0 material de sutura de seda.
- Suprimir el hígado del receptor
- Pinzamiento de la IHVC inmediatamente por encima de la vena renal con una abrazadera del buque y el PV inmediatamente por encima de la vena pilórica. Registrar la duración de la fase anhepatic desde este momento hasta que se suelte la abrazadera en el PV.
- Reducir la concentración de isoflurano al 0,5% de inmediato.
- Baje el SHVC y el diafragma por la banda de goma predefinida. Sujete las piezas del diafragma junto con la vena cava intratorácica utilizando una pinza de Bulldog, manteniendo una distancia de 0,5 cm para el SHVC.
Nota: No fije el pulmón de la rata. - Con micro tijeras, corte la pared del vaso de la SHVC cuidadosamente el borde superior de la parenquimia del hígado para mantener la pared vascular mayor tiempo posible.
- Transecto de la PV en la primera bifurcación en el hilio hepático con micro tijeras. Transecto, la vena cava inferior en la parenquimia del lóbulo inferior derecho, en lugar de la pared del vaso, dejando la parenquimia del hígado circunferencial alrededor de la vena cava. Mantener la vanguardia en el lóbulo inferior derecho, a una distancia de 4 m m para el IHVC. Después de transecting los vasos, mueva el hígado entero fuera de la cavidad abdominal.
- Reconstruir la SHVC
- Colocar el injerto parcial del hígado en la cavidad abdominal orthotopically. Perforar la pared del vaso de la SHVC de dentro a fuera a lo largo de las 3:00 y 9:00 indicaciones mediante dos suturas de estancia preestablecido. Tirar de las suturas de dos estancia a derecha e izquierda después se atan en un nudo con sus propios fines.
- Perforar la SHVC pared de fuera a dentro cerca del nudo en la dirección de 3:00 para introducir la aguja de la sutura de la derecha de la estancia en el lumen vascular.
- Anastomizar la pared posterior de la SHVC sutura corriente dentro del lumen vascular desde la dirección de 3:00 a 9:00 dirección.
- En la esquina de la dirección de 9:00, perforar la pared del vaso de dentro a fuera cerca del nudo para introducir la aguja fuera de la luz vascular.
- Uso de esta sutura para anastomizar la pared anterior utilizando una sutura corriente fuera del lumen vascular desde la dirección de 9:00 a 3 la hora dirección. Por último, atar la sutura con su propio final 3 veces (figura 6).
Nota: Inyectar 3 a 5 mL de solución salina en el lumen de la SHVC reconstruido para eliminar burbujas de aire antes de los últimos 2-3 puntos. Una descripción más detallada de anastomosis SHVC puede encontrarse en el artículo por Delriviere et al. 19.
- Reconstrucción de la PV
- Coloque dos suturas de polipropileno estancia 7-0 en el extremo de la PV del receptor después de la descripción en 7.2. Tire dos suturas de estancia en la dirección opuesta para extender de la pared del vaso. Fijar dos suturas de estancia usando dos pinzas hemostáticas de mosquito micro.
- Inyectar aproximadamente 1 mL de solución salina en el lumen vascular de la PV en el recipiente para eliminar las burbujas de aire. Inserte rápidamente el brazalete de la vena porta en el lumen vascular de la PV en el recipiente a la fuerza cuando se abre con unas pinzas de micro. Asegure la anastomosis del manguito mediante una sutura de seda 6-0 circunferencial. Pinzamiento del CHA.
- Reperfusión a injerto del hígado
- Suelte las abrazaderas en el SHVC y PV en secuencia a reperfuse el injerto hepático. Registrar el tiempo de la fase anhepatic. Si hay sangrado de la anastomosis. Aumentar la concentración de isoflurano al 1-2% según la reacción de la rata para el estímulo de dolor.
- Reconstrucción de la IHVC
- Inyectar 1 mL de solución salina en el lumen vascular de la IHVC en el recipiente para eliminar las burbujas de aire. Inserte el manguito en el lumen vascular cilíndrico de la IHVC, que es apoyado por el parénquima hepático circunferencial (figura 7). Introducir una sutura de seda 6-0 por el espacio posterior de la IHVC. Asegurar rápidamente la anastomosis del manguito mediante una sutura de seda 6-0.
- Suelte las abrazaderas de dos buques en el IHVC para reiniciar la perfusión. Recorte de la parenquimia del hígado circundante con cuidado encima de la sutura de seda circunferencial con micro tijeras.
- Reconstrucción de la arteria hepática
- Penetrar la pared del vaso del CHA en el injerto hepático de fuera a dentro con dos polipropileno de 11-0 suturas en el 3:00 y 9:00 direcciones, respectivamente. Ocluir el flujo sanguíneo de la CHA y GDA en el destinatario mediante dos curvas micro-serrefines.
- Transecto del PHA del destinatario en su raíz para exponer el lumen vascular con micro tijeras. Agrandar el lumen vascular de la PHA en el receptor por parte de la corte de la pared del vaso longitudinalmente para acomodar el diámetro del CHA en el injerto hepático.
- Anastomizar el CHA del injerto hepático a la PHA agrandado de manera final a lado usando la técnica de sutura corriente descrita para la anastomosis SHVC (8.6.2-8.6.7).
Nota: Ilustraciones detalladas pueden encontrarse en el artículo por Huang et al14.
- Reconstrucción de la CDB
- Volver el intestino a la cavidad abdominal para reducir la distancia entre los dos extremos de la vía biliar. Realizar una incisión transversal en la pared anterior del conducto biliar del receptor.
- Baje el stent biliar en el injerto hepático parcial para insertar en el lumen del conducto biliar en el destinatario a través de la incisión transversal. Asegure el stent utilizando una sutura de seda circunferencial de 6-0.
- Atar las dos suturas de seda circunferencial de 6-0 en el conducto biliar entre sí para reducir la tensión de la anastomosis.
- Cierre del abdomen
- Cerrar el abdomen en dos capas, con sutura de seda 3-0 en el patrón de sutura corriente.
9. tratamientos postoperatorios (Analgesia y antibióticos)
- Tratar a todos los destinatarios con 0.1 mg/kg de buprenorfina por vía subcutánea. Administrar cefuroxima (16 mg/kg) por vía subcutánea además de la droga analgésica. Ofrecen agua del grifo y estándar del laboratorio animal chow a las ratas ad libitum.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
En total, 31 casos de rata arterializada syngeneic PLTx terminaron usando este protocolo. Todos los receptores sobrevivieron hasta el final del tiempo de observación. El peso corporal de los receptores comenzó a recuperarse después de día postoperatorio (POD) 4. La cuesta del peso corporal era cercano de una rata normal de Lewis después POD 6 (figura 8), que indirectamente implica la recuperación del receptor. Histológicamente, se observó una leve proliferación del conducto biliar en los destinatarios, y estaba intacta la arquitectura lobular hepática de los receptores. Necrosis ni evidente dilatación sinusoidal no se observó (figura 9). El nivel del suero de alanina aminotransferasa (ALT) estaba dentro del rango normal en vaina 30 (figura 10). No hay casos de orina amarillo causado por ictericia fueron observados en estos recipientes, que fue indicado por comprobar la jaula de ropa de cama diariamente, lo que indica la permeabilidad del stent biliar. El nivel normal del suero de la bilirrubina en vaina 30 había confirmada la reconstrucción acertada de la vía biliar (figura 11). La permeabilidad de la arteria hepática verificó transecting el PHA en el lado proximal de la anastomosis durante el sacrificio. Sangrado de la PHA se observó en todos los recipientes, lo que implica la permeabilidad de la anastomosis. Todos estos resultados sugieren que los injertos de hígado funcionaban bien.
La duración media de la fase anhepatic fue 23.03 ± 2,3 min. La anastomosis del pun ¢ o de la PV tomó 4.68 ± 0,77 min, mientras que la anastomosis del pun ¢ o de la IHVC sólo tomó 2.05 ± 0,71 mínima comparada con la anastomosis del pun ¢ o de la PV, la anastomosis del pun ¢ o de la IHVC guarda el paso de colocar las suturas de la estancia y acortó aún más la anas tomosis tiempo (tabla 1).
Se observaron dos casos de sangrado en el tocón remanente de la ML durante la hepatectomía del 70% entre los 31 casos de hepatectomía orientada al buque. En un experimento anterior, sangrado en el tocón remanente de la ML se observó en 8 de 18 casos de preservación del parénquima orientada al buque hepatectomía (figura 12). Este resultado indica una menor tasa de sangrado en el tocón remanente hepático de la ML después de hepatectomía del 70% orientado a la embarcación.
Figura 1 . Los pun ¢ os y stent biliar.
(A, C) El tamaño de los puños. (B) la redonda en el brazalete. (D) la parte del cuerpo y la pieza de la manija del manguito. (E) (a) pun ¢ o IHVC; (b) manguito PV. (F) biliar stent. Barra de escala = 5 mm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 . Para ocluir el suministro de sangre de LLL y ML.
(A) El tronco común de la PV, arteria hepática y biliar del conducto del LLL y amor de mi vida.
(B) La decoloración de la LLL y el amor de mi vida después de transecting el tronco común.
(C) La vena porta de la RML.
(D) Todos los PVs, arterias hepáticas y biliares del LLL y el ML se transversalmente.
Barra de escala = 5 mm. las abreviaturas: LLL izquierda lóbulo lateral, lóbulo medio ML, Amo mi vida izquierda media del lóbulo, RML lóbulo mediano derecho, RSL derecho lóbulo superior, RIL del lóbulo inferior derecho, lóbulo caudado superior SCL. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 . Para resecar el lóbulo medio izquierdo.
(A) resecar la masa hepática del amor de mi vida inmediatamente por encima de las pinzas.
(B) lugar tres piercing a las suturas en la incisión. (
)
Barra de escala = 5 mm. las abreviaturas: RML derecho lóbulo mediano, RSL superior derecha RIL lóbulo derecho lóbulo inferior, lóbulo caudado superior SCL. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4 . Para resecar el lóbulo mediano derecho (RML).
(A) La base de la RML.
(B) Colocar pinzas de hemostasia de mosquitos alrededor de la base de RML.
(C) Resecar la parenquimia del hígado de RML inmediatamente por encima de las pinzas.
(D) Deja una capa llana y delgada del tejido del hígado remanente en el SHVC.
Barra de escala = 5 mm. las abreviaturas: lóbulo medio de ML, RSL derecho lóbulo superior. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5 . Para instalar el manguito.
(A) Tire de la PV a través del lumen de un puño.
(B) fijar el mango del pun ¢ o y el PV juntos por una abrazadera de buque.
(C) vuelque la pared vascular de PV para cubrir la superficie exterior del manguito.
(D) asegurar la pared vascular y el brazalete en posición.
Barra de escala = 5 mm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6 . Para reconstruir la SHVC.
(A y B) Tire dos suturas de estancia a la derecha e izquierda, respectivamente.
(C) anastomosis la pared posterior de la SHVC sutura corriente en el lumen vascular.
(D) anastomizar la pared anterior de la SHVC fuera del lumen vascular.
Barra de escala = 5 mm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7 . Para reconstruir el IHVC.
(A) cilíndrico lumen vascular de la IHVC en el recipiente.
(B) garantizar la anastomosis del pun ¢ o de la IHVC.
(C) iniciar la reperfusión.
(D) corte el parénquima hepático circundante por encima de la sutura circunferencial de seda.
Barra de escala = 5 mm. las abreviaturas: PV de la vena porta, IHVC infrahepatic inferior vena cava, RIL derecho lóbulo inferior. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 8 . Recuperación de peso corporal postoperatoria.
El peso del cuerpo de receptores comenzó a recuperarse después de día postoperatorio 4. La cuesta del peso corporal era cercano de una rata normal de Lewis después de día postoperatorio 6, que indirectamente implica la recuperación del receptor.
Figura 9 . La histología del injerto hepático después de 30 días.
En histología, se observó una leve proliferación del conducto biliar en los receptores, y estaba intacta la arquitectura lobular hepática de los receptores. Necrosis ni evidente dilatación sinusoidal no se observó (400 X). Barra de escala = 20 um haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 10 . Nivel del suero de Alt
El nivel del suero de ALT fue dentro del rango normal en 30 POD. (**, P < 0.05).
Figura 11 . Nivel del suero de bilirrubina.
El nivel del suero de la bilirrubina en vaina 30 fue comparable a la de una rata normal de Lewis (P > 0.05).
Figura 12 . Sangrado de las tasas de los diferentes métodos de hepatectomía.
Una tasa menor de sangrado en el tocón remanente hepático de la ML se observó en el método con la hepatectomía 70% orientado a la embarcación.
| Procedimientos | Retiro del hígado | Anastomosis SHVC | Anastomosis de PV | Anastomosis IHVC | Anhepatic tiempo |
| Tiempo (minutos) | 2.62±0.46 | 15.73±2.05 | 4.68±0.77 | 2.05±0.71 | 23.03±2.30 |
| Los datos se expresaron en Mean±SD | |||||
Tabla 1. Tiempo de los procedimientos quirúrgicos durante la fase anhepatic
Tabla 2. Diferencia entre dos protocolos visualizados de la rata PLTx. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta mesa.
Materiales suplementarios
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
PLTx de la rata es un sofisticado procedimiento microsurgical con un programa de entrenamiento que es alto en costo y tiempo de duración20. La complejidad de la rata PLTx protocolo ha impedido que los investigadores utilizando este modelo animal. Comparado con el mismo tamaño rata LTx, rata PLTx presenta el microsurgeon no sólo con el desafío de un procedimiento de trasplante, pero también con el reto de la resección hepática en un animal pequeño. Por lo tanto, un protocolo microsurgical visualizado que describe todo el procedimiento en detalle es esencial para establecer este modelo complejo. Un artículo previamente visualizado por Nagai et al. presentó un protocolo de trasplante orthotopic parcial del 50% LTx con reconstrucción arterial hepática en ratas5 (tabla 2). Este protocolo utiliza una hepatectomía ex vivo , que es clínicamente similar al procedimiento de dividir LTx.
En comparación con split LTx, viven a donantes LTx reseca el injerto hepático parcial desde el donante vivo, en lugar de dividir el hígado en la operación de la mesa de atrás. La resección en vivo hepática puede llevar a más manipulaciones quirúrgicas, más hipertensión portal y más lesiones de isquemia caliente en el injerto hepático parcial. Por lo tanto, varias ratas PLTx se han establecido modelos de utilización de la hepatectomía en vivo en estudios relevantes6,8,21,22. Muchos protocolos incluyen la resección de los lóbulos del hígado después de la simple ligadura del pedículo o base2,3,6,8,21,23. Sin embargo, diferentes lóbulos hepáticos son de diferentes formas. ML de la rata tiene una amplia base rodea la vena cava10,24. Colocar una ligadura simple en la base de la ML fácilmente constricts la vena inferior. Para evitar la constricción de la vena cava, Madrahimov et al desarrollaron una hepatectomía orientada al buque de conservar parénquima para sacar los ML en 2 pasos después se hicieron cuatro suturas perforantes en el parénquima, dejando el tocón remanente de la ML plana 10. sin embargo, el PVs de los lóbulos hepáticos ligados por las suturas perforantes estaban ocultos en el parénquima. Sangrado en el tocón remanente causado por falta o lesionar las ramas pequeñas de la PV no podría ser totalmente evitado 11. En nuestro protocolo, las arterias hepáticas y PVs correspondientes fueron más disecadas primero. Luego, el riego sanguíneo de los lóbulos de hígado resecados individualmente fue ocluido por trompas antes de la resección. Por lo tanto, se redujo la tasa de sangrado en el tocón remanente usando nuestro protocolo (figura 10). La técnica de colocar cuatro suturas perforantes en el tocón de la ML se empleó también en nuestro protocolo para ligar las venas hepáticas pero no el PV y las arterias hepáticas. Con estas trompas utilizando múltiples suturas perforantes y una resección escalonada, se mantuvo la forma plana del muñón remanente hepático, que evita la constricción de la vena cava.
Para la reconstrucción de IHVC, una ligera modificación se hizo para la anastomosis de la banda descrita por Kamada et al. 25. la vena cava inferior del receptor transected en la parenquimia del lóbulo inferior derecho, en lugar de la nave IHVC, que dejó un parénquima hepático circunferencial alrededor de la vena cava. La parenquimia del hígado por la vena cava ayudó a mantener la forma cilíndrica del extremo vascular de la IHVC del destinatario en lugar de una forma plana. Por lo tanto, la luz de la IHVC natural abrió sus puertas sin la ayuda de suturas de estancia y fórceps. Esta modificación ayudó a salvar el paso de colocar las suturas de la estancia y facilita la inserción de la banda IHVC en el lumen vascular del receptor. Además, esta modificación prolonga la longitud vascular de la IHVC, reduciendo así la tensión entre los dos extremos durante la anastomosis del manguito.
Con la ventaja de la anastomosis vascular rápido, la técnica de dos puños se utiliza con frecuencia en el rata orthotopic LTx de anastomosing los PV y IHVC. Miyata et al propuso incluso un protocolo que implica una técnica de tres-brazalete para anastomizar el PV, IHVC y SHVC. Sin embargo, la técnica de la banda también tiene sus desventajas. En primer lugar, un brazalete con un tamaño fijo no puede caber perfectamente el tamaño de la embarcación correspondiente. Además, la técnica del pun ¢ o perturba la circulación sanguínea, resultando en una mayor incidencia de trombosis y la reacción de cuerpo extraño a la banda26. SHVC, un barco principal en la rata muestra flujo arterial. Ninguna constricción o trombosis en este vaso puede provocar graves complicaciones postoperatorias. Por lo tanto, en nuestro protocolo de PLTx, decidimos utilizar la técnica de sutura de la mano para reconstruir el SHVC, que permite el ajuste de la anastomosis lo más cerca posible a la configuración física. Sin embargo, anastomosis SHVC de alta calidad por la técnica de sutura de mano requiere alta destreza microquirúrgica. Para los principiantes, técnica de triangulación de Carrel se recomienda para anastomosing vasos 27. Mediante el uso de esta técnica, estancia tres suturas se colocan a intervalos regulares alrededor de la circunferencia de la SHVC. La forma 3D de la SHVC es mantenida por retraer que estos tres alojarte suturas a lo largo de tres direcciones, que pueden prevenir SHVC de estenosis en la anastomosis.
La arterialización del injerto hepático es un tema polémico. En nuestra opinión, arterialización nuevo no es el paso clave para garantizar un índice de supervivencia alto del destinatario, pero puede ser el paso fundamental para garantizar un alta calidad injerto hepático. En el protocolo tradicional de la rata LTx con la técnica del pun ¢ o de dos, la arteria hepática no fue reconstruida, como la falta de perfusión de la arteria hepática no afectó el resultado de la rata LTx12. Además, se llevó a cabo un estudio en ratón LTx para investigar el efecto de la arterialización de la supervivencia del injerto a largo plazo, alteraciones histológicas, daño isquémico del hígado y de vías de activación inmunológica temprana13. Los investigadores concluyeron que la arterialización nueva de injertos hepáticos no tenía un efecto importante en la tasa de supervivencia o el grado de activación inmunológica. Sin embargo, un reciente estudio divulgado por Huang et al sugiere que la arterialización es importante para la recuperación de la parenquimia del hígado sometido a hepatectomía, especialmente con la obstrucción de la salida28. No-arterialización del injerto hepático parcial había agravado daño hepático y había retrasado la recuperación de necrosis focal. Por lo tanto, se recomienda la arterialización del injerto hepático parcial. Como se muestra aquí, una técnica de anastomosis extremo a lado fue utilizada para reconstruir la arteria hepática, que fue descrita previamente por uno de nuestros autores 14. La ventaja de esta técnica es la opción para anastomizar dos arterias gruesas, el CHA y GDA, en lugar de la PHA delgada, que reduce la dificultad de reconstruir la arteria hepática y mantiene una alta tasa de permeabilidad de la anastomosis.
La rata clásica LTx protocolo propuesto por Kamada et al sugiere controlar la fase anhepatic que sea menos de 26 minutos, como ningún animal sobrevivido cuando la fase anhepatic duró más de 26 minutos25. Nuestra experiencia es consistente con esta sugerencia, aunque anteriormente observamos varios casos de supervivencia con un anhepatic fase tiempo más de 26 minutos. En nuestra opinión, una fase anhepatic estable tiene prioridad sobre una corta fase anhepatic en investigación quirúrgica. En nuestro grupo, la fase anhepatic es controlada precisamente para dentro de un tiempo específico. La fase anhepatic no se detiene hasta que se alcance el tiempo preestablecido anhepatic, aunque mucho antes de que se pudo completar la anastomosis de la SHVC y PV. Sin embargo, en un proyecto de formación, se recomienda una menor fase anhepatic.
Aunque se han hecho muchas mejoras para acortar la fase de entrenamiento y eliminar operaciones innecesarias, rata LTx y PLTx son todavía complejas operaciones microsurgical20. Por lo tanto, además de un protocolo de visualizado, un protocolo de entrenamiento paso a paso basado en el ciclo de Plan--Check-Action es importante para lograr una alta supervivencia y operación alta calidad. Nuestra experiencia preliminar en el uso de este protocolo de entrenamiento demostró que 40-73 operaciones debían dominar el rata orthotopic LTx. Otros que 9-13 operaciones debían dominar la rata vuelva a arterializada PLTx. El protocolo de entrenamiento propuesto por Czigány et al. , afirma que 50-60 LTxs son suficientes para dominar el trasplante orthotopic del LTx y PLTx29.
En nuestro protocolo de formación Plan--Check-Action, control de calidad en cada etapa de entrenamiento y en cada manipulación individual hay que destacar, sobre todo en un modelo complejo. Una tasa de supervivencia alta no equivale a un procedimiento de alta calidad. En los resultados representativos, se enumeran varios criterios para evaluar la calidad de la microcirugía, incluyendo histología, enzimas hepáticas, recuperación de peso corporal, ictericia (suero bilirrubina y amarillo de la orina), la duración de la fase anhepatic y permeabilidad de la arteria hepática. Alta calidad se logra sólo cuando se cumplen todos los criterios.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Todos los autores tienen intereses contradictorios a revelar.
Acknowledgments
Esta investigación fue apoyada por la Fundación Nacional de Ciencias naturales de China (Grant no. 81501382) y de Zhejiang Provincial Ciencias naturales Fundación de China (Grant no. LQ13H100003 y LQ16H100002).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Surgical microscope | Möller-Wedel, Germany | 654359 | |
| Light source | OSRAM (China) Lighting Co., Ltd | 64627 | |
| Isoflurane Vaporizer | MIDMARK Corporation | VIP3000 | |
| Isoflurane | Baxter Healthcare Corporation | 40032609 | For Inhalation anesthesia |
| Normal Saline | Zhejiang Tianrui Pharmaceutical Co., Ltd. | 716092103 | |
| Povidone Iodine Solution | HANGZHOU MINSHENG PHARMACEUTICAL | H33021567 | For disinfection |
| Hemostatic forceps | Shanghai Medical Instruments(Group) Ltd | J31020 | |
| Surgical scissors | Shanghai Medical Instruments(Group) Ltd | JC2116 | |
| Needle-holder | Shanghai Medical Instruments(Group) Ltd | J32030 | |
| Dressing Forceps | Shanghai Medical Instruments(Group) Ltd | J42020 | |
| Mosquito hemostatic forceps | Shanghai Medical Instruments(Group) Ltd | W40340 | For liver resection; For retracting the stay sutures. |
| Micro-scissors | Shanghai Medical Instruments(Group) Ltd | WA1040 | |
| Micro needle-holder | Shanghai Medical Instruments(Group) Ltd | WA2060 | |
| Curved micro typing forceps | Shanghai Medical Instruments(Group) Ltd | WA3061 | |
| straight micro typing forceps | Shanghai Medical Instruments(Group) Ltd | WA3060 | |
| Micro hemostatic forceps | Shanghai Medical Instruments(Group) Ltd | WA3020 | |
| Bulldog clamp | Shanghai Medical Instruments(Group) Ltd | XEC350 | |
| Vessel clamps | Shanghai Medical Instruments(Group) Ltd | W40160 | |
| Micro Serrefine-curved | Fine Science Tools, Inc | 18055-05 | |
| Dacryosyrinx | Shi Zhuo medical instruments Co., Ltd. | 5# curve | Use as the curved needle for forcing out the air bubbles in the vascular lumen |
| Sterilized gauze swabs | Fuqing Health & Integral Medical | 20230R | |
| 5mL syringe | Zhejiang Yusheng Medical Instrument Co.,Ltd | 811932416 | |
| 18G needles | Shanghai Kindly Enterprise Development Group Co., Ltd | 01-014 | For fixing the upper abdomen wall |
| Intima II 22G intraveous catheter | Becton Dickinson Medical Devices (Shanghai) Co Ltd. | 383207y | For making biliary stent; For infusing perfusate |
| 7-0 polypropylene sutures | Ningbo Medical Needle Co., Ltd | 151026 | For SHVC anastomsis |
| 6-0 silk suture | Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd | 2650182 | For ligation |
| Culture dish (100mm) | Corning Incorporated | 430165 | used in back table for storage ice. The back table dish was placed on it. |
| Culture dish (30 mm) | Corning Incorporated | 3296 | As a vessel for organ preservation |
| Angiocath 12G intravenous catheter | Becton Dickinson Medical Devices (Shanghai) Co Ltd. | 382277 | For making a IHVC cuff |
| Angiocath 14G intravenous catheter | Becton Dickinson Medical Devices (Shanghai) Co Ltd. | 382269 | For making a PV cuff |
| Buprenorphine (hydrochloride) | Tianjin Institute of Pharmaceutical Research Pharmaceutical Co., Ltd | H12020275 | For analgesic |
| Cefuroxime sodium for injection | Esseti FarmaceuticiS.r.l | H20160013 | As an antibiotics |
References
- Yan, J. Q., Becker, T., Peng, C. H., Li, H. W., Klempnauer, J. Split liver transplantation: a reliable approach to expand donor pool. Hepatobiliary Pancreat Dis Int. 4, 339-344 (2005).
- Xia, R., Emond, J. C. Orthotopic partial liver transplantation in the rat: a model of 70% hepatectomy and reduced size liver transplantation. Transplantation. 56, 1041-1043 (1993).
- Omura, T., Ascher, N. L., Emond, J. C. Fifty-percent partial liver transplantation in the rat. Transplantation. 62, 292-293 (1996).
- Foss, A., et al. Function of reduced-size liver transplant in the rat. Res Exp Med (Berl). 197, 91-99 (1997).
- Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction. J Vis Exp. , e4376 (2013).
- Sun, J., Qin, G., Wu, L., Wang, C., Sheil, A. G. Antigenic load and peripheral chimeric levels in entire and partial liver allograft recipients. Microsurgery. 21, 183-187 (2001).
- Ninomiya, M., et al. Deceleration of regenerative response improves the outcome of rat with massive hepatectomy. Am J Transplant. 10, 1580-1587 (2010).
- Yamanaka, K., et al. Effect of olprinone on liver microstructure in rat partial liver transplantation. J Surg Res. 183, 391-396 (2013).
- Wang, W., et al. Mesenchymal stem cells promote liver regeneration and prolong survival in small-for-size liver grafts: involvement of C-Jun N-terminal kinase, cyclin D1, and NF-kappaB. PLoS One. 9, e112532 (2014).
- Madrahimov, N., Dirsch, O., Broelsch, C., Dahmen, U. Marginal hepatectomy in the rat: from anatomy to surgery. Ann. Surg. 244, 89-98 (2006).
- Martins, P. N., Theruvath, T. P., Neuhaus, P. Rodent models of partial hepatectomies. Liver Int. 28, 3-11 (2008).
- Kamada, N., Sumimoto, R., Kaneda, K. The value of hepatic artery reconstruction as a technique in rat liver transplantation. Surgery. 111, 195-200 (1992).
- Steger, U., Sawitzki, B., Gassel, A. M., Gassel, H. J., Wood, K. J. Impact of hepatic rearterialization on reperfusion injury and outcome after mouse liver transplantation. Transplantation. 76, 327-332 (2003).
- Huang, H., et al. A novel end-to-side anastomosis technique for hepatic rearterialization in rat orthotopic liver transplantation to accommodate size mismatches between vessels. Eur Surg Res. 47, 53-62 (2011).
- Bernal, J., et al. Guidelines for rodent survival surgery. J.Invest Surg. 22, 445-451 (2009).
- Johnson, A. J., Stulting, R. D. Ophthalmic Microsurgical Suturing Techniques. Macsai, M. S. , Springer. Berlin Heidelberg. 21-28 (2007).
- Delriviere, L., et al. Detailed modified technique for safer harvesting and preparation of liver graft in the rat. Microsurgery. 17, 690-696 (1996).
- Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. J Vis Exp. , (2012).
- Delriviere, L., et al. Technical details for safer venous and biliary anastomoses for liver transplantation in the rat. Microsurgery. 18, 12-18 (1998).
- Jin, H., et al. Preliminary experience of a PDCA-cycle and quality management based training curriculum for rat liver transplantation. J Surg Res. 176, 409-422 (2012).
- Selzner, N., Selzner, M., Tian, Y., Kadry, Z., Clavien, P. A. Cold ischemia decreases liver regeneration after partial liver transplantation in the rat: A TNF-alpha/IL-6-dependent mechanism. Hepatology. 36, 812-818 (2002).
- Tanaka, H., Hashizume, K., Enosawa, S., Suzuki, S. Successful transplantation of a 20% partial liver graft in rats: a technical innovation. J Surg Res. 110, 409-412 (2003).
- Bockhorn, M., et al. Erythropoietin treatment improves liver regeneration and survival in rat models of extended liver resection and living donor liver transplantation. Transplantation. 86, 1578-1585 (2008).
- Martins, P. N., Neuhaus, P. Surgical anatomy of the liver, hepatic vasculature and bile ducts in the rat. Liver Int. 27, 384-392 (2007).
- Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28, 47-50 (1979).
- Kashfi, A., et al. A review of various techniques of orthotopic liver transplantation in the rat. Transplant.Proc. 37, 185-188 (2005).
- Wain, R. A. J., Hammond, D., McPhillips, M., Whitty, J. P. M., Ahmed, W. Surgical Tools and Medical Devices. Ahmed, W., Jackson, M. J. , Springer International Publishing. 545-562 (2016).
- Huang, H., et al. Hepatic arterial perfusion is essential for the spontaneous recovery from focal hepatic venous outflow obstruction in rats. Am J Transplant. 11, 2342-2352 (2011).
- Czigany, Z., et al. Improving Research Practice in Rat Orthotopic and Partial Orthotopic Liver Transplantation: A Review, Recommendation, and Publication Guide. Eur Surg Res. 55, 119-138 (2015).
