Summary
Nous décrivons une méthode pour l’emplacement de stereotactically guidée, l’exposition et ablation du cortex auditif chez les rats. La localisation de l’ablation est évaluée à l’aide d’un post-mortem carte coordonnée.
Abstract
Le cortex auditif de rat (AC) est plus populaire parmi les enquêteurs neuroscience auditif qui s’intéressent à la plasticité de l’expérience-dépendance des processus perceptifs auditifs et contrôle cortical du son traitement dans les noyaux sous-corticaux auditifs. Pour aborder de nouveaux défis, une procédure pour localiser avec précision et chirurgicalement exposer le cortex auditif hâterait cet effort de recherche. Neurochirurgie stéréotaxique est régulièrement utilisée dans la recherche préclinique chez des modèles animaux pour greffer une aiguille ou une électrode à un emplacement prédéfini dans le cortex auditif. Dans le protocole suivant, nous utilisons des méthodes stéréotaxiques d’une nouvelle façon. Nous identifions les quatre points de coordonnées sur la surface de la temporal bone du rat pour définir une fenêtre qui, une fois ouvert, expose avec précision les fois le primaire (A1) et secondaire cortex (dorsale et ventrale) de l’AC à l’aide de cette méthode, nous effectuons ensuite une chirurgie ablation de l’AC. Après qu’une telle manipulation ne soit effectuée, il est nécessaire d’évaluer la localisation, la taille et l’extension des lésions dans le cortex. Ainsi, on décrit également une méthode pour localiser facilement le post-mortem AC ablation à l’aide d’une carte coordonnée construite en transférant les limites de la cytoarchitecturaux du Comité d’audit sur la surface du cerveau. La combinaison de l’emplacement de stereotactically guidée et l’ablation de l’AC avec la localisation de la zone lésée en un post mortem carte coordonnée facilite la validation de l’information provenant de l’animal et conduit à une meilleure analyse et compréhension des données.
Introduction
Le rat est un des modèles animaux plus couramment utilisés en neurosciences auditif. La robustesse de son comportement le rend capable de travailler pendant des centaines d’essais par jour. Sa sensibilité et son acuité spectrale pour audience1,2et l’Organisation anatomique et fonctionnelle de son système central, comparable aux autres mammifères3, faire le rat un modèle animal approprié permettant d’analyser un large éventail de thèmes de recherche en neurosciences auditif. Le cortex auditif de rat (AC), en particulier, a fait l’objet de plusieurs études anatomiques et physiologiques qui ont tenté de comprendre sa structure, organisation et rôle dans le traitement du son3. De nos jours, le commandant de bord est devenu populaire parmi neuroscientifiques intéressés de la plasticité de l’expérience-dépendance, perception auditive, les fondements synaptique de champ réceptif organisation et le contrôle cortical du traitement sonore dans le sous-corticale auditif noyaux4,5,6,7,8,9. Pour relever les défis que posent ces nouvelles approches, procédures qui peuvent localiser avec précision et chirurgicalement exposer l’AC accélérera les efforts de recherche. Stéréotaxiques techniques le rendent facile à localiser les régions spécifiques dans le cerveau sans essai de physiologie. Bien que la taille du cerveau varie légèrement entre les animaux, l’emplacement de n’importe quel secteur de cerveau peut être déterminé à l’aide de coordonnées stéréotaxiques, définir des points de repère sur le crâne, le cerveau de rat.
L’ablation restreinte du Comité d’audit est l’ablation chirurgicale de la région sensorielle du cortex plus directement liée à l’audience. Contrairement aux autres méthodes utilisées pour bloquer l’activité du Comité d’audit, telles que le refroidissement ou locale lidocaïne injections10,11,12, l’ablation chirurgicale des résultats AC la perte chronique de fonction. Ainsi, les ablations AC conviennent mieux pour étudier les effets à long terme de privation corticale, ainsi que les phénomènes ultérieurs de la plasticité de la lésion. La combinaison des méthodes stéréotaxiques avec ablation chirurgicale du Comité d’audit a été utilisée avec succès pour étudier les effets physiologiques, comportements et moléculaires du contrôle cortical privation13,14,15 ,16,17,18,19. Par exemple, un modèle de rat avec ablation bilatérale de AC a été utilisé pour étudier les effets de l’ablation corticale dans le réflexe de sursaut auditif et auditif du tronc cérébral (PEATC) les réponses16. Récemment, nous avons comparé les effets qu’unilatérales contre ablation bilatérale du rat AC produit dans les seuils de l’ABR, amplitudes et latences à des moments différents après la blessure de18. En outre, le modèle de rat de l’ablation AC restrictive a également servi à étudier les effets de la dégénérescence voie corticofugal dans les collicus inférieurs13,14,15 et l’oreille interne17 ,19. Après qu’une telle manipulation est effectuée dans le cerveau, il est nécessaire d’évaluer la localisation, la taille et l’extension des lésions dans le cortex. Bien que très utile, la principale limitation de cartes tonotopique issu des réponses neuronales20,21 sont les techniques électrophysiologiques nécessaires pour localiser les domaines auditifs dans le cerveau de rat. Pas tous les laboratoires ayant des équipements nécessaires ou des compétences pour faire ces enregistrements, nous avons construit une carte coordonnée fondée sur le transfert des limites cytoarchitecturaux du Comité d’audit à une image de la surface du cerveau18. Cette carte peut être très utile pour localiser l’AC sans essai de physiologie.
Le présent protocole décrit une méthode pour l’emplacement stereotactically guidée, exposition chirurgicale et ablation de l’AC chez les rats. Il décrit également comment utiliser nos coordonnées carte18 de localiser facilement l’extension de la lésion sur une image de la surface des cerveaux ramollis.
Protocol
cette étude a été réalisée en stricte conformité avec les deux règlements espagnols (Décret Royal 53/2013 - loi 32/2007) et les lignes directrices de l’Union européenne (Directive 2010/63/UE) sur le soin et l’utilisation des animaux en recherche biomédicale.
1. Préparation du Rat
Remarque : nous avons effectué des expériences chez le rat mâle afin d’éviter tout changement hormonal.
- Anesthésier l’animal à l’aide d’un mélange de chlorhydrate de kétamine (30 mg/kg) et de xylazine (5 mg/kg) injecté par voie intramusculaire ; avec cette dose, le rat devrait être profondément anesthésié pour environ 1 h.
- Pincer le rat ' orteil s ; absence de retrait réflexe indique que l’animal soit complètement inconscient. Si le rat réagit à la pincée, anesthésie supplémentaire de donner à un tiers de la dose initiale.
- Raser le cuir chevelu et désinfecter la zone chirurgicale avec la povidone-iode.
- Placer l’animal sur un coussin chauffant pour maintenir une température de 38 ° C et stabiliser l’animal ' s la tête dans un cadre stéréotaxique à l’aide de deux barres d’oreilles et d’un bar de la morsure. Soyez prudent afin d’éviter la perforation de la membrane tympanique avec les barres d’oreilles.
- Protection des yeux en appliquant une goutte de gel ophtalmique ou une solution saline de sérum à chaque oeil.
2. Emplacement de l’AC dans l’OS Temporal du Rat
- à l’aide d’un scalpel, faites une incision le long de la ligne médiane pour exposer le crâne et rétracter le périoste recouvrant la surface du crâne.
- Utiliser un embout de coton stérile pour retirer délicatement le sang qui recouvre la surface du crâne de visualiser bregma, lambda et interaural 0 selon l’atlas Paxinos et Watson le cerveau de rat 22.
- Faites une incision dans le muscle temporal près de son insertion dorsale sur le crâne avec un scalpel. Tirer sur le muscle à l’aide d’un matériau de l’aiguille et la suture et fixer le matériel de suture au cadre stéréotaxique ; Ceci exposera l’OS temporal. Si le saignement se produit, rincer avec du sérum physiologique stérile froid.
- Placer une aiguille stérile de droite dans le micromanipulateur stéréotaxique, en vous assurant qu’il est entièrement garanti.
- Abaisser lentement l’aiguille jusqu'à ce qu’il est juste au-dessus de la surface du crâne, de sorte que la pointe de l’aiguille est définie sur 0 interaural. Définir ce point comme un zéro et déterminer les coordonnées de ce point.
- Selon la région du cerveau qui intéresse, varier les coordonnées stéréotaxiques. Déterminer ces coordonnées en utilisant l’atlas Paxinos et Watson le cerveau de rat 22. Une fois les coordonnées déterminées, déplacer l’aiguille en fonction de ces coordonnées.
- Cibler l’AC en utilisant les coordonnées des quatre points suivants : a : A / P =-5,80 mm, M/L = +/-6,4 mm ; B: A/P = -2,7 mm, M/L = +/-6,4 mm ; C: A/P = -2,7 mm, M/L = +/-mm 8,67 ; D: A/P = -5,8 mm, M/L = +/-8,67 mm. abaisser l’aiguille à droite au-dessus de l’OS temporal de visualiser chacun de ces quatre points. À l’aide d’un marqueur, marquer les points sur l’OS temporal et les visser afin de dessiner un rectangle ; le rectangle sera un guide pour ouvrir une fenêtre dans l’OS ( Figure 1).
3. Exposition chirurgicale de l’AC
- ouvrir la fenêtre à l’aide d’une perceuse électrique et un petit foret Foret (Ø 0,6 mm). Percer le périmètre du rectangle à 8 000 tr/min jusqu'à ce que l’OS trahit. Refroidir la surface de forage en rinçant avec du sérum physiologique stérile froid pour ne pas endommager les structures sous-corticales. Lorsque l’OS cède la place, une baisse de résistance peut être détectée. Veillez à ne pas percer le cerveau.
- Quand les frontières sont lâches, tirer vers le haut de l’os de revêtement avec une pince fine et stockez-le dans une solution saline stérile froide.
4. Ablation de l’AC
- à l’aide d’un microscope chirurgical (10 X), délicatement coupé les méninges avec un couteau microchirurgie et supprimez-les à l’aide de deux pinces fine pointes. Si le saignement se produit, rincer avec du sérum physiologique stérile froid.
- Aspirer doucement l’AC à l’aide d’un dispositif d’aspiration chirurgical (bar de pression -0,24) couplé à une aiguille stérile de pointe émoussée 20 G. Ce point est essentiel et doit être effectuée avec beaucoup d’attention : aspirer uniquement les six couches corticales et non la substance blanche sous-jacente.
- Aspirer jusqu'à ce que les artères perforantes arrêter le saignement.
- Lorsque l’aspiration est terminée, couvrir la zone lésée avec l’OS extrait et appliquer une gaze hémostatique résorbable.
- Laisser le muscle temporal récupérer sa position d’origine et puis de suture la peau à l’aide de clips de plaie (9 mm). Pommade antibiotique (voir la Table des matières). Continuer à appliquer la pommade sur la plaie deux fois par jour pendant trois jours.
Remarque : Chaque application se compose d’une fine couche appliquée sur la plaie. - Buprénorphine injecter par voie sous-cutanée à l’arrière de la rat (0,05 mg/kg) comme un analgésique 1 h après la chirurgie et puis toutes les 8 h pendant 72 h.
- Garder l’animal sur le coussin chauffant jusqu'à ce qu’il se réveille et remettez-le dans sa cage de logement pour recouvrer.
- Maison des animaux individuellement pour empêcher des compagnons de cage de toucher la zone suturée et fournir certains éléments de l’enrichissement. Changer la sciure de bois tous les jours pour prévenir l’infection et vérifiez soigneusement que l’animal récupère correctement et ne montre aucun signe d’inconfort.
5. Collection de tissus
attention : lors de la manipulation de paraformaldéhyde (PFA), solide et aqueux, porter l’équipement de protection individuelle (EPI) et utiliser un coffret de sûreté.
Remarque : préparer 750 mL de solution de formaldéhyde en dissolvant 4 % (p/v) : PFA dans 1 x solution tamponnée au phosphate (PBS) à l’aide de la chaleur (55 ° C). Filtrer la solution de formaldéhyde avec du papier filtre. Préparer la sonnerie ' s Solution en dissolvant 8,5 g de NaCl, 0,25 g de KCl et 0,2 g de NaHCO 3 dans 1 000 mL d’eau (solution à pH = 6,9).
- Laissez l’animal survivre tant qu’il est nécessaire pour l’étude. Une fois terminé des études réalisées avec le rat roussi AC, en phase terminale il anesthésier par injection intra péritonéale de 0,1 mL de pentobarbital de sodium (60 mg/kg). Évaluer la profondeur de l’anesthésie par le pincement de l’orteil et l’absence de réflexe de retrait.
- Lorsque l’animal est profondément anesthésié, effectuer une perfusion intracardiaque 23 de 125 mL de Ringer ' Solution s suivie de 750 mL de solution de formaldéhyde à l’aide d’une mesure d’aiguille de 1,8 mm de diamètre intérieur.
- Lorsque la perfusion est terminée, décapiter le rat à la première vertèbre cervicale.
- Utiliser des ciseaux pour enlever la peau et des muscles de la tête et exposer le crâne. Utiliser des ciseaux pour couper et ouvrir le trou occipital et enlever l’arrière du crâne.
- Faire la découpe transversale coupée dans l’OS orbital à l’aide de ciseaux Spencer et utiliser des pinces-gouges pour couper le long des bords supérieurs du crâne pour exposer le cerveau. Veillez à ne pas endommager le cerveau à.
- Une fois que le cerveau est exposé, retirer délicatement la dure-mère avec une pincette de fine pointe. Utilisez un doigt pour doucement scoop sous et élever le cerveau. Augmenter le cerveau et réduire l’unt de nerfsil c’est gratuit. Immerger le cerveau dans une solution de formaldéhyde et de conserver à 4 ° C pendant 24 h.
6. Localisation des lésions AC
- après après fixation, placer soigneusement le cerveau en une matrice de cerveau de rat sagittale exposer la surface latérale du cerveau.
- Placer une caméra 21 cm au-dessus de la surface du cortex à l’aide d’un support de caméra, sélectionnez le " super macrophotographie " mode et prenez une photo de la surface du cerveau.
- Placer le cerveau dans une matrice de cerveau de rat coronale exposer la surface dorsale du cerveau et prendre une autre photo.
- à l’aide d’un éditeur logiciel, ouvrez les images et les réduire de 50 % pour le rendre plus facile de travailler avec eux. Identifier le bregma, lambda et interaural 0 Références sur l’image en fonction de coordonnées Paxinos et Watson 19 et marquer leur position dans les images ( Figure 2). Dessinez le contour de l’ablation sur l’image latérale du cerveau. Calculer le périmètre.
- Importation la coordonnée carte où les primaires (A1) et les régions secondaires (dorsale et ventrale cortex) des AC sont situés 18 vers le fichier du programme de l’éditeur où vous travaillez avec les photos. Cliquez sur la carte et faites-la glisser pour il superpose à la photographie latérale du cerveau roussi.
- Faire le bregma et références lambda de la feuille de coordonnées coïncident avec les références de bregma et lambda identifiés dans l’image du cerveau latéral.
- Utiliser la fissure rhinal comme référence pour ajuster l’image du cerveau à la carte et leur faire coïncider ( Figure 2 b).
- Calculer le pourcentage de la lésion par rapport à la zone occupée par l’AC
Representative Results
Nous avons effectué un emplacement stereotactically guidée et exposition chirurgicale ablation unilatérale du Comité d’audit dans trois rats Wistar. La localisation de la lésion a confirmé que les ablations effectuées dans les trois rats empiété les grandes subdivisions de l’AC (cortex primaire, dorsale et ventrale) et comprend une gamme de 80 à 100 % de la superficie totale de l’AC (Figure 2 b).
Le protocole décrit ici pour exécuter restrictives ablations AC a encore été utilisé dans notre laboratoire pour étudier les effets à long terme de la privation de contrôle cortical dans les noyaux sous-corticaux auditifs, ainsi que les phénomènes ultérieurs de la plasticité. Dans ces études, le protocole des ablations d’AC a été validé par l’application physiologique (ABR), comportementales (réactions de sursaut, prepulse inhibition ; PPI) et moléculaire (puces à ADN, qPCR et Western Blot) méthodes13,14,15,16,17,18,19. Ici, afin de démontrer l’efficacité de notre protocole, nous laissons trois rats AC ablation survivre pendant une semaine, et recueilli le limaçon lors de la collecte de tissus vers étudier les changements dans l’expression des sous-unités AMPA plus pertinentes présentes dans la cochlée adulte , GluA2 et GluA3, par qPCR. La comparaison entre les transcriptions de AC ablation des rats et animaux témoins de simulacre où tout le processus de la chirurgie, mais pas l’ablation corticale ont été effectués ont montré une régulation à la baisse pour GluA2 et une régulation pour GluA3 dans les deux limaçon (Figure 3) , qui est en accord avec notre précédente étude19.
Figure 1 : Images de l’OS temporal de rat à trois différentes étapes chirurgicales. (A) transfert des coordonnées stéréotaxiques du Comité d’audit de l’OS temporal. Les coordonnées des points sont : A: A/P = -5,8 mm, M/L = +/-6,4 mm ; B: A/P = -2,7 mm, M/L = +/-6,4 mm ; C: A/P = -2,7 mm, M/L = +/-mm 8,67 ; D: A/P = -5,8 mm, M/L = +/-8,67 mm. (B) les coordonnées sont utilisées comme référence pour dessiner un rectangle sur la surface de l’OS temporal qui guidera l’ouverture d’une fenêtre. (C) montre la fenêtre ouverte dans l’OS après avoir percé. Les méninges avec les vaisseaux sanguins peuvent être observés sur la surface du cerveau. R: rostral, D: dorsale. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : procédure pour la localisation des lésions dans le cerveau de rat. Photographie (A) de la surface dorsale d’une AC pratiqué l’ablation du cerveau avec des aiguilles stereotactically implantés dans Lambda et Bregma (selon Paxinos et Watson coordonnées19). Pointillés marquent la position du Bregma et Interaural 0 dans la grille de 9 x 9 cm, ainsi que dans la surface dorsale du cerveau. (B) photographie de la surface latérale du cerveau roussi superposée à la carte coordonnée de l’AC. Le périmètre de la lésion est marqué en rouge sur la photo. Le périmètre de la zone d’AC est marqué en noir sur la carte. Dans cet exemple, le pourcentage de l’ablation de AC à l’égard de la superficie totale occupée par l’AC est 84.79 %. AC : cortex auditif, IA : inter auriculaire, FR : Fissure Rhinal. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : changements dans les niveaux d’ARNm des sous-unités de récepteurs AMPA GluA2 et GluA3 après unilatérale AC ablations 7 jours après lésion. Résultats sont présentés sous la moyenne ± écart du changement pli. Changements pour les transcriptions GluA2 sont représentés en bleu. Changements pour les transcriptions GluA3 sont présentées en rouge. Une diminution significative de GluA2 et une augmentation de GluA3 sont observées dans les deux limaçon (ipsi - et controlatéral de l’ablation) par rapport aux contrôles avec aucune ablation corticales à 7 jours après la chirurgie ; C’est en accord avec nos précédents résultats19. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Discussion
Une chirurgie du cerveau réussie dépend de deux facteurs : maintenir l’animal en vie pendant et après la procédure et de localiser avec précision la zone d’intérêt. Veiller à ce que le rat est profondément anesthésié au cours de la chirurgie (test du réflexe de retrait) et reçoit des analgésiques adéquates et antibiotiques non ototoxiques devraient contribuer à la survie. En outre, le rat doit être conservé sur un coussin chauffant jusqu'à ce qu’il se réveille de l’anesthésie pour éviter l’hypothermie. Suture diminuera la sensibilité aux infections, et une bonne technique est vitale : animaux viendra chercher à leurs clips de plaie, donc ils doivent être implantés assez serré pour empêcher la suppression sans mettre trop de tension sur la plaie.
Pour localiser avec précision l’AC (ou toute autre zone corticale), il est important de déterminer la position du bregma, lambda et 0 interaural de les utiliser comme références pour calculer les limites de la région ciblée. Toute erreur dans le calcul des coordonnées entraînera l’ablation partielle de l’AC ou l’aspiration intempestif des autres régions avoisinantes. Ainsi, la pointe de l’aiguille devrait toucher uniquement l’os à 0 interaural et puis traduire les coordonnées antéro-postérieure et médiolatérales selon ce qui est décrit dans le présent protocole.
Dans ce manuscrit, nous avons également décrit comment chirurgicalement exposer et l’ablation de l’AC. Il y a trois étapes cruciales : le processus de forage, l’ouverture et l’élimination des méninges et l’ablation par aspiration. De forage doit être effectuée à basse vitesse avec une pression minimale, comme une vitesse de forage élevée génère de la chaleur qui peut affecter à proximité de structures sous-corticales. Cependant, maintenir une vitesse faible et le refroidissement de la zone de forage avec du sérum physiologique stérile froide devraient empêcher tout dommage. En outre, la pression minimale est indispensable pour éviter une rupture brutale du crâne et du préjudice en résultant pour le cortex sous-jacent. L’ouverture et le retrait des méninges qui couvrent l’AC doivent être effectuées avec précaution pour éviter d’interrompre les vaisseaux sanguins. Si le saignement se produit, le pronostic précoce et tardif est généralement défavorable et on peut se demander si un tel animal répond aux critères d’admissibilité pour une étude fiable. Nous vous recommandons dans ce cas d’euthanasie. Enfin, l’aspiration (sans doute l’aspect plus difficile en effectuant une lésion apparente), doit être limitée à la matière grise. Il y a deux indicateurs qui peuvent aider à détecter la présence de la substance blanche : (1) un changement dans le contraste des couleurs, comme la substance blanche est plus lumineux que la matière grise ; et (2) la cessation des saignements des artères perforantes.
Après que toute manipulation effectuée dans le cerveau, il est nécessaire de déterminer la localisation, la taille et l’extension de la procédure dans le cortex pour l’analyse ultérieure et la validation des données provenant de l’animal. Dans ce manuscrit, nous détaillons la localisation de l’ablation effectuée dans le cortex en utilisant une carte coordonnée précédemment décrite par notre groupe18. Cette carte a été dressée à l’aide de références anatomiques obtenus à partir des reconstructions de sections sériées de coupes histologiques, en corrélation avec l’atlas Paxinos et Watson le cerveau de rat22. En conséquence, le plan établit une distinction entre le primaire (A1) et le cortex secondaires (dorsale et ventrale) de l’AC. Le principal avantage de cette carte coordonnée est qu’il permet la localisation rapide de la lésion en superposant une photo prise sur la surface latérale du cerveau placé dans une matrice de cerveau sagittale. Un autre avantage est que les laboratoires ayant moins d’expérience en anatomie peuvent utiliser la carte en l’adaptant à leurs modèles animaux. Il suffit de régler l’écartement du bregma, lambda et interaural 0 références dans un cerveau contrôle perfusé et l’évolution de la carte vers le haut ou vers le bas en conséquence. Utilisez la Fissure Rhinal comme référence pour ajuster l’image du cerveau à la carte. Impossible de déterminer la profondeur de l’ablation dans cette carte coordonnée, donc il doit être déterminée dans les coupes histologiques de cerveau.
La combinaison de méthodes stéréotaxiques avec l’exposition chirurgicale de l’AC sont des méthodes de base qui pourraient être facilement adaptés par n’importe quel chercheur qui souhaite cibler l’AC chez le rat. C’est peut-être pour une expérience aiguë ou qui exige l’implantation des dispositifs permanents. Par ailleurs, l’ablation chirurgicale de l’AC a servi auparavant comme un modèle pour étudier les effets de la privation chronique corticale en audience. Ablations AC pourraient également être utilisées pour étudier les effets qu’exercent dans d’autres régions corticales unilatérale ablation AC, ou service de modèle de course. Ainsi, les conceptions expérimentales décrites ici sont des méthodes utiles qui peuvent être appliquées individuellement ou en association à un large éventail de modèles expérimentaux.
Disclosures
Les auteurs déclarent que la recherche a été effectuée en l’absence de toute relation commerciale ou financière qui pourrait être interprété comme un conflit d’intérêts potentiel.
Acknowledgments
Cette recherche a été financée par une subvention par le ministère de l’économie et la compétitivité (MINECO) du gouvernement de l’Espagne, SAF2016-78898-C2-2-R.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Stereotaxic frame | David Kopf Ins. | 900 | |
| Surgical microscope | WILD M650 Heerbrugg | ||
| Heating pad | DAGA | ||
| Dental micromotor | W&H elco | 5118 | |
| Diamond burr | B Braun | GD021R | 0.6 mm |
| Surgical suction device | Atmos | Atmoforte E2 | |
| Ketamine | Merial | 30 mg/kg | |
| Xylazine | Bayer | 5 mg/kg | |
| Micromanipulator | Narishige | SM-11 | |
| Scalpel | Lawton | ||
| Povidone iodine | Meda | Betadine | |
| sterile saline serum | B.Braun | ||
| 20G sterile needle | Terumo Neolus | ||
| Cotton tips | |||
| Suture material | B.Braun | ||
| Antibiotic Ointment | Quadriderm (Betametasona, Gentamicina, Clotrimazol) - Schering-Plough | ||
| Forceps | dimeda | 10.331.12 | |
| Surgical needles | World Precision Instruments | 501940 | |
| Buprenorphine | Indivior UK | Buprex | 0.05 mg/kg |
| Scissor | dimeda | 08.120.15 | |
| Spencer scissor | dimeda | 08.804.14 | |
| Rongeurs | Lawton | ||
| Microsurgical knife | MSP | 7503 | |
| Absorbable hemostatic gauze | Surgicel | ||
| Saggital rat Brain Matrix | Activational systems Inc. | RBM-1000DV / RBM 4000C | |
| Sodium pentobarbital | Vetoquinol | 60 mg/kg | |
| Camera | Olympus 5.1 MP | C-5060 wide zoom | lens F2.8-4.8 |
| Wound clips | Reflex 9 | 9 mm | |
| Canvas 12 | ACD Systems | ||
| needle gauge | diameter 1.8 mm | ||
| Separatory funnel | labbox | 11409 | 500 mL |
| GluA2 primer Forward | GeneBank | NM_017261 | CGGCAGCTCAGCTAAAAACT |
| GluA2 primer Reverse | GeneBank | NM_017261 | TTGTAGCTGGTGGCTGTTGA |
| GluA3 primer Forward | GeneBank | NM_032990 | ATTGCTGATGGTGCAATGAC |
| GluA3 primer Reverse | GeneBank | NM_032990 | TTTGCATTGTCGCAAGTCTC |
References
- Talwar, S. K., Gerstein, G. L. Auditory frequency discrimination in the white rat. Hear Res. 126 (1-2), 135-150 (1999).
- Heffner, H. E., Heffner, R. S., Contos, C., Ott, T. Audiogram of the hooded Norway rat. Hear Res. 73 (2), 244-247 (1994).
- Malmierca, M. S., Merchán, M. A. Auditory System. The Rat Nervous System. , Academic Press. San Diego. 995-1080 (2004).
- Delano, P. H., Elgoyhen, A. B. Editorial: Auditory Efferent System: New Insights from Cortex to Cochlea. Front Syst Neurosci. 10, 1-2 (2016).
- Dinse, H. R. Sound Case for Enrichment. Focus on "Environmental Enrichment Improves Response Strength, Threshold, Selectivity, and Latency of auditory cortex Neurons.". J Neurophysiol. 92 (1), 36-37 (2004).
- Polley, D. B., Heiser, M. A., Blake, D. T., Schreiner, C. E., Merzenich, M. M. Associative learning shapes the neural code for stimulus magnitude in primary auditory cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (46), 16351-16356 (2004).
- Kaur, S. Intracortical Pathways Determine Breadth of Subthreshold Frequency Receptive Fields in Primary auditory cortex. J Neurophysiol. 91 (6), 2551-2567 (2004).
- Talwar, S. K., Musial, P. G., Gerstein, G. L. Role of mammalian auditory cortex in the perception of elementary sound properties. J Neurophysiol. 85 (6), 2350-2358 (2001).
- Tan, A. Y. Y., Atencio, C. A., Polley, D. B., Merzenich, M. M., Schreiner, C. E. Unbalanced synaptic inhibition can create intensity-tuned auditory cortex neurons. Neuroscience. 146 (1), 449-462 (2007).
- León, A., Elgueda, D., Silva, M. A., Hamamé, C. M., Delano, P. H. Auditory cortex basal activity modulates cochlear responses in chinchillas. PLOS ONE. 7 (4), e36203 (2012).
- Jager, K., Kossl, M. Corticofugal Modulation of DPOAEs in Gerbils. Hear Res. 332, 61-72 (2016).
- Dragicevic, C. D., et al. The Olivocochlear Reflex Strength and Cochlear Sensitivity are Independently Modulated by auditory cortex Microstimulation. J Assoc Res Otolaryngol. 16 (2), 223-240 (2015).
- Clarkson, C., Herrero-Turrión, M. J., Merchán, M. A. Cortical Auditory Deafferentation Induces Long-Term Plasticity in the Inferior Colliculus of Adult Rats: Microarray and qPCR Analysis. Front Neural Circuits. 6, 86 (2012).
- Clarkson, C., Juíz, J. M., Merch́an, M. A. Long-term regulation in calretinin staining in the rat inferior colliculus after unilateral auditory cortical ablation. J Comp Neurol. 518, 4261-4276 (2010).
- Clarkson, C., Juíz, J. M., Merchán, M. A. Transient down-regulation of sound-induced c-Fos protein expression in the inferior colliculus after ablation of the auditory cortex. Front Neuroanat. 4, 141 (2010).
- Hunter, K. P., Willott, J. F. Effects of bilateral lesions of auditory cortex in mice on the acoustic startle response. Physiol Behav. 54 (6), 1133-1139 (1993).
- Lamas, V., Arevalo, J. C., Juiz, J. M., Merchán, M. A. Acoustic input and efferent activity regulate the expression of molecules involved in cochlear micromechanics. Front Syst Neurosci. 8, 253 (2014).
- Lamas, V., Alvarado, J. C., Carro, J., Merchán, M. A. Long-term evolution of brainstem electrical evoked responses to sound after restricted ablation of the auditory cortex. PLOS ONE. 8 (9), e73585 (2013).
- Lamas, V., Juiz, J. M., Merchán, M. A. Ablation of the auditory cortex results in changes in the expression of neurotransmission-related mRNAs in the cochlea. Hear Res. 346, 71-80 (2017).
- Doron, N. N., Ledoux, J. E., Semple, M. N. Redefining the tonotopic core of rat auditory cortex: physiological evidence for a posterior field. J Comp Neurol. 453 (4), 345-360 (2002).
- Polley, D. B., Read, H. L., Storace, D. a, Merzenich, M. M. Multiparametric auditory receptive field organization across five cortical fields in the albino rat. J Neurophysiol. 97 (5), 3621-3638 (2007).
- Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , Academic Press. Sydney. (2005).
- Gage, G. J., Kipke, D. R. Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents. J Vis Exp. (65), e3564 (2012).
