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Neuroscience

Laminotomy 对猪腰背根神经节通路和注射的治疗

Published: October 10, 2017 doi: 10.3791/56434

Summary

我们描述了一种猪 laminotomy 的方法, 它提供了对 intraganglionic 注射液的腰椎背根神经节的通路。注射进展监测术和组织学证实21天后手术。本议定书可用于未来的临床研究, 涉及根背根注射液。

Abstract

背根神经节是解剖学上定义良好的结构, 包含所有初级感觉神经元下的头部。这一事实使根背根有吸引力的目标, 注射新疗法旨在治疗慢性疼痛。在小动物模型中, 椎板切除术被用来促进节段注射, 因为它涉及手术切除脊椎周围的每个根节。我们展示了一种在大型动物中 intraganglionic 注射腰椎背根的技术, 即猪。Laminotomy 是为了允许使用标准的神经外科技术、仪器和材料直接进入根背根。与通过椎板切除术更广泛的骨清除相比, 我们实施 laminotomy, 以保存脊柱解剖, 同时达到足够的根节通路。术中应用无毒性染料对根节注射进行监测。在术后21天的安乐死后, 注射的成功是由组织学决定的 intraganglionic 分布 4 ", 6-diamidino-2-吲 (DAPI)。我们注入一个生物不活跃的解决方案来演示该协议。该方法可应用于今后的临床前研究, 以靶向治疗。我们的方法应该有助于测试 intraganglionic 小动物范式在大型动物物种中的可译性。此外, 该协议可作为一个关键的资源, 为那些规划前根节注射猪的前期研究。

Introduction

背根神经节是解剖学上的离散, 神经元收集位于脊柱。每个根背根包含主要的感觉神经元, 对中枢神经系统 (CNS) 从特定的身体区域编码和中继周边刺激。例如, 关节炎的疼痛开始时, 疼痛受体位于一个联合感知有害刺激。这个过程被称为伤害。长期的有害刺激意识导致慢性疼痛1

慢性疼痛是临床前研究的一个经常的主题2 , 其中一个目标是开发有用的方法, 靶向的镇痛药到背根, 如 intraganglionic 注射液3。然而, 根背根是难以访问, 因为他们居住在骨范围内的椎间孔4。几个小组成功地克服了这个障碍通过使用脊椎手术在啮齿目动物 5,6,7,8,9,10

在临床上, 椎板切除术是一种常见的脊柱手术, 是指手术切除椎板, 从而去椎管11。纳入外科技术, 以支付直接根背根访问已成功在啮齿目动物5,12但是, 考虑到相关结构的大小差异以及如何影响药代动力学或技术可行性13,14。例如, 一项研究确定了 T10 的横断脊髓直径为3.0、7.0 和8.2 毫米, 分别为大鼠、猪和人, 各为15。因此, 大型动物模型较好地逼近了神经结构的人的维度。

在猪, Raore et al.使用多层次椎板切除术获得颈椎脊髓多椎管内注射16。该手术是很好的耐受性, 并导致了一期临床试验, 其中可比较的手术结局记录了17。这些结果鼓励继续使用前临床大型动物模型作为预测技术可行性和安全性的人。

到目前为止, 没有详细的方法, 以外科手术和注射的背根在一个大型动物物种。为了缩小这一平移间隙, 我们报告了一个协议的根节暴露和注射通过 laminotomy 猪。采用标准的神经外科技术、仪器和材料, 设计了模拟现代外科手术的方法。我们演示 intraganglionic 注射使用水溶液的腰椎背根, 并确认通过组织学成功分娩后21天。

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Protocol

此处描述的所有方法均已获得梅奥诊所机构动物护理和使用委员会 (IACUC) 的批准.

1. 严格性和重现性的先决条件

  1. 为了确保设计严谨, 遵循良好的实验室惯例的国家标准, 在任何动物之前都必须经过 IACUC (或类似的委员会) 的内部批准参与实验.
    注意: 该协议的目的是保持一个临床忠实的方法。因此, 所涉及的材料、仪器和技术被描述成与人类最高临床标准相同的一种方式。例如, 严格的无菌技术是遵循和过期的材料永远不应该使用.
  2. 在实验环境中支持此方法的重现性, 制定内部标准操作程序, 并控制猪品种、体重、性别和不同人群之间的年龄变化.
    注: 本协议的设计基于对 38-53 公斤重的猪的使用.

2。手术前的动物护理

  1. 管理预防性肌肉 (IM) 呋, 在手术前1天5毫克/千克.
  2. 固体食物的快速动物和限制动物从化妆品治疗, 油浴, 12 小时在做法之前.
  3. 诱导全麻1小时内的程序, 使用 im tiletamine 和唑, 给 Telazol 在5毫克/千克, 和 IM 嗪, 给2毫克/千克.
  4. 一旦诱导, 管理皮下 (SC) 丁丙诺啡持续释放 (SR), 给0.18 毫克/千克.
  5. 放置耳静脉导管并执行快速顺序插管以放置气管导管.
  6. 将心跳血与心率监测功能连接到舌头, 以监测氧和心率.
  7. 将动物置于俯卧位置, 用电动剪刀将皮肤夹在背部。在一个大的, 双边的区域, 从中线矢状面延伸到中线冠状面, 纵向从骶骨顶端到肩胛骨棘。使用胶带去除头发和自由漂浮的皮肤.
  8. 用温水和肥皂擦洗修剪过的区域3次, 用无绒毛巾擦干皮肤.
  9. 使用外科标记笔标记双边解剖标志。标记最后的肋骨、髂嵴、棘突和横突.
    注: 通过标记最后的肋骨, 髂嵴, 和横向的过程, 腰椎是沿其上级, 下位, 和横向界限, 分别。本议定书的目的是指导访问和注射任何腰椎背节的利益。为参考, 优越的髂嵴与 L3 或 L4 椎水平一致.
  10. 用温暖的毯子盖住动物以运送到手术套件.

3。在操作套件中定位

  1. 轻轻地将动物抬起, 并将其置于带有填充腹部光圈的修改过的大型人性化动物吊索中.
    注: 腹孔可减少腹部压力, 类似于人体脊柱手术期间使用的威尔逊框架。反过来, 这减少了术中出血从脊髓血管。吊带是有利的, 因为腿可以通过软垫开口自由悬挂, 保护动物免受周围神经撞击。然而, 由于吊索架是由金属制成的, 所以应该用绝缘材料来填充, 以避免电气短路和无意的动物灼伤。毯子辊可以放置在一个舒适的位置, 根据动物的大小头和颈部.
  2. 使用 1-3% 吸入 (滴定) 异氟醚维持全身麻醉, 效果良好。用眼部药膏滋润眼睛, 然后轻轻地把它们封起来.
  3. 将重要标志监视的线放置到记录温度、血压、心率和氧合状态。通过二氧化碳监视通风.
  4. 将粘合剂、一次性电分散电极置于左侧或右侧肩胛骨上.
  5. 管理温暖的林格铃声和 #39; 通过耳静脉导管维持液体。给液体以 5-10 毫升/千克/小时的速度.
  6. 在胸部和颈部放置一个强制空气预热装置, 避免覆盖最后一根肋骨.

4。左侧注射操作场无菌制剂的研究

注意: 从这一点出发, 以严格的无菌方式进行.

  1. 根据制造商和 #39 的说明, 从0.7% 碘 povacrylex 和74% 异丙醇的广泛应用开始, 准备在腰椎上覆的皮肤。为了确保导针以后可以放在无菌的方式, lateralize 应用到侧面的计划注射通过延长防腐对中线冠状面越过明显的横向过程.
  2. 将一次性的手术巾置于长方形的方式下, 勾勒出计划中的切口部位, 这是沿着明显的腰椎棘突的中线.
  3. 在操作毛巾和裸露的皮肤上应用粘合剂抗菌切割褶皱。夹紧窗帘, 将窗帘的边缘延伸到操作现场.
  4. 在操作现场和监控技术员之间的吊索头上固定一个垂直的悬垂.
  5. 在操作场内通过夹紧不育的窗帘来确保吸入和电的安全线。通过无菌场的管子和电线的自由端.

5。皮肤切口和骨膜解剖

  1. 触沿中线进行腰椎棘突, 并确定3连续的椎体水平.
  2. 使用 #15 手术刀打开 8-12 厘米中线矢状切口通过切割褶皱直接后的棘过程。使用纱布填塞和单电保持止血.
    注意: 应采取不偏离中线, 因为切口是先进的前向, 因为这限制了从旁肌肉出血。对棘突的定期触诊有助于推进。可根据需要放置并重新定位自护 Weitlaner、Meyerding 或 Gelpi 器, 以利于解剖。吸力用于保持能见度.
  3. 使用单电解剖皮下组织和脂肪, 直到胸腰椎筋膜到达。触的棘突深至胸腰椎筋膜, 并沿中线切开筋膜, 露出棘突之间的冈韧带.
    注意: 胸腰椎筋膜被确定为一个有组织, 睑鞘与结缔组织颗粒, 交织在一个斜, 侧向内侧方向。在这一点上, 切口可以延长, 无论是上级或下级的方向, 以确保3棘过程是完全可见的中心棘过程在中心的解剖场.
  4. 使用 #15 刀片将一个2毫米深的旁切口通过冈韧带后, 每个棘过程。将每个切口沿棘突后表面的左侧三分之一处放置.
  5. 在每个级别轻轻地释放冈韧带视力使用5毫米更自由的电梯.
  6. 识别骨膜平面并在该平面内沿每个棘突的侧面进行解剖.
  7. 在每个棘突过程中以平行的方式执行骨膜解剖, 以确保一个温和的、甚至是解剖的实现.
  8. 使用单电与骨膜解剖一起在棘空间切割旁肌附着物.
  9. 识别每层的椎板并继续骨膜解剖, 以达到2间关节的外侧边界, 连接3裸露的椎骨, 并到达关节之间的椎板侧边, 称为峡.
    注意: 峡是椎间孔的后缘, 其中根节位于。偶尔, 一个小静脉从位于椎板后表面的孔中产生。这些静脉在骨膜解剖时有破裂的倾向。用双极电和骨蜡联合应用于孔内, 可以很容易地实现止血.

6。单级 Laminotomy

  1. 将 Laminotomy 的目标标识为位于2间关节之间和内侧的中心椎板.
  2. 将叶片追踪到它的下边缘, 使其与尾间关节的下侧关节过程中的一个点相连.
  3. 使用5毫米更自由的电梯或刮触 caudalmost 边缘与中央运河之间的过渡.
    注意: 小心不要强迫触摸的仪器前, 因为这将接触硬脑膜囊和脊髓。请注意, 猪的脊髓延伸过腰椎 18 。椎间盘钳可用于清除覆盖此区域的额外软组织, 以方便触诊.
  4. 使用2毫米高咬, 45 度 Kerrison 钳以分段的方式提取骨骼。沿着棘突的底部, 将骨移到椎弓根的尾部, 并在其全部范围内向外侧.
  5. 使用倾斜的骨骼 rongeurs 来帮助清除骨骼。离开与椎板连接的下关节过程, 直到 laminotomy 基本完成.
  6. 确认下关节过程是自由移动的, 仅由间关节囊附着。使用 #15 或 #11 刀片切割胶囊.
  7. 以分段的方式去除下关节的过程, 但将相邻的高级关节过程保持不变.
    注: 当 laminotomy 完成时, 止血用双极电。单电由于神经结构的接近而不被使用。骨蜡可以放置在出血部位, 从裸露的骨和可吸收的明胶海绵可以用来获得止血近软组织。Cottonoid 是一个有用的工具, 以灯芯浆液和血液远离解剖.

7。解剖的背根背节

  1. 从表面到深的开始内侧从分段的方式疏散硬膜外脂肪, 并进行侧向。用双极钳和吸入 6-10 法国弗雷泽吸入提示去除脂肪的温和解剖.
    注: 放大镜放大或使用解剖显微镜有助于提供安全疏散硬膜外脂肪所需的详细程度, 并使用双极性电实现硬膜外静脉丛的细致止血.
  2. 识别沿中线运行的 superoinferior 方向的硬脑膜囊, 与皮肤切口的轴线平行。在硬脑膜囊中取出硬膜外脂肪, 直到可以看到硬脑膜囊产生硬脑膜神经根袖.
  3. 通过硬膜外脂肪的排空, 将硬脑膜套筒侧向和下, 直到其周围有扩大的根节.
    注: 标识其椭圆形形状的背根, 黄色至橙色。在 mid-lumbar 脊柱, 背根通常是 4-6 毫米的大小, 最长的内侧向侧向方向, 并位于直接下位或 2-3 毫米内侧到其各自的蒂。一个钝的, 直角的神经钩可以用来轻轻触的椎弓根.
  4. 从侧面转移硬膜外脂肪, 越过根节, 直到发现毗邻的脊髓神经.
    注: 如果 durotomy 发生, 用6-0 尼龙缝合和光滑的微针驱动, 在一个简单的运行施蒂希修复它.

8。注射背根节

  1. 使用22口径的脊椎针引导32口径对流增强型针的轨迹。刺穿22口径引导针通过皮肤和旁的肌肉.
    注: 阴极电泳针的设计是为了实现组织中的流体对流, 也称为散流, 由于压力梯度 19 , 20
  2. 将导针沿着接近根背根纵轴的轨迹方向对准, 并在解剖场的侧旁壁上产生针尖.
  3. 微调针路径, 直到针腔与根节的中心对齐.
    注: 不应允许导针与根节接触.
  4. 将无菌 injectate 放入无菌注射器中, 并将注射器连接到无菌输液管.
  5. 将油管固定在阴极电泳针上, 并将注射器从无菌场中取出。将注射器连接到可编程注射器泵.
    注: 油管的长度为5英尺, 以确保保持不育和流动性。此外, 最重要的是, 没有空气泡沫被引入到解决方案中.
  6. 前进 injectate 直到从阴极电泳针尖上看到表达式.
  7. 将阴极电泳针放在导针腔内, 慢慢地推进阴极电泳针, 直到它从导针上露出。确保在针对齐时不刺穿背根.
  8. 微调引导针位置沿其轨迹的长轴, 以确定阴极电泳尖端的最终位置.
  9. 使用联锁针集线器将导针和阴极电泳针固定在一起, 可以实现导轨和阴极电泳针的深度和对准.
  10. 确认所有的注塑设备连接都已完全安全, 包括导针、阴极电泳针和装有 injectate 的连接油管.
  11. 将导针沿其长轴前进, 以近似于电泳针尖和背根.
  12. 用电泳针尖刺穿背根.
  13. Submerse 将阴极电泳针尖插入根节的三维中心。注意: 由于背根是一个三维结构的可变大小和形状, 背节的曝光必须是完整的, 以便准确地把阴极电泳针尖在真正的中心的背节。真正的背根中心位于它的三解剖轴的交叉点, 即前到后, 侧向内侧, 并优于下位轴.
  14. 提供100和 #956; injectate 由土木工程署使用的毕业率和3步骤的数量.
  15. 交付4和 #956; l 在2和 #956; 第一步的 l/分钟。提供8和 #956; l 在4和 #956; 第二步的 l/分钟。交付88和 #956; l 在8和 #956; l/分钟的第三和最后一步.
    注意: 允许在步骤和最后一步之间进行3分钟的停顿, 以实现压力平衡.
  16. 在最后的注射步骤后取出注射装置, 并在平滑、柔和的运动中沿其长轴暂停3分钟.
    注: 对于无色的注入溶液, 在溶液中含有0.1% 重量/体积的染料, 以协助目视评估 injectate 分布的 12 。此外, 重要染料4和 #39;, 6-diamidino-2-吲 (DAPI) 是包括在溶液中的浓度为0.25 和 #956; g/和 #956; 当研究设计需要 injectate 分布的组织学评估 5 .

9。关闭

  1. 在关闭前向外科站点应用3轮温热盐水冲洗, 以调动和冲洗碎片的位置, 骨碎片。用吸力来回收盐水和碎屑.
    注: 冲洗时要保证细致的止血。止血剂 (明胶海绵) 和 cottonoid 在这个时候被删除。确保所有材料和仪器在关闭前从切口部位清除.
  2. 使用3层技术关闭.
  3. 缝合胸腰椎筋膜使用0缝合简单, 中断, noninverted 的时尚。每 5-8 毫米放置一个施蒂希, 以实现水密封闭.
  4. 缝合皮下组织使用2-0 缝合在一个简单的, 中断的, 倒置的时尚, 每 5-到8毫米针放置, 以获得足够的力量.
  5. 使用0缝合线以简单、连续或中断的方式关闭皮肤.
  6. 使用针计数器可确保没有任何锐尖.
  7. 用盐水冲洗皮肤, 干燥皮肤, 并将绷带条与切口垂直放置.
  8. 在绷带条上放置纱布, 并附上最后的粘合剂抗菌切割褶皱.

10。术后动物护理

  1. Extubate, 用暖和的毯子盖住, 并将动物运送到恢复期.
  2. 按照标准的机构操作程序进行术后监测和从生存手术中恢复。至少, 观察动物每15分钟, 直到意识返回, 每小时, 直到完全麻醉恢复达到, 并每天两次.
  3. 通过管理 IM 或口服卡洛芬提供术后疼痛管理, 4 毫克/千克, 每日5天, 从术后0天开始。管理 SC 丁丙诺啡 SR, 在0.18 毫克/千克, 一次在术后天 2.
  4. 以5毫克/千克为呋, 在术后4天一次进行术后防腐管理.
  5. 清除术后 5-7 天的绷带。当伤口愈合完成时, 通常在术后 10-14 天切除缝合线.
  6. 在达到研究终点后,
  7. 人道地按照标准的机构操作程序安乐动物.

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Representative Results

injectate 传播的组织学评价
成功交付 injectate 到背根是由组织学评估的 DAPI 传播。该技术涉及定位针尖端在三维中心的背根。因此, 成功的分娩是通过评估 DAPI 染色的程度, 从组织学切片近 (中央节段) 和远处 (周围的背根节) 针尖。图 1A图 1B表示成功地插入了一个背节。DAPI 染色均匀分布于中央和周围的根背根实质。因此, 一个成功的背根注射是 DAPI 染色扩散蔓延的整个三维的背节结构。用不一致染色法对次优注射进行了说明。例如, 最小染色 (图 1C) 或沿外边缘的焦点染色 (图 1D) 表示不成功的注入。此外, 考虑一起,图 1C (中央节段) 和图 1D (外围根背节部分) 说明在三维度中缺乏一致的染色, 这个单一的腰椎背段。

Figure 1
图 1: 三维 DAPI 分布的评价.(a)一个中心部分从注射腰椎背根节代表成功的结果。标记染料 DAPI 的染色均匀地分布在整个背根的两个维度。(B)在 (a) 中的同一根节的平行的外围部分, 说明 DAPI 在第二个平面中的扩散的一致性, 确认在三维度中成功注入。(C)一个中心部分从注射腰椎背根节代表的一个次优的结果。除了偶尔的病灶外, DAPI 的染色很少见。(D)在 (C) 中的同一根背节上的一个平行的外围部分, 说明沿 DAPI 的部分分布。蓝色: DAPI。红色: 荧光。刻度条 = 500 μ m (A 和 C), 100 μ m (B 和 D)。请单击此处查看此图的较大版本.

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Discussion

我们试图描述一种方法的手术暴露的背根背根通过laminotomy 和 intraganglionic 注射液在一个健康的大型动物物种, 特别是猪。在啮齿类动物中, 一个类似的方法已经详细12 , 并用于提供常规药理剂8,10和病毒载体6,7,9,12到背根。上述小动物研究的结果是有希望的, 我们期望我们的协议将为其他人将这些先前的发现转化为猪铺平道路。在上述研究中使用了健康和患病的动物, 支持小动物在临床前研究中的效用。不可避免地, 大型动物模型将被要求做最佳的可利用的比较与人的根背根在大小和 injectate 发行方面。例如, 在大鼠和人类之间, 根节大小的差异是显而易见的。L5 背根在成年, 雄性大鼠测量大约2.6 毫米 x 1.5 毫米5相比, 11.6 毫米 x 6.6 毫米在成人, 男性人21。根据活的射线测量在猪, L5 根背根被发现大约8.0 毫米 x 6.0 毫米22。因此, 猪是作为一个特别有用的物种的前临床研究, 由于结构相似的人类神经系统和附近的肌肉骨骼解剖。这是证明的反向翻译用于设计这个协议, 根据在诊所执行。此外, 猪是使用动物和越来越重要的生物医学研究。本议定书将支持 intraganglionic 分娩的预注射解决方案的前期研究, 以提前发现从啮齿类动物的工作, 以大牲畜。因此, 本议定书可能会促进治疗慢性疼痛的新策略, 将解剖性选择性分娩技术与新型分子选择性药物结合起来, 我们预测, 这可能会改变疼痛医学3

成功节针注射的附加说明

prelaminar 骨膜在腰椎的水平在猪继续头代替黄韧带。在 laminotomy, 骨膜可以很容易地分离的 Kerrison 钳的位置, 并能模仿硬脑膜的外观。这是一个关键的步骤, 以区分黄韧带, 骨膜, 硬膜外脂肪和硬脑膜囊的解剖进行。此外, 如果骨膜与椎板同时切除, 则硬膜外间隙暴露更有效, 出血少。如果骨膜不与骨一起切除, 可以用 #11 刀片切开, 并取出以暴露硬膜外脂肪。

不伤害是当务之急, 这必须是平衡的目标, 连接和注射。因此, 需要注意的是, 不要推进硬膜外脂肪远前或 anteromedially 的排空, 以允许对硬脑膜囊、硬脑膜神经根袖和脊神经节的阳性鉴别。在内侧方向的解剖, 硬脑膜囊产生硬脑膜神经根袖是特别危险的, 因为纵向硬膜外静脉将遇到。此外, 在这个方向的解剖增加了意外的 durotomy 的风险, 信号由脑脊液流出的硬脑膜囊表面。

最后一个关键点是确定硬脑膜囊、背根、节段和脊髓神经。这有助于建立4件收敛的解剖证据, 确保完整的根节的定义。为了将针尖定位在其三维中心, 这就需要对其进行完整的定义, 这就允许阴极电泳针建立一个一致的压力梯度, 同时最大限度地扩大到周围的解剖边界的距离。这两个因素都大大增加了所传递的卷和实质的范围, 扩展了19,20。交付的 injectate 在一个位置, 不是真正的解剖中心的结果是次优注射, 因为不一致的压力导致当 injectate 泄漏从附近的网站的根节穿刺穿孔20

使用阴极注射针的一个困难是符合性。一旦注射开始, 针尖必须保持尽可能仍然, 否则压力梯度将消散, 由于在法规遵从性的突然变化20。呼吸运动是注射过程中持续运动的来源。然而, 针运动继发于呼吸漂移的风险很大程度上是通过锚定的旁肌组织内的阴极电泳和引导针之前穿刺的根节, 因为针和背节的移动同步与呼吸。注射持续时间为100μ l 共计 24 min 在这里描述的台阶率。在这段时间内, 应注意限制整个注射装置的外部干扰。在开始注射之前, 应根据需要修改手术场、人员和周围障碍物的排列, 以确保在阴极电泳针尖和背根之间不受干扰的界面。

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Disclosures

没有;作者没有与本研究相关的利益冲突。

Acknowledgments

这项研究是在舒尔茨家族基金会 (A.S.B.) 的支持下进行的。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Large humane animal sling Britz & Company 002539 Modified to include abdominal aperture
Adhesive patient return electrode - 9 inch Medtronic E7506 -
Ranger blood & fluid warming system 3M 24500 -
Lactated Ringer's fluid Hospira 0409-7953-09 -
Force air warming device 3M 77500 -
Duraprep solution with applicator, 26 mL (0.7% iodine povacrylex, 74% isopropyl alcohol) 3M 8630 -
Sterile disposable surgical towels Medline MDT2168286 -
Ioban 2 incise drape 3M 6651EZSB -
Disposable suction canister and tubing Medline DYND44703H -
Button switch electrosurgical monopolar pencil Medtronic E2450H -
Fine smooth straight bipolar electrosurgical forceps, 4 1/2 inch Bovie A826 -
#15 blade Miltex 4-315 -
#11 blade Miltex 4-311 -
4 x 4 surgical gauze Dynarex 3262 -
Weitlaner self-retaining retractor, 8 inch Miltex 11-618 -
Meyerding self-retaining retractor, 1 x 2 3/8 inch Sklar 42-2078 -
Gelpi self-retaining retractor, 7 inch Sklar 60-6570 -
Freer elevator, 5 mm Medline MDS4641518F -
Bone wax Ethicon W31G -
Spurling intervertebral disc rongeur, 3 mm Sklar 42-2852 -
Spurling 45-degree, up-biting Kerrison rongeur, 2 mm Medline MDS4052802 -
Leksell angled rongeur, 2 mm Sklar 40-4097 -
Gelfoam, size 50 Pfizer AZL32301 -
Cottonoid patty Medtronic 8004007 -
Frazier suction tip, 6 Fr Sklar 50-2006 -
Frazier suction tip, 10 Fr Sklar 50-2010 -
Dandy blunt right angle nerve hook Medline MDS4005220 -
Nylon suture, 6-0 Ethicon 697G -
Castroviejo smooth micro needle holder Medline MDG2428614 -
22 gauge Quinke point spinal needle Halyard Health 18397 -
32 gauge CED needle with locking Luer hub See comments n/a As in: Pleticha, J., Maus, T.P., Christner, J.A., Marsh, M.P., Lee, K.H., Hooten, W.M., Beutler, A.S. Minimally invasive convection-enhanced delivery of biologics into dorsal root ganglia: validation in the pig model and prospective modeling in humans. Technical note. J Neurosurg. 121(4), 851-8 (2014).
Polyethylene tubing, 5 feet Scientific Commodities BB31695-PE/05 -
Monoject syringe, 3 mL Kendall SY15352 -
NanoJet syringe pump Chemyx 10050 -
DAPI Sigma-Aldrich D9542 -
Fast Green FCF Sigma-Aldrich F7252 -
Bulb irrigation syringe Medline DYND20125 -
Fine-toothed Adson forceps Medline MDS1000212 -
Vicryl suture, 0 Ethicon J603H -
Vicryl suture, 2-0 Ethicon J317H -
Needle counter Medline NC20FBRGS -
Steri-strip skin closure, 1/2x4 inch 3M R1547 -

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Millan, M. J. The induction of pain: An integrative review. Prog Neurobiol. 57 (1), 1-164 (1999).
  2. Burma, N. E., Leduc-Pessah, H., Fan, C. Y., Trang, T. Animal models of chronic pain: Advances and challenges for clinical translation. J Neurosci Res. , (2016).
  3. Pleticha, J., Maus, T. P., Beutler, A. S. Future directions in pain management: integrating anatomically selective delivery techniques with novel molecularly selective agents. Mayo Clin Proc. 91 (4), 522-533 (2016).
  4. Standring, S. The anatomical basis of clinical practice. , Elsevier Churchill. Edinburg. (2005).
  5. Fischer, G., et al. Direct injection into the dorsal root ganglion: technical, behavioral, and histological observations. J Neurosci Methods. 199 (1), 43-55 (2011).
  6. Zhao, X., et al. A long noncoding RNA contributes to neuropathic pain by silencing Kcna2 in primary afferent neurons. Nat Neurosci. 16 (8), 1024-1031 (2013).
  7. Xu, Y., Gu, Y., Wu, P., Li, G. W., Huang, L. Y. M. Efficiencies of transgene expression in nociceptive neurons through different routes of delivery of adeno-associated viral vectors. Hum Gene Ther. 14 (9), 897-906 (2003).
  8. Puljak, L., Kojundzic, S. L., Hogan, Q. H., Sapunar, D. Targeted delivery of pharmacological agents into rat dorsal root ganglion. J Neurosci Methods. 177 (2), 397-402 (2009).
  9. Mason, M. R. J., et al. Comparison of AAV serotypes for gene delivery to dorsal root ganglion neurons. Mol Ther. 18 (4), 715-724 (2010).
  10. Jelicic Kadic, A., Boric, M., Kostic, S., Sapunar, D., Puljak, L. The effects of intraganglionic injection of calcium/calmodulin-dependent protein kinase II inhibitors on pain-related behavior in diabetic neuropathy. Neurosci. 256, 302-308 (2014).
  11. Greenberg, M. S. Handbook of neurosurgery. , Thieme. (2010).
  12. Yu, H., Fischer, G., Hogan, Q. H. AAV-mediated gene transfer to dorsal root ganglion. Methods Mol Biol. 1382, 251 (2016).
  13. Yaksh, T. L., et al. Pharmacology and toxicology of chronically infused epidural clonidine HCL in dogs. Toxicol Sci. 23 (3), 319-335 (1994).
  14. Federici, T., et al. Surgical technique for spinal cord delivery of therapies: demonstration of procedure in gottingen minipigs. J Vis Exp. (70), e4371 (2012).
  15. Lee, J. H. T., et al. A novel porcine model of traumatic thoracic spinal cord injury. J Neurotrauma. 30 (3), 142-159 (2013).
  16. Raore, B., et al. Cervical multilevel intraspinal stem cell therapy: assessment of surgical risks in Gottingen minipigs. Spine. 36 (3), e164 (2011).
  17. Riley, J., et al. Intraspinal stem cell transplantation in amyotrophic lateral sclerosis: A phase I safety trial, technical note, and lumbar safety outcomes. Neurosurg. 71 (2), 405-416 (2012).
  18. Olmarker, K., Holm, S., Rosenqvist, A., Rydevik, B. Experimental nerve root compression. A model of acute, graded compression of the porcine cauda equina and an analysis of neural and vascular anatomy. Spine. 16 (1), 61-69 (1991).
  19. Bobo, R. H., et al. Convection-enhanced delivery of macromolecules in the brain. Proc Natl Acad Sci U.S.A. 91 (6), 2076-2080 (1994).
  20. Lonser, R. R., Sarntinoranont, M., Morrison, P. F., Oldfield, E. H. Convection-enhanced delivery to the central nervous system. J Neurosurg. 122 (3), 697-706 (2015).
  21. Shen, J., Wang, H. Y., Chen, J. Y., Liang, B. L. Morphologic analysis of normal human lumbar dorsal root ganglion by 3D MR imaging. AJNR Am J Neuroradiol. 27 (0195–6108 (Print)), 2098-2103 (2006).
  22. Pleticha, J., et al. Minimally invasive convection-enhanced delivery of biologics into dorsal root ganglia: validation in the pig model and prospective modeling in humans. J Neurosurg. 121 (4), 851-858 (2014).

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神经科学 问题 128 大动物 laminotomy 背根神经节 对流增强分娩 intraganglionic 注射液
Laminotomy 对猪腰背根神经节通路和注射的治疗
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Unger, M. D., Maus, T. P., Puffer,More

Unger, M. D., Maus, T. P., Puffer, R. C., Newman, L. K., Currier, B. L., Beutler, A. S. Laminotomy for Lumbar Dorsal Root Ganglion Access and Injection in Swine. J. Vis. Exp. (128), e56434, doi:10.3791/56434 (2017).

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