Summary
Nous décrivons une méthode pour laminotomy chez le porc qui donne accès au rachidiens lombaires (DRG) pour injection intraganglionic. Progrès de l’injection sont surveillée de manière et histologiquement confirmé jusqu'à 21 jours après la chirurgie. Ce protocole pourrait être utilisé pour de futures études précliniques impliquant l’injection de DRG.
Abstract
Les ganglions rachidiens (DRG) sont des structures anatomiques bien définies qui contiennent tous les neurones sensitifs primaires au-dessous de la tête. Ce fait rend les cibles intéressantes DRG pour l’injection de nouveaux médicaments destinés à traiter la douleur chronique. Dans des modèles animaux petits, laminectomie a été utilisée pour faciliter l’injection de DRG parce qu’elle implique l’ablation chirurgicale de l’OS vertébral entourant chaque DRG. Nous démontrons une technique d’injection intraganglionic de DRG lombaire dans une espèce animale, nommément, de peste porcine. Laminotomy est effectuée afin de permettre un accès direct à la DRG en utilisant les matériaux, les instruments et les techniques neurochirurgicales standard. Par rapport à la plus vaste retrait d’OS via une laminectomie, nous implémentons laminotomy pour conserver de l’anatomie de la colonne vertébrale tout en assurant un accès suffisant DRG. Des progrès peropératoire d’injection DRG est surveillé à l’aide d’un colorant non toxique. Suite à l’euthanasie au jour postopératoire 21, le succès d’injection est déterminé par histologie pour intraganglionic distribution de 4', 6-diamidino-2-phénylindole (DAPI). On injecte une solution biologiquement inactif pour démontrer le protocole. Cette méthode pourrait être appliquée à l’avenir précliniques de solutions thérapeutiques cible de DRG. Notre méthodologie devrait faciliter le contrôle de la traduisibilité des paradigmes animaux petits intraganglionic dans une espèce animale. En outre, le présent protocole peut servir une ressource clé pour ceux qui envisagent des études précliniques de l’injection de DRG chez le porc.
Introduction
Les ganglions rachidiens (DRG) sont des collections anatomiquement discrets, neuronales, situées le long de la colonne vertébrale. Chaque DRG contient les neurones sensoriels primaires qui codent et relais des stimuli périphériques au système nerveux central (CNS) des régions spécifiques du corps. Par exemple, la douleur de l’arthrose commence lorsque les récepteurs de la douleur situés sur une articulation perçoivent des stimuli nociceptifs. Ce processus est appelé la nociception. Sensibilisation à long terme des stimuli nociceptifs mène à la douleur chronique 1.
La douleur chronique est un sujet fréquent d’étude préclinique 2 où un seul but est de développer des méthodes utiles pour l’administration ciblée des analgésiques à DRG, telles que l’injection intraganglionic 3. Cependant, DRG sont difficiles d’accès, parce qu’ils résident dans les limites boney du foramen intervertébral 4. Plusieurs groupes ont avec succès surmonter cet obstacle grâce à l’utilisation de la chirurgie de la colonne vertébrale en rongeurs 5,6,7,8,9,10.
Dans la clinique, une laminectomie est une opération courante de la colonne vertébrale et se réfère à l’ablation chirurgicale de la lame vertébrale, érosion ainsi le canal vertébral 11. Incorporation de techniques chirurgicales pour permettre un accès direct DRG a réussi à rongeurs 5,12, cependant, la traduction peut être irréalistes vu différences dans la taille des structures concernées et qui influence pharmacocinétique ou faisabilité technique 13,14. Par exemple, une étude a déterminé le diamètre transversal de la moelle épinière à T10 à 3.0, 7.0 et 8,2 mm pour rat, cochon et l’homme, respectivement le 15. Ainsi, le gros animal modèles mieux approximatives dimensions humaines des structures nerveuses.
Chez le porc, Raore al utilisé laminectomie multi-niveau pour accéder à la moelle épinière cervicale pour plusieurs injections intramédullaires 16. La procédure a été bien tolérée et ont conduit à une phase I essai clinique où des résultats chirurgicaux comparables ont été documentées 17. Ces résultats encouragent la poursuite de l’utilisation de modèles animaux grands précliniques comme prédicteurs de la faisabilité technique et de la sécurité chez les humains.
A ce jour, aucune méthodologie détaillée n’existe pour accès chirurgical et injection de DRG chez une espèce animale. Pour réduire cet écart translationnel, nous rapportons un protocole pour l’exposition DRG et injection via laminotomy chez le porc. Matériaux, instruments et techniques neurochirurgicales standard ont été utilisées et la méthode a été conçue pour imiter la pratique chirurgicale moderne. Nous démontrer intraganglionic injection en utilisant une solution aqueuse de DRG lombaire et confirmer la mise en œuvre réussie par histologie après jour postopératoire 21.
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Protocol
toutes les méthodes décrites ici ont été approuvés par l’utilisation Comité (IACUC) de clinique de Mayo et d’institutionnels animalier.
1. prérequis de rigueur et de la reproductibilité
- pour assurer la rigueur du design, répondent à des normes nationales de laboratoire bonne pratiques soient à tout moment et obtenir l’approbation interne de IACUC (ou Comité similaire) avant tout animal implication dans les expériences de.
Remarque : Ce protocole a été conçu pour maintenir une approche clinique fidèle. Ainsi, les matériaux, les instruments et les techniques impliquées sont décrits de manière identique les plus hautes normes cliniques chez les humains. Par exemple, stricte technique stérile est suivie et matériaux expirés ne doivent jamais servir. - Pour soutenir la reproductibilité de cette méthodologie dans un cadre expérimental, élaborer des modes opératoires normalisés internes et de contrôler la variabilité dans la race porcine, poids, sexe et âge entre plusieurs cohortes.
Remarque : La conception du présent protocole reposait sur l’utilisation des porcs d’un poids de 38 à 53 kg
2. Préopératoire animalier
- administration prophylactique par voie intramusculaire (IM) ceftiofur, donné à 5 mg/kg, 1 jour avant l’intervention.
- Rapide des animaux d’aliments solides et empêchent les animaux de soins cosmétiques, bains d’huile soit, 12 h avant l’intervention.
- Anesthésie générale induce moins de 1 h de la procédure, à l’aide de IM tiletamine et zolazepam, donné comme Telazol à 5 mg/kg et IM xylazine, rendue à 2 mg/kg.
- Une fois que l’induit, administrer sous-cutanée communiqué de buprénorphine subie (SC) (SR), rendue à 0,18 mg/kg.
- Placer un cathéter d’oreille-veine et effectuer l’intubation séquence rapide pour placer un tube endotrachéal.
- Attacher un oxymètre de pouls avec fonction de la langue pour surveiller l’oxygénation et la fréquence cardiaque de surveillance de la fréquence cardiaque.
- Placer l’animal en position couchée et coupez la peau sur le dos à l’aide d’une tondeuse électrique. Pince à cheveux sur une zone large, bilatérale qui s’étend depuis le plan sagittal de la ligne médiane au plan coronal médiane et longitudinalement de l’apex sacré pour les épines scapulaire. Utilisez le ruban adhésif pour enlever les cheveux et la peau flottante.
- Frotter la zone coupée jusqu'à 3 fois à l’eau tiède et au savon et assécher la peau à l’aide d’une serviette non pelucheuse.
- Repères anatomiques bilatéraux de Mark à l’aide d’un marqueur chirurgical. Marquer les dernières côtes, crêtes iliaques, apophyses et des apophyses transverses.
NOTE : En cochant les dernières côtes, iliaques et apophyses transverses, la colonne lombaire est délimitée le long de ses limites supérieures, inférieures et latérales, respectivement. Ce protocole a été conçu pour guider les accès et injection de n’importe quel DRG lombaire d’intérêt. Pour référence, les crêtes iliaques supérieures s’aligner le niveau vertébral L3 ou L4. - Couvrir l’animal avec une couverture chaude pour le transport à la suite du dispositif.
3. Positionnement dans la Suite du dispositif
- doucement élévateur et position l’animal sujette à un grand animal humain mis à jour le fronde avec ouverture abdominale rembourrée.
Remarque : L’ouverture abdominale permet pour la réduction de la pression abdominale semblable au cadre Wilson utilisé pendant l’intervention humaine de la colonne vertébrale. À son tour, cela diminue le saignement peropératoire des colonne vertébrale des vaisseaux sanguins. La toile est avantageuse car les jambes sont autorisés à pendre librement à travers les ouvertures rembourrés qui protègent l’animal de l’inflammation des nerfs périphériques. Cependant, parce que le cadre de la fronde est en métal, il devrait être rembourré avec isolation pour éviter les courts-circuits électriques et graver animaux par inadvertance. Un rouleau de couverture peut être placé à la position de la tête et le cou dans une position confortable, en fonction de la taille de l’animal. - Maintenir l’anesthésie générale à l’aide de 1 à 3 % par inhalation isoflurane (IH), titré à effet. Humidifier les yeux avec l’Onguent ophtalmique et doucement avec du ruban adhésif shut.
- Lignes de Place pour la surveillance de signes vitaux au document température, tension artérielle, fréquence cardiaque et l’oxygénation. Surveiller la ventilation par Capnographie.
- Placer une électrode de dispersion électrochirurgicale adhésive, disponible sur l’omoplate gauche ou droite.
- Administrer réchauffé Ringer lactate ' s comme apport liquidien dans le cathéter de l’oreille-veine. Donner des fluides à raison de 5 à 10 mL/kg/h.
- Placer un dispositif de chauffage air pulsé sur la région thoracique et cervicale et éviter de couvrir les dernières côtes.
4. Préparation stérile du champ opératoire pour une Injection côté gauche
Remarque : À ce stade, procéder de façon stérile strict.
- Prepare la peau recouvrant le rachis lombaire en commençant par l’application large de 0,7 % iode povacrylex et 74 % d’alcool isopropylique selon le fabricant ' instructions de s. Pour s’assurer que l’aiguille de guide peut plus tard être placé de façon stérile, lateralize demande au côté de l’injection prévue en prolongeant l’antisepsie vers le plan coronal midline passé les apophyses transverses marqués.
- Placer des serviettes chirurgicaux jetables en rectangulaire mode d’esquisser l’incision prévue, qui est sur la ligne médiane le long des apophyses épineuses lombaires marquées.
- Appliquer un adhésif antimicrobiens inciser pendre les serviettes du dispositif et la peau exposée. Pince à rideaux en place et s’étendent au bord de la draperie hors du champ opératoire.
- Garantir un drapé vertical vers les pôles à la tête de la fronde entre le champ opératoire et le technicien surveillance.
- Secure lignes pour l’aspiration et l’électrochirurgie dans le champ du dispositif de serrage pour les tentures stériles. Passer les extrémités libres des tubes et fils hors du champ stérile.
5. Incision et Dissection sous-périosté peau
- palper les apophyses lombaires le long de la ligne médiane et identifier 3 niveaux vertébraux consécutives.
- Utiliser un scalpel #15 pour ouvrir une incision sagittale médiane de 8-12 cm à travers le drap incise directement derrière les apophyses épineuses. Maintenir l’hémostase à l’aide de gaze tamponnade et électrochirurgie monopolaire.
Remarque : Il faut ne pas s’écarter de la ligne médiane, l’incision est avancée dans le sens antérieur parce que cela limite saignements des muscles paravertébraux. Palpation périodique pour les apophyses épineuses facilite l’avancement. Conservant des rétracteurs Weitlaner, Meyerding ou Gelpi peut être mis et repositionnée au besoin pour faciliter la dissection. Aspiration sert à maintenir la visibilité. - De disséquer le tissu sous-cutané et la graisse à l’aide d’électrochirurgie monopolaire jusqu'à ce que le fascia thoraco-lombaire est atteint. Palper les apophyses épineuses profonds pour le fascia thoraco-lombaire et découper le carénage le long de la ligne médiane pour exposer le ligament supra-épineux s’étendant entre les apophyses épineuses.
Remarque : Le fascia thoraco-lombaire est identifié comme une gaine aponévrotique organisée avec un grain de tissu conjonctif qui entremêle dans une oblique, latérale et médiale direction. À ce stade, l’incision peut être allongée dans le sens soit supérieur ou inférieur à veiller à ce que les 3 apophyses sont entièrement visibles avec l’apophyse centrale aligné dans le centre du champ dissection. - Utiliser une lame #15 pour placer une incision de 2 mm parasagittale profond à travers le ligament supra-épineux postérieur à chaque apophyse épineuse. Placer chaque incision le long de la troisième à gauche de la surface postérieure de l’apophyse.
- Relâchez doucement le ligament supra-épineux à chaque niveau le long de chaque incision utilisant un ascenseur plus libre de 5 mm.
- Identifier le plan sous-périosté et disséquer au sein de ce plan le long de la surface latérale de chaque apophyse.
- Effectuer une dissection sous-périostée à chaque apophyse de façon parallèle à veiller à ce que douce, voire dissection est atteint.
- Inciser la fixation de muscles paravertébraux le long de l’espace INTERÉPINEUX utilisant électrochirurgie monopolaire en concert avec dissection sous-périostée.
- Identifier le limbe à chaque niveau et poursuivre la dissection sous-périostée latéralement pour atteindre le bord latéral des zygapophyse 2 articulations qui relient les vertèbres exposés 3 et rejoindre le bord latéral de la lame entre les joints, appelé au Sea interarticularis.
Remarque : La pars interarticularis est le bord postérieur du foramen intervertébral où réside le PMSI. Parfois, une petite veine découle un foramen situé sur la surface postérieure du limbe. Ces veines ont tendance à se rompre au cours de la dissection sous-périostée. Hémostase est facilement obtenu en utilisant une combinaison d’électrochirurgie bipolaire et OS de cire appliquée au foramen.
6. Un seul niveau Laminotomy
- identifier la cible de laminotomy comme la lame centrale située entre et vers les 2 joints zygapophyse.
- Trace la lamina à son bord inférieur, jusqu'à un point juste médial du processus articulaire inférieur contigus de l’articulation zygapophyse caudal.
- Utiliser un ascenseur plus libre de 5 mm ou la curette pour palper la transition entre le bord de la morsure de la lame et le canal central.
Remarque : Veiller à ne forcer pas l’instrument palpating antérieure parce que cela prendra contact avec le sac dural et la moelle épinière. Notez que la moelle épinière chez le porc s’étend au-delà de la colonne lombaire 18. Un rongeur du disque intervertébral peut être utilisé pour enlever des tissus mous supplémentaires recouvrant cette zone pour faciliter palpation. - Utiliser un 2 mm vers le haut se ronger, 45 degrés Kerrison rongeur pour extraire les os dans un mode par. Retirez osseuses le long de la base de l’apophyse supérieurement à un niveau juste caudal à la surface caudale du pédicule et sortir latéralement dans sa pleine mesure.
- Utilisation angle OS pinces-gouges pour aider à l’enlèvement de l’OS. Laisser le processus articulaire inférieur qui était relié à la lame en place jusqu'à l’achevée en grande partie le laminotomy.
- Confirme que le processus articulaire inférieur est librement mobiles et fixées que par la capsule articulaire zygapophyse. Inciser la capsule à l’aide d’une lame #15 et #11.
- Supprimer le processus articulaire inférieur de façon par tout en conservant le processus articulaire supérieur adjacent intactes.
Remarque : Comme le laminotomy est terminé, hémostase est réalisée avec électrochirurgie bipolaire. Électrochirurgie monopolaire n’est pas utilisé en raison de la proximité des structures neurales. Cire d’OS peut être placé le long des sites de saignement par OS exposé et éponges de gélatine résorbable peuvent être utilisés pour obtenir l’hémostase près des tissus mous. COTTONOID est un outil utile pour liquide séreux de mèche et le sang de la dissection.
7. Dissection de DRG
- Evacuer la graisse épidurale dans un mode par de superficiel à partir profond médial et latéral. Enlever le gras de dissection douce à l’aide de la pince bipolaire et aspiration avec embouts d’aspiration de 6-10 Français Frazier.
NOTE : Grossissement de la Loupe ou l’utilisation d’un microscope à dissection est utile pour fournir le niveau de détail nécessaire pour évacuer la graisse épidurale et atteindre l’hémostase minutieuse du plexus veineux péridurale à l’aide d’électrochirurgie bipolaire. - Identifier le sac dural le long de la ligne médiane en cours d’exécution dans un sens superoinferior, parallèle à l’axe de l’incision de la peau. Retirez la graisse épidurale le long du sac dural jusqu'à ce que le sac dural peut être vu pour donner naissance à la douille de racine de nerf dural.
- Trace le manchon dural latéralement et inférieurement par évacuation de graisse péridurale jusqu'à ce qu’on voit pour agrandir autour de la DRG.
NOTE : Identifier la DRG pour sa forme ovale et jaune à la couleur orange. À la colonne vertébrale lombaire médiane, le PMSI est généralement 4 à 6 mm en taille, plus longue de la médiale de direction latérale et trouve directement inférieure ou médial à son pédicule respectif de 2 à 3 mm. Un crochet émoussé, rectangulairement nerveuses peut être utilisé pour palper doucement pour le pédicule. - Évacuer la graisse épidurale latéralement, au-delà de la DRG, jusqu'à ce que le nerf spinal adjacent est perçue.
Remarque : En cas de durotomy, réparez-le par fermeture étanche à l’aide de 6-0 en nylon suture et lisse micro aiguille dans un simple stich en cours d’exécution.
8. Injection de DRG
- utiliser une aiguille spinale de calibre 22 pour guider la trajectoire d’une aiguille de livraison améliorée (CED) de convection de calibre 32. Piquer l’aiguille de calibre 22 guide dans les muscles de la peau et paraspinal.
Remarque : L’aiguille de CED est conçu pour atteindre une convection fluide dans les tissus, également connu sous le nom des flux en vrac, en raison de la pression gradients 19 , 20. - Visent l’aiguille guide le long d’une trajectoire qui se rapproche de l’axe longitudinal de la DRG et aboutit à la pointe de l’aiguille qui sortent d’un mur latéral paravertébraux du champ dissection.
- Fine tune le chemin de l’aiguille jusqu'à ce que la lumière de l’aiguille s’aligne avec le centre de la DRG.
Remarque : L’aiguille guide jamais puissent contacter la DRG. - Dresser d’injection stérile co-Set dans une seringue stérile et raccorder la seringue à la tubulure de perfusion stériles.
- Fixer le tube à l’aiguille de CED et la main de la seringue sur le champ stérile. Connecter la seringue d’un pousse-seringue programmable.
NOTE : Tube est établi sur une longueur de 5 pieds pour assurer le maintient de la stérilité et la mobilité. En outre, il est d’une importance primordiale qu’aucune bulle d’air ne soit introduite dans la solution. - Avancer l’injection de co-SET jusqu'à ce que l’expression est visible depuis la pointe de l’aiguille de CED.
- Placer l’aiguille de CED dans la lumière du guide aiguille et avancer lentement l’aiguille CED jusqu'à ce qu’il ressort de l’extrémité de l’aiguille du guide. S’assurer que le PMSI n’est pas percé au cours de l’alignement de l’aiguille.
- Fine tune la position de l’aiguille guide le long de l’axe le plus long de sa trajectoire pour déterminer l’emplacement définitif de la pointe de la CED.
- Fixer le guide aiguille et l’aiguille de CED ensemble en utilisant emboîtement moyeux aiguille dès que la profondeur et l’alignement du guide et des aiguilles de CED est atteint.
- Confirmer que toutes les connexions de dispositif d’injection sont entièrement sécurisées, y compris l’aiguille guide, aiguille de CED, et tubes connectés chargées d’injection co-Set.
- Avancer l’aiguille guide le long de son axe longitudinal, rapprochant l’extrémité de l’aiguille CED et DRG.
- Percer la DRG avec la pointe de l’aiguille de CED.
- Immerger la pointe de l’aiguille de CED au centre en trois dimensions de la DRG.
- Livrer 100 μL d’injection co-Set par CED à l’aide d’un taux progressif et un volume de 3 étapes.
- Livrer 4 μl à 2 μL/min pour la première étape. Livrer 8 μL à 4 μL/min pour la deuxième étape. Livrer μL 88 à 8 μL/min pour la troisième et dernière étape.
Remarque : Laisser une pause de 3 min entre les étapes et après l’étape finale permettant l’équilibrage de la pression. - Retirer les appareils d’injection après l’étape de la dernière injection et 3 min de pause le long de son axe le plus long dans un mouvement lisse et doux.
Remarque : Pour des solutions injectées sont incolores, colorant coloré est inclus dans la solution à une concentration de 0,1 % poids/volume pour aider à l’évaluation visuelle de l’injection co-Set distribution 12. En outre, le colorant vital 4 ', 6-diamidino-2-phénylindole (DAPI) est inclus dans la solution à une concentration de 0,25 μg/μL, lors de la conception de l’étude nécessite une évaluation histologique d’injection co-Set distribution 5.
9. Fermeture
- Appliquer 3 cycles d’irrigation saline tiède pour le site opératoire avant la fermeture de mobiliser et de vider le site des débris, c'est-à-dire des fragments d’os. D’aspiration permet de récupérer la solution saline et les débris.
NOTE : Hémostase minutieuse est assuré si l’irrigation reste claire. Agents hémostatiques (éponge de gélatine) et cottonoid sont supprimés en ce moment. S’assurer que tous les instruments et les matériaux ont été défrichées depuis le site d’incision avant fermeture. - Utiliser une technique de 3 couches pour fermeture.
- De suture du fascia thoraco-lombaire à l’aide de suture 0 de façon simple, interrompue, invertie. Placer un stich tous les 5-8 mm pour réaliser la fermeture étanche à l’eau.
- Suture le tissu sous-cutané, à l’aide de sutures 2-0 de manière simple, interrompue, inversée avec le point placé chaque 5 à 8 mm pour atteindre une résistance suffisante.
- Fermer la peau à l’aide de suture 0 de manière simple, en cours d’exécution ou interrompu fashion.
- Utiliser un compteur aiguille pour s’assurer qu’aucun objets tranchants ne sont portées disparues dédiée
- Irriguer la peau avec du sérum physiologique, la peau sèche et de placer les bandes de pansements adhésifs perpendiculaire à l’incision.
- Place de gaze sur le dessus le bandage bandes et attacher un adhésif final antimicrobiens inciser drapé.
10. Protection des animaux post-opératoire
- Extuber, couvrir avec des couvertures chaudes et transporter l’animal à la récupération.
- Conformément aux procédures standard institutionnel d’exploitation pour la surveillance post-opératoire et la récupération de la chirurgie de la survie. Au minimum, observer l’animal toutes les 15 min jusqu’au retour de la conscience, horaire jusqu’au rétablissement complet anesthésique est atteint et deux fois par jour par la suite.
- Gestion de la douleur postopératoire fournir en administrant IM ou orale carprofène, rendue à 4 mg/kg, une fois par jour sur 5 jours débutant le jour postopératoire 0. Administrer la buprénorphine SC SR, rendue à 0,18 mg/kg, une fois le jour postopératoire 2.
- Administrer antisepsie post-opératoire en donnant IM ceftiofur, rendue à 5 mg/kg, une fois le jour postopératoire 4.
- Enlever le bandage sur post-opératoire jour 5-7. Enlever les sutures lorsque la cicatrisation est terminée, généralement sur post-opératoire jour 10-14.
- Humainement euthanasier l’animal selon des procédures normalisées de fonctionnement institutionnels une fois atteint le point de terminaison étude.
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Representative Results
Évaluation histologique de propagation d’injection co-Set
Mise en œuvre réussie d’injection co-Set de DRG est déterminée par une évaluation histologique de DAPI répartie. La technique consiste à positionner la pointe de l’aiguille au centre en trois dimensions de la DRG. Par conséquent, mise en œuvre réussie est déterminée en évaluant l’ampleur du DAPI coloration partir de coupes histologiques tous deux près (sections centrales de DRG) et lointain (périphériques DRG sections) à la pointe de l’aiguille. Figure 1 a et 1 b de la Figure représentent une injection réussie d’un DRG. La coloration DAPI a été répartie à travers le parenchyme DRG centraux et périphérique. Ainsi, une injection de DRG réussie est illustrée par la propagation diffuse de la souillure de DAPI tout au long de l’architecture en trois dimensions de la DRG. Sous-optimal injection est illustrée par coloration incompatible. Par exemple, la coloration minimale (Figure 1) ou coloration focal le long de la bordure extérieure mais pas intérieure aspect du parenchyme DRG (Figure 1) indique injection infructueuse. Aussi, considérés ensemble, Figure 1 (section centrale de DRG) et la Figure 1 (section périphérique de DRG) illustrent un manque de coloration uniforme dans les trois dimensions pour cette unique DRG lombaire.
Figure 1 : Évaluation tridimensionnelle de répartition de DAPI en injecté DRG. (A) une section centrale d’un injecté DRG lombaire représentatif de réussite. La coloration du colorant marqueur DAPI est répartie tout au long de la DRG entière en deux dimensions. (B) un parallèle, section périphérique de la DRG même (a), illustrant la consistance du DAPI se propageaient dans un second plan de section, confirmant une injection réussie en trois dimensions. (C) une section centrale d’un injecté DRG lombaire représentatif d’un résultat optimal. Peu ou aucune souillure de DAPI est vu à l’exception des foyers occasionnels. (D) parallèle, peripheral section de la DRG même (c), illustrant la distribution partielle du DAPI le long de la périphérie DRG. Bleu : DAPI. Rouge : autofluorescence. Barreaux de l’échelle = 500 μm (A et C), 100 μm (B et D). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Nous avons cherché à décrire une méthode d’exposition chirurgicale de DRG via laminotomy et intraganglionic injection chez une espèce animale saine, plus précisément, de peste porcine. Chez les rongeurs, une méthode similaire a été détaillée 12 et utilisé pour fournir des agents pharmacologiques conventionnels 8,10 et vecteurs viraux 6,7,9,12 à DRG. Les résultats des études chez animal petits ci-dessus sont prometteurs et nous espérons que notre protocole ouvrira la voie à d’autres de traduire ces résultats préalables aux porcs. Des animaux sains et malades ont été utilisés dans les études susmentionnées, soutenant l’utilité des petits animaux dans la recherche préclinique. Inévitablement, les grands modèles animaux sera tenus de faire la meilleure comparaison disponible à DRG humaine en termes de taille et injection co-Set distribution. Par exemple, l’écart entre les dimensions de la DRG est clairement évidente entre les rats et les humains. DRG L5 chez les adultes, des rats mâles mesurent environ 2,6 x 1,5 mm 5 par rapport à 11,6 x 6,6 mm dans les humains adultes, mâles 21. Selon les mesures radiographiques direct chez le porc, L5 DRG trouvées à environ 8,0 x 6,0 mm 22. Par conséquent, porcine est situés comme une espèce particulièrement utile pour les études précliniques en raison des similitudes structurelles avec le système nerveux humain et est proche de l’anatomie musculo-squelettique. Ceci est démontré par la traduction inverse utilisée pour concevoir ce protocole selon effectuées dans la clinique. En outre, porcine est utilisent des animaux et est de plus en plus important dans la recherche biomédicale. Ce protocole prendra en charge les études précliniques d’intraganglionic livraison de solutions injectables pour avancer des conclusions antérieures du travail chez les rongeurs à grands animaux. Ainsi, le présent protocole peut favoriser des stratégies novatrices pour traiter la douleur chronique qui intègrent des techniques de transmissions anatomiquement sélective aux nouveaux agents moléculairement sélectives, qui, nous le prévoyons, peuvent avoir le potentiel de transformer la douleur médecine 3.
Notes complémentaires pour l’injection réussie de DRG
Le périoste prelaminar aux niveaux vertébraux lombaires chez le porc continue céphalique en lieu et place du ligamentum flavum. Pendant laminotomy, le périoste peut être facilement séparé par la mise en place de la rongeur Kerrison et peut imiter l’apparence de la dure-mère. C’est une étape essentielle pour différencier le ligamentum flavum, périoste, la graisse péridurale et dura sac la dissection est mis en œuvre. En outre, exposition de l’espace épidural est plus efficace et entraîne moins de saignements si le périoste est enlevé en même temps avec la lamina. Si le périoste n’est pas supprimé avec OS, il peut être incisé avec une lame #11 et enlevé pour exposer la graisse épidurale sous-jacent.
Pour ne pas nuire est une priorité absolue, et cela doit être équilibré avec l’objectif d’accès DRG et injection. Ainsi, soin ne pas pour faire avancer l’évacuation de la graisse péridurale plus loin vers l’avant ou anteromedially que celle nécessaire pour permettre une identification positive du sac dural, manchon de racine de nerf dural et DRG. Dissection dans le sens antéro où le sac dural donne lieu à la douille de racine de nerf dural est particulièrement dangereuse car une veine épidurale longitudinale est rencontrée. En outre, la dissection dans cette direction augmente le risque de durotomy involontaire, signalée par l’écoulement du liquide céphalo-rachidien de la surface du sac dural.
Un dernier point critique est celui d’identifier le sac dural, racines dorsales, DRG dans son intégralité et le nerf spinal. Ceci aide à établir la preuve 4 morceaux de convergence anatomiques qu’assurer définition DRG complète. Définir la DRG dans son intégralité est nécessaire afin de placer l’extrémité de l’aiguille en son centre en trois dimensions, ce qui permet à l’aiguille de CED pour établir un gradient de pression constante tout en maximisant la distance aux limites anatomiques environnantes. Ces deux facteurs augmentent considérablement les volumes livrés et la gamme d’intraparenchymateuses répandre 19,20. Livraison d’injection co-Set à un endroit qui n’est pas le véritable centre anatomique entraîne injection sous-optimale car incompatibles pressions se produire lorsque l’injection co-Set fuit par le site voisin de DRG ponction 20.
Une difficulté avec l’aide d’une aiguille de CED pour l’injection de DRG est celle du respect. Une fois que l’injection a commencé, la pointe de l’aiguille doit être conservée aussi immobile que possible, sinon gradients de pression seront dissipe en raison des changements brutaux de conformité 20. Mouvement respiratoire est une source de mouvement continu pendant l’injection. Toutefois, le risque de déplacement de l’aiguille secondaire à une excursion respiratoire est en grande partie supprimé en ancrant l’aiguille DEC et guide dans l’avant de la musculature paraspinal à la perforation de la DRG, comme l’aiguille et le DRG déplacent en synchronisme avec la respiration. La durée d’injection pour un volume de 100 totaux μL 24 min au taux gradin décrit ici. Soins doivent être prises pour limiter les perturbations externes de l’appareil de toute injection pendant ce temps. Arrangement du champ opératoire, personnel et les obstacles environnants doit être modifié si nécessaire avant l’injection afin d’assurer une interface non perturbée entre la pointe de l’aiguille de CED et DRG.
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Disclosures
Aucun ; les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêt associés à cette étude.
Acknowledgments
L’étude a été réalisée avec le soutien de la Fondation de la famille Schulze (pour le certificat).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Large humane animal sling | Britz & Company | 002539 | Modified to include abdominal aperture |
| Adhesive patient return electrode - 9 inch | Medtronic | E7506 | - |
| Ranger blood & fluid warming system | 3M | 24500 | - |
| Lactated Ringer's fluid | Hospira | 0409-7953-09 | - |
| Force air warming device | 3M | 77500 | - |
| Duraprep solution with applicator, 26 mL (0.7% iodine povacrylex, 74% isopropyl alcohol) | 3M | 8630 | - |
| Sterile disposable surgical towels | Medline | MDT2168286 | - |
| Ioban 2 incise drape | 3M | 6651EZSB | - |
| Disposable suction canister and tubing | Medline | DYND44703H | - |
| Button switch electrosurgical monopolar pencil | Medtronic | E2450H | - |
| Fine smooth straight bipolar electrosurgical forceps, 4 1/2 inch | Bovie | A826 | - |
| #15 blade | Miltex | 4-315 | - |
| #11 blade | Miltex | 4-311 | - |
| 4 x 4 surgical gauze | Dynarex | 3262 | - |
| Weitlaner self-retaining retractor, 8 inch | Miltex | 11-618 | - |
| Meyerding self-retaining retractor, 1 x 2 3/8 inch | Sklar | 42-2078 | - |
| Gelpi self-retaining retractor, 7 inch | Sklar | 60-6570 | - |
| Freer elevator, 5 mm | Medline | MDS4641518F | - |
| Bone wax | Ethicon | W31G | - |
| Spurling intervertebral disc rongeur, 3 mm | Sklar | 42-2852 | - |
| Spurling 45-degree, up-biting Kerrison rongeur, 2 mm | Medline | MDS4052802 | - |
| Leksell angled rongeur, 2 mm | Sklar | 40-4097 | - |
| Gelfoam, size 50 | Pfizer | AZL32301 | - |
| Cottonoid patty | Medtronic | 8004007 | - |
| Frazier suction tip, 6 Fr | Sklar | 50-2006 | - |
| Frazier suction tip, 10 Fr | Sklar | 50-2010 | - |
| Dandy blunt right angle nerve hook | Medline | MDS4005220 | - |
| Nylon suture, 6-0 | Ethicon | 697G | - |
| Castroviejo smooth micro needle holder | Medline | MDG2428614 | - |
| 22 gauge Quinke point spinal needle | Halyard Health | 18397 | - |
| 32 gauge CED needle with locking Luer hub | See comments | n/a | As in: Pleticha, J., Maus, T.P., Christner, J.A., Marsh, M.P., Lee, K.H., Hooten, W.M., Beutler, A.S. Minimally invasive convection-enhanced delivery of biologics into dorsal root ganglia: validation in the pig model and prospective modeling in humans. Technical note. J Neurosurg. 121(4), 851-8 (2014). |
| Polyethylene tubing, 5 feet | Scientific Commodities | BB31695-PE/05 | - |
| Monoject syringe, 3 mL | Kendall | SY15352 | - |
| NanoJet syringe pump | Chemyx | 10050 | - |
| DAPI | Sigma-Aldrich | D9542 | - |
| Fast Green FCF | Sigma-Aldrich | F7252 | - |
| Bulb irrigation syringe | Medline | DYND20125 | - |
| Fine-toothed Adson forceps | Medline | MDS1000212 | - |
| Vicryl suture, 0 | Ethicon | J603H | - |
| Vicryl suture, 2-0 | Ethicon | J317H | - |
| Needle counter | Medline | NC20FBRGS | - |
| Steri-strip skin closure, 1/2x4 inch | 3M | R1547 | - |
References
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- Burma, N. E., Leduc-Pessah, H., Fan, C. Y., Trang, T. Animal models of chronic pain: Advances and challenges for clinical translation. J Neurosci Res. , (2016).
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