Summary
Ce protocole décrit une méthode simple pour l’enregistrement simultané de co localisée électroencéphalographie (EEG) et multi-laminaire champ local potentiel chez un rat anesthésié. Un trou foré dans le crâne pour l’insertion d’une microélectrode est montré pour produire une distorsion négligeable du signal EEG.
Abstract
Bien que l’électroencéphalographie (EEG) est largement utilisé comme une technique non invasive pour l’enregistrement des activités neuronales du cerveau, notre compréhension de la neurogenèse de l’EEG est encore très limitée. Potentiels de champs locaux (LFPs), enregistrées via une microélectrode multi-laminaire peuvent fournir un compte rendu plus détaillé de l’activité neurale simultanée à travers différentes couches corticales dans le néocortex, mais la technique est envahissante. Combinant des mesures EEG et la LFP dans un modèle préclinique peut grandement améliorer la compréhension des mécanismes neurones impliqués dans la génération de signaux EEG et faciliter l’obtention d’un modèle mathématique biologiquement précis et plus réaliste de l’EEG. Une simple procédure d’acquisition EEG simultané et co localisée et multi-laminaire LFP signaux chez le rongeur anesthésié est présentée ici. Nous avons aussi étudié si des signaux EEG ont été significativement affectés par un trou foré dans le crâne pour l’insertion d’une microélectrode. Nos résultats suggèrent que le trou de trépan a un impact négligeable sur les enregistrements EEG.
Introduction
Il est généralement admis que le LFPs enregistrés principalement par l’intermédiaire de microélectrodes reflètent la somme pondérée des synchronisée activités synaptiques excitatrices et inhibitrices des populations locales de neurones pyramidaux1,2,3 , 4. nos recherches récentes ont démontré que le profil du signal LFP pourrait être divisé en composants de l’excitation et l’inhibition de5,6. Cependant, LFP est normalement mesurée via une procédure invasive, elle ne convient pas pour la plupart des études du cerveau humain.
En revanche, l’EEG est une technique non invasive pour mesurer l’activité électrique du cerveau. Il est largement utilisé comme un outil de diagnostic pour certains types de maladies neurologiques comme l’épilepsie et comme un outil de recherche en études cognitives humaines. Malgré sa popularité, une limitation majeure de l’EEG est l’incapacité d’interpréter ses profils temporels précisément en ce qui concerne les signaux neuronaux sous-jacents7,8,9.
De plus en plus, les modèles mathématiques de l’EEG sont développées pour améliorer la compréhension du cerveau fonction10,11,12,13,14,15. La plupart des modèles existants de EEG est élaborée en fonction sur le montage caractéristiques de domaine de fréquence du modèle prédit la sortie vers le spectre de données EEG au cours de l’activité spontanée, et très peu de modèles EEG peut générer des potentiels évoqués sensitifs réalistes. Dans ce contexte, des enregistrements simultanés d’EEG et LFP fournira un aperçu important et contraintes pour développer des modèles mathématiques plus précis de l’EEG.
Pour répondre à ce besoin d’enregistrements simultanés afin d’étudier l’origine neurale de l’EEG, nous avons développé une méthodologie permettant d’enregistrer simultanément les EEG et multi-laminaire LFP signaux dans le néocortex du rat anesthésié. La configuration est similaire à des études antérieures de EEG/LFP simultanées menées en primates16,17. Nous avons examiné l’effet d’un trou foré dans le crâne sur les enregistrements EEG entourant le trou, en comparant les enregistrements EEG bilatérales (c.-à-d., un hémisphère avec un trou de trépan, l’autre hémisphère intact) en l’absence de sensoriel stimulation. Nos résultats démontrent que concurrentes enregistrements EEG/LFP peuvent être effectuées simplement et efficacement, avec petite distorsion du signal EEG depuis le trou dans le crâne.
Protocol
Toutes les expériences ont été menées conformément à la réglementation du Home Office britannique (Loi sur les animaux (procédures scientifiques), 1986) et approuvés par le Comité d’éthique de recherche à l’Université de Reading, UK.
1. la préparation animaux
NOTE : Lister femelle Hooded rats ont été utilisés pour toutes les expériences. Il s’agit d’une procédure sans survie.
- Enregistrer le poids de la rat sur une échelle de laboratoire.
- Anesthésier le rat dans une chambre avec 5 % isoflurane et un débit d’oxygène de 1 L/min.
- Placez le rat sur un support stéréotaxique avec une serviette en papier sous son corps et avec ses dents au repos par l’intermédiaire de la barre de la morsure... L’essuie-tout facilitera l’insertion d’une bouillote (voir étape 2.3) et attraper les excréments de rat pendant l’expérience.
- Administrer l’isoflurane en continu via un cône de nez de plastique dur monté sur la pince nez pour adaptateur de rat à une concentration de 3 % avec un débit d’oxygène de 0,5 L/mn Connect le cône à un système d’anesthésie isoflurane animaux petits.
2. opération chirurgicale
- Insérer un tampon chauffage thermostatique sous la serviette de papier sur laquelle repose le rat, fixez la tête de rat avec deux barres d’oreilles et surveiller la température du corps à l’aide d’un thermomètre rectal.
- Raser le dessus de la tête du rat.
- Appliquer pommade ophtalmique sur les yeux pour éviter le dessèchement cornéenne.
- Avant d’exposer le crâne, appliquez lidocaïne gouttes sur le cuir chevelu et massez doucement la peau.
- Faire une incision médiane d’environ 2-3 cm sur le cuir chevelu à l’aide d’un scalpel pour exposer la surface du crâne.
- Soigneusement séparer le temporalis muscle controlatéral au pad moustaches d’être stimulé sur le crâne à l’aide d’un mesureur de Jacquette et une paire de pinces de dissection dentelé et courbes. Nettoyer le crâne avec des cotons-tiges lorsque cela est nécessaire.
- À l’aide d’une soie tressée, suture non résorbable, attachez le muscle séparé sur le cuir chevelu avec un nœud serré et puis attacher la suture solidement au cadre stéréotaxique18.
- Utilisez les coordonnées stéréotaxiques pour localiser le cortex de baril, caudale à bregma 2,5 mm et 6 mm latéral à19de la ligne médiane. Tracer un point à l’emplacement du cortex somatosensoriel à l’aide d’un crayon ou un marqueur.
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Percer un trou de trépan à l’emplacement marqué à l’aide d’une fraise dentaire. Pour empêcher le crâne de surchauffe lors du forage, appliquer du sérum physiologique stérile (chlorure de sodium 0,9 %) à l’aire de travail chaque 10-15 s. Le processus de forage implique les 3 étapes suivantes :
- Percer un trou de diamètre 2 mm < dans le crâne à l’aide d’un foret #4 (0,055 de diamètre). Prendre soin de ne pas pour percer dans la dure-mère.
- Mince le fond du trou à translucide avec une mèche #1/4 (0,019 de diamètre).
- Utiliser une aiguille de 27 G pour percer la dure-mère pour permettre l’insertion d’une microélectrode.
- Transfert du rat, fixé sur un cadre stéréotaxique, à une cage de Faraday monté sur une station d’isolement de vibration.
- Fixer une pince du capteur oxymètre reliée à une unité de contrôle oxymètre à la patte arrière du rat pour surveiller en permanence les paramètres physiologiques suivants : fréquence cardiaque, fréquence respiratoire, saturation artérielle en oxygène, distension de l’impulsion et la distension de souffle. Ces paramètres étaient affichées en permanence sur un moniteur de PC, reflétant l’état physiologique et profondeur anesthésique du rat.
- Remplacer la coiffe en plastique dur pour l’administration de l’isoflurane et la pince nez pour adaptateur de rat avec un feutre de drainage microflex muni d’un cône de nez souple transparent qui est modifié (Figure 1 a) pour permettre la stimulation whisker facile d’un côté de la moustache Pad sans compromettre l’administration isoflurane.
- Insérer deux électrodes stimulant en acier inoxydable au pad whisker exposés par la découpe sur le cône de nez.
- Connecter les électrodes stimulants à un stimulateur de courant isolé.
- Soulever la peau de la ligne médiane du cou avec une pince et faire un 1 ~ incision de 2 cm avec des ciseaux, prêt pour le placement des électrodes de référence. Prendre soin de ne pas pour couper le tissu musculaire.
3. co localisée EEG/LFP Setup
- Nettoyez et séchez le crâne entourant le trou de trépan à l’aide d’un coton-tige.
- Placer soigneusement la pâte conductrice d’EEG sur une face latérale plane d’une électrode d’araignée EEG. Laisser un petit trou clair de la pâte de l’EEG sur l’électrode de l’araignée pour permettre une microélectrode multi-laminaire à passer par le trou sans contact avec la pâte et l’électrode de l’araignée. Cela empêche le contact électrique entre l’électrode EEG et la microélectrode.
- Aligner l’électrode de l’araignée sur le trou dans le crâne, avec de la pâte d’EEG vers le crâne.
- Enfoncez doucement l’électrode d’araignée sur le crâne, rendant fermement en contact avec le crâne par l’intermédiaire de la pâte de l’EEG. Supprimer toute pâte obscurcissant le trou de trépan à l’aide d’une aiguille sur une seringue.
- Supprimer excessive EEG pâte, au-delà de la périphérie de l’électrode d’araignée afin que le contact entre l’électrode de l’araignée et le crâne est limité dans l’espace à la taille de l’électrode (Figure 1 b).
Figure 1 : General setup pour un enregistrement EEG/LFP simultané. (A), l’installation se compose d’un cône de nez modifié pour faciliter la stimulation coussin moustaches sous anesthésie isoflurane, pavé de deux électrodes stimulants insérées dans la moustache, une électrode araignée positionnée sur le crâne au-dessus du baril cortex controlatéral à les électrodes de stimulation, une microélectrode multi-canal insérée dans le cortex de baril par le biais de l’électrode de l’araignée et des électrodes de référence placé à l’intérieur d’une incision à l’arrière du cou du rat. (B) une vue au microscope de l’électrode d’araignée solidement positionné sur le crâne de la pâte de l’EEG. La microélectrode est insérée dans un trou foré dans le crâne sous l’électrode de l’araignée. Le cuir chevelu est freiné par fil chirurgical (suture) liée au cadre stéréotaxique. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
- Enduire la pâte d’EEG sur l’électrode de référence pour l’EEG et placez-la solidement à l’intérieur de l’incision à l’arrière du cou du rat.
- Connecter les électrodes de l’EEG pour le préamplificateur via un répartiteur de signal passif pour les signaux de faible impédance (Figure 2). Assurez-vous que l’impédance de l’électrode de l’araignée est inférieure à 5 kΩ. Si ce n’est pas le cas, vérifiez que la pâte de l’EEG est en bon contact avec le crâne et l’électrode est fermement pressé à la pâte de l’EEG. Ajouter plus de pâte EEG si nécessaire.
- Un bras de micromanipulateur, fixation sur le cadre stéréotaxique. Connecter une microélectrode 16 canaux linéaire (100 µm espacement, domaine de chaque site 177 µm2) à un préamplificateur aiguë de 16 canaux encliqueté solidement sur le bras de micromanipulateur.
- Frottis EEG coller sur les électrodes de référence pour l’EEG et la microélectrode, puis les placer en toute sécurité à l’intérieur de l’incision (Figure 1 a).
- Ajustez l’angle du bras micromanipulateur afin que la microélectrode est perpendiculaire à la surface corticale. Cet angle est normalement entre 25 et 35 °.
- Abaissez la microélectrode sous un microscope en tournant les boutons micromanipulateur afin que l’extrémité de la microélectrode est destinée à la petite ouverture au bas de la trou de trépan jusqu'à ce que l’électrode supérieure juste pénètre la surface corticale. Il faut pour éviter de forcer la microélectrode sur la surface de la dure-mère, que cela romprait l’électrode.
- Couple la microélectrode 16 canaux pour un préamplificateur relié à une unité d’acquisition de données via un câble à fibre optique (Figure 2).
- Allumez l’ordinateur connecté à l’unité, l’unité d’acquisition de données et le préamplificateur. Allumez la box de stimulateur.
- Insérer la microélectrode normalement à la surface corticale en tournant lentement le pommeau de la micromanipulateur jusqu'à une profondeur de 1 500 µm20.
- Micro-régler la profondeur en appliquant un train d’impulsion à la garniture de moustaches et en observant la LFP évoquée 16 canaux sur un moniteur de PC en utilisant le logiciel de l’unité d’acquisition de données installé sur le PC. Soigneusement tourner le pommeau sur le micromanipulateur jusqu'à ce que l’amplitude plus élevée de la LFP évoquée se produit autour de canal 7 (car cela coïncide avec la couche IV dans le cortex).
Remarque : Installation d’électrode EEG Ipsi-latérale : pour certaines expériences, une deuxième électrode d’araignée a été placée sur le côté de l’ipsi-latérale du crâne intact au-dessus du cortex de baril. Cette configuration a permis EEG bilatéral d’enregistrement pendant l’état de repos étudier l’effet de la trou de trépan sur le signal d’EEG.
Remarque : La procédure chirurgicale de mettre en place l’électrode EEG est identique à celui décrit ci-dessus, sauf qu’au cours de l’étape 2.6, le muscle temporal de chaque côté de la tête a été soigneusement séparé du crâne, suturé à l’arrière et attaché solidement à la partie correspondante de le cadre stéréotaxique.
Remarque : L’installation simultanée de EEG/LFP est également identique à celui décrit ci-dessus, avec une étape supplémentaire qu’une deuxième électrode de spider est chargée avec de la pâte de l’EEG, puis pressée fermement sur le crâne au-dessus du cortex de baril ipsi-latérale.
Figure 2. Un diagramme de flux de signal. Le rat est placé dans une cage de Faraday. Les électrodes stimulants recevoir des commandes de la boîte de stimulateur contrôlée par l’unité d’Acquisition de données grâce à son logiciel installé sur un PC. Le signal neuronal enregistré par la microélectrode est transmis à un préamplificateur à l’intérieur de la cage de Faraday. Transmission du signal neuronal enregistré par la sonde de l’EEG pour le préamplificateur grâce à un répartiteur de signal. Le préamplificateur est relié à l’unité d’Acquisition de données à l’extérieur de la cage de Faraday via un câble à fibre optique. Les données de neurones sont ensuite stockées sur un lecteur local sur le PC, alors qu’ils peuvent aussi être affichées sur un moniteur de PC. Un système mobile petit isoflurane animale administre isoflurane d’à l’extérieur de la cage de Faraday. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
4. l’électrostimulation et enregistrements neurones
Remarque : La fréquence d’échantillonnage de toutes les données neurales est 24,41 kHz avec une résolution de 16 bits. Un procès se compose d’une unique stimulation électrique au début du procès. Chaque essai dure 10 s, qui est aussi l’intervalle de relance inter (ISI). Chaque stimulus est une impulsion de courant carré de 1,2 mA dure Mme 0,3 pour expériences bilatéraux pour étudier l’effet de la trou de trépan, continu au repos état de 250 s est également enregistrée.
- Ouvrez le logiciel d’enregistrement sur l’ordinateur en cours d’utilisation.
- Charger le circuit correct pour l’expérience en sélectionnant « Charge projet... » dans le menu déroulant de « OpenProject ». Une nouvelle fenêtre (« WorkBench ») apparaît (Figure 3).
Figure 3. Un affichage du logiciel GUI pour l’unité d’Acquisition de données Il permet le circuit approprié doivent être téléchargées, paramètres de stimulation à régler et les données enregistrées et visualisées. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Créez un nouveau répertoire (appelé un « Tank » par le logiciel) pour stocker les enregistrements neurones.
- Cliquez sur « Fichier » du haut de la fenêtre et sélectionnez « Gestion des tâches données ». Une nouvelle fenêtre (« gestion du réservoir ») s’affiche.
- Dans la fenêtre « Gestion de réservoir », appuyez sur le bouton droit de la souris pour afficher un menu. Sélectionnez « Créer un nouveau réservoir ». Une autre nouvelle fenêtre (« réservoir de données créer ») apparaît.
- Dans la fenêtre « Créer données Tank », sélectionnez le chemin d’accès où vous souhaitez créer un nouveau répertoire de données et entrez le nom du nouveau répertoire. Appuyez sur « OK ». Cette fenêtre disparaîtra.
- Le nouveau répertoire apparaîtra dans la fenêtre « Gestion de réservoir », mais en gris. Enregistrez ce répertoire en cliquant-droit dessus et sélectionnez « Enregistrer Tank » dans le menu déroulant. Une étoile rouge et une flèche verte seront affiche à gauche du nom de la nouvelle de l’annuaire qui est maintenant en noir (Figure 4).
- Annuler l’inscription des répertoires précédents ne l’utilisez pas en faisant un clic droit dans la fenêtre « Gestion de réservoir » et en sélectionnant « Actualiser la liste réservoir » dans le menu déroulant.
- Cliquez sur « OK » pour fermer la fenêtre « Gestion des citernes ».
Figure 4 : un affichage du logiciel GUI montrant un répertoire de données enregistré. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Enregistrez le nouveau répertoire dans « Scope » pour afficher les signaux neuronaux au cours de l’expérience.
- Cliquez sur l’icône « Scope » dans la fenêtre « OpenProject ». Une nouvelle fenêtre (« portée ») s’affiche.
- Faites un clic droit de la souris dans la fenêtre « Portée » et sélectionnez « Actualiser la liste réservoir » dans le menu déroulant. Le nouveau nom du répertoire s’affiche en gris.
- Cliquez sur le nouveau répertoire. Une étoile rouge et une flèche verte seront affiche à gauche de la nouveau nom du répertoire qui est maintenant en noir.
- Configurer les paramètres expérimentaux d’acquisition de données dans la fenêtre « WorkBench » en cliquant sur « Setup » du haut de la fenêtre. Une nouvelle fenêtre apparaîtra. Sélectionnez « Balayer la boucle », régler la durée de l’essai et le nombre d’essais à enregistrer.
- Assurez-vous que la boîte de stimulateur est ouvert.
- Appuyez sur le bouton « Enregistrement » dans la fenêtre « WorkBench ». Une nouvelle fenêtre apparaîtra. Entrez le nom du fichier de données vous souhaitez enregistrer pour l’expérimental exécuter mais ne pas frappez le bouton de retour à ce stade, comme la nécessité de paramètres enregistrement EEG à mettre en place.
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Définir les paramètres d’enregistrement EEG à l’aide de l’Interface d’utilisateur graphique (GUI) sur le préamplificateur. Touchez l’écran (anywhere) du préamplificateur de se réveiller à l’écran. Sélectionnez « Débloquer » pour déverrouiller l’écran (Figure 5).
- Appuyez sur l’icône de gauche dans le 2 : EEG' panneau. Un nouvel écran s’affiche.
- Appuyez sur « Couplage » et sélectionnez « AC ».
- Appuyez sur « Mode Ref » et sélectionnez « Local ».
- Appuyez sur « Taux de la Samp » et sélectionnez 25 KHz ".
- Appuyez sur « OK » pour revenir à l’affichage original.
Figure 5 : l’interface graphique sur le préamplificateur. Il permet d’EEG, enregistrement des paramètres (par exemple, fréquence d’échantillonnage et référencement de préférence) à régler. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
- Vérifier l’impédance de l’EEG sondes en appuyant sur l’icône du milieu dans le 2 : EEG' panneau. Si trop élevé, ajouter plus de pâte EEG à la sonde. Appuyez sur « OK » pour revenir à l’affichage original.
- Attendre 20 s pour éviter la fluctuation initiale des enregistrements EEG d’enregistrement.
- Retour au moniteur de l’ordinateur (après l’attente s 20) et appuyez sur la touche « Retour » sur le clavier. L’EEG et les signaux de la LFP seront enregistrées.
5. analyse
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Pré-traiter les signaux évoqués, LFP et EEG, sur une base d’essai-par-trial en suivant les étapes suivantes.
- Changer de retour les données neuronales dans le temps en 20 échantillons (équivalents à ms 0,82). C’est le retard produit par le circuit utilisé pour collecter des données de neurones dans TDT lui-même. En déplaçant les données, le point de temps zéro correspond à l’apparition du stimulus.
- Supprimer l’artefact de stimulation en remplaçant les données neurones entre 0 et 1 ms avec une ligne droite reliant les données point à 0 ms avec le point de données à 1 ms.
- Moyenne zéro chaque procès en soustrayant la valeur moyenne du signal neuronal 200 ms avant le début de la stimulation.
- Filtre passe-bas les données inférieures à 800 Hz utilisant un 4ème ordre filtre de type Butterworth IIR dans les deux sens pour éviter l’introduction de tout déplacement temporel dans les données.
- Aligner les données multi-laminaire sur les animaux. Pour les données de chaque animal LFP, applique l’inverse de la densité actuelle de Source (spline iCSD, source rayon R = 0,5 mm) analyse21 avec un filtre gaussien (λ = 50 µm) pour localiser la couche IV couler1, qui est donné par la plus grande crête négative se produisant à une corticale profondeur sous la surface pial dans les 15 premières ms l’apparition du stimulus. Le CSD et le PDD correspondant, données sont alors alignées selon leur emplacement évier passage des mammifères. Le récepteur de la commun se trouve dans la couche IV, ~ 600 µm au-dessous de la surface pial.
- Après mise en conformité, utilisez les canaux 2, 7 et 12 de la LFP réaménagée en tant que représentants des réponses neuronales de la supragranular, granulaire et infragranular couches, respectivement dans le cortex de baril.
- Calculer la moyenne évoquée par la LFP et l’EEG en répartissant les données prétraitées sur 100 essais.
- Pour étudier l’effet de la trou de trépan sur l’EEG, ré-échantillonner l’EEG signaux à 1 000 Hz et de calculer la densité spectrale de puissance (DSP) pour la contra-latéral (avec un trou dans le crâne) et ipsi-latérale (crâne intact) enregistrements électrode araignée sur une période de s 250 de l’état de repos. PSD est calculé à partir de 0,1 à 100 Hz en Matlab en utilisant la fonction « pmtm », qui est basé sur la méthode multitaper22.
- Diviser la gamme de fréquences dans les bandes de fréquences bien connues suivantes : Delta (δ) : 0,1 à 4 Hz, Theta () : 4-8 Hz, Alpha (α) : 8 à 13 Hz, bêta (β) : 13-31 Hz, Gamma (γ) : 31-100 Hz. calculer le PSD moyens au sein de chaque groupe.
- Dans chaque bande de fréquence, calculer la différence normalisée en PSD, Perr, entre la contra - et l’EEG ipsi-latérale à l’aide de l’équation :
où Pc et Pj’ai sont la moyenne PSD de l’et ipsi-controlatéral EEG, respectivement dans la bande de fréquences d’intérêt. - Dans chaque bande de fréquence, effectuer un test t un échantillon pour vérifier l’hypothèse qu’il n’y a pas de différence significative (au seuil de signification de 0,05) entre la DSP du signal EEG enregistré dans les deux hémisphères.
Representative Results
Données des 4 rats étaient en moyenne pour obtenir la moyenne série le cas échéant. L’amplitude de la réponse d’EEG évoquée, également connu sous le nom de l’événement lié potentiel (ERP), est généralement beaucoup plus petit que celui de la LFP. La figure 6 montre par moyenne et PDD dans le supragranular, granulaire et infragranular couches du cortex baril, respectivement. La bande d’erreur à chaque parcelle est l’écart-type correspondant. On voit que les ERP est environ 10 fois plus petite que la LFP évoquée.
Figure 6 : moyenne (n = 4) les signaux neuronaux des ERP, supragranular, granulaire et infragranular LFP. Ombre indique erreur standard. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Comparaisons de la dynamique temporelle de l’ERP et le PDD sont indiquées à la Figure 7. Directe superposition d’ERP et de la supragranular LFP à la Figure 7 a illustre l’ordre des différences d’amplitude entre ces deux types de signaux neuronaux. Pour comparer la dynamique temporelle, les ERP et la LFP sont normalisées en ce qui concerne leur amplitude de crête négative. Figure 7 b et 7C montrent que l’ERP normalisée superposée avec le supragranular normalisé LFP et normalisée LFP granulaire, respectivement.
Il peut être vu de Figure 7 b que les pics de P1 et N1 pour ERP sont plus tardive que les pics correspondants de LFP dans la couche supragranular. Cependant, les profils temporels de ces deux signaux neuronaux sont similaires, avec P1 précédant N1. En revanche, le profil temporel de l’ERP est nettement différent de celle de la (couche granulaire IV du cortex baril) LFP (Figure 7). Surtout ils ne sont pas des images de miroir de l’autre, avec LFP granulaire dominées par un seul pic négatif (reflétant un évier majeur dans la couche corticale IV), alors que les ERP se composait principalement de deux pics avec polarité opposée.
Figure 7 : Comparaison de la dynamique temporelle de l’ERP et le PDD. (A) ERP (trait plein) superposée avec supragranular LFP (ligne pointillée). Ombre indique erreur standard. (B) normalisé ERP (trait plein) superposées avec normalisée supragranular LFP (ligne pointillée). (C) normalisé ERP (trait plein) superposées avec LFP granulaire normalisée (ligne pointillée). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Le signal de l’ERP a été mesuré à une araignée électrode placée sur le crâne avec un trou de trépan foré dedans. Pour étudier l’effet du trou sur les enregistrements EEG, une autre électrode araignée a été placé sur le crâne intact au-dessus du cortex de baril ipsi-latérale. A veillé à s’assurer que les impédances des électrodes deux araignées étaient comparables en ampleur en ajustant la quantité de pâte EEG utilisé. Données provenant de quatre rats (pas les mêmes rats utilisés ci-dessus) sont présentés ici.
La figure 8 montre les enregistrements d’EEG État repos simultanés de deux électrodes d’un rat, avec 100 s de données affichées dans la Figure 8 aet les données dans le cadre rectangulaire (20 s) sont développés dans la Figure 8 b. Les deux signaux EEG largement covarient, au sein de la même gamme d’amplitude. La figure 9 montre le PSD des quatre rats, avec la ligne du haut à l’aide d’une échelle linéaire sur l’axe de la fréquence et la ligne du bas à l’aide d’une échelle logarithmique sur l’axe des fréquences pour fournir un affichage développé dans la gamme de fréquence inférieure. Figure 9, il ne semble pas être compatible partialité dans le PSD dans l’ensemble de sujets. Cela a été confirmé en réalisant un échantillon test-t sur les différences normalisées dans le PSD en moyenne dans les cinq bandes, illustré à la Figure 10. Aucune des différences PSD normalisées dans ces bandes de fréquences ont été significativement différent de zéro (p = 0,32, 0,46, 0,85, 0,69 et 0,97, respectivement).
Figure 8 : enregistrements EEG bilatérales. EEG de crâne (A) enregistrement durant le repos État avec un trou dans le crâne (noir) et un enregistrement EEG simultané sur l’hémisphère opposé avec le crâne intact (gris). (B) Expanded Découvre les formes d’onde au sein de l’encadrement rectangulaire en (A). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 9 : densité de puissance spectrale (PSD) de la contra-(bleu) et l’EEG ipsi-latérale (rouge). Chaque colonne affiche le PSD d’un rat. Les panneaux haut de la page utilisent échelle de fréquence linéaire, tandis que les panneaux de fond utilisent l’échelle logarithmique de fréquence pour permettre au PSD dans la gamme de fréquence inférieure à visualiser. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 10 : analyse de groupe. Normalisé de différence entre le contra - et le PSD ipsi-latérale avec les bandes de cinq fréquences : Delta, Theta, Alpha, bêta et Gamma. Chaque barre montre les différences moyennes normalisées au sein de la bande de fréquences, avec l’erreur-type représenté par la barre d’erreur. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Discussion
Nous avons décrit une procédure expérimentale pour l’enregistrement simultané des signaux EEG et LFP co localisée d’un rat anesthésié isoflurane en réponse à la stimulation de coussin moustaches. Une microélectrode a été insérée dans le néocortex par une ouverture dans l’électrode EEG araignée a été alignée sur un trou foré dans le crâne. L’électrode a été fixé au crâne par un conducteur et adhésif EEG coller23. Le cône de nez pour l’administration d’isoflurane a été modifié afin que les électrodes de stimulation pourrait être insérée dans le coussin moustache avec facilité.
La pâte de l’EEG a été efficace pour monter l’électrode araignée solidement sur le crâne, tout en offrant l’excellente conductivité électrique toute la journée expérimentale sans la nécessité d’une application supplémentaire de pâte. Il a remplacé l’utilisation indésirable de colle pour fixer la périphérie de l’électrode d’araignée sur le crâne, car la colle est non-conducteur et peut augmenter l’impédance de l’électrode, si elle s’étend entre le crâne et l’électrode. Pâte d’EEG a un certain nombre d’avantages par rapport aux gel EEG qui est difficile à forme autour du trou de trépan et puisse sécher au cours de l’expérience, ayant pour résultat des signaux EEG pauvres.
Comme le rat a été placé dans une cage de Faraday, bruit électrique en raison de l’environnement a été considérablement atténuée. Cependant, parfois le signal neuronal était encore assez bruyant. Dans la plupart des cas, cela était dû à l’électrode de référence pas solidement positionné et devait donc être réajustée ou EEG plus pâte utilisée. Un autre problème courant est que la LFP évoquée était faible amplitude. Cela pourrait être dû à la microélectrode ne pas positionnée au centre de la région corticale activée par les électrodes stimulants. Au lieu de ré-insérer la microélectrode, qui pourrait causer plus de dommages aux neurones les, nous avons ajusté habituellement la position des électrodes stimulants du coussin moustaches jusqu'à une amplitude raisonnable de la LFP (> 3 mV) a pu être observée.
Une des limites de la technique est la faible résolution spatiale de l’électrode de l’araignée, qui a un diamètre de 6 mm. C’est grand par rapport à la taille du crâne du rat. Malheureusement, l’électrode d’araignée utilisé ici est le plus petit disponible à la vente. Il sera souhaitable de réduire le diamètre de l’électrode de l’araignée à 2-4 mm, ce qui augmente la spécificité spatiale des enregistrements EEG, faisant la comparaison entre le signal EEG et la supragranular de LFP signal moins ambiguë.
Plusieurs étapes cruciales dans le protocole requièrent une attention particulière. Le premier est l’insertion de la microélectrode à travers le trou de trépan. La dure-mère est autrement intacte, la précision de l’insertion est cruciale. Une légère résistance à la pointe de l’électrode signifie généralement que l’électrode n’est pas positionné correctement. Il doit être relevé, position ajustée et réinsérés. La seconde est la position du cône de nez sur le rat. Il ne doit pas être trop lâche, comme l’isoflurane s’échappera du cône. Il également est trop serré, car cela peut obstruer les narines du rat et causer des difficultés respiratoires. Une attention particulière est également tenue de veiller à ce que l’amplitude de l’enregistrement de l’EEG est beaucoup plus petit (habituellement de 5 à 10 fois moins) que l’enregistrement de canal du haut du LFP. Si elles sont similaires, c’est une indication que la sonde de l’EEG est entré en contact direct ou indirect avec la microélectrode. Un contact indirect est habituellement par l’intermédiaire du liquide céphalorachidien (LCR) qui parfois se remplit le trou foré dans le crâne. La conductivité du CSF est généralement 100 fois celui du crâne24,25. Ainsi, si le niveau du LCR à l’intérieur du trou de trépan est suffisamment élevé, il peut faire contact avec l’électrode de l’araignée. Pour éviter cela, le trou doit être nettoyé fréquemment avec des éponges de coton super absorbant comme les lances d’absorption.
L’effet d’un trou (diamètre < 2 mm) dans le crâne sur l’EEG enregistrement entourant le trou a été étudiée en plaçant une autre électrode araignée sur le crâne intact au sommet du cortex ipsi-latérale baril afin que les enregistrements d’EEG bilatérales pourraient être comparées. Les résultats affichés dans la Figure 9 et Figure 10, suggèrent l’effet négligeable au niveau de signification de 0,05. Autres facteurs affectant l’amplitude de l’EEG comprennent bien la pâte de l’EEG a été en contact avec le crâne, comment ferme l’électrode a été pressé à la pâte et l’étendue spatiale de la pâte d’EEG sur le crâne.
Il convient également de noter que le protocole décrit ici enregistré crâne EEG, qui diffère du cuir chevelu EEG utilisé dans les études chez l’homme EEG. Le cuir chevelu se comporte comme une résistance ou un filtre passe-bas, qui permettra de réduire le rapport signal sur bruit de l’EEG d’enregistrement supplémentaires.
Enfin, la comparaison de la dynamique temporelle de l’ERP et celui de la LFP évoquée à travers les couches corticales suggèrent que les potentiels évoqués somatosensoriels reflètent mieux la LFP dans la couche supragranular du cortex que celle dans le granulé et infragranular couches. C’est en accord avec notre précédent travail6, démontrant que le segment initial (P1) de l’ERP est lié à l’actuel retour résultant de l’afflux au excitateurs synaptique actuel se trouvant dans la couche granuleuse, tandis que la baisse) N1) en ERP peut être liée à l’arrivée tardive des couches afférente à la corticale thalamiques II/III ou anticipatif signaux de couches corticales plus profondes. En conclusion, les enregistrements simultanés d’EEG/LFP peuvent améliorer la compréhension de la genèse de neurones de l’EEG et faciliter la modélisation mathématique de l’EEG en ce qui concerne les signaux neuronaux entre couches corticales.
Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Nous tenons à remercier Andrew Cripps et l’unité de BioResource à l’Université de Reading. Cette recherche a été financée par le BBSRC (numéro de licence : BB/K010123/1). Données associées à cet ouvrage sont disponibles gratuitement depuis Y.Z. (ying.zheng@reading.ac.uk).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Female Lister Hood rats | Charles Rivers | ||
| Spider electrode | Unimed Electrode Supplies Ltd | SCS24-426 | |
| EEG paste: Ten20 | Unimed Electrode Supplies Ltd | 10-20-S | |
| Stereotaxic holder with dual micromanipulator arms: Dual Manipulator Stereotaxic Frame with 18° Ear Bars | WPI (World Precision Instruments) | 502603 | |
| Isoflurane | National Vet Services Limited | 50878 | |
| Hard plastic nose cone: Anasthesia Gas Mask for Rat | WPI | 502054 | |
| Small animal isoflurane anaesthetic system | WPI | EZ-B800A | |
| Thermostatic heating pad: Rat Blanket System 230V | Harvard Apparatus UK | 50-7221-F | |
| Ophthalmic ointment: Optixcare eye lube | Viovet | 203865 | |
| Lidocaine Hydrochloride (Injection 2%) | Larkmead Vets | ||
| Jacquette Scaler #1SSE, 18cm, Hollow | WPI | 503421 | |
| Serrated and curved dissecting forceps | WPI | 15915 | |
| Braided silk, non-absorbable suture: Mersilk Suture W502H | National Vet Services Limited | 153746 | |
| Dental drill: BONE MICRO DRILL SYST 230 VAC | Harvard Apparatus UK | 72-4860 | |
| Sterile Saline: Sodium chloride 0.9% | Animalcare Ltd | 14K26BT | |
| Drill bit #4 : Ball Mill, Carbide, #4 | Harvard Apparatus UK | 72-4958 | |
| Drill bit #4 : Ball Mill, Carbide, #1/4 | Harvard Apparatus UK | 72-4962 | |
| Faraday cage | Newport Corporation | VIS-FDC-3600 | |
| Vibration isolation workstation: Vision IsoStation | Newport Corporation | M-VIS3660-RG4-325A | |
| Oximeter Control Unit and sensor: MouseOxPlus, Starr Life Sciences Corp. | WPI | O15001 | |
| Transparent soft nose cone: Microflex Non-Rebreathing Unit with a Rat Nosecone | WPI | EZ-103A | |
| Stainless steel stimulating electrodes | PlasticsOne | E363/1/SPC | |
| Isolated current stimulator | Made in House | ||
| 16-channel micro-electrode, 100 μm spacing, area of each site 177 μm2 | NeuroNexus | A1x16-10mm-100-177-A16 | |
| 16-channel acute headstage | Tucker David Technologies Inc., TDT | RA16AC-Z | |
| Pre-Amplifier: Z-Series 64-Channel Neuro-Digitizing Preamp | TDT | PZ5-64 | |
| Passive signal splitter: 32-Channel Splitter Box for PZ5 | TDT | S-BOX_PZ5 | |
| Data acquisition unit: RZ2 BioAmp Processor. Z-Series 4-DSP ultra high performance processor | TDT | RZ2-4 | |
| Software for Neurophysiology: OpenEX | TDT | ||
| Matlab | MathWorks | ||
| Absorption spears | Fine Sicence Tools | 18105-01 |
References
- Mitzdorf, U. Current source-density method and application in cat cerebral cortex: investigation of evoked potentials and EEG phenomena. Physiol Rev. 65 (1), 37-100 (1985).
- Logothetis, N. K. The Underpinnings of the BOLD Functional Magnetic Resonance Imaging Signal. J Neurosci. 23 (10), 3963-3971 (2003).
- Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents — EEG, ECoG, LFP and spikes. Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).
- Einevoll, G. T., Kayser, C., Logothetis, N. K., Panzeri, S. Modelling and analysis of local field potentials for studying the function of cortical circuits. Nat Rev Neurosci. 14 (11), 770-785 (2013).
- Zheng, Y., et al. Balanced excitation and inhibition: Model based analysis of local field potentials. Neuroimage. 63 (1), 81-94 (2012).
- Bruyns-Haylett, M., et al. The neurogenesis of P1 and N1: A concurrent EEG/LFP study. Neuroimage. 146, 575-588 (2017).
- Nunez, P. L. Electric Fields of the Brain: The Neurophysics of EEG. , Oxford University Press. (1981).
- Jackson, A. F., Bolger, D. J. The neurophysiological bases of EEG and EEG measurement: A review for the rest of us. Psychophysiology. 51 (11), 1061-1071 (2014).
- Cohen, M. X. Where Does EEG Come From and What Does It Mean? Trends Neurosci. 40 (4), 208-218 (2017).
- Bojak, I., Oostendorp, T., Reid, A., Kötter, R. Connecting Mean Field Models of Neural Activity to EEG and fMRI Data. Brain Topogr. 23 (2), 139-149 (2010).
- Coombes, S. Large-scale neural dynamics: Simple and complex. Neuroimage. 52 (3), 731-739 (2010).
- Deco, G., Jirsa, V. K., Robinson, P. A., Breakspear, M., Friston, K. J. The dynamic brain: from spiking neurons to neural-masses and cortical fields. PLoS Comput. Biol. 4 (8), e1000092 (2008).
- Pinotsis, D. A., Friston, K. J. Neural fields, spectral responses and lateral connections. Neuroimage. 55 (1), 39-48 (2011).
- Riera, J. J., et al. Pitfalls in the dipolar model for the neocortical EEG sources. J Neurophysiol. 108 (4), 956-975 (2012).
- Valdes, P. A., Jimenez, J. C., Riera, J., Biscay, R., Ozaki, T. Nonlinear EEG analysis based on a neural mass model. Biol Cybern. 81 (5), 415-424 (1999).
- Musall, S., von Pföstl, V., Rauch, A., Logothetis, N. K., Whittingstall, K. Effects of Neural Synchrony on Surface EEG. Cereb Cortex. 24 (4), 1045-1053 (2014).
- Snyder, A. C., Morais, M. J., Willis, C. M., Smith, M. A. Global network influences on local functional connectivity. Nat Neurosci. 18 (5), 736-743 (2015).
- Mayhew, J., et al. Spectroscopic analysis of neural activity in brain: Increased oxygen consumption following activation of barrel cortex. Neuroimage. 12 (6), 664-675 (2000).
- Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , Elsevier Academic Press. (2005).
- Martindale, J., et al. The hemodynamic impulse response to a single neural event. J Cereb Blood Flow Metab. 23 (5), 546-555 (2003).
- Pettersen, K. H., Devor, A., Ulbert, I., Dale, A. M., Einevoll, G. T. Current-source density estimation based on inversion of electrostatic forward solution: Effects of finite extent of neuronal activity and conductivity discontinuities. J Neurosci Methods. 154 (1-2), 116-133 (2006).
- Thomson, D. J., et al. Multitaper analysis of nonstationary and nonlinear time series data. Nonlinear and Nonstationary Signal Processing. Fitzgerald, W. J., et al. , 317-394 (2000).
- Bae, J., Deshmukh, A., Song, Y., Riera, J. Brain Source Imaging in Preclinical Rat Models of Focal Epilepsy using High-Resolution EEG Recordings. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (100), e52700 (2015).
- Baumann, S. B., Wozny, D. R., Kelly, S. K., Meno, F. M. The electrical conductivity of human cerebrospinal fluid at body temperature. IEEE Trans Biomed Eng. 44 (3), 220-223 (1997).
- Wendel, K., et al. The Influence of Age and Skull Conductivity on Surface and Subdermal Bipolar EEG Leads. Computational Intelligence and Neuroscience. 2010, (2010).
- Flemming, L., et al. Evaluation of the distortion of EEG signals caused by a hole in the skull mimicking the fontanel in the skull of human neonates. Clin Neurophysiol. 116 (5), 1141-1152 (2005).
