Summary
Este protocolo descreve primeiramente o procedimento cirúrgico da implantação permanente de um cateter de bexiga urinária combinado com eletrodos de esfíncter uretral externo e segundo, a medição da função da bexiga urinária e externo uretral sphincter em animais acordados implantados.
Abstract
Função do trato urinário inferior é avaliada principalmente por meio da análise de função da bexiga cystometric em roedores. Cystometries convencionais geralmente são executadas como terminal análise sob anestesia de uretano. É sabido que drogas anestésicas podem influenciar a função da bexiga. Portanto, o objetivo desta técnica é realizar medições de cystometric da bexiga e do esfíncter uretral externo em ratos acordados levemente comedidos. Para este fim, um cateter na bexiga é implantado para a cúpula da bexiga. Posteriormente, dois eletrodos são implantados bilateral para o esfíncter uretral externo e um eléctrodo de terra é suturado para um músculo esquelético não-responsivos. O cateter da bexiga e os três eletrodos são finalmente um túnel subcutâneo para a região do pescoço e apostos em um chicote de fios. Com esta técnica, o trato urinário inferior pode ser medido em vários pontos de tempo no mesmo animal para avaliar a função do trato urinário inferior. A principal aplicação desta técnica é o seguimento de simultânea da bexiga urinária e a função do esfíncter uretral externo em ratos saudáveis acordados e após a indução de uma doença ou lesão. Além disso, o posterior acompanhamento de trato urinário inferior pode ser realizada durante a avaliação da doença/lesão e para monitorar a eficácia do tratamento.
Introduction
Para análise de armazenamento urinário e função e disfunção da micção, a maioria dos estudos utilizaram-se modelos de roedores. Através da ativação sequencial de reflexos, micção é produzida. A coordenação destes reflexos é essencial para anulação eficiente1. Técnicas de gravação Cystometric fornecem ferramentas valiosas para analisar a função da bexiga urinária sob seu controle neural1.
Cystometries mais convencionais em ratos são feitas como uma análise única e final em anestesia, principalmente uretano2e concentrar-se exclusivamente na bexiga urinária. No entanto, em algumas patologias como neurogênica de disfunção do trato urinário inferior (NLUTD), não apenas a bexiga urinária, mas também a saída da bexiga, o esfíncter uretral externo, é disfuncional3,4. Isto faz com que NLUTD difícil de acompanhamento, se a bexiga é examinada em uma único cystometric medição. Para obter resultados fiáveis e comparáveis aos seres humanos, é essencial para medir com precisão tanto a bexiga urinária e a função do esfíncter uretral externo e suas interações2. Além disso, é crucial realizar análises funcionais em ratos acordados como anestesia é muito susceptível de modificar a função de bexiga2,5,6. Um bom cystometric de gravação em animais acordados é a base para a identificação de bexiga função e mau funcionamento7.
A estação de pequenos animais cistometria usada (por exemplo, estação de cistometria Catamount (CCS)) é uma unidade para realizar análises de cystometric em pequenos animais acordado8. Por meio de um cateter permanente da bexiga e esfíncter uretral externo implantados eletrodos, medições repetitivas podem ser executadas por um longo tempo períodos2. Assim, o CCS fornece uma ferramenta valiosa para não-neurogênica e avaliações de NLUTD no modelo de roedor, em que o pathomechanisms pode mudar durante o seguimento de curto ou médio prazo. Além disso, este método inclui uma análise de artefato-reduzida cystometric usando uma retenção para realizar medições de bexiga em ratos acordados.
Neste trabalho, descrevemos a abordagem cirúrgica para implante permanentemente um cateter da bexiga e do esfíncter uretral externo eletrodos, juntamente com medidas de cystometric em ratos acordados.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Todos os procedimentos descritos aqui foram aprovados pelo Comitê de ética governamental austríaco para pesquisas com animais (Bundesministerium für Wissenschaft, pesquisa und Wirtschaft, WF / V /3b) e estavam em conformidade com a associação de avaliação de laboratório Animais cuidados diretrizes para uso de animais. Ratos usados para esta abordagem foram ratos Lewis de sexo femininos, 12 semanas de idade. Use instrumentos esterilizados em todo o protocolo.
1. material preparação
-
Fabricação do cateter
- Corte o cateter (polietileno tubos PE-50) de comprimento adequado (20 a 25 cm) para ajustar o tamanho do animal.
Nota: Deixe algum comprimento extra para encapsulamento e fácil manuseio. - Incendiar uma extremidade com um isqueiro para obter uma ponta arredondada. Verifique se há abertura apropriada final e fim brusco do cateter.
- Coloque um tubo de silicone longa 2mm sobre o cateter até que encontra-se apenas abaixo do queimado.
- Corte o cateter (polietileno tubos PE-50) de comprimento adequado (20 a 25 cm) para ajustar o tamanho do animal.
-
Fabricação de eletrodos
- Prepare um fio de aço revestido de politetrafluoroetileno de 20-25 cm (comprimento apropriado dependendo do tamanho do animal).
- Prepare um fio de prata de 2 cm de comprimento e torcê-las até um pequeno loop permanece. Dispam-se 2 mm da isolação Teflon em uma extremidade. Solde o fio de prata torcido terminando para o fio de aço despojado.
- Aplica verniz convencional na zona de revestimento. Preparar tubos de polietileno longa de 4 mm sobre a região revestida e selar o fim por aplicação de calor para a pinça de compressão.
2. animal preparação
-
Anestesia
- Use uma cocktail de anestesia adequada aprovados pela instituição para um general anestesia.
- Prepare o coquetel da anestesia com medetomidina (0,15 mg/kg), midazolam (0,08 mg/kg) e fentanil (0,01 mg/kg) e injetar por via intramuscular por uma seringa de 1 mL, com uma agulha de calibre 27.
-
Preparação cirúrgica
- Raspe o abdômen com um barbeador elétrico, incluindo a região genital e costas região a nível das escápulas.
- Desinfectar o abdominal e pescoço as regiões com 70% etanol primeira e em seguida 3 alternados esfrega com solução de iodo-povidona.
3. implantação de cateter na bexiga
- Realizar uma laparotomia de linha média baixa no nível do terceiro e quarto teto (aproximadamente de 2 a 2,5 cm de comprimento) usando um bisturi para a pele e uma tesoura cirúrgica para o músculo abdominal.
- Expor a bexiga, orientando a parede abdominal na direção cranio-caudal e corrigi-lo nesta posição, colocando a parte de trás de um fórceps atrás da bexiga para evitar re-posicionamento.
- Coloque uma sutura em bolsa ao redor da cúpula da bexiga usando uma sutura de monofilamento não absorvível de 6-0 com uma agulha de ponta cónica.
- Incise a cúpula de bexiga dentro da bolsa-sequência de caracteres, por ponta de bisturi ou agulha de 18G, para inserir o cateter da bexiga (Veja o protocolo passo 1).
- Introduza o cateter preenchido com a solução de cloreto de sódio 0,9% fisiológico estéril e retraia cuidadosamente o cateter da bexiga até abertura alargada do cateter é posicionada logo abaixo a cúpula da bexiga.
- Segura a sutura em bolsa ao redor do cateter e fazer uma paragem-sutura ao redor do corpo do cateter para fixação adicional.
- Verifique se há fugas através da cúpula da bexiga encher lentamente a bexiga através do cateter com solução de cloreto de sódio fisiológico estéril de 0,9%.
4. implante de eletrodo uretral do esfíncter
- Preparar três eletrodos para implantação (Veja o protocolo passo 1).
- Marca um eléctrodo com uma caneta de feltro colorida permanente para posterior identificação do futuro eletrodo nula. Desinfecte o eletrodos com etanol a 70%.
Nota: Os cateteres não são adequados para o calor e os procedimentos de esterilização química. Em vez disso frio esterilizar os eletrodos para 24h. - Estender a incisão abdominal, tesoura cirúrgica até o osso púbico, mas não corte a sínfise púbica.
- Identificar a uretra e criar um bolso sem corte usando fórceps bem em ambos os lados da uretra, mas evitar o trauma de vasos sanguíneos ou nervos.
- Identifica o adequado bolsas de gordura perto da uretra dentro desta janela.
- Fixe eletrodos bilateralmente para a bolsa de gordura adequado utilizando a sutura de monofilamento não absorvível de 6-0.
Nota: A posição final dos eléctrodos deve ser bilateral em meados da região da uretra. - Amarre os dois eletrodos juntamente com sutura de monofilamento não absorvível de 6-0.
- Sutura o eletrodo marcado nulo para o músculo da parede abdominal a distância da uretra. Amarre todos os três eletrodos juntamente com uma sutura simples.
5. encapsulamento
- Faça uma incisão de pele pequena entre as escápulas para encapsulamento.
- Túnel fios eletrodos no pescoço e fazer uma verificação final para colocação correta e verificar a posição dos eléctrodos depois de tunelamento.
- Cateter de bexiga de túnel para o nível de escápula - preste atenção à bexiga enquanto o cateter para evitar a torção da bexiga de encapsulamento. Para este fim, segure o cateter antes de entrar a cúpula da bexiga para evitar a torção da bexiga.
- Fechar os músculos abdominais por pontos contínuos ou separados com uma sutura absorvível de polyfilament 4-0. Feche a incisão cutânea por suturas interrompidas.
- Estica o animal em todo o seu comprimento ter distensão máxima dos fios eletrodo e cateter.
- Consertar o cateter e eletrodo fios por uma sutura afundado-para o músculo do ombro.
- Feche a pele por um único ponto com a sutura de 4-0.
6. cinto encaixe
- Encaixar um arnês para o animal, puxando o cinto na cabeça do animal e puxar os membros dianteiros para uma posição final entre as tiras de duas silicone. Verifique o tamanho da selete pelo peso do animal antes da cirurgia com o distribuidor.
- Túnel do cateter da bexiga para o furo central do chicote de fios e eletrodos através do furo feito sob medido por uma broca ajustado para o tamanho dos fios eletrodo.
- Ajuste o cinto puxando as tiras de silicone. Ajustar o arnês assim que não é muito folgado, mas certifique-se de que algum espaço permanece manter a capacidade de movimento do rato.
- Use uma cinta de cabo para corrigir as tiras de silicone.
- Cortar o comprimento do cateter da bexiga a 3 cm acima do arnês, ligue para a rolha de 23-G e finalmente corrigi-lo para o chicote de fios.
7. fabricação do eletrodo conector
- Prepare-se três tubos de calor pequeno psiquiatra (uma cor diferente para o elétrodo nula). Prepare-se dois tubos de encolher calor adicionais em um tamanho maior adequado.
- Encurte o comprimento dos fios eletrodo para um comprimento ideal para poder ligar mais tarde para o plugue fêmea sem ser demasiado curto ou demasiado solta. Tira o isolamento de Teflon dos três fios (cerca de 2 mm) e torcer os fios de aço para uma sequência de caracteres.
- Coloque tubos de calor grande psiquiatra sobre todos os fios, coloque os tubos pequenos individualmente para todos os três fios e usar o tubo colorido para o elétrodo nulo.
- Solde os eléctrodos para a 3-conexão-macho. Coloque o eléctrodo nulo no meio e diminuir a área de três pequenos tubos individuais acima soldadas.
- Encolha o primeiro os tubos maiores ao final das terminações tubo individuais e o tubo grande final para a fronteira de macho.
- Conecte o plugue macho ao conector fêmea fixado ao arnês e reparo com um pedaço de fita para ainda mais segurança.
8. cuidados pós-operatório de
- Áreas cirúrgicas de limpar e desinfetar com iodo-povidona.
- Coloque o animal em uma almofada de aquecimento até acordado e dar a solução de cloreto de sódio 0,9% para a substituição da água, baseada nas orientações locais de cuidado animal, durante e após a cirurgia.
- Administrar analgésicos (meloxicam 1 mg/kg) e antibióticos (sulfadoxinum 200 mg, trimethoprimum 40 mg, 15 mg/kg) como uma solução combinada de injeção por via subcutânea. Duas vezes por dia, dar analgésicos (manhã e noite) e uma vez por dia dar antibióticos, por cinco dias subsequentes.
- Continue com os antibióticos na mesma dosagem ao longo do período todo acompanhamento em duas ou três injeções por semana.
- Verifique diariamente encaixe apropriado do cinto de segurança e execute uma inspeção de campo cirúrgico, especialmente da região de pescoço. Ajuste o arnês, se fica muito apertado puxando cuidadosamente para as tiras de silicone.
- Irrigue o cateter regularmente uma vez por semana para evitar um bloqueio.
9. preparação para medição de Cystometric
- Realizar as medições de cystometric primeiras após seis dias de pós-operatório.
Nota: As medições anteriores podem ser influenciadas pela irritação de medicação e/ou urotelial analgésica devido a implantação do cateter. - Ligue o interruptor principal, o computador e o amplificador de EMG.
- Encha a bomba de seringa com temperatura aquecida 0,9% de cloreto de sódio. Abrir os conectores de três vias, um após o outro, de forma decrescente, a partir da bomba e liberar os tubos.
Nota: Verifique cuidadosamente restantes bolhas de ar, como bolhas irão alterar as medições cystometric.
10. calibração
- Inicie o software de uroflowmeter do programa e ir para calibração.
- Feche o conector de três vias para a bomba e o animal.
- Abra a válvula para o manómetro conectado e pressione zero no programa.
- Ajustar a pressão no manómetro para 100 mmHg e pressione o botão de 100 mmHg no programa. Pressione confirmar para salvar o ajuste de calibração. A janela vai fechar automaticamente.
- Feche a válvula para o manômetro e abrir os conectores de três vias da bomba para o animal esteja pronto para a medição.
11. animal (Animal DB) do banco de dados
- Para registrar os animais, dar o animal uma identificação concisa.
- Insira os dados complementares, tais como data de SCI, início do tratamento, data de implantação do cateter, grupo experimental e a data de nascimento do animal.
- Para finalmente registrar em log os dados, pressione "loja de registro" e salvar em arquivo.
12. medição configurações antes da gravação
- Inicie o programa de software, pressionando o botão Iniciar.
- Selecione o animal e clique em escala de Tara e pressão zero.
Nota: Preste atenção ao colocar o animal para a retenção, tal que nenhum cabo está preso, como isto poderia levar a uma remoção de um cabo de EMG.
13. animal preparação
- Retire a ficha de cateter e desconecte o plugue de EMG do arnês.
- Coloque o rato na retenção. Feche a retenção e tranque o chicote de fios com uma pinça.
- Se o cateter e a ficha de EMG fora da retenção.
- Lugar a retenção na unidade catamount. Colocar a cauda através do tubo e fixe o tubo com fita para evitar movimentos.
- Conecte o plugue macho do EMG conector fêmea de EMG a gravação.
- Pressione a pressão zero mais uma vez e depois conectar o cateter ao tubo de enchimento/gravação. Verifique a pressão no software.
Nota: A pressão deve ser positiva, em torno de 5 a 10 cm H2O na linha de base. Se a pressão for negativa, desconectar o cateter a cânula, pressione pressão zero e então reconecte o cateter.
14. gravação
- Se o cateter e o EMG cabo estiver conectados, pressione gravação e execução de bomba.
- Adapte a velocidade de enchimento para as necessidades experimentais em µ l/min.
- Observe o tempo de início da gravação e da temperatura no diário de bordo.
- Para parar a gravação cystometric, parar a bomba por bomba pressionando a executar e pressione gravar mais uma vez.
Nota: A bomba será desligada e a luz verde na bomba está desligado. - Desconectar o cateter e use a ficha de rolha de 23G para fechar a extremidade do cateter. Desconecte o cabo de EMG.
- Abrir a frente da retenção e guia o rato fora da retenção.
Nota: Manuseie com cuidado o rato e monitorar os fios para evitar qualquer bloqueio dos cabos. - Conecte o cateter volta o arnês. Volte a ligar a ficha do EMG ao arnês e colocar um pedaço de fita em torno do plug.
Nota: Se o animal tem uma patologia do trato urinário inferior, expressa a bexiga no final manualmente para evitar o overdistention da bexiga. - Coloque o animal de volta em sua gaiola em casa.
- Feche o programa pressionando a saída.
- Limpe a retenção e o copo.
- Perto dos conectores de três vias para a bomba e a saída de animais.
- Desligar o computador, a unidade de EMG e o sistema através do interruptor principal.
Nota: Dados são salvos na pasta "Dados de sessão" separada com o arquivo de subpasta do rato medido ID. Única gravações são classificadas nas pastas de ID único rato por data.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Um esquema mostrando o processo de cystometric acordado medições é apresentado na Figura 1 e a anatomia interna para implantação do cateter da bexiga é mostrada na Figura 2. Cirurgia leva aproximadamente 2 h. analgesia pós-operatória de antibióticos, conforme descrito no protocolo, dor e infecções durante cinco dias após a cirurgia. Não há sinais de dor foram notados posteriormente. Duas vezes por dia inspeção cuidadosa do abdômen, sutura abdominal e a sutura do pescoço é necessária para manter a saúde do animal. Controle do arnês (posição e tensão) deve ser realizada uma vez por dia nos primeiros cinco dias e, mais tarde, numa base regular. Suturas abdominais podem ser removidas para o 10º dia de pós-operatório.
Usamos roupa de cama macia, não lenhosas para os primeiros 10 dias após a cirurgia para evitar a inflamação. Roupa de cama é alterada pelo menos duas vezes por semana para ainda diminuir o risco de inflamação. Animais são mantidos em corpo único, como o alojamento em grupo aumenta o risco de arreios, cateter ou eletrodo cabo mordendo por companheiros de jaula.
O cateter deve ser lavado pelo menos uma vez por semana, ou no decurso de uma medição de cystometric ou nivelando o cateter manualmente com 1-3 mL de estéril 0,9% de cloreto de sódio a uma velocidade de infusão de baixo (Figura 3). Cobertura antibiótica regular dos animais mais reduz o risco de infecções e a formação de pedra urinária. Absorção de fluido monitoramento é um outro ponto importante para evitar a formação de pedra urinária. Ácido cítrico em baixas concentrações (% de 2-3) é administrado ou intravesically através do cateter ou na água potável para evitar a formação de cálculos.
A taxa de sucesso do procedimento cirúrgico, bem como a manutenção do cateter da bexiga e eletrodos intacta, é de cerca de 80%. Nos restantes 20% dos casos, o principal problema foi o desprendimento dos fios eletrodo da vela. Assim, um anexo de cuidado dos fios eletrodo ao arnês é crucial para evitar a perda de eletrodo.
Cystometric medições geralmente são feitas até três ciclos consecutivos de anulação são registrados por medição, que leva entre 20 a 40 min, dependendo da ansiedade e manipular o estado do rato. A primeira medida de cystometric geralmente é feita uma semana após a cirurgia de implante do cateter.
Principais parâmetros de leitura fora da gravação cystometric são a pressão de linha de base, pressão limite, pressão máxima do detrusor, anulada volume, vazão média, tempo de anulação, pressão média, conformidade da bexiga urinária, e a leitura simultânea da esfíncter uretral externo EMG-atividade (Figura 4).
Medições de cystometric consecutivos no período de seguimento podem ser realizadas pelo menos quatro semanas após a cirurgia. Se a linha de cateter regularmente é liberada, obstrução do cateter não é problema. Deve proceder-se controle regular movimentação e óptico dos ratos durante o período de seguimento inteiro.
Se o cateter está dobrado ou bloqueado, a pressão intravesical aumentará linearmente até pressões muito elevadas (acima de 100 cm H2O). Neste caso, enchimento deve ser interrompido e extremidade visível cateter deve ser verificada para a formação de dobras. Se não há formação de dobras é vista, o cateter deve ser marcado para uma tomada de bloqueados. Para este efeito, o cateter pode ser liberado manualmente através do cateter. Se o líquido não está fluindo facilmente para a bexiga, puxando para trás e para frente levemente pode ser tentado. Para uma última tentativa, uma solução de lavagem ácida (2-3% de ácido cítrico) pode ser usada para tentar limpar a região obstruída dentro do cateter. Esta solução pode ter uma chance maior de dissolver o bloqueio, ainda, a bexiga vai ser irritada após o sucesso de enxaguamento e medições consecutivas só devem ser realizadas dois dias após a lavagem com solução ácida. Se nenhum líquido pode ser liberado para a bexiga, o cateter é permanentemente bloqueado sem medidas adicionais são possíveis e o animal está perdido para acompanhamento.
Figura 1: esquemático desenho das medições cystometric em ratos acordados. Esta figura foi adaptada da2. (a) ilustração da instalação do Urodinâmica. (b) estação de laboratório para exame Urodinâmico. (c) implantação de eletromiografia do esfíncter uretral externo eletrodos lateral a uretra, vista no intra-operatório. vista de (d) vista da cúpula da bexiga no momento da implantação do cateter na bexiga, no intra-operatório. (e) após implante de eletrodos e o cateter, o rato será equipado com um arnês para armazenar com segurança plugues e conectores. (f) Urodinâmica humana. Números no b-e referem-se a lenda em um. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Anatomia interna do rato para implantação do cateter da bexiga. Esta figura foi modificada de8.
Figura 3: Flushing da linha cateter de um rato. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Urodinâmica traçados em um animal 12 dias após o implante do cateter. (um) representante Urodinâmico rastreamento de um rato de ingênuo. Na parte superior é mostrado o traçado de pressão na bexiga, no meio do rastreamento de peso de urina secretada e na parte inferior o rastreamento do esfíncter uretral externo EMG. (b) janela de Zoom de um animal ingênuo de 60 s, tirado de (um). Uma observação importante é que há atividade menos externa do esfíncter uretral EMG durante o esvaziamento do que antes e depois da micção. Na parte superior é mostrado o traçado de pressão na bexiga, no meio do rastreamento de peso de urina secretada e na parte inferior o rastreamento do esfíncter uretral externo EMG. No fundo, uma parcela de calor é mostrada com o espectrograma de frequência tempo combinado (correspondente à frequência no ponto de tempo atual). Vermelho representa uma alta potência e azul representa baixa potência. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Este protocolo descreve o procedimento cirúrgico de um cateter permanente e implantação de eléctrodos do esfíncter uretral e a cystometric técnica de gravação em ratos acordados, levemente comedidos, incluindo tanto a análise simultânea da bexiga urinária e esfíncter uretral externo.
Passos críticos durante a cirurgia são a implantação do cuidado do cateter da bexiga, evitando fugas e extensiva manipulação. Além disso, uma implantação precisa dos eletrodos bilaterais para o esfíncter uretral externo é crucial para uma medição sonora do esfíncter uretral externo. Uma inspeção rigorosa dos Campos cirúrgicos após o implante também é essencial para a manutenção da saúde do animal. Cobertura antibiótica durante o seguimento ajuda na prevenção de infecções ao longo da linha do cateter, bem como a ocorrência de infecções do trato urinário.
Durante a medição de cystometric, um rato manipulado será mais calmo e mais relaxado do que um rato que não foi tratado anteriormente. Assim, a gravação de cystometric pode ser diferentes no seu resultado. Além disso, a retenção oferece o rato um espaço confinando com uma área frontal escura se sintam mais confortáveis e assim, reduz os níveis de estresse. Em outras medições publicado cystometric acordado, ratos podem se mover livremente na gaiola de medição. No entanto, isto leva a um maior risco de artefato durante a medição e pode aumentar o tempo de gravação e também o nível de stress no animal. Em ratos saudáveis, a ideal cystometric medição pode ser replicada em vários pontos de tempo de medição durante o seguimento. Durante a medição de cystometric, problemas que ocorrem geralmente são cateteres de torcida ou um erro na condução do protocolo passo a passo. Se ocorrer um erro técnico ou software, uma re-inicialização da medição de cystometric e repetição gradual do protocolo é altamente recomendado para solução de problemas.
As limitações desta técnica são a variabilidade de animal para animal das gravações cystometric, mudanças estruturais no tecido da bexiga urinária devido o cateter implantado, que pode dificultar a exames biológicos histológicos ou moleculares deste tecido, e a única habitação dos animais durante o período de seguimento. Além disso, esta técnica só foi testada em ratos fêmeas, a aplicabilidade e os resultados para ratos machos não ainda foram examinados.
A principal vantagem desta técnica é a medição simultânea da bexiga e do esfíncter uretral externo, bem como a configuração de medição acordado. Assim, um exame mais translacional do trato urinário inferior em animais acordados está disponível, em comparação com a análise de cystometric único, terminal em anestesia5,6,9,10. Além disso, com esta abordagem, a progressão de uma disfunção do trato urinário inferior ou patologia pode ser seguida no mesmo animal ao longo do tempo, bem como o sucesso do tratamento. Especialmente, NLUTD pode ser examinado em um curso de tempo, que não foi possível uma medida com a técnica cystometric comum2.
Em conclusão, a cirurgia apresentada e a medição de cystometric são usados para múltiplas, análises de artefato-reduzida do trato urinário inferior, incluindo a interação entre a bexiga e o esfíncter uretral externo em ratos acordados.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Os autores não têm nada para divulgar.
Acknowledgments
Os autores não têm qualquer reconhecimentos.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Polyethylene tubing PE 50 | Becton Dickinson | 427411 | Catheter |
| Prolene 6-0 (BV-1, 9.3 mm, 3/8c) | Ethicon | EH7403H | Suture |
| Teflon coated steel wire | Cooner wire | AS631 | Electrode material |
| Silver wire 0.250 mm | World Precision Instruments | AGW1030 | Electrode material |
| Rotilabo - PVC tube | Carl Roth | 97241 | Harness |
| Vicryl rapide 4-0 (P-3, 13 mm, 3/8c) | Ethicon | V4940H | Suture |
| Quick Connect Single Harness | SAI Infusion Technologies | QCH-23CW | Harness |
| Shrinking tubes | ChiliTec | 17894 | Electrode soldering |
| Soldering wire Pb60 Sn40 | Stannol | LD0029 | Electrode soldering |
| Fluxing agent 157 | Castolin Eutectin | 157 0150 | Electrode soldering |
| Conn Unshrouded Header HDR 3 POS, 2.54mm Solder ST Thru-Hole Box | Preci-dip | 801-87-050-10-001101 | Electrode soldering |
| Conn Socket Strip SKT 50 POS 2.54mm, Solder ST Thru-Hole Box | Preci-dip | 890-18-003-10-001101 | Electrode soldering |
| Rat Cystometry Package (contains pump, scale, pressure transducer, hardware for cystometric analysis) | Catamount Research and Development Inc. | CAT-CYT-R | |
| Differential amplifier with active headstage | AD instruments | DP-311 | EMG amplifier |
| Restrainer Medium size for rats 200-300 g | emka Technologies | HLD-RM | |
| Uro Dyn Software | Zürich of University | MTA-based | |
| Female rats (Strain Lewis) 12 weeks of age | Charles River, Sulzfeld, Germany | animals |
References
- Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. Rodent models for urodynamic investigation. Neurourol Urodyn. 30, 636-646 (2011).
- Schneider, M. P., et al. A novel urodynamic model for lower urinary tract assessment in awake rats. BJU Int. 115, Suppl 6. 8-15 (2015).
- Cruz, C. D., Cruz, F. Spinal cord injury and bladder dysfunction: new ideas about an old problem. Scientific World Journal. 11, 214-234 (2011).
- de Groat, W. C., Yoshimura, N. Plasticity in reflex pathways to the lower urinary tract following spinal cord injury. Exp Neurol. 235, 123-132 (2012).
- Matsuura, S., Downie, J. W. Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat. Neurourol Urodyn. 19, 87-99 (2000).
- Cannon, T. W., Damaser, M. S. Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat. Life Sci. 69, 1193-1202 (2001).
- Patra, P. B., Thorneloe, K. S. Enhanced sensitivity to afferent stimulation and impact of overactive bladder therapies in the conscious, spontaneously hypertensive rat. J Pharmacol Exp Ther. 338, 392-399 (2011).
- Herrera, G. M., Meredith, A. L. Diurnal variation in urodynamics of rat. PloS One. 5, e12298 (2010).
- Chang, H. Y., Havton, L. A. Differential effects of urethane and isoflurane on external urethral sphincter electromyography and cystometry in rats. Am J Physiol Renal Physiol. 295, F1248-F1253 (2008).
- Yaksh, T. L., Durant, P. A., Brent, C. R. Micturition in rats: a chronic model for study of bladder function and effect of anesthetics. Am J Physiol. 251, R1177-R1185 (1986).
