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Medicine

Um procedimento cirúrgico para a administração de drogas para o ouvido interno em um Non-Human primatas Sagui (Callithrix jacchus)

Published: February 27, 2018 doi: 10.3791/56574
* These authors contributed equally

Summary

Nós relatamos um método cirúrgico para administrar medicamentos para o ouvido interno de um primata não-humano, o sagui comum (Callithrix jacchus), através da membrana da janela redonda.

Abstract

Pesquisa de audiência há muito tempo foi facilitado por modelos de roedores, embora em algumas doenças, sintomas humanos não podem ser instaurados. O sagui comum (Callithrix jacchus) é um macaco do novo mundo pequeno, fácil de manusear que possui uma anatomia similar do osso temporal, incluindo a cadeia ossicular orelha média e orelha interna aos seres humanos, do que em comparação com a de roedores. Aqui, nós relatamos uma abordagem cirúrgica pode ser reproduzida, segura e racional para o nicho de coclear janela redonda para a entrega da droga para o ouvido interno do sagui comum. Adotamos a timpanotomia posterior, um procedimento usado clinicamente na cirurgia humana, para evitar a manipulação da membrana timpânica que podem causar perda auditiva condutiva. Este procedimento cirúrgico não conduziu a qualquer perda significativa de audição. Esta abordagem foi possível devido à estrutura de grande bulla do sagui comum, embora a lateral canal semicircular e a parte vertical do nervo facial deverão ser cuidadosamente considerados. Esse método cirúrgico nos permite realizar a administração segura e precisa de drogas sem perda de audição, que é de grande importância na obtenção de prova pré-clínica do conceito de Investigação translacional.

Introduction

Perda auditiva neurossensorial (SNHL) surge predominantemente da deficiência na cóclea ou danos. Causas comuns de SNHL incluem envelhecimento (por exemplo, presbycusis), defeitos genéticos, exposição ao ruído alto, infecção e medicamentos ototóxicos1. A Organização Mundial de saúde (OMS) estima-se que pessoas mais 360 milhões, representando 5,3% da população mundial, sofrem de audição perda2. Também estima-se que 1 em 900 de 1 em 2.500 recém-nascidos têm moderada, severa e perda permanente da audição congênita profunda e cerca de um em cada três adultos mais de 65 anos têm algum grau de perda de audição3. No entanto, não há nenhum tratamento clínico eficaz da perda auditiva para estes pacientes.

Pesquisa de audiência tem tempo foram realizada usando roedores ou modelos de cobaia, e muitas abordagens, tais como terapia gênica e terapia regenerativa, têm sido sugeridas como um novo tratamento para a perda de audição. No entanto, há uma grande diferença entre seres humanos e roedores em termos de sistema auditivo, e é muito difícil de traduzir modelos animais para aplicações em seres humanos. O sagui comum (c. jacchus), um macaco do novo mundo originário da Amazônia, tornou-se um modelo atraente de primatas não humanos para vários estudos de pesquisa básica para várias razões. Primeiro, sua anatomia e fisiologia são mais semelhantes dos seres humanos, ao invés de roedores. Em segundo lugar, as informações biológicas básicas sobre esta espécie, incluindo doenças, redes neurais, comportamento e o genoma, está bem caracterizadas. Processamento auditivo e vocal, a codificação cortical de periodicidade, a representação do passo e as interações auditivo-vocal de saguis comuns também têm sido relatados4,5,6,7 , 8 , 9 , 10. em recentes estudos histológicos, pesquisadores identificaram padrões de expressão distintiva de 20 genes de surdez e trocadores de ânion na cóclea do Sagui em constatou que cinco genes que são causadores de surdez progressiva e três trocadores de ânion, tinha padrões de expressão diferentes dos roedores11,12. Esses perfis nos levam a crer que o Sagui é uma ferramenta poderosa para a pesquisa de audiência.

Os atributos mais marcantes do sagui comum como um animal experimental são como segue:

  • Fácil manuseio com um tamanho de corpo pequeno em comparação com algumas espécies de macacos do mundo: saguis adultos pesa 300-400 g e são aproximadamente 60 cm de altura, que é semelhante aos ratos.
  • Primata altamente reprodutiva: saguis atingir a maturidade sexual em uma idade de 18 meses e são capazes de suportar duas vezes por ano e produzir filhotes de 4 a 6 por ano.
  • As modificações genéticas estão disponíveis: et al . Sasaki E conseguiu criar transgénicos13 e nocaute14 primatas usando saguis por modificações genéticas implicadas em doenças neurológicaspor exemplo, Parkinson do ( doença e a doença de Alzheimer).
  • Tanto as células-tronco embrionárias (ES) e células pluripotentes induzidas (iPS) foram estabelecidas15,16. Apesar de ser um pouco difícil manter o mesmo número de saguis em comparação com roedores, a disponibilidade de células-tronco ou células iPS fornece em vitro ensaios que irão reduzir o número de ensaios na vivo necessário.

Para facilitar a melhor investigação de translação no campo da surdez e sua potencial terapia, estabelecemos um protocolo de estudo de imagem, utilizando tomografia e ressonância magnética, anestesia geral e testes de audição, usando respostas auditivas de tronco cerebral (ABRs). Estes sistemas experimentais podem fornecer-nos com melhores oportunidades para obter prova pré-clínicos de estudos de conceito, que são essenciais para colmatar as lacunas entre roedores estudos e ensaios clínicos. Aqui, nós relatamos um método cirúrgico para administrar medicamentos para o ouvido interno do sagui comum através da membrana da janela redonda. Para obter uma visão clara em torno da janela redonda, sem manipular a membrana timpânica, que pode causar uma perda auditiva condutiva, é útil para abordagem da cavidade mastoide. Clinicamente, essa abordagem, conhecida como "timpanotomia posterior" é bem estabelecida e geralmente usada para cirurgia de implante e colesteatoma coclear. Acreditamos que timpanotomia posterior nos permite realizar a administração precisa de drogas sem induzir a perda de audição.

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Protocol

Todos os procedimentos experimentais foram realizados na Universidade Jikei, Tóquio no Japão. Manipulação de animais e procedimentos experimentais foram aprovados pelo cuidado institucional do Animal e usar o Comitê da Universidade Jikei (aprovação não: 26-060) e executadas em conformidade com as orientações institucionais para o uso de animais de laboratório no Jikei Universidade, que de acordo com as diretrizes para adequada conduta do Animal experiências pelo Conselho ciência do Japão (2006). Cuidados com animais foi realizado em conformidade com as recomendações do guia para o cuidado e o uso de animais de laboratório (Instituto de laboratório recursos animais, 1996).

1. pré-exame

  1. Leve uma varredura cranial de Tomography computado (CT) de animais (saguis comuns) para facilitar a identificação das estruturas anatômicas individuais pelo menos um mês antes da cirurgia.
  2. Realizar um teste audiométrico pelo menos um mês antes da cirurgia.
    Nota: Aqui, usamos o ABR para avaliar o estado de audição. Brevemente, um elétrodo positivo por via subcutânea foi colocado no vértice e um eletrodo de referência negativa na base dorsal da orelha estimulada. O eléctrodo de terra foi colocado por via subcutânea na parte dorsal do pescoço. 17 , 18 ABRs foram evocados com estouro de Tom (Tom de 1,0 ms estourar duração com aumento de 0,1 ms e tempo de queda). Então, o nível sonoro foi reduzido em passos de 10 dB de sua amplitude máxima. Em cada nível de som, 512 respostas foram em média (com estímulo polaridade alternada). Limiar ABR foi definida como o menor nível de pressão sonora (SPL) em que qualquer onda poderia ser detectada.

2. anestesia

  1. Animais rápidos da noite anterior a cirurgia sob anestesia geral.
  2. Administre 4% isoflurano e ar ambiente em 5-6 mL/min com máscara-a-face ventilação ou em uma câmara de indução para indução lenta (figura 1A). Confirme que o animal não responde a estímulos dolorosos, como o aperto de dedo do pé.
  3. Anesthestize saguis comuns com injeção intramuscular (no músculo femoral) de uma combinação de medetomidina (0,04 mg/kg), midazolam (0,4 mg/kg) e butorfanol (0,4 mg/kg).
  4. Injetar a ampicilina (0,08 mg/g) por via subcutânea 30 min ou mais antes da incisão da pele como um antibiótico pré-operatório.
  5. Coloque o sagui na posição supina com a cabeça em direção ao topo e estender a cabeça e o pescoço. Corrigir o maxilar para a mesa com um fio de nylon e puxe a língua para obter uma boa visão ou usar um laringoscópio para visualizar a epiglote e a entrada da laringe como alternativa (figura 1B).
  6. Inserir um tubo endotraqueal ao longo da superfície laríngea da epiglote.
    Nota: É possível usar um cateter intravenoso calibre 16 ou 6-francês calibre o tubo de alimentação, como um tubo endotraqueal (Figura 1).
  7. Verificar o EtCO2 do tubo endotraqueal para confirmar que ele foi colocado corretamente na traqueia. Depois posicionou-se o tubo e movimento de gases respiratórios tem sido verificado, fixe o tubo endotraqueal para enfrentar do sagui com fita.
  8. Manter a anestesia entre 1-3% de isoflurano durante a operação.
  9. Monitore a SpO2, EtCO2, temperatura corporal e temperatura retal durante as operações. Execute todos os procedimentos em um tapete de aquecimento para evitar uma redução da temperatura corporal.

3. pré-preparação

  1. Preparar o sagui na posição supina e inclinar a cabeça para um ângulo de 30 a 45 graus para o lado não-operatório (Figura 2A).
  2. Raspe a região pós-auricular do lado operacional.
  3. Desinfete a área cirúrgica com álcool e povidona iodo, tanto na região pós-auricular e canal auditivo externo.
  4. Coloque uma folha de pano cirúrgico com um furo redondo para o sagui (Figura 2B).

4. cirurgias

  1. Injectar 1% de cloridrato de lidocaína (com epinefrina 1: 100.000, 0,1-0,2 mL) por via subcutânea no local da incisão de pele. Fazer uma incisão na pele postauricular com uma lâmina de redondas no. 15.
  2. Para hemostasia, aplica pressão para a área de sangramento, utilizando uma gaze embebida em adrenalina 1:5,000 diluído. Cauterização bipolar também é eficaz (Figura 2).
  3. Abra o tecido mole da região pós-auricular então essa cartilagem auricular (c) e pós-auricular muscular (m) pode ser reconhecido. Expor o osso externo auditivo canal que deve ser visível no fundo da cartilagem (Figura 3A).
  4. Para confirmar a profundidade da membrana timpânica, expor a parte óssea da borda timpânicas, que pode ser reconhecida como a aderência da pele e osso na parte mais profunda do canal auditivo posterior.
    Nota: Este passo permite-nos reconhecer quão profunda a parte lateral da cavidade do ouvido médio é (Figura 3A).
  5. Descasque os músculos pós-auriculares (músculo esternocleidomastoideo, esplênio capitis músculo e ventre posterior do músculo digástrico) em direção ao aspecto caudal, separada do osso temporal. Em seguida expor a face lateral do osso temporal (asterisco na Figura 3B).
  6. Faça um buraco de aproximadamente 5 mm atrás do canal auditivo externo com um bur. de diamante de 1.0 mm (Figura 3). Use uma broca velocidade de 1.000-8.000 rpm dependendo do local de perfuração.
    Nota: Uma velocidade lenta é adequada para manipulação delicada perto o canal semicircular ou nervo facial. Escorrer o soro no local, adequadamente para evitar a lesão térmica de perfuração.
  7. Alargar o buraco, perfurando e confirmar a posição do horizontal canal semicircular (HSC), que se curva para fora em direção a cavidade mastoide (Figura 3D).
  8. Confirme a posição do nervo facial, cuja parte vertical é executado anterior do HSC. Perfurar e remover todos os septos de osso, se eles existem, para obter uma visão clara do recesso facial, que está localizado no centro da área triangular entre o nervo facial e a chorda tympani.
  9. Faça um pequeno furo por perfuração entre a parte vertical do nervo facial e o timpânicas aro (asterisco na Figura 4A), com uma broca de diamante de diâmetro de 0,6 mm a 1.000 rpm.
  10. Mova a broca paralela à parede posterior do canal para evitar danos ao nervo facial, que pode ser visto como uma linha rosa através do osso diluído. Pare a perfuração imediatamente antes que o nervo é exposto como uma estrutura de linha branca (Figura 4B).
  11. Certifique-se que o nicho da janela redonda pode ser visualizado através do orifício (Figura 4). Em seguida, administra drogas para o nicho com uma agulha de calibre 25 ou mais fina. A fim de manter drogas no nicho de janela redonda, coloque uma solução viscosa sobre o nicho (Figura 4).
  12. Depois de confirmar que hemostasia está firmemente controlado, fechar as camadas (camada epidérmica e camada dérmica) com simples sutura interrompida usando threads absorventes de 6-0.
  13. Fixar a gaze sobre a ferida cirúrgica e apor uma bandagem.

5. pós-operatório cuidados

  1. Administra cloridrato de atipamezole (0,15 mg/kg) por via intramuscular no músculo femoral para hostilizar medetomidina.
  2. Quando espontânea começa a respirar, remova o tubo endotraqueal.
  3. Manter o sagui comum em uma unidade de cuidados intensivos em 30% O2, 29 ℃ até anestesia desgasta fora para completar a excitação.
  4. Confirmar que não há sem achados sugestivos de disfunção vestibular como nistagmo e devolver o animal para a gaiola de reprodução.

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Representative Results

Timpanotomia posterior foi realizada sem qualquer complicação como infecção de sítio cirúrgico, sangramento com lesão vascular, ou disfunção vestibular, que às vezes ocorre com a manipulação do ouvido médio. Realizamos a timpanotomia posterior na orelha direita do Sagui de 7 anos de idade e administrado 1 µ l de solução salina de fosfato tamponado para o nicho da janela redonda. Os ABRs foram medidos antes e dois meses após a cirurgia (Figura 5A-B). Formas de onda e limiares de ABRs eram comparáveis a um anterior estudo17,18, e não houve alteração nestes parâmetros antes e depois da cirurgia (Figura 5-C). Assim, concluímos que timpanotomia posterior é um procedimento seguro e útil para a administração de drogas para o nicho da janela redonda do sagui comum.

Figure 1
Figura 1 : Intubação traqueal. (A) anestesia o sagui comum com 4% de isoflurano e ar ambiente em ventilação máscara à distância de 5-6 mL/min. Como alternativa, coloque o sagui comum em uma câmara de indução. (B) Coloque o sagui comum em posição supina com a cabeça em direção ao topo e estender a cabeça e o pescoço. Corrigir o maxilar com fio de nylon para a mesa e puxe a língua para visualizar a epiglote (seta) e a entrada da laringe. (C) inserir um tubo endotraqueal ao longo da superfície laríngea da epiglote. cateter intravenoso de bitola 16 AWG ou calibre 6-francês, tubo de alimentação pode ser usado como um tubo endotraqueal. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2 : Incisão de pele. (A) Coloque o sagui comum na posição supina e inclinar a cabeça para ângulos de 30-45 graus para o lado não-operatório. Raspar a região pós-auricular operação de lado e desinfetar com iodo povidona. CR, lado cranial, Ca, caudal lado, L, esquerda, R, direita. (B) a linha preta indica a linha de incisão da pele. Antes da incisão na pele, injetar cloridrato de lidocaína a 1% (com epinefrina 1: 100.000, 0,1-0,2 mL) por via subcutânea. (C) abrir tecido subcutâneo até a cartilagem auricular (c) é elevada. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3 : Perfuração na cavidade mastoide. (A) após a remoção do tecido mole, o músculo pós-auricular será visível. m, pós-auricular músculo, cartilagem auricular, c. (B) a superfície do osso Temporal (asterisco) é exposto quando o músculo pós-auricular é descascado do osso em direção ao aspecto caudal. A estrutura pneumática pode ser facilmente reconhecida através do osso temporal. (C) um buraco foi feito por perfuração com uma broca de diamante de 1,0 mm aproximadamente 5 mm atrás do osso externo auditivo canal. (D) cavidade mastoide do Sagui é na sua maioria composta de uma cavidade única. Alargando o furo, os horizontal canal semicircular (HSC e linha pontilhada) protuberâncias em direção a cavidade mastoide podem ser facilmente reconhecidas. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4 : Timpanotomia posterior. (A) o nervo facial (FN) passa através da passagem óssea chamada canal do facial, e corre entre a parede posterior do osso externo auditivo canal (PAC) e canal semicircular horizontal (HSC). A região anterior do nervo é o recesso facial (asterisco). (B) faça um furo perfurando o recesso facial com uma barra de diamante 0,6 mm de diâmetro. (C) alargando o buraco, o nicho da janela redonda (RWN) torna-se visível. (D) através do buraco no recesso facial, é possível administrar a solução para o RWN (seta) com uma agulha de calibre 25 ou mais fina. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 5
Figura 5 : Avaliação de auditivo de tronco encefálico (ABR) de resposta. Timpanotomia posterior foi realizada em um Sagui de 7 anos e 1 µ l de solução salina tamponada fosfato foi administrada para o nicho da janela redonda. Os ABRs foram medidos antes e após a cirurgia, e suas formas de onda representativas são mostradas em (A) e (B) , respectivamente. As formas de onda e limiares de ABRs, evocados com Tom estourou em seis frequências, eram comparáveis a um anterior estudo17,18. (C) não houve ABR limiar alteração de antes de depois da cirurgia. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Discussion

O volume de fluxo sanguíneo coclear é extremamente pequeno, estima-se que na ordem de 1/1.000.000 do débito cardíaco total nos seres humanos, e o acesso é limitado pela presença da barreira sangue-cóclea que separa o ouvido interno de circulação geral19 ,20. Por estas razões, droga ou administração de vetor viral para o ouvido interno é favorável, não através de administração sistémica, mas sim pela administração direta. No rato e cobaia de experimentos, várias abordagens têm sido relatadas, tais como o trans janela redonda com abordagem pós-auricular ou abordagem ventral, cochleostomy, entrega do saco endolinfático e canal semicircular abordagem21, 22,23,24,25,26.

No presente estudo, nós usamos a timpanotomia posterior e administração janela redonda como um método potencial para a investigação de translação. Timpanotomia posterior é uma abordagem bem estabelecida para um procedimento clínico e cirúrgico e é adequada para saguis comuns porque o caráter anatômico da cavidade timpânica se assemelha ao de seres humanos, Considerando que sua mastoide rota é composto principalmente de um grande única cavidade com septos de osso muito fino. De fato, realizamos todo o procedimento de timpanotomia posterior sem quaisquer complicações ou perda de audição no sagui comum. Se timpanotomia posterior é executada, administração de drogas pode ser realizada sob a visão clara em torno de tecidos importantes como os canais semicirculares, nervo facial, estribo e arredondar o nicho da janela. De notar, nós pode administrar a solução através de curva basal da cóclea, HSC, canal semicircular posterior e nicho da janela redonda com esta abordagem única. Administração da janela redonda é, segundo a pesquisa usando ratos, menos invasivos e fornece uma expansão mais uniforme da solução na perilinfa da cóclea que cochleostomy27. Também foi relatado que a injeção direta de adenovírus via transferência do gene de canal semicircular mostrou a transdução de genes predominantemente no órgão vestibular26. Entrega do saco endolinfático fornece injeção direta para endlymphatic espaço e é relatada como o vetor viral atingido o vestibular de fim de órgão e cóclea25. No entanto, as informações sobre a eficiência parece inadequadas.

Para executar uma operação segura, informações anatômicas são vitais. O caráter básico anatômico da cavidade timpânica do ouvido médio e o ouvido interno é semelhante quando comparado entre humanos e saguis comuns. As peças anatômicas importantes para executar a operação como a junção entre a cavidade do ouvido médio e a cavidade mastoide, a posição dos ossículos e a posição do nervo facial e chorda tympani são completamente análogas do ser humano. No entanto, existem algumas diferenças. A cavidade mastoide humana consiste de muitas células de ar e precisamos perfurar estas células para aproximar o ouvido interno. Isto é chamado "mastoidectomy" no procedimento clínico e cirúrgico e leva tempo e destrói a morfologia original. Por outro lado, a cavidade mastoide do sagui comum é quase uma cavidade única com septos de osso muito fino e os canais semicirculares são maiores e arco para fora na cavidade mastoide quando comparado com a anatomia humana. Essas diferenças são vantajosas para a administração de drogas do ouvido interno. Quando administrar drogas para a endolinfa diretamente, a abordagem de canal semicircular é possível fazendo uma pequena janela para o HSC, como já relatado em outras espécies de26. Embora essa abordagem não foi realizada neste experimento, o HSC do Sagui pode ser realizada facilmente devido ao seu tamanho e capacidade de detecção fácil. No entanto, antes de adoptar a abordagem, o risco de lymphorrhea, que pode induzir a deficiência auditiva, deve ser considerado. Supomos que a abordagem de canal semicircular não é um sistema experimental ideal com o qual deseja avaliar os níveis de audição após uma operação. Em geral, para evitar lymphorrhea, embalando a janela com o tecido adiposo e cola de fibrina é eficaz.

Neste caso, nós colocou ênfase em uma operação menos invasiva e colocado a solução sobre a membrana da janela redonda sem furo. No entanto, única administração não parece eficaz para entregar uma dose suficiente de uma droga ou vetor viral para a perilinfa. Uma solução simples para este problema é fazer um buraco na membrana da janela redonda e injetar a solução diretamente. Conforme descrito acima, no entanto, fazer um buraco na orelha interna faz com que lymphorrhea, que possivelmente pode induzir perda auditiva e disfunção vestibular em pacientes humanos, por isso vai ser difícil aplicar a um ambiente clínico. Além disso, ao contrário dos roedores, saguis originalmente viviam em árvores e mover estereoscopia em uma gaiola de reprodução, então disfunção vestibular também pode ser uma complicação de crítica. Portanto, no futuro, será importante melhorar a eficiência de difusão de drogas sem perfurar a membrana da janela redonda. Uma possibilidade é usar uma bomba osmótica e sustentado de preparação. Uma bomba osmótica forneceria administração contínua através de um cateter em cuja ponta é estabelecida na membrana da janela redonda. Neste momento, ploxamer407 e gelatina de hidrogel pode ser usado como sustentados preparativos para a entrega da droga membrana janela redonda. Estes dispositivos e operadoras já estão sendo usadas em ensaios clínicos28,29,30,31.

Em suma, este método cirúrgico nos permite realizar a administração segura e precisa de drogas para o ouvido interno sem perda de audição em um primata, que é de grande importância na obtenção de prova pré-clínica do conceito de Investigação translacional.

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Disclosures

Os autores não têm nada para divulgar.

Acknowledgments

O trabalho é suportado por subvenções M.F. do governo japonês MEXT KAKENHI (24592560, 15 H 04991 e 15 K 15624) e a Fundação de ciência Takeda para M.F. e Jikei University estratégico priorizando fundo de investigação para H.J.O.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
common marmoset CLEA Japan EDM:C.Marmoset(Jic)
isoflurane Phizer
medetomidine ZENOAQ
midazolam astellas
butorphanol Meiji Seika
ampicillin Meiji Seika
lidocaine hydrochloride AstraZeneca
 6-0 absorbent thread ETHICON RD-1
atipamezole hydrochloride ZENOAQ
phosphate buffered saline Wako 045-29795
Surge Wave Morita TR-900-OR
Diamond Bar 006 Morita 14070057
Diamond Bar 010 Morita 14070081
intensive care unit Menix P-100

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References

  1. Liberman, M. C., Kujawa, S. G. Cochlear synaptopathy in acquired sensorineural hearing loss: Manifestations and mechanisms. Hear Res. 349, 138-147 (2017).
  2. World Health Organization. Deafness and hearing loss (Fact sheet N8300). , Available from: http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs300/en/ (2015).
  3. Thompson, D. C., et al. Universal newborn hearing screening: summary of evidence. JAMA. 286 (16), 2000-2010 (2001).
  4. Wang, X. Neural coding strategies in auditory cortex. Hear Res. 229 (1-2), 81-93 (2007).
  5. Wang, X. On cortical coding of vocal communication sounds in primates. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (22), 11843-11849 (2000).
  6. Bendor, D., Wang, X. The neuronal representation of pitch in primate auditory cortex. Nature. 436 (7054), 1161-1165 (2005).
  7. Bendor, D., Wang, X. Neural coding of periodicity in marmoset auditory cortex. J Neurophysiol. 103 (4), 1809-1822 (2010).
  8. Eliades, S. J., Wang, X. Sensory-motor interaction in the primate auditory cortex during self-initiated vocalizations. J Neurophysiol. 89 (4), 2194-2207 (2003).
  9. Eliades, S. J., Wang, X. Dynamics of auditory-vocal interaction in monkey auditory cortex. Cereb Cortex. 15 (10), 1510-1523 (2005).
  10. Eliades, S. J., Wang, X. Neural substrates of vocalization feedback monitoring in primate auditory cortex. Nature. 453 (7198), 1102-1106 (2008).
  11. Hosoya, M., Fujioka, M., Ogawa, K., Okano, H. Distinct Expression Patterns Of Causative Genes Responsible For Hereditary Progressive Hearing Loss In Non-Human Primate Cochlea. Sci Rep. 6, 22250 (2016).
  12. Hosoya, M., Fujioka, M., Kobayashi, R., Okano, H., Ogawa, K. Overlapping expression of anion exchangers in the cochlea of a non-human primate suggests functional compensation. Neurosci Res. 110, 1-10 (2016).
  13. Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
  14. Sato, K., et al. Generation of a Nonhuman Primate Model of Severe Combined Immunodeficiency Using Highly Efficient Genome Editing. Cell Stem Cell. 19 (1), 127-138 (2016).
  15. Sasaki, E., et al. Establishment of novel embryonic stem cell lines derived from the common marmoset (Callithrix jacchus). Stem Cells. 23 (9), 1304-1313 (2005).
  16. Tomioka, I., et al. Generating induced pluripotent stem cells from common marmoset (Callithrix jacchus) fetal liver cells using defined factors, including Lin28. Genes Cells. 15 (9), 959-969 (2010).
  17. Harada, T., Tokuriki, M. Effects of click intensity and frequency on the brain-stem auditory evoked potentials in the common marmoset (Callithrix jacchus). J Vet Med Sci. 59 (7), 561-567 (1997).
  18. Harada, T., Tokuriki, M., Tanioka, Y. Age-related changes in the brainstem auditory evoked potentials of the marmoset. Hear Res. 128 (1-2), 119-124 (1999).
  19. Juhn, S. K., Hunter, B. A., Odland, R. M. Blood-labyrinth barrier and fluid dynamics of the inner ear. Int Tinnitus J. 7 (2), 72-83 (2001).
  20. Nakashima, T., et al. Disorders of cochlear blood flow. Brain Res Brain Res Rev. 43 (1), 17-28 (2003).
  21. Akil, O., Rouse, S. L., Chan, D. K., Lustig, L. R. Surgical method for virally mediated gene delivery to the mouse inner ear through the round window membrane. J Vis Exp. (97), (2015).
  22. Jero, J., Tseng, C. J., Mhatre, A. N., Lalwani, A. K. A surgical approach appropriate for targeted cochlear gene therapy in the mouse. Hear Res. 151 (1-2), 106-114 (2001).
  23. Iizuka, T., et al. Noninvasive in vivo delivery of transgene via adeno-associated virus into supporting cells of the neonatal mouse cochlea. Hum Gene Ther. 19 (4), 384-390 (2008).
  24. Kilpatrick, L. A., et al. Adeno-associated virus-mediated gene delivery into the scala media of the normal and deafened adult mouse ear. Gene Ther. 18 (6), 569-578 (2011).
  25. Yamasoba, T., Yagi, M., Roessler, B. J., Miller, J. M., Raphael, Y. Inner ear transgene expression after adenoviral vector inoculation in the endolymphatic sac. Hum Gene Ther. 10 (5), 769-774 (1999).
  26. Kawamoto, K., Oh, S. H., Kanzaki, S., Brown, N., Raphael, Y. The functional and structural outcome of inner ear gene transfer via the vestibular and cochlear fluids in mice. Mol Ther. 4 (6), 575-585 (2001).
  27. Praetorius, M., Baker, K., Weich, C. M., Plinkert, P. K., Staecker, H. Hearing preservation after inner ear gene therapy: the effect of vector and surgical approach. ORL J Otorhinolaryngol Relat Spec. 65 (4), 211-214 (2003).
  28. Nakagawa, T., et al. Topical insulin-like growth factor 1 treatment using gelatin hydrogels for glucocorticoid-resistant sudden sensorineural hearing loss: a prospective clinical trial. BMC Med. 8, 76 (2010).
  29. Piu, F., et al. OTO-104: a sustained-release dexamethasone hydrogel for the treatment of otic disorders. Otol Neurotol. 32 (1), 171-179 (2011).
  30. Plontke, S. K., et al. double blind, placebo controlled trial on the safety and efficacy of continuous intratympanic dexamethasone delivered via a round window catheter for severe to profound sudden idiopathic sensorineural hearing loss after failure of systemic therapy. Laryngoscope. 119 (2), 359-369 (2009).
  31. Wenzel, G. I., Warnecke, A., Stover, T., Lenarz, T. Effects of extracochlear gacyclidine perfusion on tinnitus in humans: a case series. Eur Arch Otorhinolaryngol. 267 (5), 691-699 (2010).

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Medicina edição 132 ouvido interno ouvido médio cavidade mastoide nicho da janela redonda Sagui primata perda auditiva
Um procedimento cirúrgico para a administração de drogas para o ouvido interno em um Non-Human primatas Sagui (<em>Callithrix jacchus</em>)
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Kurihara, S., Fujioka, M., Yoshida,More

Kurihara, S., Fujioka, M., Yoshida, T., Koizumi, M., Ogawa, K., Kojima, H., Okano, H. J. A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus). J. Vis. Exp. (132), e56574, doi:10.3791/56574 (2018).

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