Summary
Væske-fôring insekter har å kjøpe mengder av væske fra porøse overflater. Denne protokollen beskriver en metode for å fastslå muligheten for insekter å innta væske fra porøse overflater med fôring løsninger med fluorescerende, magnetiske nanopartikler direkte.
Abstract
Væske-fôring insekter innta ulike væsker, som finnes i miljøet som bassenger, filmer, eller begrenset til små porer. Studier av flytende oppkjøpet krever vurdering mouthpart struktur og funksjon relasjoner; men er væske opptaket mekanismer historisk avledet fra observasjoner av strukturelle arkitektur, noen ganger ledsaget med eksperimentelle bevis. Her rapporterer vi en ny metode for å vurdere væske-opptak evner og sommerfugler (Lepidoptera) eggleggingsrør bruker små mengder av væske. Insekter er matet med en 20% sukrose løsning blandet med fluorescerende, magnetiske nanopartikler fra filteret papirer av bestemte pore størrelse. Beskjære (intern struktur brukes til lagring av væsker) er fjernet fra insekt og plassert på AC confocal mikroskop. En magnet vinket av beskjære til å fastslå tilstedeværelsen av nanopartikler, som indikerer om insekter er i stand til ingest væsker. Denne metoden brukes til å avsløre en utbredt fôring mekanisme (kapillær handling og flytende bro formasjon) som potensielt er delt blant sommerfugler og Diptera når fôring fra porøse overflater. Dessuten, denne metoden kan brukes for studier av fôring mekanismer blant en rekke væske-fôring insekter, inkludert de som er viktige i smitteoverføring og biomimetics, og potensielt andre studier som involverer nano - eller mikrostørrelse kanaler der flytende transport krever bekreftelse.
Introduction
Mange insekt-grupper har munndeler (proboscises) tilpasset fôring på væsker, som nektar, rotting frukt, sap renn (f.eks Diptera1, Lepidoptera2, Hymenoptera3), vedvev (Nebbmunner4), tårer (sommerfugler 5), og blod (Phthiraptera6, Siphonaptera7, Diptera7, Nebbmunner8, Lepidoptera9). Muligheten for insekter å mate på væsker er relevant for økosystemet helse (f.eks pollinering10), sykdommen overføring4,11, biodiversification2,12og studier konvergent evolusjon13. Til tross for rekke mat kilder er et tema blant noen væske-fôring insekter å kjøpe små mengder av væske, som kan være begrenset til mikro - eller nano-størrelse dråper, flytende filmer eller porøse overflater.
Grunn av omfattende mangfoldet av væske-fôring insekter (mer enn 20% av alle dyrearter14,15) og deres evne til å fø på en rekke mat kilder, forstå deres fôring atferd og væske-opptaket mekanismer er viktig for mange felt. Insekt mouthpart funksjonalitet, for eksempel, har spilt en rolle i utviklingen av biomimetic teknologi, f.eks, microfluidic enheter som kan utføre oppgaver som oppkjøpet av små mengder av væske bruke ligner de ansatt av insekter16. Et grunnleggende problem i studier av væske opptaket mekanismer, men bestemmer ikke bare hvordan insekter feed på væsker, men anskaffe eksperimentelle bevis som støtter mekanismen. Utelukkende bruker behavior (f.eks undersøkelser med snabel12,17) som en indikator for fôring er utilstrekkelig fordi det ikke bekrefte vellykket opptaket av væsker eller gir et middel til å bestemme ruten som væsker reise idet de passerer gjennom insekt. I tillegg representerer utfører eksperimenter med små mengder av væske bedre naturlig fôring scenarier hvor væsker er en begrenset ressurs2,12.
X-ray fase kontrast imaging ble brukt med Monarch sommerfugl (Danaus plexippus L.) for å vurdere hvordan sommerfugler feed på små mengder av væske porøse overflater12. Monarch sommerfugler bruk kapillær handling via mellomrom mellom cuticular anslag (dorsal legulae) langs snabel for å bringe væsker begrenset til små porer inn i mat-kanalen. Innkommende væsker danne en film på mat kanal veggen som vokser og kollapser i en flytende bro av platået ustabilitet12,18, som er sendt til sommerfuglens gut handling av suge pumpen i hodet. Selv om x-ray fase kontrast imaging er en optimal verktøy for å visualisere strømning i insekter12,19,20,21, teknikken er ikke lett tilgjengelig og en mer praktisk metoden er nødvendig for rask vurdering av et insekt opptak væsker og ingest dem.
Å avgjøre hvis fôring mekanismen for D. plexippus gjelder andre sommerfugler og også eggleggingsrør (begge grupper feed på væsker fra porøse overflater), Lehnert et al. 13 brukes en teknikk for å vurdere et insekt evne å spise små mengder av væske fra porøse overflater, som er rapportert i detalj her. Selv om protokollen skissert her for studier som bruker wetted og porøse overflater, kan metodikken endres for andre studier, som de adressering basseng-fôring mekanismer. I tillegg utvide programmene til andre felt, inkludert microfluidics og bioinspired.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. insekt arter, utarbeidelse av løsninger og fôring stasjon oppsett
Merk: kål sommerfugler (kålsommerfugl L., Hvitvinger) er valgt som sommerfuglene av representant fordi de er brukt i tidligere studier av væske-opptak evner og mouthpart morfologi22,23. Huse fluene (Musca domestica L., fluelarver) og blå flaske flyr (Calliphora vomitoria L., Calliphoridae) brukes fordi de er ofte observert fôring på porøse overflater13.
- Rekkefølgen P. rapae Larvene fra et insekt leverandør og bak dem på kunstig kosthold (se Tabell of Materials) til de forpuppe seg og fremstå som voksne i en miljømessig kammer satt til 23 ° C og en 18 L: 6D fotoperiode. For M. domestica og C. vomitoria som pupae og bak dem på de samme miljøforholdene som P. rapae. Ikke mat voksen sommerfugler og flyr når de dukker opp fra pupae før fôring eksperimenter.
- Forbered en 20% sukrose løsning (kontroll) og en 20% sukrose hydrogenion løsning å teste for væske opptak. Forberede hydrogenion løsningen ved å legge fluorescerende magnetiske nanopartikler (jernoksid med polyacrylic syre belegg, ca 20 nm i diameter)24 til en 20% sukrose løsning (1 mg/mL dH2O nanopartikler med 20% sukrose løsning 1:1). Forberede en 1 x løsning fosfat bufret saltoppløsning (PBS) (10 x utvannet til 1 x i dH2O, pH 7.4), som brukes for disseksjoner.
- Definere en fôring stasjon som består av en manuell manipulator med en klemme og en separat fôring scene (en flat plattform) (figur 1). Plasser en konkav lysbildet på fôring scenen og nylon net filtre med pore størrelse diameter på 11, 20, 30, 41 eller 60 µm og membran filtre med porene størrelse diameter på 1, 5, 8 eller 10 µm i nærheten for fôring eksperimenter.
2. fôring protokollen
- Brytes insekt organer, ben og vinger i en foldet papir. Plasser insekt slik at bare hodet og munndelene er utsatt. Plass vingene av insekt mellom to objektglass, som blir holdt sammen av klemmen på manipulatoren slik at insekt er suspendert over fôring scenen (figur 1).
- Administrere en 30 µL dråpe 20% sucrose løsning eller 20% sukrose hydrogenion løsningen brønnene med midten av konkave lysbildet. Plass en enkelt filter papir av en bestemt porestørrelse på konkave lysbildet slik at midten av filteret papiret justeres slippverktøyet hydrogenion løsningen. Kontakten mellom slippverktøyet og filter papir gir løsningen sprer seg langs filter papir, fylle porene (figur 1).
Merk: Filter papir plasseres oppå slippverktøyet, snarere enn omvendt, for å redusere den potensielle tilstedeværelsen av nanopartikler over filter papirmaterknappen hvor insekter. - Plasser insekt med manipulatoren slik at bare distale regionene munndelene kan kontakte fuktet filter papir på fôring scenen (figur 1). Bruke et insekt pin å utvide munndelene på filter papiret og lar insekt å mate for 45 s.
- For å minimere sjansen for insekter fôring flytende filmer som kan finnes på overflaten av filter papir, plasser munndelene slik at de er i kontakt med en del av filter papir som berører den flate delen av lysbildet (dvs. ikke direkte over den konkave delen av lysbildet). Hvis insekt ikke uttrykker interesse for fôring, kan munndelene holdes til filter papir med insekt pin for varigheten av fôring tiden.
3. dissections
- Plass PBS løsningen i en 50 mm se glass slik at det er nok løsning å dekke insekt kroppen. Plass klokken glasset under et stereoscope og posisjon insekt dissekere utstyr (våren mikro dissekere saks, insekt pinner, fin spiss dissekere tang) ved siden av stereoscope.
- Etter mating, fjerne insekt fra papiret og hold det med vinger lukket. Fjerne hodet, ben og vinger av insekt med våren mikro dissecting saksen og plasser insekt i PBS løsningen i ur glass (figur 2).
- Hvis nødvendig, bedøve insekter før disseksjoner. Bruk tang til å hold insekt cuticle nær distale regionen av magen. Med den dominerende siden, bruk vår mikro dissekere saks for å klippe cuticle i fremre retning langs den laterale siden av magen, fra den bakre enden, inntil thorax nås. Ta spesiell bekymre å sikre at bare cuticle er kuttet og at fordøyelsessystemet kanalen inne insektet ikke er skadet (figur 2).
- Gjøre ytterligere kutt av cuticle med dissecting saksen åpne magen for å avdekke fordøyelsessystemet kanalen inne (figur 2). Fjern abdominal cuticle, fett kropp og andre strukturer ved hjelp av insekt pinner og flytte dem utenfor klokken glasset påfølgende fjerning, forlater bare thorax og fordøyelsessystemet kanalen i ur glasset.
Merk: Dissection vil avsløre den beskjære, som er en sac-lignende struktur (filtypen i fordøyelsessystemet kanalen) nær tidspunktet thorax og buk. - Hvis beskjære ikke vises, gjøre flere incisions i thorax med saksen inntil avlingen er avslørt. Når avlingen er synlig, klippe bort de gjenværende delene av insekt etterlot bare fordøyelsessystemet kanalen med avlingen i ur glass (figur 2).
Merk: Lepidoptera avlingen er nesten gjennomsiktig og cellofan-like i naturen, som kan være vanskelig å gjenkjenne hvis det ikke er fylt med væske og utvidet eller hvis det er kuttet under dissection. - Bruk fin spiss dissekere tang for å plassere beskjære på en dekkglassvæske (24 x 24 mm) for påfølgende bildebehandling (figur 2).
4. fastsettelse av inntatt nanopartikler
- Stilling avling på dekkglassvæske fin spiss dissecting tang bruke vare å hindre rupturing avlingen. Bruke CY3 kanal (eller kontrast) på en invertert AC confocal mikroskop for bildebehandling på 20 X forstørrelse. Bilde avlingen umiddelbart etter disseksjon å forhindre det tørker ut.
- Hold en magnetic røre bar (41.3 mm i lengde og 8 mm i diameter) i hånden som ikke er i kontroll av drift scenen av mikroskopet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Studiet av mønstre i væske-opptak evner blant væske-fôring insekter krever fastsettelse av når fôring oppstår. Protokollen skissert her brukes til å teste begrensende pore størrelse hypotesen blant sommerfugler og Diptera13. Begrensende pore størrelse hypotesen sier at væske-fôring insekter ikke kan mate fra væskefylte porene hvis pore størrelse diameter er mindre enn diameteren av fôring rør12. Innkommende væske fra den porøse overflaten må danne en stabil væske bro, via platå ustabilitet18, overvinne kapillær trykket holde væske i porene og gi en flytende overflate for suge pumpen til å handle på. Insekter med fôring rør i forskjellige størrelser (Figur 3) er spådd for å avvike i minste porestørrelse som fore.
Begrensende porestørrelse til hver art beregnes basert på muligheten for 50% av de testede enkeltpersonene å spise en bestemt porestørrelse filter papir13. Insekter matet 20% sukrose løsningen (kontroll) har ikke nanopartikler i sine avlinger. Etter insekter var dissekert for å vurdere om nanopartikler ble inntatt, ble deres munndeler fotografert med en AC confocal mikroskop for å måle rør i distale og proksimale områder (Figur 3). Distale og proksimale målinger ble gjort fordi det kan tjene som en indikator på kritiske plasseringen der væsker angir til munndeler, i.e., en nær sammenheng mellom mouthpart kanal størrelser og begrense porestørrelse kunne gi indirekte bevis for mouthpart strukturer som letter kapillær handling. Diameter på mat kanalen for proboscises av P. rapae ble målt nær spissen regionen (distale måling) og 30% av snabel lengden (proksimale område). Mener diameteren på fem pseudotracheae ble brukt som den distale mål og diameteren på muntlig åpningen ble målt som proksimale målene for hvert fly prøven.
Denne protokollen avslørte en nær sammenheng mellom distale mouthpart kanal størrelser og minste porestørrelse som insekter kan mate (Figur 4). Bevisene indikert at væske opptak for dipteran arter oppstår først i pseudotracheae (distale mouthpart måling) enn den muntlige åpning (proksimale mouthpart måling) når fôring fra porøse overflater (Figur 4). Interessant, strukturelle arkitektur i pseudotracheae er lik som Lepidoptera munndeler og består av cuticular strukturer som kan fremme væske opptak gjennom kapillære handling, et eksempel konvergent evolusjon13. Den nære sammenhengen mellom begrensende pore størrelse og mouthpart kanal størrelser gir bevis som støtter kapillær handling som en viktig komponent for væske opptak blant sommerfugler og insekter.
Figur 1: eksperimentelle oppsett og fôring stasjon. (A) oppsettet består av brytes insekt i et papir (tp) og plassere insekt wings mellom to lysbilder (sl), som blir holdt sammen av en klemme (cl) knyttet til en manipulator (ma) med justerbar knotter (ak). Insekt snabel (pr) senkes til fôring Stadium (st), som har et filter papir (fp) som er plassert på et slippverktøy (dr) hydrogenion løsningen som administreres et konkave lysbilde (cs). (B) skjematisk viser plasseringen av slippverktøy og filter papir inn i konkave lysbildet. (C) slippverktøyet av hydrogenion løsning sprer (piler) gjennom filter papir via kapillær handling å skape en porøs fôring overflate. (D) fluorescerende mikroskop bilde av dorsal syn på isopore filter viser porene (po) (10 µm) med hydrogenion løsning (20 X forstørrelse, CY3 kanal). Ingen væsken filmen ble observert på overflaten. (E) AC Confocal mikroskop z stabel bildet viser hydrogenion løsning (ns) i porene i isopore filteret (10 µm). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2: disseksjon og hydrogenion. (A) tang (fo) brukes til å sikre insekt (M. domestica vist her, fl). (B) insekts vinger, hode og Ben er fjernet. (C) saks (sc) brukes til å skjære opp den laterale siden av magen. (D) reproduktiv strukturer (egg, f.eks) og unødvendige deler i fordøyelsessystemet kanalen fjernes med ekstra tang. (E) ekstra strukturer fjernes for å isolere beskjære (cr). (F) bortgjemte beskjære klar for å oppdage tilstedeværelsen av nanopartikler. (G) avlingen er plassert på en cover slip (cs) og flyttes til en invertert AC confocal mikroskop. Magnetic røre bar (ma) er vinket nær avlingen å forårsake hydrogenion bevegelse. (H) hydrogenion bevegelse (uthevet i røde sirkler) i avling av C. vomitoria med fase kontrast mikroskopi. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3: Lepidoperan og dipteran mouthpart strukturer. (A) Laser ablasjon tomografi bildet viser den Lepidoptera snabel (pr), som består av to langstrakt maxillary galeae som kommer sammen ved å koble strukturer (legulae) som oppretter en mat kanal (fc) for væske opptak. Rammemargen (AC confocal mikroskop bilde) viser det dorsal legulae (dl) nær den distale regionen av snabel. Mellomrommene mellom dorsal legulae gi kapillær handling for å få væske inn i mat-kanalen. (B) hver C-formet galea har luftrøret (tr), nerve og iboende muskulaturen (im). (C) Dipteran munndeler består av en talerstol (ro), haustellum og en distale labellum (lb) som har liten oppførsel, pseudotracheae (pt) (vist i AC confocal bildet i rammemarg), som stråler ut fra en sentral muntlig åpning (op).Laser ablasjon tomografi bildet viser også sammensatte øyet (ce) og de maxillary palpi (mp). (D) maten ligger som forbinder den muntlige åpne delvis består av labrum (la) og labium (lm). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 4: forholdet mellom insekt munndeler og pore størrelser fra som fore. Begrensende porestørrelse gjelder diameter (gjennomsnittlig ± SEM) de distale mouthpart rør i stedet for proksimale mat kanalene. Musca domestica nedenfor C. vomitoria. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Insekt mouthpart funksjonalitet er historisk avledet fra studier av brutto morfologi (f.eks., Lepidoptera snabel funksjonalitet som er knyttet til en drikking halm25,26); men har nyere studier som innlemme eksperimentelle bevis resultert i et paradigmeskifte i vår forståelse av kompleksiteten i insekt munndeler og struktur-funksjon relasjoner2,12,13 , 22 , 27. selv om moderne Bildeteknikker, for eksempel skanning elektronmikroskop23, AC confocal mikroskopi22, mikro beregnet tomografi (mikro-CT)28og laser ablasjon tomografi (Figur 3), gir muligheter for detaljerte studier av morfologi, bevis for funksjonalitet bør ledsages med eksperimentering.
Metoden beskrevet her avslører at capillarity kan være en viktig mekanisme ansatt av insekter når fôring fra wetted porøse overflater. Bruke fôring atferd (f.eks., prøvende12,17) alene ville ikke har avdekket dette fôring mekanisme, som noen personer som analysert overflater med deres munndeler klarte å mate, spesielt de som er gitt filter papir med pore størrelse diameter mindre enn diameteren på mouthpart kanaler. I tillegg inspeksjon av beskjære til å fastslå om det fluid fylte også ville være utilstrekkelig, som hvor mye væske inntatt i disse eksperimentene var for små for visuell vurdering, dvs, avlinger av noen insekter dukket deflatert, men nanopartikler var fremdeles indikerer at væsker ble inntatt.
Muligheten til å håndtere små insekter, manipulere deres munndeler med et insekt pin og utføre forsiktig disseksjoner representerer noen av de viktige trinnene og begrensninger av metodene som er beskrevet. Det var tilfeller, for eksempel hvor disseksjoner resulterte i kutte avling, som gjengis insekt ubrukelig for å studere fordi innholdet av avling (muligens inneholder hydrogenion løsningen) blandet med PBS løsningen i ur glasset, gjør det vanskelig å kontrollere inntak av nanopartikler. I tillegg kan automatisk fluorescens av insekt cuticle forstyrre med fluorescerende mikroskopi som den eneste måten for å visualisere nanopartikler; imidlertid AC confocal bildebehandling med kontrast eliminert dette problemet og gitt en mulighet for visuell vurdering (figur 2), som også fremhever hvorfor bruker magnetisk nanopartikler er optimale i motsetning til bare fluorescerende nanopartikler. Selv om denne protokollen gir et middel til å vurdere muligheten for insekter å innta væsker, er en av begrensningene at det ikke gir et middel for å visualisere nanopartikler mens de blir inntatt; Derfor eliminerer muligheten for å studere dynamikken væske under opptak prosessen.
Teknikken er beskrevet her gir en metode for å vurdere muligheten av insekter å ingest små mengder av væske. Gitt det enorme mangfoldet av væske-fôring insekter, kan denne protokollen være ansatt i andre studier av insekter med mikro - og nano-størrelse rør i deres munndeler. I tillegg kan fremtidige studier bruke en lignende metode for å avgjøre banen som væsker reise gjennom fordøyelsessystemet kanalen, f.eks omgåelsen avlingen som observert i noen blodet-fôring insekter, eller studier undersøke hvor lenge væsker forbli spesielt strukturer, for eksempel midttarmen eller baktarm, som tiden mellom fôring, disseksjoner, og tenkelig tas hensyn.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne ikke avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av National Science Foundation (NSF) gir ingen. IOS 1354956. Vi takker Dr. Andrew D. Warren (McGuire senter for sommerfugler og biologisk mangfold, Florida Museum of Natural History, University of Florida) for tillatelse til å bruke butterfly bildene.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 20% sucrose solution | Domino Sugar | Sugar needed to produce the sucrose solution with dH2O | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Sigma-Aldrich | P5493 | 10X concentration diluted to 1X in dH2O for insect dissections |
| Single depression concave slide | AmScope | BS-C6 | Slide is necessary for feeding stage setup |
| Filter paper | EMD Millipore | NY6004700 (60 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY4104700 (41 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY3004700 (30 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY2004700 (20 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY1104700 (11 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TCTP04700 (10 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TETP04700 (8 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TMTP04700 (5 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | RTTP04700 (1 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Iris microdissecting scissors | Carolina Biological Supply Company | 623555 | Scissors used for dissections |
| Insect pins (#1) | Bioquip Products | 1208B1 | Pins used during dissections and feeding trials |
| Extra-fine point dissecting forceps | Carolina Biological Supply Company | 624684 | Dissecting equipment |
| Leica M205 C Stereoscope | Leica Microsystems | M205 C | Stereoscope used for dissections |
| Inverted confocal microscope | Olympus | IX81 | Fluorescent microscope used to detect magnetic nanoparticles |
| Fisherbrand PTFE Disposable Stir Bar | Fisherscientific | S68067 | Magnet used to detect nanoparticles |
| Kimtech Science Kimwipes | Kimberly-Clark Professional | 34155 | Tissues used to secure insects during feeding trials |
| House fly (Musca domestica) pupae | Mantisplace.com | insects for experiments | |
| Blue bottle fly (Calliphora vomitoria) pupae | Mantisplace.com | insects for experiments | |
| Cabbage butterfly (Pieris rapae) larvae | Carolina Biological Supply Company | 144102 | insects for experiments |
| Finnpipette F1 | ThermoFisher Scientific | 4641080N | micropipette for dispensing liquids |
| Finntip 250 pipette tips | ThermoFisher Scientific | 9400250 | micropipette tips |
| Microscope Glass cover slides (=coverslips) (24 x 24 mm) | AmScope | CS-S24-100 | coverslips for viewing the insect's crop on confocal microscope |
References
- Vijaysegaran, S., Walter, G. H., Drew, R. A. I. Mouthpart structure, feeding mechanisms, and natural food sources of adult Bactrocera (Diptera: Tephritidae). Ann Entomol Soc Am. 90, 184-201 (1997).
- Lehnert, M. S., Monaenkova, D., Andrukh, T., Beard, C. E., Adler, P. H., Kornev, K. G. Hydrophobic-hydrophilic dichotomy of the butterfly proboscis. J R Soc Interface. 10, 1-10 (2013).
- Zhao, J., Wu, J., Yan, S. Erection mechanism of glossal hairs during honeybee feeding. J Theor biol. 386, 62-68 (2015).
- Redak, R. A., Purcell, A. H., Lopes, J. R. S., Blua, M. J., Mizell, R. F. 3rd, Andersen, P. C. The biology of xylem fluid-feeding insect vectors of Xylella fastidiosa and their relation to disease epidemiology. Ann. Review Entomol. 49, 243-270 (2004).
- Büttiker, W., Krenn, H. W., Putterill, J. F. The proboscis of eye-frequenting and piercing Lepidoptera (Insecta). Zoomorphology. 116, 77-83 (1996).
- Light, J. E., Smith, V. S., Allen, J. M., Durden, L. A., Reed, D. L. Evolutionary history of mammalian sucking lice (Phthiraptera: Anoplura). BMC Evol Biol. 10, (2010).
- Krenn, H. W., Aspock, H. Form, function and evolution of the mouthparts of blood-feeding Arthropoda. Arthropod Struct Dev. 41, 101-118 (2012).
- Lehnert, M. P., Pereira, R. M., Koehler, P. G., Walker, W., Lehnert, M. S. Control of Cimex lectularius using heat combined with dichlorvos resin strips. Med Vet Entomol. 25, 460-464 (2011).
- Zaspel, J. M., Kononenko, V. S., Goldstein, P. Z. Another blood feeder? Experimental feeding of a fruit-piercing moth species on human blood in the Primorye Territory of far eastern Russia (Lepidoptera: Noctuidae: Calpinae). J Insect Behav. 20, 437-451 (2007).
- Barth, F. G. Insects and flowers: the biology of a partnership. , Princeton University Press. Princeton. (1991).
- Foil, L. D., Adams, W. V., McManus, J. M., Issel, C. J. Bloodmeal residues on mouthparts of Tabanus fuscicostatus (Diptera: Tabanidae) and the potential for mechanical transmission of pathogens. J Med Entomol. 24, 613-616 (1987).
- Monaenkova, D., et al. Butterfly proboscis: combining a drinking straw with a nanosponge facilitated diversification of feeding habits. J R Soc Interface. 9, 720-726 (2012).
- Lehnert, M. S., et al. Mouthpart conduit sizes of fluid-feeding insects determine the ability to feed from pores. Proc. R. Soc. B. 284, (2017).
- Grimaldi, D., Engel, M. S. Evolution of the insects. , Cambridge University Press. New York, NY. (2005).
- Adler, P. H., Foottit, R. G. Insect biodiversity: science and society. , Wiley Blackwell. Chichester, UK. (2009).
- Tsai, C. C., et al. Nanoporous artificial proboscis for probing minute amount of liquids. Nanoscale. 3, (2011).
- Krenn, H. W. Proboscis sensilla in Vanessa cardui (Nympahlidae, Lepidoptera): Functional morphology and significance of flower-probing. Zoomorphology. 118, 23-30 (1998).
- Plateau, J. A. F. Experimental and theoretical researches on the figures of equilibrium of liquid mass withdrawn from the action of gravity. (Transl). Annual Report of the Board Regents Smithsonian Institution. , Government Printing Office. Washington, DC. 207-285 (1863).
- Socha, J. J., Westneat, M. W., Harrison, J. F., Waters, J. S., Lee, W. -K. Real-time phase-contrast x-ray imaging: a new technique for the study of animal form and function. BMC Biol. 5, 6 (2007).
- Westneat, M. W., Socha, J. J., Lee, W. -K. Advances in biological structure, function and physiology using synchrotron x-ray imaging. Annu Rev Physiol. 70, 119-142 (2008).
- Lee, W. -K., Socha, J. J. Direct visualization of hemolymph flow in the heart of a grasshopper (Schistocerca americana). BMC Physiology. 9, 2 (2009).
- Lehnert, M. S., Mulvane, C. P., Brother, A. Mouthpart separation does not impede butterfly feeding. Arthropod Struct Dev. 43, 97-102 (2014).
- Lehnert, M. S., Beard, C. E., Gerard, P. D., Kornev, K. G., Adler, P. H. Structure of the lepidopteran proboscis in relation to feeding guild. J Morphol. 277, 167-182 (2016).
- Yan, H., Sung, B., Kim, M. -H., Kim, C. A novel strategy for functionalizable photoluminescent magnetic nanoparticles. Mater. Res. Express. 1, 045032 (2014).
- Kingsolver, J. G., Daniel, T. L. On the mechanics and energetics of nectar feeding in butterflies. J Theor Biol. 76, 167-179 (1979).
- Krenn, H. W. Feeding mechanisms of adult Lepidoptera: Structure, function, and evolution of the mouthparts. Ann Rev Entomol. 55, 307-327 (2010).
- Tsai, C. -C., Monaenkova, D., Beard, C. E., Adler, P. H., Kornev, K. G. Paradox of the drinking-straw model of the butterfly proboscis. J Exp Biol. 217, 2130-2138 (2014).
- Bauder, J. A. S., Handschuh, S., Metscher, B. D., Krenn, H. W. Functional morphology of the feeding apparatus and evolution of proboscis length in metalmark butterflies (Lepidoptera: Riodinidae). Biol J Linn Soc. 110, 291-304 (2013).
