Summary
Fluide-insectes ont la capacité d’acquérir d’infimes quantités de liquides dans des surfaces poreuses. Ce protocole décrit une méthode pour déterminer directement la capacité des insectes d’ingérer des liquides de surfaces poreuses à l’aide de solutions d’alimentation avec des nanoparticules fluorescentes, magnétiques.
Abstract
Fluide-insectes ingèrent une variété de liquides, qui sont présents dans l’environnement comme les piscines, films, ou confinés à petits pores. Études d’acquisition liquide nécessitent évaluation des relations de structure et la fonction de pièce buccale ; Toutefois, mécanismes d’absorption fluide sont historiquement déduits des observations de l’architecture structurelle, parfois sans accompagnement avec les données expérimentales. Nous rapportons ici une nouvelle méthode pour évaluer les capacités d’absorption du liquide avec des papillons (Lepidoptera) et flies (Diptera) à l’aide de petites quantités de liquides. Insectes sont nourris avec une solution de saccharose 20 % mélangée avec des nanoparticules fluorescentes, magnétiques de papier-filtre de la taille des pores spécifique. La récolte (structure interne utilisé pour stocker des fluides) est retirée de l’insecte et placée sur un microscope confocal. Un aimant est agité par la culture pour déterminer la présence de nanoparticules, qui indiquent si les insectes sont capables d’ingérer des liquides. Cette méthodologie est utilisée pour révéler un mécanisme alimentation généralisé (action capillaire et formation de ponts liquides) qui est potentiellement partagé chez les lépidoptères et les diptères en se nourrissant de surfaces poreuses. En outre, cette méthode peut être utilisée pour l’étude des mécanismes parmi une variété d’insectes fluide, y compris ceux qui sont importants dans la transmission de la maladie et biomimetics et potentiellement d’autres études qui impliquent des nano - ou micro-entreprises conduites d’alimentation où transport liquide exige la vérification.
Introduction
De nombreux groupes d’insectes ont des pièces buccales (proboscis) adaptés à l’alimentation sur les fluides, comme le nectar, pourriture des fruits, sève flux (p. ex. diptères1, lépidoptères2, hyménoptères,3), xylème (Hemiptera,4), larmes (Lepidoptera ( 5) et le sang (Phthiraptères6, Siphonaptera7, Diptera7, Hemiptera8, Lepidoptera,9). La capacité des insectes pour se nourrir de fluides est pertinente pour la santé de l’écosystème (par exemple la pollinisation10), la maladie transmission4,11, biodiversification2,12et études de l’évolution convergente13. Malgré la grande variété de sources de nourriture, un thème parmi certains insectes fluide est la capacité à acquérir de petites quantités de liquides, ce qui pourraient se limiter à la micro ou nano-taille des gouttelettes, films liquides ou les surfaces poreuses.
Compte tenu de la vaste diversité des insectes fluide (plus de 20 % de toutes les espèces animales14,15) et leur capacité à se nourrir sur une variété de sources de nourriture, comprendre leur alimentation des comportements et des mécanismes d’absorption du liquide est important dans de nombreux domaines. Fonctionnalité de pièce buccale insectes, par exemple, a joué un rôle dans le développement de la technologie biomimétique, par exemple, les dispositifs microfluidiques pouvant effectuer des tâches telles que l’acquisition de petites quantités de liquides à l’aide de méthodes similaires à celles employées par insectes16. Un problème fondamental dans les études des mécanismes d’absorption fluide, cependant, est déterminant non seulement comment insectes se nourrissent des fluides, mais acquérir des preuves expérimentales qui prend en charge le mécanisme. Uniquement à l’aide de comportement (p. ex., sondant avec la trompe12,17) comme un indicateur pour l’alimentation est insuffisant car elle ne confirme pas l’adoption réussie de fluides, et ne fournit un moyen pour déterminer l’itinéraire qui fluides de voyage pendant qu’ils traversent l’insecte. En outre, réaliser des expériences avec de petites quantités de liquides mieux représente des scénarios alimentation naturelles où les fluides sont une limitation ressource2,12.
X-ray phase imagerie de contraste a été utilisée avec le papillon monarque (Danaus plexippus L.) afin d’évaluer comment papillons se nourrissent de petites quantités de fluides de surfaces poreuses12. Papillons monarques utiliser capillarité via les espaces entre les projections cuticulaires (dorsale legulae) le long de la trompe pour fluides confinés à petits pores dans le canal alimentaire. Les fluides entrants forment une pellicule sur le mur de canal alimentaire qui se développe et s’effondre dans un pont liquide par Plateau instabilité12,18, qui est ensuite transporté au tube digestif de la butterfly par action de la pompe aspirante dans la tête. Bien que l’imagerie de contraste de phase aux rayons x est un outil optimal pour visualiser l’écoulement du fluide à l’intérieur des insectes12,19,20,21, la technique n’est pas facilement disponible et un plus pratique méthode est nécessaire pour une évaluation rapide de la capacité de l’insecte aux fluides de l’absorption et les ingérer.
Pour déterminer si le mécanisme d’alimentation pour d. plexippus s’applique aux autres lépidoptères et également à flies (Diptera) (les deux groupes se nourrir de liquides de surfaces poreuses), Lehnert et al. 13 appliqué une technique permettant d’évaluer la capacité de l’insecte se nourrissent de petites quantités de liquides provenant des surfaces poreuses, qui est rapportée en détail ici. Bien que le protocole décrit ici est pour les études qui utilisent humidifiés et surfaces poreuses, la méthodologie peut être modifiée pour d’autres études, comme celles traitant des mécanismes d’alimentation piscine. En outre, les applications s’étendent à d’autres domaines, y compris la technologie microfluidique et bioinspired.
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Protocol
1. insecte espèce, préparation de Solutions et de configuration de la Station d’alimentation
Remarque : les papillons du chou (Pieris rapae L., Pieridae) sont sélectionnés comme les espèces de lépidoptères représentant parce qu’ils ont été utilisés dans des études antérieures des capacités d’absorption du liquide et la pièce buccale morphologie22,23. Mouches domestiques (Musca domestica L., Muscidae) et les mouches de la bouteille bleue (Calliphora vomitoria L., Calliphoridae) sont utilisés parce qu’ils sont souvent observés se nourrissant de surfaces poreuses13.
- Ordre de P. rapae sous forme de larves d’un insecte fournisseur et à l’arrière sur artificiel de régime (voir Table des matières) jusqu'à ce qu’ils se transforment en pupes et émergent comme des adultes dans une chambre égale à 23 ° C et une photopériode 18 L : 6. Classement M. domestica et c. vomitoria comme nymphes et leur arrière dans les mêmes conditions environnementales que P. rapae. N’alimentez pas les papillons adultes et mouches après qu’ils émergent de la pupe avant les essais d’alimentation.
- Préparer une solution de saccharose de 20 % (contrôle) et une solution de nanoparticules de saccharose de 20 % à tester pour l’absorption du liquide. Préparer la solution de nanoparticules en ajoutant des nanoparticules magnétiques fluorescents (oxyde de fer avec un revêtement acide polyacrylique, environ 20 nm de diamètre)24 à une solution de saccharose de 20 % (1 mg/mL dH2O nanoparticules avec 20 % de sucrose solution 1:1). Préparer une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) 1 x (10 x dilué à 1 x dH2O, pH 7,4), qui est utilisé pour les dissections.
- Mettre en place une station d’alimentation qui se compose d’un manipulateur manuel avec une pince et stage alimentation séparée (une plate-forme plate) (Figure 1). Placez une lame concave sur la scène alimentaire et ont des filtres net en nylon d’un diamètre de taille de pore de 11, 20, 30, 41 ou 60 filtres µm et membrane avec des diamètres de taille de pores de 1, 5, 8 ou 10 µm à proximité pour les expériences d’alimentation.
2. protocole d’alimentation
- Envelopper le corps de l’insecte, les pattes et les ailes dans un papier de soie plissée. Positionner l’insecte de sorte que seulement la tête et les pièces buccales sont exposés. Placer les ailes de l’insecte entre deux lames de microscope, qui sont maintenues ensemble par la pince sur le manipulateur pour que l’insecte est suspendu au-dessus de la scène d’alimentation (Figure 1).
- Administrer une goutte de 30 µL de la solution de sucrose à 20 % ou de la solution de nanoparticules de saccharose de 20 % avec une micropipette vers le centre de la lame concave. Placer un papier filtre unique d’une taille de pores spécifique sur la lame concave afin que le centre du papier-filtre est aligné avec la goutte de la solution de nanoparticules. Le contact entre la goutte et le papier filtre entraîne la solution propagation le long du papier filtre, remplissant les pores (Figure 1).
Remarque : Le papier filtre est placé sur le dessus de la gouttelette, plutôt que l’inverse, pour réduire au minimum la présence potentielle de nanoparticules sur le dessus du filtre en papier où les insectes se nourrissent. - Positionner l’insecte avec le manipulateur de sorte que seulement les régions distales des pièces buccales peuvent communiquer avec le papier filtre mouillé sur la scène d’alimentation (Figure 1). Une insecte broche permet d’étendre les pièces buccales sur le papier filtre et permettre l’insecte nourrir pendant 45 s.
- Pour minimiser le risque d’insectes se nourrissant de films liquides qui pourraient être présentes sur la surface du papier filtre, placez les pièces buccales afin qu’ils soient en contact avec une partie du papier filtre qui est en contact avec la partie plate de la lame (i.e. pas directement au-dessus de la partie concave de la diapositive). Si l’insecte n’exprime pas un intérêt pour l’alimentation, les pièces buccales peuvent être tenus pour le papier filtre avec la goupille d’insectes pour la durée de l’alimentation.
3. dissections
- Placer la solution de PBS dans un verre de montre de 50 mm pour qu’il y a suffisamment de solution pour couvrir le corps de l’insecte. Placez le verre de montre sous un stéréoscope et position insecte dissection équipement (printemps micro ciseaux, épingles à insectes, pointe fine pince de dissection de la dissection) à côté du stéréoscope.
- Après l’alimentation, retirer le papier de soie de l’insecte et maintenez-le avec ailes fermées. Retirer la tête, les jambes et les ailes de l’insecte avec des ciseaux de dissection micro printemps et placer l’insecte dans la solution de PBS dans le verre de montre (Figure 2).
- Le cas échéant, anesthésier les insectes avant la dissection. Utilisation des forceps à organiser, la cuticule de l’insecte près de la partie distale de l’abdomen. Avec la main dominante, utiliser le micro de printemps disséquant des ciseaux pour couper la cuticule en direction antérieure le long de la face latérale de l’abdomen, en commençant à l’extrémité postérieure, jusqu'à ce que le thorax est atteint. Prenez particulièrement soin de veiller à ce que seulement la cuticule est coupée et que le tube digestif à l’intérieur de l’insecte n’est pas endommagé (Figure 2).
- Faire des réductions supplémentaires de la cuticule avec les ciseaux de dissection pour ouvrir l’abdomen pour faire apparaître le tube digestif à l’intérieur (Figure 2). Supprimer la cuticule abdominale, corps gras et autres structures avec l’aide de broches de l’insectes et les transférer à l’extérieur le verre de montre pour élimination ultérieure, laissant seulement le thorax et le tube digestif dans le verre de montre.
Remarque : La dissection va révéler la récolte, qui est une structure de forme de sac (l’extension du tube digestif), située près de la jonction du thorax et abdomen. - Si la culture n’est pas exposée, faire des incisions supplémentaires dans le thorax avec les ciseaux jusqu'à ce que la culture se révèle. Une fois que la récolte n’est visible, découper les parties restantes de l’insecte, laissant seulement le tube digestif avec la récolte dans le verre de montre (Figure 2).
Remarque : La récolte de lépidoptères est presque transparent et cellophane-comme dans la nature, qui peut être difficile de reconnaître si ce n'est pas rempli de fluides et élargi ou si elle est coupée pendant la dissection. - Utilisez pointe fine pince de dissection pour placer la récolte sur une lamelle couvre-objet (24 x 24 mm) pour l’imagerie ultérieur (Figure 2).
4. détermination des nanoparticules ingérées
- Position de la récolte sur la lamelle couvre-objet à l’aide de pinces de la dissection de la pointe fine soin afin d’éviter une rupture de la récolte. Utiliser le canal de CY3 (ou le contraste de phase) sur un microscope confocal inversé pour l’imagerie à un grossissement de 20 X. Images de la récolte immédiatement après dissection pour l’empêcher de se dessécher.
- Maintenir une agitation magnétique bar (41,3 mm de longueur et 8 mm de diamètre) dans la main qui n’est pas dans le contrôle de la phase d’exploitation du microscope.
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Representative Results
L’étude des patrons en capacités d’absorption du liquide chez les insectes fluide exige la détermination de la quelle se nourrissent. Le protocole décrit ici est utilisé pour tester l’hypothèse de taille de pore limitant chez les lépidoptères et les diptères13. L’hypothèse de taille de pore limitant affirme qu’insectes liquide ne peut pas nourrir des pores remplis de liquide, si le diamètre de taille de pore est plus petit que le diamètre des conduites alimentaires12. Des fluides entrants de la surface poreuse doivent former un pont liquid stable, par l’intermédiaire de l’instabilité de Plateau18, pour surmonter la pression capillaire, gardant les liquides dans les pores et pour fournir une surface liquide pour la pompe aspirante à agir sur. Insectes de tailles différentes (Figure 3), les conduites d’alimentation sont prévus pour se distinguent par la plus petite taille de pore, d'où qu’ils puissent nourrir.
La taille des pores limitant pour chaque espèce est calculée selon la capacité de 50 % des personnes testées se nourrit d’une taille de pores spécifique du papier filtre13. Insectes nourris avec la solution de saccharose de 20 % (contrôle) n’avaient pas de nanoparticules dans leurs cultures. Après que les insectes ont été disséqués afin d’évaluer si les nanoparticules ont été ingérés, leurs pièces buccales ont été photographiés avec un microscope confocal pour mesurer les conduites dans les régions proximales et distales (Figure 3). Distales et proximales de mesures ont été prises parce qu’il pourrait servir d’indicateur de l’endroit critique où les fluides entrer les pièces buccales, c'est-à-dire, une relation étroite entre la taille de pièce buccale conduit et limitant la taille des pores pourrait fournir indirecte éléments de preuve pour les structures de pièce buccale qui facilitent l’action capillaire. Le diamètre du canal alimentaire pour Proboscis de P. rapae a mesuré près de la région de pointe (mesure distale) et à 30 % de la longueur de la trompe (région proximale). Le diamètre moyen des cinq pseudotracheae a été utilisé comme mesure distale et le diamètre de l’ouverture buccale était mesuré d’après la mesure proximale pour chaque échantillon de mouche.
Ce protocole a révélé une relation étroite entre les tailles conduit pièce buccale distale et la taille des pores plus petite dont les insectes peuvent nourrir (Figure 4). Éléments de preuve indiquaient que l’absorption du liquide pour les espèces de diptères se produit d’abord dans le pseudotracheae (mesure de la pièce buccale distale) plutôt que de l’oral (mesure de la pièce buccale proximale) d’ouverture en se nourrissant de surfaces poreuses (Figure 4). Fait intéressant, l’architecture structurelle de le pseudotracheae est similaire à celle des pièces buccales chez les lépidoptères et se compose de structures cuticulaires qui pourraient favoriser l’absorption liquide par capillarité, un exemple d’évolution convergente,13. La relation étroite entre la limitation de la taille des pores et tailles conduit pièce buccale fournit des preuves supportant la capillarité comme un élément important pour l’absorption de liquide chez les lépidoptères et les diptères.
Figure 1 : montage expérimental et alimentation station. (A), l’installation se compose de l’encapsulation de l’insecte dans un papier de soie (tp) et placer les ailes de l’insecte entre deux diapositives (sl), qui sont maintenues ensemble par une pince (cl) attachée à un manipulateur (ma) avec boutons réglables (ak). Trompe de l’insecte (pr) est abaissée à une phase d’alimentation (st), qui possède un filtre en papier (fp) qui est placé dans une gouttelette (dr) de la solution de nanoparticules qui est administrée à une diapositive concave (cs). (B) schéma montrant l’emplacement de la gouttelette en papier filtre sur la lame concave. (C), la goutte de la NANOPARTICULE solution répand (flèches) dans le filtre en papier par l’intermédiaire d’action capillaire pour créer une surface poreuse d’alimentation. Image microscope à fluorescence (D) de vue dorsale d’isopore filtre montrant pores (po) (10 µm) avec solution de nanoparticules (20 X grossissement, CY3 canal). Aucun film liquide a été observée sur la surface. (E) microscope Confocal z-pile l’image de la solution (ns) de nanoparticules dans les pores du filtre isopore (10 µm). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : détection de Dissection et nanoparticules. (A), Forceps (fo) sont utilisés pour sécuriser l’insecte (M. domestica ci-contre, fl). (B) l’insecte d’ailes, tête et jambes sont supprimés. Ciseaux (C) (sc) est utilisés pour couper le côté latéral de l’abdomen. (D) la reproduction des structures (oeufs, par exemple) et les parties inutiles du canal digestif sont supprimées avec une pince supplémentaire. Les autres structures (E) sont retirées pour isoler la récolte (cr). (F) isolé des cultures prêt pour détecter la présence de nanoparticules. (G) la culture est placée sur une lamelle couvre-objet (cs) et est déplacée vers un microscope confocal inversé. Un bar à agitation magnétique (ma) est agitée près de la récolte à provoquer le mouvement des nanoparticules. (H) mouvement de nanoparticules (décrite dans les cercles rouges) dans la culture de c. vomitoria avec la microscopie en contraste de phase. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Lepidoperan et structures de diptères pièce buccale. (A) image de tomographie par ablation Laser montrant la trompe lépidoptères (pr), qui se compose de deux Galéas maxillaires allongées qui se réunissent en reliant des structures (legulae) qui créent un canal alimentaire (fc) pour l’absorption du liquide. L’encart (image microscope confocal) montre le legulae dorsal (dl) près de la partie distale de la trompe. Les espaces entre la dorsale legulae fournissent l’action capillaire pour amener des liquides dans le canal alimentaire. (B) chaque u galea a une trachée (tr), nerveuse et la musculature intrinsèque (im). Pièces buccales diptères (C) se composent d’un rostre (ro), haustellum et un labellum distale (lb) qui a des petits conduits, pseudotracheae (pt) (voir image confocale en médaillon), qui rayonnent à partir d’une ouverture centrale par voie orale (op).L’image de tomographie par ablation laser montre également les yeux composés (EC) et les palpes maxillaires (mp). (D) la nourriture canal, qui relie à l’oral d’ouverture est partiellement composé de labre (la) et le labium (lm). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : relation entre insectes pièces buccales et pore les tailles de qui ils peuvent nourrir. Limitant la taille des pores est liée au diamètre (moyenne ± SEM) des conduites de pièce buccale distale plutôt que les canaux alimentaires proximale. Musca domestica est illustrée ci-dessous c. vomitoria. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Fonctionnalité de pièce buccale insectes historiquement est déduite à partir des études de morphologie générale (p. ex.., lépidoptères trompe fonctionnalités liées à une consommation de paille25,26) ; Toutefois, des études récentes qui intègrent les données expérimentales ont donné lieu à un changement de paradigme dans notre compréhension de la complexité des pièces buccales insectes et structure-fonction des relations2,12,13 , 22 , 27. bien que les techniques d’imagerie modernes, comme l’analyse au microscope électronique23, microscopie confocale,22, micro tomographie (micro-CT)28et tomographie à ablation laser (Figure 3), fournissent opportunités pour des études détaillées de morphologie, preuve pour la fonctionnalité devrait être accompagnée d’une expérimentation.
La méthode décrite ici révèle que la capillarité peut être un mécanisme essentiel employé par les insectes lorsque mouillées à tète de surfaces poreuses. En utilisant le comportement alimentaire (e.g.,12,17de palpage) seul n'aurait pas révélé ce mécanisme, d’alimentation comme certains individus qui ont sondé les surfaces avec leurs pièces buccales étaient incapables de se nourrir, en particulier celles prévues papiers filtres avec pore diamètre de taille plus petite que le diamètre des conduits pièce buccale. En outre, inspection de la récolte afin de déterminer s’il était rempli de fluide serait également insuffisante, car la quantité de liquides ingérés dans ces expériences étaient trop petits pour une évaluation visuelle, c'est-à-dire, les cultures de certains insectes est apparu dégonflés, mais NANOPARTICULES étaient encore présents, indiquant que les fluides ont été ingérés.
La capacité de manipuler de petits insectes, manipuler leurs pièces buccales avec une insecte broche et effectuer soigneusement les dissections représentent certaines des étapes critiques et les limites de la méthodologie décrite. Il y avait des cas, par exemple, où les dissections résulte en coupant la récolte, qui a rendu l’insecte inutilisable pour l’étude, car le contenu de la crème (éventuellement contenant la solution de nanoparticules) mélangé à la solution de PBS dans le verre de montre, rend difficile de vérifier l’ingestion de nanoparticules. En outre, la fluorescence de l’auto de la cuticule des insecte peut interférer avec la microscopie fluorescente comme seul moyen de visualiser les nanoparticules ; Toutefois, l’imagerie confocale avec contraste de phase éliminé ce problème et a fourni un autre moyen pour évaluation visuelle (Figure 2), qui souligne également la raison pour laquelle l’utilisation de nanoparticules magnétiques est optimale plutôt que seulement les nanoparticules fluorescentes. Bien que ce protocole constitue un moyen d’évaluer la capacité des insectes d’ingérer des liquides, l’une des limites est qu’elle ne fournit pas un moyen de visualiser les nanoparticules alors qu’ils sont ingérés ; par conséquent, éliminant la possibilité pour l’étude de la dynamique des fluides pendant le processus de capture.
La technique décrite ici fournit une méthode permettant d’évaluer la capacité des insectes d’ingérer de petites quantités de liquides. Étant donné la grande diversité des insectes fluide, ce protocole pourrait être employé dans d’autres études d’insectes avec micro - et nano-entreprises conduites dans leurs pièces buccales. En outre, les études à venir pourraient utiliser une technique semblable pour déterminer le chemin d’accès fluides traversent le tube digestif, par exemple, sans passer par la culture tel qu’observé chez certains insectes qui se nourrissent de sang, ou des études qui examinent les fluides combien de temps restent en particulier Ouvrages d’art, tels que l’intestin moyen ou hindgut, aussi longtemps que le temps entre alimentation, dissections et d’imagerie sont pris en compte.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par la National Science Foundation (NSF) grant no. IOS 1354956. Nous remercions le Dr Andrew D. Warren (McGuire Center for lépidoptères et biodiversité, Florida Museum of Natural History, University of Florida) pour obtenir l’autorisation d’utiliser les images de papillon.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 20% sucrose solution | Domino Sugar | Sugar needed to produce the sucrose solution with dH2O | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Sigma-Aldrich | P5493 | 10X concentration diluted to 1X in dH2O for insect dissections |
| Single depression concave slide | AmScope | BS-C6 | Slide is necessary for feeding stage setup |
| Filter paper | EMD Millipore | NY6004700 (60 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY4104700 (41 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY3004700 (30 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY2004700 (20 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY1104700 (11 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TCTP04700 (10 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TETP04700 (8 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TMTP04700 (5 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | RTTP04700 (1 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Iris microdissecting scissors | Carolina Biological Supply Company | 623555 | Scissors used for dissections |
| Insect pins (#1) | Bioquip Products | 1208B1 | Pins used during dissections and feeding trials |
| Extra-fine point dissecting forceps | Carolina Biological Supply Company | 624684 | Dissecting equipment |
| Leica M205 C Stereoscope | Leica Microsystems | M205 C | Stereoscope used for dissections |
| Inverted confocal microscope | Olympus | IX81 | Fluorescent microscope used to detect magnetic nanoparticles |
| Fisherbrand PTFE Disposable Stir Bar | Fisherscientific | S68067 | Magnet used to detect nanoparticles |
| Kimtech Science Kimwipes | Kimberly-Clark Professional | 34155 | Tissues used to secure insects during feeding trials |
| House fly (Musca domestica) pupae | Mantisplace.com | insects for experiments | |
| Blue bottle fly (Calliphora vomitoria) pupae | Mantisplace.com | insects for experiments | |
| Cabbage butterfly (Pieris rapae) larvae | Carolina Biological Supply Company | 144102 | insects for experiments |
| Finnpipette F1 | ThermoFisher Scientific | 4641080N | micropipette for dispensing liquids |
| Finntip 250 pipette tips | ThermoFisher Scientific | 9400250 | micropipette tips |
| Microscope Glass cover slides (=coverslips) (24 x 24 mm) | AmScope | CS-S24-100 | coverslips for viewing the insect's crop on confocal microscope |
References
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