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Biology

L'ingestione di fluorescente, nanoparticelle magnetiche per determinare la capacità di assorbimento di liquido negli insetti

doi: 10.3791/56619 Published: December 20, 2017

Summary

Fluido di alimentazione gli insetti hanno la capacità di acquistare piccole quantità di liquidi da superfici porose. Questo protocollo descrive un metodo per determinare direttamente la capacità per gli insetti di ingerire liquidi da superfici porose utilizzando soluzioni d'alimentazione con nanoparticelle fluorescenti, magnetiche.

Abstract

Fluido di alimentazione insetti ingeriscono una varietà di liquidi, che sono presenti nell'ambiente come piscine, pellicole, o confinati a piccoli pori. Gli studi del liquido acquisizione richiedono valutazione relazioni di struttura e funzione di parte della bocca; Tuttavia, meccanismi di assorbimento fluido storicamente vengono dedotti dalle osservazioni di architettura strutturale, a volte non accompagnato con prove sperimentali. Qui, segnaliamo un nuovo metodo per la valutazione della capacità di assorbimento di liquido con farfalle (Lepidoptera) e mosche (Diptera) utilizzando piccole quantità di liquidi. Gli insetti sono alimentati con una soluzione di saccarosio 20% mescolata con nanoparticelle fluorescenti, magnetiche da filtri di carta delle dimensioni dei pori specifici. Il raccolto (struttura interna utilizzata per la conservazione dei liquidi) è rimosso dall'insetto e collocato su un microscopio confocale. Un magnete è sventolato la coltura per determinare la presenza di nanoparticelle, che indicano se gli insetti sono in grado di ingerire liquidi. Questa metodologia viene utilizzata per rivelare un diffuso meccanismo di alimentazione (azione capillare e la formazione di liquido ponte) che è potenzialmente condivisa tra lepidotteri e Ditteri quando si alimentano da superfici porose. Inoltre, questo metodo può essere utilizzato per studi di meccanismi tra una varietà di insetti d'alimentazione fluido, compresi quelli di importante nella trasmissione della malattia e biomimetica e potenzialmente altri studi che coinvolgono un nano o micro-imprese condotti di alimentazione dove trasporto liquido richiede la verifica.

Introduction

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Molti gruppi degli insetti hanno apparato boccale (proboscide) adattato per cibarsi di fluidi, ad esempio nettare, frutta, di decomposizione sap flussi (ad es. Ditteri1, Lepidoptera2, imenotteri3), xilema (Hemiptera4), lacrime (Lepidoptera 5) e il sangue (Phthiraptera6, Siphonaptera7, Ditteri7, Hemiptera8, Lepidoptera9). La capacità degli insetti di nutrirsi di fluidi è rilevante per la salute dell'ecosistema (per esempio l'impollinazione10), malattia trasmissione4,11, morfofunzionale2,12e studi di evoluzione convergente13. Nonostante l'ampia varietà di fonti di cibo, un tema fra alcuni insetti d'alimentazione fluido è la possibilità di acquistare piccole quantità di liquidi, che potrebbero essere limitati alle goccioline micro o nano-dimensioni, pellicole liquide o superfici porose.

Data la vasta diversità di insetti d'alimentazione fluido (oltre il 20% di tutte le specie animali14,15) e la loro capacità di alimentazione su una varietà di fonti dell'alimento, comprendere la loro alimentazione comportamenti e meccanismi di assorbimento di liquido è importante in molti campi. Funzionalità di parte della bocca dell'insetto, per esempio, ha giocato un ruolo nello sviluppo della tecnologia biomimetici, ad esempio, dispositivi microfluidici che possono eseguire attività quali l'acquisizione di piccole quantità di liquidi utilizzando metodi simili a quelli impiegati da insetti16. Un problema fondamentale negli studi dei meccanismi di assorbimento fluido, tuttavia, è determinare non solo come gli insetti si nutrono di fluidi, ma l'evidenza sperimentale che supporta il meccanismo di acquisizione. Utilizzando esclusivamente il comportamento (ad es., sondando con la proboscide12,17) come un indicatore per l'alimentazione è insufficiente perché non confermare il successo assorbimento dei liquidi, né fornisce un mezzo per determinare la route che fluidi di viaggio che passano attraverso l'insetto. Inoltre, effettuando esperimenti con piccole quantità di fluidi meglio rappresenta gli scenari d'alimentazione naturali dove i fluidi sono una limitazione delle risorse2,12.

X-ray imaging contrasto è stato utilizzato con la farfalla monarca (Danaus plexippus L.) per valutare come le farfalle si nutrono di piccole quantità di liquidi da superfici porose12fase. Farfalle monarca utilizzare azione capillare tramite spazi tra proiezioni cuticolari (dorsale legulae) lungo la proboscide per portare fluidi confinati a piccoli pori nel canale alimentare. I fluidi in ingresso formano una pellicola sulla parete del canale alimentare che cresce e collassa in un ponte liquido da Plateau instabilità12,18, che viene quindi trasportato all'intestino della farfalla di azione della pompa succhia in testa. Anche se imaging di contrasto di fase a raggi x è uno strumento ottimo per la visualizzazione di flusso del fluido all'interno di insetti12,19,20,21, la tecnica non è prontamente disponibile e un più conveniente Metodo è necessario per la rapida valutazione della capacità di un insetto di fluidi di assorbimento e li ingeriscono.

Per determinare se il meccanismo di alimentazione per d. plexippus vale per altri lepidotteri e anche per mosche (Diptera) (entrambi i gruppi si nutrono di liquidi da superfici porose), Lehnert et al. 13 applicata una tecnica per la valutazione della capacità di un insetto di piccole quantità di liquidi si nutrono da superfici porose, che è segnalata dettagliatamente qui. Sebbene il protocollo descritto qui è per gli studi che utilizzano bagnati e superfici porose, la metodologia può essere alterata per altri studi, come quelli d'alimentazione piscina meccanismi di indirizzamento. Inoltre, le applicazioni di estendono ad altri campi, compresa la tecnologia microfluidica e ispirati.

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Protocol

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1. insetto specie, preparazione di soluzioni e di alimentazione stazione Setup

Nota: le farfalle di cavolo (Pieris rapae L., Pieridae) sono selezionati come le specie di lepidotteri rappresentante perché sono stati utilizzati in studi precedenti di capacità di assorbimento di liquido e parte della bocca morfologia22,23. Casa mosche (Musca domestica L., Muscidae) e mosche blu bottiglia (vomitoria di Calliphora L., Calliphoridae) vengono utilizzati perché si osservano spesso alimentazione su superfici porose13.

  1. Ordine p. rapae come larve da un fornitore di insetto e posteriore li su artificiale dieta (Vedi Tabella materiali) finché si impupano ed emergere come adulti in una camera climatica impostato a 23 ° C ed un fotoperiodo di 18 L: 6. Ordine M. domestica e c. vomitoria come pupe e allevarli alle stesse condizioni ambientali p. rapae. Non mangiare mosche e farfalle adulte dopo che emergono dalle pupe prima le prove di alimentazione.
  2. Preparare una soluzione di saccarosio 20% (controllo) e una soluzione di nanoparticelle 20% saccarosio per verificare l'assorbimento fluido. Preparare la soluzione di nanoparticelle con l'aggiunta di nanoparticelle magnetiche fluorescente (ossido di ferro con un rivestimento acido poliacrilico, circa 20 nm di diametro)24 a una soluzione di saccarosio (1 mg/mL dH2O nanoparticelle con saccarosio al 20% di 20% soluzione 1:1). Preparare una soluzione di 1 x di tampone fosfato salino (PBS) (10x diluito a 1 x in dH2O, pH 7.4), che viene utilizzato per le dissezioni.
  3. Impostare una stazione di alimentazione che consiste di un manipolatore manuale con una pinza e una fase di alimentazione separata (una pedana piatta) (Figura 1). Disporre un vetrino concavo sulla fase d'alimentazione e hanno filtri rete in nylon con diametri di dimensione del poro di 11, 20, 30, 41 o 60 µm e membrana filtri con pori diametri di dimensione di 1, 5, 8, o 10 µm nelle vicinanze per le prove di alimentazione.

2. protocollo di alimentazione

  1. Avvolgere il corpo dell'insetto, zampe e ali in una velina piegata. Posizionare l'insetto in modo che solo la testa e l'apparato boccale sono esposti. Mettere le ali dell'insetto tra due vetrini da microscopio, che sono tenuti insieme mediante il morsetto sul manipolatore affinché l'insetto viene sospesa sopra la fase di alimentazione (Figura 1).
  2. Somministrare una goccia di 30 µ l di soluzione di saccarosio al 20% o la soluzione di nanoparticelle di saccarosio 20% con una micropipetta al centro del vetrino concavo. Posizionare una singola carta da filtro di dimensioni specifiche poro il vetrino concavo in modo che il centro della carta da filtro è allineato con la goccia della soluzione di nanoparticelle. Il contatto tra la goccia e la carta da filtro risultati nella soluzione diffondendo lungo la carta da filtro, riempimento dei pori (Figura 1).
    Nota: La carta da filtro è posizionata sopra la goccia, piuttosto che l'altro senso intorno, per ridurre al minimo la potenziale presenza di nanoparticelle in cima alla carta filtro dove gli insetti da mangiare.
  3. Posizionare l'insetto con il manipolatore in modo che solo le regioni distali dell'apparato boccale possono contattare la carta da filtro bagnata sulla fase di alimentazione (Figura 1). Utilizzare un pin di insetto per estendere l'apparato boccale sulla carta da filtro e consentire l'insetto sfamare per 45 s.
  4. Per ridurre al minimo la possibilità di insetti che si alimenta sul pellicole liquide che potrebbero essere presenti sulla superficie della carta da filtro, posizionare l'apparato boccale in modo che essi sono in contatto con una parte della carta da filtro che sta toccando la parte piatta della diapositiva (vale a dire. non direttamente sopra la parte concava della diapositiva). Se l'insetto non esprime un interesse per l'alimentazione, l'apparato boccale possono terrà per il filtro di carta con il pin dell'insetto per tutta la durata del tempo d'alimentazione.

3. le dissezioni

  1. Posizionare la soluzione PBS in un vetro da orologio 50 millimetri in modo che c'è una soluzione abbastanza per coprire il corpo dell'insetto. Posizionare il vetro d'orologio sotto un insetto stereoscopio e posizione dissezione attrezzature (primavera micro dissezione Forbici, spilli entomologici, punta fine forcipe di dissezione) accanto allo stereoscopio.
  2. Dopo l'alimentazione, rimuovere l'insetto dalla carta velina e tenere con le ali chiuse. Rimuovere la testa, le gambe e le ali dell'insetto con le forbici per dissezione micro di primavera e l'insetto nella soluzione PBS nel vetro d'orologio (Figura 2).
  3. Se necessario, anestetizzare gli insetti prima di dissezioni. Utilizzare pinze per tenere l'insetto per la cuticola nei pressi della regione distale dell'addome. Con la mano dominante, uso il micro di primavera per dissezione Forbici per tagliare le cuticole in un senso anteriore lungo il lato laterale dell'addome, a partire all'estremità posteriore, fino a raggiunta il torace. Faccia particolare attenzione per garantire che solo la cuticola è tagliata e che il tubo digerente all'interno l'insetto non è danneggiato (Figura 2).
  4. Effettuare ulteriori tagli della cuticola con le forbici per dissezione per aprire l'addome per rivelare il canale alimentare all'interno (Figura 2). Rimuovere la cuticola addominale, corpo grasso e altre strutture con l'aiuto di spilli entomologici e spostarli fuori il vetro d'orologio per successivo smaltimento, lasciando solo il torace e il canale alimentare nel vetro d'orologio.
    Nota: La dissezione rivelerà il raccolto, che è una struttura di sac-like (un'estensione del canale alimentare) situata vicino all'intersezione del torace e dell'addome.
  5. Se il raccolto non è esposto, fare ulteriori incisioni nel torace con le forbici, fino a quando il raccolto è rivelato. Quando il raccolto è visibile, tagliare via le parti restanti dell'insetto lasciando solo il canale alimentare con la coltura nel vetro d'orologio (Figura 2).
    Nota: Il ritaglio di lepidotteri è quasi trasparente e cellophane-come in natura, che potrebbe essere difficile da riconoscere se non è stato riempito con liquidi e ampliato o se è tagliato durante la dissezione.
  6. Utilizzare forcipe di dissezione a punta fine per posizionare il raccolto su un vetrino coprioggetti (24 x 24 mm) per formazione immagine successiva (Figura 2).

4. la determinazione delle nanoparticelle ingerite

  1. Posizione il raccolto il coprivetrino con punta fine per dissezione forcipe usando cura prevenire la rottura del raccolto. È possibile utilizzare il canale di CY3 (o contrasto di fase) su un microscopio confocale invertito per l'imaging a 20 ingrandimenti. Immagine il raccolto immediatamente dopo la dissezione per evitare che si secchino.
  2. Tenere un ancoretta magnetica (41,3 mm di lunghezza e 8 mm di diametro) con la mano che non è nel controllo della fase operativa del microscopio.
Onde l'ancoretta magnetica e indietro vicino il raccolto (circa 10 millimetri di distanza dal raccolto) affinché ogni avanti e indietro il movimento prende circa un secondo (Figura 2).
  • Mentre l'ancoretta magnetica è sventolato, ispezionare la coltura per le nanoparticelle. Muovere lentamente avanti e indietro la fase operativa mentre guardando attraverso la lente oculare del microscopio per il movimento di nanoparticelle all'interno il raccolto quasi trasparente. Se le nanoparticelle sono presenti nel foraggio, che indica alimentazione positiva, risponderanno e onda all'unisono con il magnetico mescolare bar (Figura 2).
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    Representative Results

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    Lo studio di modelli nelle capacità di assorbimento di liquido fra insetti d'alimentazione fluido richiede determinazione di quando l'alimentazione si verifica. Il protocollo descritto qui è utilizzato per verificare l'ipotesi di dimensione dei pori limitante tra lepidotteri e Ditteri13. L'ipotesi di dimensione dei pori limitante afferma che fluido di alimentazione gli insetti non possono nutrire da pori pieni di liquido, se il diametro di dimensione dei pori è inferiore al diametro dei conduttori d'alimentazione12. Fluidi in ingresso dalla superficie porosa devono formare un ponte liquido stabile, via altopiano instabilità18, per superare la pressione capillare mantenendo i liquidi nei pori e per fornire una superficie liquida per la pompa di suzione di agire su. Insetti con tubi di diverse dimensioni (Figura 3) di alimentazione sono preveduti per differire la più piccola dimensione dei pori da cui possono alimentarsi.

    Il formato del poro limitante per ciascuna specie viene calcolato in base la capacità per il 50% degli individui testati per nutrirsi di un specifico dei pori del filtro di carta13. Gli insetti alimentati soluzione di saccarosio al 20% (controllo) non hanno avuto nanoparticelle nelle loro colture. Dopo che gli insetti sono stati sezionati per valutare se le nanoparticelle sono state ingerite, il loro apparato boccale erano imaged con un microscopio confocale per misurare i condotti nelle regioni distali e prossimali (Figura 3). Sono state effettuate misurazioni distale e prossimale, perché potrebbe servire come un indicatore di posizione critica in cui fluidi immettere l'apparato boccale, cioè, una stretta relazione tra le dimensioni del condotto di parte della bocca e limitando la dimensione dei pori potrebbe fornire indiretta prove per strutture di parte della bocca che facilitano l'azione capillare. I diametri del canale alimentare per proboscidi molto di p. rapae sono stati misurati nei pressi della regione di punta (misura distale) e al 30% della lunghezza proboscide (regione prossimale). Il diametro medio delle cinque pseudotrachee è stato usato come la misura distale e il diametro dell'apertura orale è stato misurato come la misurazione prossimale per ogni esemplare di volare.

    Questo protocollo ha rivelato una stretta relazione tra dimensioni di condotto distale parte della bocca e il più piccolo formato del poro da cui gli insetti possono alimentare (Figura 4). La prova ha indicato che l'assorbimento fluido per le specie di Ditteri si verifica prima nelle pseudotrachee (misurazione della parte della bocca distale) piuttosto che l'orale (misura prossimale parte della bocca) di apertura quando si alimentano da superfici porose (Figura 4). Interessante, l'architettura strutturale delle pseudotrachee è simile a quella dell'apparato boccale lepidotteri ed è costituito da strutture cuticolari che potrebbero promuovere l'assorbimento fluido attraverso l'azione capillare, un esempio di evoluzione convergente13. Lo stretto rapporto tra il limite di dimensione dei pori e dimensioni condotto parte della bocca fornisce la prova che sostiene l'azione capillare come componente importante per l'assorbimento fluido tra lepidotteri e Ditteri.

    Figure 1
    Figura 1: messa a punto sperimentale e stazione di alimentazione. (A), l'installazione è costituita da avvolgendo l'insetto in una carta velina (tp) e posizionando le ali dell'insetto tra due diapositive (sl), che sono tenuti insieme da un morsetto (cl) collegato a un manipolatore (ma) con manopole regolabili (ak). Proboscide dell'insetto (pr) viene abbassato a una fase di alimentazione (st), che ha una carta da filtro (fp) che viene inserita una gocciolina (dr) della soluzione di nanoparticelle che viene somministrata a una diapositiva concava (cs). (B) schema mostrando il posizionamento della gocciolina e carta da filtro il vetrino concavo. (C), la goccia della nanoparticella soluzione si diffonde (frecce) attraverso il filtro di carta tramite azione capillare per creare una superficie porosa di alimentazione. Immagine al microscopio fluorescente (D) di vista dorsale di isopore filtro visualizzando i pori (po) (10 µm) con soluzione di nanoparticelle (20 ingrandimenti, canale di CY3). Nessuna pellicola liquida è stata osservata sulla superficie. (E) immagine di z-stack microscopio confocale nanoparticella soluzione (ns) che mostra nei pori del filtro isopore (10 µm). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

    Figure 2
    Figura 2: rilevamento di dissezione e nanoparticelle. (A) forcipe (fo) vengono utilizzato per proteggere l'insetto (M. domestica mostrato qui, fl). (B) l'insetto di ali, testa e gambe vengono rimossi. (C) forbici (sc) vengono utilizzate per tagliare aperto laterale dell'addome. (D) riproduttivo strutture (uova, ad esempio) e non necessari parti del canale alimentare vengono rimossi con il forcipe ulteriore. (E) strutture aggiuntive vengono rimossi per isolare il raccolto (cr). (F) isolata ritagliare pronto per rilevare la presenza di nanoparticelle. (G) il raccolto viene posizionato su un vetrino coprioggetto (cs) e viene spostato in un microscopio confocale rovesciato. Un ancoretta magnetica (ma) è sventolata vicino il raccolto per provocare il movimento delle nanoparticelle. (H) movimento di nanoparticelle (evidenziato in rossi cerchi) nella coltura di c. vomitoria con microscopia di contrasto di fase. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

    Figure 3
    Figura 3: Lepidoperan e strutture di Ditteri parte della bocca. (A) immagine di tomografia di ablazione Laser mostrando la proboscide lepidottero (pr), che si compone di due galee mascellari allungate che si uniscono mediante il collegamento di strutture (legulae) che creano un canale alimentare (fc) per l'assorbimento fluido. L'inserto (immagine al microscopio confocale) Mostra la dorsale legulae (dl) nei pressi della regione distale della proboscide. Gli spazi tra la dorsale legulae forniscono azione capillare per portare liquidi nel canale alimentare. (B) a forma di C ogni galea dispone di una trachea (tr), il nervo e la muscolatura intrinseca (im). Apparato boccale di Ditteri (C) sono costituiti da un rostro (ro), haustellum e un labello distale (lb) che ha piccoli condotti, pseudotrachee (pt) (mostrati nell'immagine confocale in inserto), che si irradiano da un'apertura orale centrale (op).L'immagine di tomografia di ablazione laser Mostra anche l'occhio composto (ce) e i palpi mascellari (mp). (D) il cibo canal, che collega con l'apertura orale è parzialmente composto di labrum (la) e il labbro inferiore (lm). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

    Figure 4
    Figura 4: relazione tra apparato boccale degli insetti e dei pori formati da cui possono alimentarsi. Il formato del poro limitante è relativo al diametro (media ± SEM) di condotti distale parte della bocca, piuttosto che i canali di cibo prossimale. Di seguito è riportato la Musca domestica c. vomitoria. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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    Discussion

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    Funzionalità di parte della bocca dell'insetto storicamente viene dedotto dagli studi della morfologia lordo (ad es., lepidotteri proboscide funzionalità relative a un bere di paglia25,26); Tuttavia, recenti studi che incorporano la prova sperimentale hanno provocato un cambiamento di paradigma nella nostra comprensione della complessità dell'apparato boccale degli insetti e struttura-funzione relazioni2,12,13 , 22 , 27. anche se moderne tecniche di imaging, quali la scansione microscopia elettronica23, microscopia confocale22, micro tomografia computata (micro-CT)28e tomografia di ablazione laser (Figura 3), forniscono opportunità per dettagliati studi di morfologia, prova per funzionalità dovrebbe essere accompagnata con la sperimentazione.

    Il metodo qui descritto rivela che la capillarità potrebbe essere un meccanismo essenziale impiegato da insetti quando alimentazione dal contatto con superfici porose. Utilizzando comportamento alimentare (ad es., sondando12,17) da solo non sarebbe hanno rivelato questo meccanismo, di alimentazione come alcuni individui che sondato le superfici con il loro apparato boccale erano in grado di alimentare, in particolare quelli forniti carta da filtro con pori di diametri di dimensione inferiori al diametro dei condotti parte della bocca. Inoltre, ispezione del raccolto per determinare se è stato riempito di liquido anche sarebbe insufficiente, come la quantità di liquidi ingeriti in questi esperimenti erano troppo piccoli per la valutazione visiva, cioè, le colture di alcuni insetti apparso sgonfiate, ma le nanoparticelle erano ancora presenti che indica che i fluidi sono stati ingeriti.

    La capacità di gestire piccoli insetti, manipolare il loro apparato boccale con un pin di insetto ed eseguire un'attenta dissezioni rappresentano alcune delle fasi critiche e le limitazioni della metodologia descritta. Ci sono stati casi, ad esempio, dove le dissezioni provocate il raccolto, che rendeva l'insetto inutilizzabile per lo studio perché il contenuto del raccolto (possibilmente contenente la soluzione di nanoparticelle) mescolato con la soluzione di PBS nel vetro d'orologio, di taglio rendendo difficile verificare l'ingestione delle nanoparticelle. Inoltre, la fluorescenza di auto della cuticola dell'insetto può interferire con utilizzo di microscopia fluorescente come l'unico mezzo per visualizzare le nanoparticelle; Tuttavia, imaging confocale con contrasto di fase eliminato questo problema e ha fornito un altro mezzo per la valutazione visiva (Figura 2), che mette in evidenza anche perché usando nanoparticelle magnetiche è ottima al contrario solo nanoparticelle fluorescenti. Anche se questo protocollo fornisce un mezzo per valutare la capacità per gli insetti di ingerire liquidi, uno dei limiti è che non fornisce un mezzo per visualizzare le nanoparticelle mentre sono essere ingeriti; di conseguenza, eliminando la possibilità per lo studio della fluidodinamica durante il processo di assorbimento.

    La tecnica descritta qui fornisce un metodo per valutare la capacità degli insetti di ingerire piccole quantità di liquidi. Dato l'enorme diversità di insetti d'alimentazione fluido, questo protocollo potrebbe essere impiegato in altri studi di insetti con micro - e nano-dimensioni i condotti nel loro apparato boccale. Inoltre, gli studi futuri potrebbero utilizzare una tecnica simile per determinare il percorso che fluidi viaggiano attraverso il tubo digerente, per esempio, bypassando il raccolto, come osservato in alcuni insetti d'alimentazione di sangue, o gli studi che esaminano fluidi quanto tempo rimangono in particolare strutture, come del midgut o hindgut, purché il tempo tra alimentazione, dissezioni e imaging sono presi in considerazione.

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    Disclosures

    Gli autori non hanno nulla a rivelare.

    Acknowledgments

    Questo lavoro è stato sostenuto dalla National Science Foundation (NSF) concedere no. IOS 1354956. Si ringrazia il Dr. Andrew D. Warren (McGuire centro di lepidotteri e biodiversità, Florida Museum of Natural History, University of Florida) per il permesso di utilizzare le immagini di farfalla.

    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    20% sucrose solution Domino Sugar Sugar needed to produce the sucrose solution with dH2O
    Phosphate Buffered Saline (PBS) Sigma-Aldrich P5493 10X concentration diluted to 1X in dH2O for insect dissections
    Single depression concave slide AmScope BS-C6 Slide is necessary for feeding stage setup
    Filter paper EMD Millipore NY6004700 (60 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Filter paper EMD Millipore NY4104700 (41 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Filter paper EMD Millipore NY3004700 (30 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Filter paper EMD Millipore NY2004700 (20 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Filter paper EMD Millipore NY1104700 (11 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Filter paper EMD Millipore TCTP04700 (10 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Filter paper EMD Millipore TETP04700 (8 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Filter paper EMD Millipore TMTP04700 (5 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Filter paper EMD Millipore RTTP04700 (1 µm) Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding
    Iris microdissecting scissors Carolina Biological Supply Company 623555 Scissors used for dissections
    Insect pins (#1) Bioquip Products 1208B1 Pins used during dissections and feeding trials
    Extra-fine point dissecting forceps Carolina Biological Supply Company 624684 Dissecting equipment
    Leica M205 C Stereoscope Leica Microsystems M205 C Stereoscope used for dissections
    Inverted confocal microscope Olympus IX81 Fluorescent microscope used to detect magnetic nanoparticles
    Fisherbrand PTFE Disposable Stir Bar Fisherscientific S68067 Magnet used to detect nanoparticles
    Kimtech Science Kimwipes Kimberly-Clark Professional 34155 Tissues used to secure insects during feeding trials
    House fly (Musca domestica) pupae Mantisplace.com insects for experiments
    Blue bottle fly (Calliphora vomitoria) pupae Mantisplace.com insects for experiments
    Cabbage butterfly (Pieris rapae) larvae Carolina Biological Supply Company 144102 insects for experiments
    Finnpipette F1  ThermoFisher Scientific 4641080N micropipette for dispensing liquids
    Finntip 250 pipette tips ThermoFisher Scientific 9400250 micropipette tips
    Microscope Glass cover slides (=coverslips) (24 x 24 mm) AmScope CS-S24-100 coverslips for viewing the insect's crop on confocal microscope

    DOWNLOAD MATERIALS LIST

    References

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    L'ingestione di fluorescente, nanoparticelle magnetiche per determinare la capacità di assorbimento di liquido negli insetti
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    Lehnert, M. S., Reiter, K. E., Bennett, A., Gerard, P. D., Wei, Q. H., Byler, M., Yan, H., Lee, W. K. The Ingestion of Fluorescent, Magnetic Nanoparticles for Determining Fluid-uptake Abilities in Insects. J. Vis. Exp. (130), e56619, doi:10.3791/56619 (2017).More

    Lehnert, M. S., Reiter, K. E., Bennett, A., Gerard, P. D., Wei, Q. H., Byler, M., Yan, H., Lee, W. K. The Ingestion of Fluorescent, Magnetic Nanoparticles for Determining Fluid-uptake Abilities in Insects. J. Vis. Exp. (130), e56619, doi:10.3791/56619 (2017).

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