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Bioengineering

Sintesi del monocito-targeting Peptide Amphiphile micelle per l'Imaging di aterosclerosi

Published: November 17, 2017 doi: 10.3791/56625
Automatic Translation
1, 1, 1
1Department of Biomedical Engineering, University of Southern California

Summary

Questo articolo presenta un metodo che coinvolge la sintesi e la caratterizzazione delle micelle di amphiphile peptide monocito-targeting e le corrispondenti saggi per verificare la biocompatibilità e capacità la micella di associare ai monociti.

Abstract

L'aterosclerosi è un contributore importante alla malattia cardiovascolare, la principale causa di morte nel mondo, che sostiene 17,3 milioni di vite ogni anno. L'aterosclerosi è anche la principale causa di morte improvvisa e l'infarto miocardico, istigato da placche instabili che si rompono e occludono il vaso sanguigno senza avviso. Modalità di formazione immagine corrente non può distinguere tra placche stabili e instabili che rottura. Micelle di peptide anfifili (PAMs) possono ovviare a questo inconveniente come possono essere modificati con una varietà di molecole che si legano specificamente a tessuto malato di targeting. I monociti sono stati indicati per essere marker precoce di aterosclerosi, mentre il grande accumulo di monociti è associato con le piastre alla rottura incline. Quindi, nanoparticelle che possono mirare monociti possono essere utilizzate per discriminare le diverse fasi di aterosclerosi. A tal fine, qui, descriviamo un protocollo per la preparazione di monocito-targeting PAMs (monocyte chemoattractant protein-1 (MCP-1) PAMs). MCP-1 PAMs sono auto-assemblate attraverso sintesi in condizioni blande di forma nanoparticelle di 15 nm di diametro con vicino neutro carica superficiale. In vitro, PAMs sono state trovate per essere biocompatibile e aveva una legame ad alta affinità per i monociti. I metodi descritti nel presente documento mostrano la promessa per una vasta gamma di applicazioni nell'aterosclerosi, nonché altre malattie infiammatorie.

Introduction

Le malattie cardiovascolari rimangono per essere le principali cause di morte a livello mondiale con circa 17,3 milioni di morti in tutto il mondo1. Le malattie cardiovascolari sono fornite da aterosclerosi, una condizione in cui si accumulano le placche nelle arterie, quindi inibente sangue e flusso di ossigeno alle cellule del corpo2,3. La progressione di aterosclerosi coinvolge l'ispessimento e l'indurimento delle arterie da una risposta infiammatoria, metabolismo dei lipidi irregolare e l'accumulazione della placca, che conduce a placca la rottura e l'infarto miocardico4,5. Le cellule endoteliali esprimono molecole di adesione e citochine, che comprendono MCP-1, che si lega al recettore di chemochine C-C (CCR2) presente sulla superficie dei monociti6,7,8. Il colesterolo ossidato converte i monociti macrofagi durante la fase iniziale della formazione di placche, che amplifica la risposta infiammatoria nella regione e porta alla lesione del tessuto e la formazione di placche instabili o vulnerabili9, 10.

Tradizionalmente, l'aterosclerosi viene valutata valutando stenosi luminal da imaging anatomico mediante angiografia o ultrasuono11,12. Tuttavia, questi metodi possono determinare solo lo stringimento severo della parete arteriosa e non lo stadio precoce di aterosclerosi, come crescita iniziale della placca causa rimodellamento arterioso mantenere le dimensioni dell'arteria e sangue flusso tasso12,13, 14. Di conseguenza, gli angiogrammi underrepresent prevalenza di aterosclerosi. Inoltre, tecniche di imaging non invasive come singola emissione del fotone computato tomografia, tomografia a emissione di positroni e la risonanza magnetica recentemente sono state usate per caratterizzare la morfologia della placca come possono fornire informazioni iniziali e caratterizzazione delle placche. Tuttavia, queste modalità sono spesso limitate dalla mancanza di sensibilità, risoluzione spaziale, o richiedono l'uso di radiazioni ionizzanti, rendendo imaging progressione della placca nelle diverse fasi molto più impegnativo15,16, 17. Un sistema di consegna imaging che identificherebbe specificamente placche nelle diverse fasi di aterosclerosi rimane ad essere sviluppato.

Le nanoparticelle hanno dimostrato di essere una piattaforma emergente per in vivo della placca di targeting e diagnostica18,19,20,21. In particolare, PAMs sono vantaggiose grazie alla loro diversità chimica e la possibilità di ospitare una varietà di moiety, composizioni, dimensioni, forme e funzionalizzazione superficiale22. Peptide anfifili (PAs) sono costituiti da un peptide "capigruppo idrofilo," attaccato a una coda idrofobica, che in genere sono i lipidi; Questa struttura anfifilica conferisce la capacità di auto-assemblaggio e consente una visualizzazione multivalente di peptidi sulla superficie delle particelle22,23,24. Il peptide headgroups possono influenzare la forma delle particelle attraverso pieghevoli e legame tra peptidi25dell'idrogeno. Peptidi che piega attraverso l'interazione di β-foglio sono stati indicati per formare micelle allungate, mentre α-elica conferma può formare entrambe micelle sferiche e allungata22,23,24, 25,26,27. Linker di polietilenglicole (PEG) che lo scudo la carica superficiale del peptide può essere collocato tra il peptide idrofilo e la coda idrofobica di PAMs, migliorare la disponibilità della nanoparticella in circolazione sistemica28, 29 , 30 , 31. PAMs sono vantaggiose anche perché sono biocompatibili e hanno dimostrati di avere una vasta gamma di applicazioni32,33. La solubilità in acqua delle micelle offre un vantaggio sopra altri sistemi basati su nanoparticelle come certe nanoparticelle polimeriche che non sono solubili in acqua e devono essere sospese in res per iniezioni34. Inoltre, la possibilità di creare PAMs smontare in risposta a un stimoli specifici rende PAMs un attraente candidato per controllato di farmaci intracellulari di consegna35.

Legandosi al recettore CCR2 e accumulando nell'arco aortico, PAMs precedentemente sono state sviluppate per monocito targeting per monitorare le diverse fasi delle lesioni aterosclerotiche dell'aorta9. In topi ApoE- / - monocito accumulo aumenta proporzionalmente a placca progressione36. Inoltre, è emerso che i pazienti con placche rottura-incline, fase avanzata contengono una maggiore quantità di monociti37. Pertanto, la modifica di PAMs incorporare MCP-1 è utile perché permette una maggiore specificità targeting e differenziazione tra lesioni aterosclerotiche e tardo-fase iniziale. Questi studi di proof-of-concept anche verificato che PAMs sono abbastanza sicura di essere utilizzato preclinicamente e vengono eliminate per via renale38. Poiché i monociti e infiammazione sono caratteristici di altre malattie, MCP-1 PAMs hanno il potenziale per essere utilizzato per applicazioni terapeutiche e diagnostiche in altre malattie oltre l'aterosclerosi8,39,40 , 41.

Qui, segnaliamo la realizzazione di auto-assemblati e scalabile PAMs di MCP-1 che ha dimostrato la dimensione ottimale della particella, carica superficiale e targeting selettivo di monociti per applicazioni avanzate di imaging nell'aterosclerosi.

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Protocol

Nota: Leggere la scheda di sicurezza per i reagenti e seguire tutte le misure di sicurezza chimica come richiesto dall'istituzione locale.

1. preparazione di MCP-1 PAMs

  1. Preparazione del peptide di MCP-1
    1. Pesare 0,25 mmol di Fmoc-L-Lys (Boc)-Wang in un recipiente di reazione (RV). Sciacquare il lato del camper con 5ml dimethylforamide (DMF) in una cappa chimica.
    2. Caricare il camper su un sintetizzatore di peptidi di benchtop automatizzato. Carico pre-confezionato aminoacido fiale, N '- CYNFTINRKISVQRLASYRRITSS - C', dal C a N-terminale. Includere un flaconcino vuoto alla fine per il passo finale deprotezione.
      Nota: Può anche essere sintetizzato un peptide strapazzato con la sequenza, N '- CNNSIIRSKQVLRSTRYFRSATYK - C', usando lo stesso protocollo.
    3. Una volta terminata la sintesi, trasferire i peptidi su resina da RV nella fiala di scintillazione con 2-3 mL di metanolo fino a quando tutti le resine vengono trasferiti. Dopo la resina ha affondato verso il basso, rimuovere il surnatante di metanolo e far evaporare il rimanente fino a secco. Vuoto a secco per ulteriori 2 ore o una notte a temperatura ambiente.
    4. Fare 12 mL di soluzione di clivaggio contenente trifluoracetic acido (TFA):ethanedithiol:water:triisopropylsilane al 94:2.5:2.5:1 vol % in una cappa chimica. Agitare la soluzione di fenditura per assicurarsi che viene miscelato in modo uniforme.
      Attenzione: Poiché triisopropylsilane ed etanditiolo sono aria-sensibile, argon spurgo stock flaconcini di triisopropylsilane ed etanditiolo per 1 min prima di rimetterle.
    5. Posizionare il vaso di sintesi (SV) su un agitatore per braccio di bloccaggio nella parte inferiore metà della SV. Trasferimento del peptide-resina al SV con 2 mL di soluzione di fenditura fino a quando tutti il peptide-resine vengono trasferiti.
    6. Lavare i lati dello SV con 3 mL di soluzione di clivaggio. Chiudere il tappo della SV e agitare a 300 oscillazioni/min per 4 h.
    7. Pesare una provetta vuota 50ml. Registrare la massa.
    8. Dopo 4 h, è possibile scaricare la soluzione peptide fenduto dalla SV nella provetta da centrifuga 50 mL. Sciacquare la SV parecchie volte con la soluzione rimanente di clivaggio.
    9. Evaporare la soluzione peptide fenduto con azoto fino a quando c'è meno di 4 mL restanti la provetta da centrifuga.
    10. Aggiungere alla soluzione di peptide-spaccati 36 mL di etere ghiacciata.
    11. Vortex la soluzione fino a quando è completamente bianca o gialla. Centrifugare a 3.000 x g per 5 min a 4 ° C e decantare il supernatante.
    12. Aggiungere 40 mL di etere ghiacciata al tubo. Vortice e Sonicare nuovamente. Ripetere il processo di centrifugazione. Decantare il supernatante.
    13. Asciugare il pellet PA grezzo con azoto gas spurgo fino a che l'etere è visibilmente volatilizzato.
    14. Aggiungere 20 mL bidistillata acqua, vortice e trattare con ultrasuoni fino a quando il peptide è completamente dissolto nella soluzione.
    15. Congelare la soluzione e lyophilize fino a secco.
    16. Una volta che il peptide è asciugato, pesare la massa della provetta da centrifuga contenente il peptide grezzo. Sciogliere il peptide grezzo in 5 mg/mL di acqua.
    17. Sciogliere 25 mg di greggio MCP-1 peptide in 5 mL di acqua bidistillata per rendere una concentrazione totale di 5 mg/mL. Purificare il peptide grezzo di MCP-1 mediante cromatografia liquida ad alte prestazioni (HPLC) con 0,1% TFA in acqua (solvente A) e 0,1% TFA in acetonitrile (solvente B) come fasi mobili su una colonna in fase inversa C8. Iniettare 5 mL del peptide in HPLC.
      Nota: La fase mobile iniziale consisteva di solvente al 100% A una portata di 9,0 mL/min diminuire solvente A lentamente al 30% in 27 min e tenere a questa composizione per 3 min ritorno la sfumatura al 100% solvente un oltre 3 min e permanenza a questa composizione per 1 min dare un totale di run-time di almeno 34 mantenere la temperatura della colonna a 55 ° C. Modalità di sorgente di ioni positivi di utilizzo per l'analisi. L'acido formico può essere utilizzato al posto di TFA, se TFA è troppo acido per la colonna HPLC. È consigliabile che la velocità di rampa di composizione solvente organico non deve superare 2%/min per la separazione migliore.
    18. Analizzare ogni frazione usando la spettrometria totale di matrix-assisted laser desorption/ionization (MALDI) per il prodotto previsto m/z a 2.890.
      Nota: Sciogliere l'acido α-ciano-4-idrossicinnamico a 1 mg/mL in acetonitrile/acqua (50: 50% in volume) come la soluzione di matrice. Spot 0,75 µ l di soluzione di matrix sulla piastra MALDI, seguita da 0,75 µ l di ciascuna frazione. Eseguire l'analisi utilizzando una modalità ioni positivi riflettente a un intervallo di massa di 500-5.000 Da.
    19. Combinare le frazioni di prodotto, soffiare via acetonitrile, congelare e lyophilize peptidi purificati fino a secco.
  2. Preparazione di MCP-1 PA
    1. Preparare un 1,1 eccesso molare di 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[amino(polyethylene glycol)-2000] DSPE-PEG (2000)-maleimide al peptide in flaconi separati scintillazione. Sciogliere entrambi i composti in acqua bidistillata per rendere ~ 15 mg/mL. Sottoporre ad ultrasuoni per 15 minuti o fino a quando entrambe le soluzioni sono completamente chiare.
      Nota: DSPE-PEG (2000)-Cy5 è sintetizzato utilizzando lo stesso protocollo con DSPE-PEG (2000)-ammina e Cy5 estere-funzionalizzati N-Idrossisuccinimide (NHS), fatta eccezione per passo 1.2.3, dove il pH della soluzione è regolato a 8,5.
    2. Aggiungere DSPE-PEG (2000)-con soluzione alla soluzione del peptide. Vortice e Sonicare.
    3. Aggiungere 1 M NaOH goccia a goccia (1 µ l) alla volta fino a quando il pH della soluzione è 7.
    4. Soluzione di eliminazione dei fogli inceppati di azoto per 5 min, agitare la soluzione durante la notte.
    5. Congelare la soluzione e lyophilize fino a secco.
    6. Una volta essiccato il prodotto grezzo, sciogliere il solido a 5 mg/mL di acqua.
    7. Purificare con HPLC come descritto sopra.
      Nota: Peptide non coniugata e DSPE-PEG(2000) dovrebbe eluire tra 15-30% di concentrazione organica (% vol), mentre DSPE-PEG (2000)-MCP-1 coniugato dovrebbe eluire tra 40-50% di concentrazione organica.
    8. Analizzare ogni frazione utilizzando la spettrometria di massa MALDI per corrispondente m/z DSPE-PEG (2000)-MCP-1 dovrebbe avere un picco di ampia m/z a 5.760.
      Nota: l'acido 2,5-dihydroxybenzoic è meglio utilizzato come la matrice per DSPE-PEG (2000)-MCP-1 con MALDI.
  3. Assemblea di MCP-1 PAMs
    1. Sciogliere 1,75 mg PAs di MCP-1 con 3 mL di metanolo in un flaconcino 1-dram. Sonicare fino alla completa dissoluzione della PA di MCP-1.
      Nota: Cy5 anfifili possono essere incorporato con un rapporto molare di 10:90 MCP-1 PA per applicazioni di imaging.
    2. Far evaporare il metanolo sotto azoto in un movimento circolare durante il risciacquo il metanolo restante fuori il lato del flaconcino fino a formare una pellicola uniforme nella parte inferiore della fiala. Vuoto-il film durante la notte a secco.
    3. Idratare il film con 3 mL di tampone fosfato o acqua salino (PBS) per ottenere una soluzione di 100 µM di MCP-1 PAMs. Delicatamente il vortice e Sonicare la soluzione fino a clear. Incubare a 80 ° C per 30 min.
      Nota: La temperatura elevata è stata indicata per accelerare il processo auto-assemblaggio e consente al componente di peptide formare la struttura secondaria più stabile, riducendo il micellare critica (CMC) concentrazione42,43.
    4. Raffreddare la conseguente dispersione a temperatura ambiente.

2. caratterizzazione di MCP-1 PAMs

  1. Diffusione dinamica della luce (DLS) e potenziale zeta
    1. Posto 100 µM di MCP-1 PAM o strapazzate PAM in una cuvetta secondo le istruzioni dello strumento potenziale DLS o zeta.
      Nota: DLS e zeta cuvette potenziali possono essere diversi in base alle istruzioni dello strumento.
    2. Equilibrare lo strumento a temperatura ambiente. Misurare le dimensioni e la carica superficiale di PAM.
  2. Microscopia elettronica a trasmissione (TEM)
    1. Aggiungere 7 µ l di 50 µM MCP-1 PAM o PAM uova strapazzate su una griglia TEM sospeso all'interno di una pinzetta autochiusura per 5 min stoppino via la goccia con un panno delicato compito.
    2. 7 µ l di acqua per lavare la griglia. Stoppino via la goccia.
    3. Aggiungere 7 µ l di acido fosfotungstico di % wt 1 per 2 min. stoppino via la goccia. Ripetere il punto 2.2.2.
    4. Asciugare la griglia TEM prima dell'analisi TEM.
  3. Spettroscopia di dicroismo circolare (CD)
    1. Accendere l'azoto per 5-10 minuti prima dell'uso dello strumento.
    2. Mettere 300 µ l di vuoto (acqua o PBS) nella provetta.
    3. Misurare gli spettri a 190-265 nm, 0.2 mm-lunghezza del percorso con un tempo di integrazione 1 s e una larghezza di 1 banda nm a temperatura ambiente. Raccogliere 3 replicati.
    4. Misura 100 µM peptide di MCP-1, MCP-1 PAM, uova strapazzate peptide e strapazzate PAM sotto la stessa condizione descritta al punto 2.3.3. Sottrarre dallo spazio vuoto.
    5. Adattare i dati utilizzando un'interpolazione lineare di polilisina spettri di base.
    6. Spegnere lo strumento. Attendere 10 minuti prima di spegnere l'azoto.

3. analisi in Vitro di MCP-1 PAMs

  1. Biocompatibilità in vitro
    1. Cultura ed espandere WEHI 274.1 monociti murini in per volta Eagle supplementato di Dulbecco con 10% siero bovino fetale (FBS), 1% di penicillina-streptomicina e 0,05 mM 2-mercaptoetanolo a 37 ° C inferiore al 5% di CO2 al passaggio 5.
      Nota: WEHI 274.1 sono cellule in sospensione. Quando la coltura, i mezzi di comunicazione dovrebbe essere rifornito ogni 2-3 giorni.
    2. Monociti di dispensare in media in una provetta sterile da 50 mL. Centrifugare a 300 x g per 5 min a 4 ° C.
    3. Aspirare i vecchi media e risospendere in media fresco 10ml nella provetta da centrifuga. Mescolare lentamente fino a quando le cellule sono distribuite uniformemente nei media. Contare le celle usando la macchiatura blu di trypan e un emocitometro.
    4. Diluire le cellule tale che ci sono 4.000 monociti a 90 µ l di media per pozzetto. Aggiungere 90 µ l di cellule nei pozzetti di una piastra a 96 pozzetti. Incubare per 24 h.
      Nota: Non utilizzare i pozzi sul bordo esterno della piastra per evitare differenze di evaporazione e sbalzi termici nella piastra. Riempire i pozzetti esterni con 100 µ l PBS.
    5. Sciogliere 0,15 µmol di peptide MCP-1, MCP-1 PAM, peptide strapazzato o uova strapazzate-PAM in 150 µ l PBS in microcentrifuga separata, sterilizzato. Effettuare diluizioni seriali per rendere 65 µ l di 1, 10 e 100 µM di ciascun campione.
    6. Aggiungere 10 µ l PBS di ciascuna concentrazione in pozzetti contenenti WEHI 274.1 (volume totale: 100 µ l per bene, 6 linee, totale 96 pozzetti). Incubare per 72 h.
    7. Aggiungere 10 µ l (3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-5-(3-carboxymethoxyphenyl)-2-(4-sulfophenyl)-2H-tetrazolium) (MTS) in ciascun pozzetto. Incubare per 1 h.
    8. Analizzare l'assorbanza utilizzando un lettore di piastra a 490 nm o in base alle istruzioni del produttore.
  2. In vitro associazione micella
    1. Monociti seme 500.000 in ciascun pozzetto di una piastra a 6 pozzetti in 2 mL di supporto contenente 100 µM Cy5-labeled PAM di MCP-1 (rapporto molare di 10:90 di DSPE-PEG (2000)-Cy5 e MCP-1 PA). Incubare per 1 h.
    2. Raccogliere WEHI 274.1 mediante centrifugazione a 300 x g per 5 min a 4 ° C. Aspirare i media.
    3. Risospendere e lavare le cellule in 2 mL di PBS. Centrifugare a 300 x g per 5 min a 4 ° C. Aspirare il PBS. Ripetere il processo di lavaggio con 2 mL di PBS. Aspirare il PBS.
    4. Aggiungere 2 mL di freddo paraformaldeide al 4% per fissare le cellule. Incubare a temperatura ambiente per 10 min.
    5. Dispensare le cellule fissate su un vetrino coprioggetti di vetro sterile all'interno dei pozzetti di una piastra a 6 pozzetti. Centrifugare a 400 x g per 5 min.
    6. Rimuovere il paraformaldeide. Lavare e sciacquare una volta con 2 mL di PBS. Risospendere con 1 mL di PB
      Nota: Durante il risciacquo, evitare di perturbare le cellule sul vetrino coprioggetti.
    7. Mettere 10 µ l di glicerolo 90% in PBS in una diapositiva. Utilizzare un ago e una pinzetta per ritirare il vetrino coprioggetti. Asciugare il bordo del coverslip. Posizionare delicatamente il vetrino coprioggetti in una diapositiva rivolto verso il basso.
    8. Delicatamente e sigillate il bordo del coprivetrino con smalto trasparente. Mettere in frigorifero fino al momento per l'imaging.
    9. Utilizzare un laser confocale scansione microscopio (CLSM) installato con laser per Cy5 a λeccitazione = 650 nm.

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Representative Results

Preparazione di MCP-1 PAM
Il motivo di CCR2-legante (residui, 13-35) della proteina di MCP-1 [YNFTNRKISVQRLASYRRITSSK] o strapazzato peptide [YNSLVFRIRNSTQRKYRASIST] è stato modificato mediante l'aggiunta di un residuo di cisteina su N-terminale. Il peptide di MCP-1 è stato sintetizzato da un metodo di fase solida Fmoc-mediata utilizzando un sintetizzatore di peptidi automatizzato. Il peptide grezzo è stato purificato mediante HPLC in fase inversa su una colonna C8 a 50 ° C, con 0,1% TFA in miscele acqua/acetonitrile e caratterizzata dalla spettrometria di massa MALDI (Figura 1). Il peptide contenente cisteina è stato coniugato sul DSPE-PEG2000-maleimide cedere coniugati (2000)-peptide DSPE-PEG tramite un sollevatore thioether. Dopo 24 h a temperatura ambiente, il prodotto grezzo è stato purificato mediante HPLC (Figura 2). DSPE-PEG (2000)-Cy5 è stato sintetizzato utilizzando una reazione di estere NHS. Monocito-targeting PAMs co-montato con DSPE-PEG (2000)-MCP-1 e DSPE-PEG (2000)-Cy5 furono fabbricati da sciogliere in metanolo, che è stato poi evaporato da N2, e la pellicola risultante è stata essiccata sotto vuoto durante la notte e self-assembled in acqua o PBS con le interazioni idrofobiche dei "gruppi di coda" alla forma PAMs MCP-1.

Caratterizzazione di MCP-1 PAM
Liste di distribuzione dati e immagini TEM di monocito-targeting PAMs ha mostrato ben dispersi, sferica nanoparticle di 15,3 ± 2,0 nm di diametro (Figura 3 e tabella 1). MCP-1 PAMs sia strapazzate PAMs hanno mostrato un lieve zeta positivo potenziale di 12,1 ± 3.1 mV e 13,7 ± 1,9 mV, rispettivamente (tabella 1). CD ha mostrato che l'incorporazione del peptide MCP-1 all'interno della micella migliorato la struttura secondaria (tabella 2, MCP-1 PAMs: 46,2 ± 0,9% β-foglio, 53,1 ± 1,4% bobina casuale e gratuito MCP1: 34,2 ± 3,5% β-foglio, bobina casuale di 65,8 ± 3,5%).

In Vitro Analisi di MCP-1 PAM
In vitro un grippaggio del monocito e biocompatibilità di PAMs MCP-1 sono stati osservati al microscopio confocale. I monociti del mouse sono stati incubati con aumento delle concentrazioni di MCP-1, MCP-1 PAM, peptide uova strapazzato e uova strapazzate PAM per 72 h, e le cellule sono state trovate per essere praticabile e biocompatibile fino a 100 µM (Figura 4). Inoltre, microscopia confocal ha mostrato associazione specifica dei monociti di MCP-1 PAMs rispetto alle uova strapazzate PAMs (Figura 5).

Figure 1
Figura 1 : Cromatogramma HPLC a 220 nm (lunghezza d'onda di legami peptidici) e 254 nm (lunghezza d'onda di tirosina) del peptide di MCP-1 (A) e uova strapazzato peptide (B) (Boxed picco a 7,4 min). Spettro di massa MALDI-TOF del peptide di MCP-1 (C) e uova strapazzato peptide (D) ad una distanza di 500-5.000 Da mostrando il picco per [M + H]+ a m/z 2.888 (2.890 previsto). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 2
Figura 2: Cromatogramma HPLC a 220 nm (lunghezza d'onda di legami peptidici) e 254 nm (lunghezza d'onda di tirosina) di DSPE-PEG (2000)-MCP-1 (A) e DSPE-PEG (2000)-uova strapazzate (B). (Picco boxed a 16,9 min). (C) MALDI-TOF di massa spettro di DSPE-PEG (2000)-MCP-1 ad una distanza di 1.000-10.000 Da mostrando le cime per [M + H]+ a m/z 2.888 (2.890 previsto) per MCP-1 e m/z 5.758 (5.760 previsto) per DSPE-PEG (2000)-MCP-1. Spettro di DSPE-PEG (2000) di massa MALDI-TOF (D)-uova strapazzate in una gamma di 1.000-10.000 Da mostrando le cime per [M + H]+ a m/z 2.887 (2.890 previsto) per peptide strapazzato e m/z 5.761 (5.760 previsto) per DSPE-PEG-uova strapazzate. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 3
Figura 3 : Immagini TEM del PAM di MCP-1 (A) e uova strapazzate PAM (B). Barra della scala = 100 nm. Distribuzione di dimensione medio numerico del PAM di MCP-1 (C) e uova strapazzate PAM via DLS (D). Dati sono media ± S.D. (n = 3). (E) analisi di CD di MCP-1 e peptidi strapazzate e PAMs (n = 3). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 4
Figura 4 : In vitro l'attuabilità dei monociti murini WEHI 274.1 dopo 72 h esposizione di MCP-1 peptide, PAM di MCP-1, peptide di uova strapazzato e strapazzate tratteresti Dati sono media ± S.D. (n = 6). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 5
Figura 5: Immagini CLSM del PAM di MCP-1 (A) e uova strapazzate PAM (B) incorporata con 10 mol % PA Cy5 (rosso) incubate con WEHI 274.1 per 1 h. barra della scala = 20 µm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

PAMs Diametro numero-Ave (nm) PDI Potenziale Zeta (mV)
MCP-1 15.3 ± 2.0 0,119 ± 0,006 12,1 ± 3.1
Uova strapazzate 16.9 ± 1.4 0,232 ± 0,019 13,7 ± 1,9
Misurata in tampone PBS. I dati sono espressi come media ± SD

Tabella 1: Dimensioni, polidispersità e potenziale zeta di PAMs.

a-Helix (%) b-foglio (%) Bobina casuale (%)
Peptide di MCP-1 ± 0.0 0.0 36,2 ± 2.2 63,8 ± 1,8
PAM DI MCP-1 ± 0,7 0,6 46.2 ± 0,9 53,1 ± 1.4
Uova strapazzate peptide ± 0.0 0.0 43,7 ± 2.1 56,3 ± 3.5
Uova strapazzate PAM ± 0.0 0.0 60,7 ± 0,2 39,3 ± 0,2

Tabella 2: Composizione di struttura secondaria di peptidi e PAMs.

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Discussion

MCP-1 PAMs sono una promettente piattaforma di imaging molecolare, costituito da un peptide di targeting idrofilo e coda idrofobica che spinge la natura auto-assemblata di nanoparticella. Questa micella monocito-targeting può essere preparato da semplice sintesi e fasi di purificazione del peptide di MCP-1 e DSPE-PEG (2000)-MCP-1. PAMs hanno molte caratteristiche benefiche per in vivo imaging molecolare come loro self-assembly sotto condizioni blande, biodegradabilità intrinseca e diversità strutturali e chimiche che consente per l'incorporazione di altre parti di imaging o targeting per peptidi di consegnare in modo selettivo a un sito specifico di interesse. Loro dimensione delle particelle, la forma e la composizione può essere regolati modificando il peptide, coda idrofobica o concentrazione micellare, che consente di ottimizzare le proprietà chimiche e fisiche per una varietà di applicazioni22,33.

Alcune limitazioni di questo protocollo dovrebbero essere menzionati. In primo luogo, poiché PAMs sono guidate da interazioni idrofobiche, è necessario costruire targeting peptidi che sono idrofili, consentendo in tal modo la frazione targeting essere presentato sulla superficie della micella. Se la sequenza del peptide è idrofobica, un'aggiunta di uno o due aminoacidi idrofili al C terminale possa essere ospita, ma l'aggiunta di amminoacidi poteva influenzare la struttura secondaria del peptide all'interno della micella, cambiando così le proprietà del peptide all'interno del suo stato nativo nella proteina44,45. In secondo luogo, a basse concentrazioni, PAMs hanno scarsa stabilità in ambienti acquosi come sono altamente dipendente dalle CMC, la concentrazione minima necessaria per PAs formare una struttura micellare46. Sotto la CMC, la micella Disassembla ai singoli monomeri di PA e limita la micella per agire come un elemento portante e lo scarico di un farmaco a un sito specifico47. Per ovviare a questo inconveniente, la CMC può essere ridotta aumentando la lunghezza della catena della coda idrofobica48,49. Infine, la conservazione a lungo termine di PAMs in soluzione non è raccomandato come struttura secondaria PA può cambiare con il tempo, così che interessa la struttura micellare e stabilità, come pure l'efficienza in ligand binding26.

In sintesi, questo protocollo dimostra una strategia basata su micella nanomedicina peptide robusto, auto-assemblati per l'imaging di aterosclerosi. MCP-1 PAMs sono biocompatibili, biodegradabile e non tossico come componenti delle micelle sono ispirati da elementi endogeni al corpo. Ancora più importante, MCP-1 PAMs hanno legame preferenziale per i monociti, che aumentano proporzionalmente alla progressione della placca, facilitare un approccio non invasivo per differenziare le fasi delle placche aterosclerotiche. Grazie alla modularità di questa piattaforma, PAMs può incorporare terapeutica, ulteriore targeting peptidi, imaging moiety e acidi nucleici. Quindi, date tali capacità dinamica di queste micelle multifunzionale, crediamo che queste particelle tengono la promessa grande per traduzione clinica nell'aterosclerosi e altre malattie.

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Disclosures

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Acknowledgments

Gli autori si desidera ringraziare il sostegno finanziario alla University of Southern California, il National Heart, Lung e Blood Institute (NHLBI), R00HL124279, Eli ed Edythe Broad Innovation Award e il L.K. Whittier Foundation Non-cancro Premio di ricerca traslazionale concesso a EJC. Gli autori ringraziano il centro per la microscopia elettronica e microanalisi, centro di eccellenza in NanoBiophysics, centro di eccellenza per la caratterizzazione molecolare e traduzione Imaging Center presso la University of Southern California per assistenza in configurazioni di strumentale.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1,2-ethanedithiol VWR E0032 for peptide synthesis
10 mL disposable serological pipets VWR 89130-898 for cell culture
15 mL centrifuge tubes, polypropylene VWR 89401-566 for various applications
2,5-dihydroxybenzoic acid, 99% Fisher Scientific AC165200050 for MALDI
25 mL disposable serological pipets VWR 89130-900 for cell culture
2-Mercaptoethanol, 50 mM ThermoFisher Scientific 31350010 for cell culture
5 mL disposable serological pipets VWR 89130-896 for cell culture
50 mL centrifuge tubes VWR 89039-658 for various applications
75 cm2 culture flask Fisher Scientific 13-680-65 for cell culture
75 mL reaction vessel Protein Technologies 3000005 for peptide synthesis
96-wells cell culture plate VWR 40101-346 for MTS assay
Acetonitrile, HPLC grade Fisher Scientific A998SK-4 for HPLC purification
Borosilicate glass, 1 dram VWR 66011-041 for PAM synthesis
Borosillicate glass pipet, Long tips VWR 14673-043 for various applications
Coverslip, 0.16-0.19 mm, 22 x 22 mm Fisher Scientific 12-542B for confocal microscopy
Cy5 amine Abcam ab146463 for peptide conjugation
Diethyl ether, ACS grade Fisher Scientific E138-1 for peptide precipitation
Disposable syringes, 20 mL Fisher Scientific 14-817-54 for HPLC purification
Double neubauer ruled hemocytometer VWR 63510-13 for cell counting
DSPE-PEG(2000) amine Avanti 880128P for peptide conjugation
DSPE-PEG(2000) maleimide Avanti 880126P for peptide conjugation
DSPE-PEG(2000)-NHS ester  Nanocs PG2-DSNS-10K for conjugation to Cy5
Dulbecco's modified eagle medium-high glucose Sigma Aldrich D5796-500ML for cell culture
Fetal bovine serum, qualified, heat inactivated ThermoFisher Scientific 10438026 for cell culture
Fmoc-L-Ala-OH /HBTU Protein Technologies PS3-H5-A for peptide synthesis
Fmoc-L-Arg(Pbf)-OH /HBTU Protein Technologies PS3-H5-RBF for peptide synthesis
Fmoc-L-Asn(Trt)-OH /HBTU Protein Technologies PS3-H5-NT for peptide synthesis
Fmoc-L-Cys(Trt)-OH /HBTU Protein Technologies PS3-H5-CT for peptide synthesis
Fmoc-L-Gln(Trt)-OH /HBTU Protein Technologies PS3-H5-QT for peptide synthesis
Fmoc-L-Ile-OH /HBTU Protein Technologies PS3-H5-I for peptide synthesis
Fmoc-L-Leu-OH /HBTU Protein Technologies PS3-H5-L for peptide synthesis
Fmoc-L-Lys(Boc)-OH /HBTU Protein Technologies PS3-H5-KBC for peptide synthesis
Fmoc-L-Phe-OH /HBTU Protein Technologies PS3-H5-F for peptide synthesis
Fmoc-L-Ser(tBu)-OH /HBTU Protein Technologies PS3-H5-SB for peptide synthesis
Fmoc-L-Thr(tBu)-OH /HBTU Protein Technologies PS3-H5-TB for peptide synthesis
Fmoc-L-Tyr(tBu)-OH /HBTU Protein Technologies PS3-H5-YB for peptide synthesis
Fmoc-L-Val-OH /HBTU Protein Technologies PS3-H5-V for peptide synthesis
Fmoc-Lys(Boc)-wang resin, 100-200 mesh Novabiochem 856013 for peptide synthesis
Formic acid, optima LC/MS grade Fisher Scientific A117-50 for HPLC purification
Glycerol VWR M152-1L for confocal microscopy
Hand tally counter Fisher Scientific S90189 for cell counting
Magnetic stir bars, egg-shaped VWR 58949-006 for peptide conjugation
Methanol, ACS certified Fisher Scientific A412-4 for PAM synthesis
MTS cell proliferation colorimetric assay kit VWR 10191-104 for MTS assay
N,N-Dimethylformamide, sequencing grade Fisher Scientific BP1160-4 for peptide synthesis
N-Methylmorpholine Protein Technologies S-1L-NMM for peptide synthesis
Paraformaldehyde Fisher Scientific AC416780250 for fixing cells
PBS, pH 7.4 ThermoFisher Scientific 10010049 for various applications
Penicillin/streptomycin, 10,000 U/mL ThermoFisher Scientific 15140122 for cell culture
Peptide synthesis vessel, 25 mL  Fisher Scientific CG186011 for peptide synthesis
Phosphotungstic acid  Fisher Scientific A248-25 for TEM
Piperidine Spectrum P1146-2.5LTGL for peptide synthesis
Plain glass microscope slide 75 x 25 mm Fisher Scientific 12-550-A3 for confocal microscopy
Reagent reservoirs, sterile  VWR 95128093 for cell culture
Self-closing tweezer TedPella 515 for TEM
TEM support film TedPella 01814F for TEM
Trifluoroacetic acid  Fisher Scientific BP618-500 for peptide cleavage and HPLC purification
Triisopropylsilane VWR TCT1533-5ml for peptide cleavage
Trypan blue solution, 0.4% ThermoFisher Scientific 15250061 for cell counting
Tweezer, general purpose-serrated VWR 231-SA-SE for confocal microscopy
WEHI-274.1 ATCC ATCC CRL-1679 murine monocyte
automated benchtop peptide synthesizer Protein Technologies PS3 Benchtop Peptide Synthesizer
α- cyano- 4- hydroxycinnamic acid, 99% Sigma Aldrich 476870-2G for MALDI

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References

  1. Mozaffarian, D., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), e38-e60 (2016).
  2. Falk, E. Pathogenesis of atherosclerosis. J. Am. Coll. Cardiol. 47 (8, Suppl. C), C7-C12 (2006).
  3. Rahmani, M., Cruz, R. P., Granville, D. J., McManus, B. M. Allograft Vasculopathy Versus Atherosclerosis. Circ. Res. 99 (8), 801-815 (2006).
  4. Luis, A. J. Atherosclerosis. Nature. 407 (6801), 233-241 (2000).
  5. Libby, P., Ridker, P. M., Hansson, G. K. Progress and challenges in translating the biology of atherosclerosis. Nature (London, U. K). 473 (7347), 317-325 (2011).
  6. Boring, L., Gosling, J., Cleary, M., Charo, I. F. Decreased lesion formation in CCR2-/- mice reveals a role for chemokines in the initiation of atherosclerosis. Nature (London). 394 (6696), 894-897 (1998).
  7. Szmitko, P. E., et al. New Markers of Inflammation and Endothelial Cell Activation. Circulation. 108 (16), 1917-1923 (2003).
  8. Deshmane, S. L., Kremlev, S., Amini, S., Sawaya, B. E. Monocyte Chemoattractant Protein-1 (MCP-1): An Overview. J. Interferon Cytokine Res. 29 (6), 313-326 (2009).
  9. Chung, E. J., et al. Monocyte-Targeting Supramolecular Micellar Assemblies: A Molecular Diagnostic Tool for Atherosclerosis. Adv. Healthcare Mater. 4 (3), 367-376 (2015).
  10. Chung, E. J. Targeting and therapeutic peptides in nanomedicine for atherosclerosis. Exp Biol Med (Maywood). 241 (9), 891-898 (2016).
  11. Sanz, J., Fayad, Z. A. Imaging of atherosclerotic cardiovascular disease. Nature (London, U. K.). 451 (7181), 953-957 (2008).
  12. Tarkin, J. M., et al. Imaging Atherosclerosis. Circ. Res. 118 (4), 750-769 (2016).
  13. Hennerici, M., Baezner, H., Daffertshofer, M. Ultrasound and arterial wall disease. Cerebrovasc Dis. 17 Suppl 1, 19-33 (2004).
  14. Nissen, S. E. Application of intravascular ultrasound to characterize coronary artery disease and assess the progression or regression of atherosclerosis. Am J Cardiol. 89 (4A), 24B-31B (2002).
  15. Khalil, M. M., Tremoleda, J. L., Bayomy, T. B., Gsell, W. Molecular SPECT Imaging: An Overview. Int J Mol Imaging. 2011, 796025 (2011).
  16. Lerakis, S., et al. Imaging of the vulnerable plaque: noninvasive and invasive techniques. Am J Med Sci. 336 (4), 342-348 (2008).
  17. Sun, Z. H., Rashmizal, H., Xu, L. Molecular imaging of plaques in coronary arteries with PET and SPECT. J Geriatr Cardiol. 11 (3), 259-273 (2014).
  18. Godin, B., et al. Emerging applications of nanomedicine for the diagnosis and treatment of cardiovascular diseases. Trends Pharmacol. Sci. 31 (5), 199-205 (2010).
  19. Branco de Barros, A. L., Tsourkas, A., Saboury, B., Cardoso, V. N., Alavi, A. Emerging role of radiolabeled nanoparticles as an effective diagnostic technique. EJNMMI Res. 2 (1), 31-39 (2012).
  20. Jayagopal, A., Linton, M. F., Fazio, S., Haselton, F. R. Insights into atherosclerosis using nanotechnology. Curr. Atheroscler. Rep. 12 (3), 209-215 (2010).
  21. Khodabandehlou, K., Masehi-Lano, J. J., Poon, C., Wang, J., Chung, E. J. Targeting cell adhesion molecules with nanoparticles using in vivo and flow-based in vitro models of atherosclerosis. Exp Biol Med (Maywood). 242 (8), 799-812 (2017).
  22. Trent, A., Marullo, R., Lin, B., Black, M., Tirrell, M. Structural properties of soluble peptide amphiphile micelles. Soft Matter. 7 (20), 9572-9582 (2011).
  23. Hartgerink, J. D., Beniash, E., Stupp, S. I. Peptide-amphiphile nanofibers: A versatile scaffold for the preparation of self-assembling materials. Proceedings of the National Academy of Sciences. 99 (8), 5133-5138 (2002).
  24. Missirlis, D., et al. Effect of the Peptide Secondary Structure on the Peptide Amphiphile Supramolecular Structure and Interactions. Langmuir. 27 (10), 6163-6170 (2011).
  25. Zhong, L., Johnson, W. C. Environment affects amino acid preference for secondary structure. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 89 (10), 4462-4465 (1992).
  26. Shimada, T., Lee, S., Bates, F. S., Hotta, A., Tirrell, M. Wormlike Micelle Formation in Peptide-Lipid Conjugates Driven by Secondary Structure Transformation of the Headgroups. J. Phys. Chem. B. 113 (42), 13711-13714 (2009).
  27. Missirlis, D., et al. Linker Chemistry Determines Secondary Structure of p5314-29 in Peptide Amphiphile Micelles. Bioconjugate Chem. 21 (3), 465-475 (2010).
  28. Elbert, D. L., Hubbell, J. A. Surface treatments of polymers for biocompatibility. Annu. Rev. Mater. Sci. 26, 365-394 (1996).
  29. Xue, Y., O'Mara, M. L., Surawski, P. P. T., Trau, M., Mark, A. E. Effect of Poly(ethylene glycol) (PEG) Spacers on the Conformational Properties of Small Peptides: A Molecular Dynamics Study. Langmuir. 27 (1), 296-303 (2011).
  30. Canalle, L. A., Loewik, D. W. P. M., van Hest, J. C. M. Polypeptide-polymer bioconjugates. Chem. Soc. Rev. 39 (1), 329-353 (2010).
  31. Hamley, I. W. PEG-Peptide Conjugates. Biomacromolecules. 15 (5), 1543-1559 (2014).
  32. Acar, H., et al. Self-assembling peptide-based building blocks in medical applications. Adv. Drug Delivery Rev. , (2016).
  33. Busseron, E., Ruff, Y., Moulin, E., Giuseppone, N. Supramolecular self-assemblies as functional nanomaterials. Nanoscale. 5 (16), 7098-7140 (2013).
  34. Barrett, J. C., et al. Modular Peptide Amphiphile Micelles Improving an Antibody-Mediated Immune Response to Group A Streptococcus. ACS Biomater. Sci. Eng. 3 (2), 144-152 (2017).
  35. Toughrai, S., et al. Reduction-Sensitive Amphiphilic Triblock Copolymers Self-Assemble Into Stimuli-Responsive Micelles for Drug Delivery. Macromol. Biosci. 15 (4), 481-489 (2015).
  36. Swirski, F. K., et al. Monocyte accumulation in mouse atherogenesis is progressive and proportional to extent of disease. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103 (27), 10340-10345 (2006).
  37. Kashiwagi, M., et al. Association of monocyte subsets with vulnerability characteristics of coronary plaques as assessed by 64-slice multidetector computed tomography in patients with stable angina pectoris. Atherosclerosis (Amsterdam, Neth). 212 (1), 171-176 (2010).
  38. Chung, E. J., Tirrell, M. Recent Advances in Targeted, Self-Assembling Nanoparticles to Address Vascular Damage Due to Atherosclerosis. Adv. Healthcare Mater. 4 (16), 2408-2422 (2015).
  39. Cassetta, L., Pollard, J. W. Cancer immunosurveillance: role of patrolling monocytes. Cell Res. 26 (1), 3-4 (2016).
  40. Williams, C. B., Yeh, E. S., Soloff, A. C. Tumor-associated macrophages: unwitting accomplices in breast cancer malignancy. NPJ Breast Cancer. 2, (2016).
  41. Richards, D. M., Hettinger, J., Feuerer, M. Monocytes and Macrophages in Cancer: Development and Functions. Cancer Microenviron. 6 (2), 179-191 (2013).
  42. Schick, M. J. Effect of temperature on the critical micelle concentration of nonionic detergents. Thermodynamics of micelle formation. J. Phys. Chem. 67 (9), 1796-1799 (1963).
  43. Marullo, R., Kastantin, M., Drews, L. B., Tirrell, M. Peptide contour length determines equilibrium secondary structure in protein-analogous micelles. Biopolymers. 99 (9), 573-581 (2013).
  44. Hilbich, C., Kisters-Woike, B., Reed, J., Masters, C. L., Beyreuther, K. Substitutions of hydrophobic amino acids reduce the amyloidogenicity of Alzheimer's disease βA4 peptides. J. Mol. Biol. 228 (2), 460-473 (1992).
  45. Trevino, S. R., Scholtz, J. M., Pace, C. N. Amino Acid Contribution to Protein Solubility: Asp, Glu, and Ser Contribute more Favorably than the other Hydrophilic Amino Acids in RNase Sa. J. Mol. Biol. 366 (2), 449-460 (2007).
  46. Kim, S. W., Shi, Y. Z., Kim, J. Y., Park, K. N., Cheng, J. X. Overcoming the barriers in micellar drug delivery: Loading efficiency, in vivo stability, and micelle-cell interaction. Expert Opin Drug Delivery. 7 (1), 49-62 (2010).
  47. Rangel-Yagui, C. O., Pessoa, A. Jr, Tavares, L. C. Micellar solubilization of drugs. J. Pharm. Pharm. Sci. 8 (2), 147-163 (2005).
  48. Batrakova, E., et al. Fundamental relationships between the composition of pluronic block copolymers and their hypersensitization effect in MDR cancer cells. Pharm. Res. 16 (9), 1373-1379 (1999).
  49. Chen, L. J., Lin, S. Y., Huang, C. C. Effect of Hydrophobic Chain Length of Surfactants on Enthalpy-Entropy Compensation of Micellization. J. Phys. Chem. B. 102 (22), 4350-4356 (1998).

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Poon, C., Sarkar, M., Chung, E. J.… More

Poon, C., Sarkar, M., Chung, E. J. Synthesis of Monocyte-targeting Peptide Amphiphile Micelles for Imaging of Atherosclerosis. J. Vis. Exp. (129), e56625, doi:10.3791/56625 (2017).

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