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Chemistry

Synthese- und Massenspektrometrie der Oligo-peptoids

Published: February 21, 2018 doi: 10.3791/56652
Automatic Translation
1, 1, 1, 1
1Department of Chemistry, University of the Pacific

Summary

Ein Protokoll wird für die manuelle Synthese von Oligo-Peptoids gefolgt von Sequenzanalyse durch Massenspektrometrie beschrieben.

Abstract

Peptoids sind Sequenz-gesteuerte Peptid imitiert Oligomere bestehend aus N-alkyliert Glycin Einheiten. Unter vielen möglichen Anwendungen haben Peptoids als eine Art molekulare Informationsspeicherung gedacht. Massenspektrometrie-Analyse ist die Methode der Wahl für die Sequenzierung Peptoids betrachtet worden. Peptoids können über feste Phase Chemie mit einer sich wiederholenden zweistufigen Reaktionszyklus synthetisiert werden. Hier präsentieren wir eine Methode, Oligo-Peptoids manuell zu synthetisieren und die Reihenfolge der Peptoids mit Tandem-Massenspektrometrie (MS/MS) Techniken zu analysieren. Die Probe Peptoid ist ein Nonamer bestehend aus abwechselnd N-(2-Methyloxyethyl) Glycin (Nme) und N-(2-Phenyl) Glycin (Npe) sowie eine N-(2-Aminoethyl) Glycin (Nae) am N-Terminus. Die Sequenz-Formel von der Peptoid ist Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, wo Ac die Acetyl-Gruppe. Die Synthese erfolgt in einem handelsüblichen Festphasen-Reaktionsgefäß. Die Eisbahn Amid Harz dient als solide Unterstützung um die Peptoid mit einem Amid-Gruppe am C-Terminus zu erzielen. Das resultierende Peptoid Produkt unterliegt Sequenzanalyse mit einem Triple-Quadrupol-Massenspektrometer gekoppelt an eine Electrospray Ionisierung Quelle. Die MS/MS-Messung erzeugt ein Spektrum der Fragment-Ionen aus der Dissoziation des geladenen Peptoid. Der Fragment-Ionen sind je nach den Werten ihrer Masse-Ladungs-Verhältnis (m/Z) sortiert. Die m/Z-Werte der Fragment-Ionen werden gegen die nominalen Massen der theoretisch vorhergesagten Fragment-Ionen, nach dem Schema der Peptoid Fragmentierung verglichen. Die Analyse erzeugt eine Fragmentierung Muster der geladenen Peptoid. Die Fragmentierung Muster ist der Monomer-Reihenfolge der neutralen Peptoid korreliert. In diesem Zusammenhang liest MS-Analyse die Sequenzinformation von der Peptoids.

Introduction

Peptoids sind eine Klasse von Sequenz-gesteuerte Polymere mit Rückgrat Strukturen imitiert die Struktur von Peptiden. Peptoids können aus verschiedenen Aminen synthetisiert werden, ermöglicht Peptoids, höchst abstimmbaren Eigenschaften1,2auszustellen. Peptoids wurden als molekulare Modelle für biophysikalische Forschung, als Therapeutika und konzipiert als Liganden für Proteine3,4,5,6verwendet. Peptoids wurden in einer Vielzahl von biologisch aktiven Verbindungen, wie z. B. Anti-fouling und Antikörper-mimetischen Materialien, antimikrobielle Wirkstoffe und Enzym-Inhibitoren7,8,9entwickelt. Mit einer sehr geordnet und abstimmbaren Natur haben Peptoids auch als eine Art von molekularen Informationen Speicher10gedacht. Die Entdeckung dieser vielfältigen Anwendungen erfordert die Entwicklung von effizienten Analysemethoden zur Charakterisierung der Sequenzablaufs und Struktur des Peptoids. Tandem mass Spectrometry-basierte Techniken haben Versprechen als die Methode der Wahl für die Analyse der Sequenz Eigenschaften der Sequenz-gesteuerte Polymere, einschließlich Peptoids11,12,13gezeigt, 14,15. Jedoch systematische Studien korrelieren die Peptoid Ion Fragmentierung Muster aus mass Spectrometry Studien und die Strukturinformationen von Peptoids sind sehr begrenzt.

Peptoids können leicht mit einem festen Phase Verfahren synthetisiert werden. Die gut entwickelte Methode beinhaltet eine Iteration einer zweistufigen Monomer Zusatz Zyklus16,17. In jedem Zyklus zusätzlich ein Harz-gebundene Amin ist durch eine Halogenessigsäuren Säure (in der Regel Bromoacetic Säure, BMA) acetyliert, und dies ist gefolgt von einer Versetzung Reaktion mit ein primäres Amin. Obwohl automatisierte Synthese Protokolle für Peptoid Synthese routinemäßig angewendet wurden, können Peptoids manuell mit sehr guten Ausbeuten in einem standard Chemie Labor16,18,19, synthetisiert werden 20.

Unser Labor hat hat die Methode der manuellen Peptoid Synthese und vereinfacht das Gerät in die bestehenden Methoden verwendet. Wir haben vorher die Fragmentierung Muster aus einer Reihe von Peptoids mit MS/MS Techniken21,22,23studiert. Unsere Ergebnisse zeigen, dass Peptoids charakteristische Fragmentierungen produzieren, wenn sie einer Kollision-induzierte Dissoziation (CID)21,23 unterliegen oder Elektroneneinfang Dissoziation (ECD)22 Experimente. In diesem Artikel zeigen wir wie Oligo-Peptoids in einem standard Chemielabor synthetisiert werden kann, wie mit einem Triple-Quadrupol-Massenspektrometer CID-Experimente durchführen und wie die spektralen Daten analysieren. Die Peptoid synthetisiert und charakterisiert ist ein Nonamer mit N-terminale Acetylierung und C-terminalen Amidierung, Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2. Die Struktur der Peptoid ist in Abbildung 1dargestellt.

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Protocol

(1) Synthese von Peptoid

Hinweis: Die Synthese beginnt mit Aktivierung der Harz durch Schwellung des Harzes und der Schutzgruppe entfernen. Danach wächst die Peptoid Kette an das Harz durch Monomer Zusatz Zyklen wiederholen. Die ersten Monomer, gekoppelt an das Harz ist der C-terminalen Rückstand. Die Peptoid ist aus dem C-Terminus an den N-Terminus länglich. Sobald die gewünschte Peptoid Sequenz erreicht ist, ist das Harz aus gespalten und das Peptoid Produkt gereinigt.

  1. Vorbereitung der Reagenzien
    Hinweis: Die flüssige Reagenzien sind mit einer Mikropipette gemessen und die solide Reagenzien sind mit einer Analysenwaage gemessen.
    1. Mischen von 6,2 mL N, N'-Diisopropylcarbodiimide (DIC) und 43,8 mL N, N-Dimethylformamid (DMF), 0,8 M DIC/DMF Lösung vorzubereiten.
    2. Lösen Sie 5,56 g des BMA in 50,0 mL DMF, eine 0,8 M BMA/DMF-Lösung vorzubereiten.
    3. Mischen Sie 2 mL Piperidin (Pip) und 8 mL DMF, 20 % Pip/DMF Lösung zu erreichen.
    4. Auflösen von 1,9 mL der Npe in 13,1 mL DMF 1.0 zu erreichen M Npe/DMF.
    5. Auflösen von 1,3 mL Nme in 13,7 mL DMF 1.0 zu erreichen M Nme/DMF.
    6. Auflösen von 0,32 mL Nae in 2 mL DMF 1.0 erreichen M Nae/DMF.
      Achtung: Die meisten der in der Synthese verwendeten Chemikalien sind gefährlich. Trifluoroacetic Säure (TFA), DIC, Pip und BMA sind gefährlich für die Haut, Augen und Atemwege. DMF und Dichlormethan (DCM) sind Karzinogene verdächtigt. Alle Reaktionen in einem Abzug durchgeführt werden und geeigneter persönlicher Schutzausrüstung sollte verwendet werden. Bitte überprüfen Sie das Sicherheitsdatenblatt (MSDS) alle Chemikalien, die bei der Synthese verwendet.
  2. Harz-Aktivierung
    1. Messen Sie, 84 mg Rink Amid Harz (Harz, 0,047 Mmol laden 0.56 Mmol/g) und einem 10 mL Polypropylen Festphasen-Reaktionsgefäß hinzufügen. Legen Sie den Kolben in das Gefäß.
    2. Das Reaktionsgefäß 2 mL DMF hinzu und verschließen Sie das Gefäß mit einem Druckverschluss. Stellen Sie das Gefäß in einen Shaker geben und schütteln Sie das Schiff bei Raumtemperatur in einem Winkel von Bewegung von ca. 12 Grad und 385 Schwingungen/min für 30 min. abtropfen lassen die Lösung zu einem Abfallbehälter durch Entfernen der Kappe und schieben den Kolben der den Reaktionsbehälter.
    3. Das Schiff 2 mL 20 % Pip/DMF-Lösung hinzu und verschließen Sie das Gefäß. Auf den Shaker für 2 min schütteln, und die Lösung für den Abfallbehälter entleeren.
    4. Das Schiff 2 mL 20 % Pip/DMF-Lösung hinzu, Kappe des Schiffes, und schütteln es bei Raumtemperatur für 12 min. Entfernen der Kappe und die Lösung für den Abfallbehälter entleeren.
    5. Waschen Sie das Harz durch Zugabe von 1 mL DMF, das Gefäß verschließen und rühren das Schiff für 1 min. die Kappe abnehmen und entwässern die Lösung durch Drücken des Kolbens. Waschen Sie das Harz mit DMF für 4 weitere Male.
  3. Monomer Addition und N-terminale Acetylierung
    Hinweis: Jedes Monomer-Zusatz-Zyklus beinhaltet zwei Reaktionsschritte, Bromoacetylation und Vertreibung.
    1. Führen Sie die ersten Monomer Zusatz Zyklus zu bilden Nme-Harz.
    2. Führen Sie eine Bromoacetylation Reaktion. Mischen Sie 1 mL von 0,8 M BMA/DMF-Lösung und 1 mL von 0,8 M DIC/DMF-Lösung in ein Becherglas. Übertragen Sie die Mischung in einem Reaktionsgefäß mit Harz und verschließen Sie das Gefäß. Stellen Sie das Gefäß auf den Shaker und schütteln Sie es bei Raumtemperatur für 20 min. Entfernen der Kappe und entleeren Sie die Lösung für den Abfallbehälter.
    3. Waschen Sie das Harz, indem 1 mL DMF, Deckelung des Schiffes, für 1 min rühren, und entleeren die Lösung durch Drücken des Kolbens. Waschen Sie das Harz durch Hinzufügen von 1 mL der DCM, das Schiff für 1 min rühren und entleeren die Lösung. Waschen Sie das Harz mit DCM noch einmal und dann waschen Sie es mit DMF zweimal.
    4. Führen Sie eine Verschiebung Reaktion. Fügen Sie 1 mL 1,0 M Nme/DMF-Lösung, verschließen Sie das Gefäß, schütteln Sie dem Schiff bei Raumtemperatur für 60 min. Entfernen der Kappe und abtropfen lassen Sie die Lösung durch Drücken des Kolbens.
    5. Waschen Sie das Harz durch Hinzufügen 1 mL DMF, das Schiff für 1 min rühren und entleeren die Lösung durch Drücken des Kolbens. Waschen Sie das Harz von Zeichnung in 1 mL DCM, agitieren für 1 min, und entleeren die Lösung. Waschen Sie DCM nochmals, gefolgt vom Waschen mit DMF zweimal.
    6. Wiederholen Sie Monomer Zusatz Zyklen von Schritten 1.3.2, 1.3.5 Nae-(Npe-Nme)4zu bilden-Harz. Wenn Sie den Schritt der Verschiebung Reaktion (1.3.4) wiederholen, verwenden Sie eine spezifische Amin Lösung entsprechend der Reihenfolge der Peptoid.
      Hinweis: Die Peptoid-Kette ist aus dem C-Terminus an den N-Terminus mit der C-terminalen Rückstand an das Harz gebunden länglich.
    7. Führen Sie N-terminale Acetylierung zu Ac-Nae-(Npe-Nme)4-Harz.
    8. Mix 92 µL des Essigsäureanhydrid, 43,5 µL von N, N-Diisopropylethylamine (DIPEA) und 2 mL DMF in ein Becherglas, ca. 2 mL der Acetylierung cocktail machen.
    9. Das Gefäß mit Harz fügen Sie 2 mL der Acetylierung cocktail hinzu, verschließen Sie das Gefäß und bei Raumtemperatur agitieren Sie, für 60 min. die Kappe abnehmen und entwässern die Lösung durch Drücken des Kolbens.
    10. Waschen Sie das Harz durch Hinzufügen 1 mL DMF, das Schiff für 1 min rühren und entleeren die Lösung durch Drücken des Kolbens. Waschen Sie das Harz durch Hinzufügen von 1 mL der DCM, das Schiff für 1 min rühren und entleeren die Lösung. Wiederholen Sie waschen des Harzes mit DCM noch einmal, dann waschen mit DMF noch zweimal.
    11. Waschen Sie das Harz von 1 mL der DCM hinzufügen, das Schiff für 1 min rühren und entleeren die Lösung durch Drücken des Kolbens. Wiederholen Sie waschen mit DCM zweimal. Entfernen Sie den Deckel und lassen Sie das Harz in das Reaktionsgefäß für 10 Minuten an der Luft trocknen.
  4. Dekolleté und Reinigung
    1. Mischen Sie 3,8 mL TFA 100 µL Triisopropylsilane (Tipps) und 100 µL der HPLC-Klasse H2O in ein Becherglas zu 4 mL Spaltung cocktail.
    2. Fügen Sie 4 mL frisch Spaltung cocktail auf dem Gefäß mit Harz zubereitet, verschließen Sie das Gefäß und schütteln Sie es bei Raumtemperatur für 2 h.
    3. Entfernen Sie die Kappe und sammeln Sie die Filtrat Lösung in ein 50 mL Polypropylen Zentrifugenröhrchen. Fügen Sie 1 mL TFA auf das Schiff und cap sie agitieren für 1 min. sammeln das Filtrat-Lösung in der gleichen Zentrifugenröhrchen.
    4. Verdunsten Sie TFA durch Einblasen in einem Strom von Stickstoffgas sanft bis etwa 1 mL Viskose Lösung übrig ist.
    5. Die restliche Lösung 15 mL Diethylether hinzu, die Zentrifuge Röhrchen, und in einem Gefrierschrank-20 ° C für 2 h über Nacht inkubieren. Die rohe Peptoid fällt als weißer Körper.
    6. Pellet-Volumenkörper mit einer Zentrifuge bei 4.427 x g für 10 min. Entfernen der Kappe die Zentrifugenröhrchen und dekantieren Diethylether in ein Becherglas sorgfältig ohne festen.
      Achtung: Diethylether ist eine brennbare organische Lösungsmittel. Bitte verwenden Sie eine sicheren Diethylether-Zentrifuge.
    7. Waschen der Volumenkörper durch Zugabe von 10 mL eiskaltes Diethylether in der Zentrifuge tube mit dem festen, Deckelung der Röhre, und platzieren es in der Zentrifuge. Durchführen Sie Zentrifugation bei 4.427 x g für 10 min. entfernen die Zentrifuge tube aus der Zentrifuge und dekantieren Diethylether in ein Becherglas sorgfältig ohne festen.
    8. Trocknen Sie das Solid durch sanft weht in einem Strom von Stickstoffgas.
    9. Fügen Sie 10 mL HPLC-Klasse H2O, getrockneten festen aufzulösen. Ein Nylon-Spritze-Filter mit einer Porengröße von 0,45 µm die Lösung durchlaufen, und das Filtrat in ein Pre-gewichteten 50 mL Polypropylen Zentrifugenröhrchen sammeln.
    10. Schale fixieren die Lösung durch platzieren und drehen die Zentrifuge Rohr enthält, die die Peptoid-Lösung in einem 12-Unze-doppelt gestapelt erweiterte Polystyrol Espressotasse 1/3 mit flüssigem Stickstoff gefüllt. Lyophilize Sie die gefrorenen Lösung über Nacht um solide Peptoid zu erbringen.
    11. Durch Auflösen der soliden Peptoid in 10 mL HPLC-Klasse H2O Lyophilisierung noch einmal zu wiederholen, Einfrieren in flüssigem Stickstoff und Lyophilisation Übernachtung shell. Die daraus resultierende Peptoid ist ausreichend für Sequenzanalyse durch Massenspektrometrie rein.

2. MS-Messungen und Sequenzanalyse

Hinweis: MS/MS-Experiment wird in einem Triple-Quadrupol-Massenspektrometer gekoppelt an eine Electrospray Ionisierung (ESI) durchgeführt. Datenerhebung erfolgt mithilfe der Datenerfassungs-Software mit dem Instrument begleitet. Das allgemeine Verfahren beinhaltet 1) die Durchführung der vollständigen Scan-Massenspektrometrie-Experiment und Aufnahme Massenspektrum, experimentieren (2) Durchführung der CID-MS/MS und Aufnahme der MS/MS-Spektrum, und (3) Vergleich der MS/MS spektralen Daten mit theoretischen Fragmentierung Schema Vorhersagen basierend auf das Strukturmerkmal der Peptoid.

  1. Vorbereitung der Probenlösung
    1. 1,0-2,0 mg feste Peptoid in einer 3-5 mL-Glasflasche abwiegen. Fügen Sie 1 mL gemischt Lösungsmittel von Acetonitril und Wasser (ACN/H2O, 1:1, V/V), um die Peptoid zu lösen. Dadurch werden die Lager Probenlösung mit einer Konzentration von etwa 10-3 M.
    2. 20 µL der Stammlösung in eine 1,5 mL Zentrifugenröhrchen und fügen Sie 1 mL gemischt Lösungsmittel von ACN/H2O zu eine verdünnten Probenlösung von ca. 10-5 M ergeben.
    3. Entfernen Sie alle mögliche unlösliche Partikel in der verdünnten Probenlösung durch Zentrifugation bei 4.427 x g ausführen, für 3 min. Transfer ca. 700 µL der obere Teil der Lösung in einem anderen 1,5 mL Zentrifuge Rohr zu Peptoid MS funktionierende Lösung mit Konzentration von etwa 10-5 M.
    4. Passen Sie die Konzentration der MS funktionierende Lösung basierend auf die beobachteten Signalintensität während Massenspektrometrie Messungen.
    5. Eine alternative Möglichkeit, alle möglichen unlösliche Partikel in der verdünnten Probenlösung zu entfernen ist ein 0,20 µm Spritze Filter die Beispiellösung durchlaufen und das Filtrat in ein 1,5 mL Zentrifugenröhrchen Peptoid MS Arbeitslösung von etwa 10-5 zu sammeln M.
  2. Aufzeichnung von Massenspektren
    1. Der Elektrospray-Ionisation (ESI) Quelle durchlaufen Sie gemischte Lösungsmittel von ACN/H2O (1:1, V/V), und richten Sie das Instrument in einem standard positive Ionen, vollständiger Scan Massenspektrometrie Modus mit einer Masse-Ladungs-Verhältnis (m/Z) Reihe von 100-1500.
      Hinweis:
      Typische Betriebsparameter:
      ESI-Nadel-Spannung, 5 kV
      Kapillare Spannung, 40 V
      Gas (Stickstoff) Trocknungstemperatur, 200 ° C.
    2. Fügen Sie ca. 300 µL Arbeitslösung Peptoid MS (ca. 10-5 M) in 500 µL oder eine 1 mL Spritze und schließen Sie die Spritze mit dem ESI-Einlass mit Kapillare Polyether Ether-Keton (PEEK)-Schläuche. Legen Sie die Spritze auf die Spritzenpumpe und die Durchflussmenge in 10 µL/min auf die Beispiellösung verleihen dem ESI-Einlass.
    3. Schalten Sie die ESI-Nadel-Spannung um den ESI zu aktivieren, und dann auf den Detektor. Stellen Sie die Anzeige im Profilmodus und m/Z-Bereich von 100-1500. Ein Massenspektrum Profil, im Fenster "Profil" angezeigt. Der Peak bei m/Z 1.265 (dargestellt von 1,264.6 m/Z) entspricht die Peptoid Ion oder protonierten Peptoid.
    4. Notieren Sie die MS-Spektrum für 2 min. Verwenden Sie in das Fenster"Methoden" 2 min als die "Laufzeit". Öffnen Sie das Aufnahmefenster und füllen in einem richtigen Dateinamen und das Spektrum Aufnahme starten.
      Hinweis: Die resultierende Massenspektrum ist in Abbildung 3dargestellt.
    5. Optimieren Sie die Intensität des Peaks bei m/Z von 1.265. 1.150-1.350 m/Z-Bereich gesetzt und passen Sie die Kapillare Spannung beim Betrachten der Peak-Intensität in mV im Fenster "Profil" angezeigt. Beispielsweise erhöhen die Kapillare Spannung bis 50 V oder höher und zeigen die Veränderung der Peak-Intensität. Die optimale Peak-Intensität ist um 150-200 mV.
      Hinweis: Die Kapillare Spannung einstellen kann die Fülle an bestimmte Ionen wesentlich ändern. Erhöhung der Kapillaren Spannung kann die Intensität des Peptoid Ions verbessern. Allerdings kann eine Kapillare Hochspannung auch Dissoziation des Peptoid Ions in der Ionenquelle zu induzieren und verringern Sie die beobachteten Intensität. Einstellung der Temperatur des Trocknens Gas kann die Intensität des Peaks bei m/Z 1.265 erhöhen, aber es ist weniger wirksam als die Kapillare Spannung einstellen. Wenn der Peak bei m/Z 1.265 nicht die optimale Intensität erreicht, passen Sie die Probe Konzentration (oder beispielsweise verdoppeln die Konzentration von MS funktionierende Lösung).
    6. Schalten Sie das Gerät in den MS/MS-Modus. Festlegen des Vorläufer-Ions bei m/Z 1.265 und MS/MS Masse Bereich bei m/Z 100-1400. Im Methode Fenster"," m/Z 1.265 als "Q1 Primiz" verwenden und "Q1 letzte Messe" leer lassen. Verwenden Sie m/Z 100 als "Q3 Primiz" und m/Z 1.400 als "Q3 letzten Messe."
      Hinweis: Im MS/MS-Modus die ersten Quadrupol Einheit (Q1) Funktionen wie einem Massenfilter, Peptoid Ion als der Vorläufer-Ion zu isolieren ist die zweite Quadrupol-Einheit (Q2) eine Kollision-Zelle und die dritte Quadrupol (Q3) arbeitet als eine Masse Analysator.
    7. Satz der Aufprallenergie bei 40 eV und der Kollision Gas (Argon, in diesem Fall) auf 1,5 mTorr Druck.
    8. Ein Massenspektrum Profil, im Fenster "Profil" angezeigt. Der Peak bei von 1.265 m/Z entspricht des Peptoid Ions, und die Spitzen mit niedrigeren m/Z-Werte repräsentieren die Fragmente aus der Peptoid Ion.
    9. Passen Sie die Aufprallenergie um die Anzeige des Spektrums Fragmentierung zu optimieren. Zum Beispiel erhöhen Sie die Aufprallenergie auf 45 eV und zeigen Sie die Änderung des Profils Spektrum an.
      Hinweis: erhöhen die Aufprallenergie im Allgemeinen verbessern die Fülle der Fragment-Ionen werden und reduziert die Fülle des Peptoid-Ions. Erhöhung des Kollision Gasdrucks erhöht auch die Fülle der Fragment-Ionen.
      Achtung: Nicht erhöhen Sie die Kollision Gasdruck über 2 mTorr.
    10. MS/MS-Spektrum für 2 min aufnehmen. Verwenden Sie 2 min in Methode Fenster"," als die "Laufzeit". Öffnen Sie das Aufnahmefenster und füllen in einem richtigen Dateinamen und das Spektrum Aufnahme starten.
    11. Wiederholen Sie die Aufnahme von 1 - 2 Mal.
  3. Peptoid-Sequenzanalyse
    Hinweis: Unter der Bedingung der CID, würde das Peptoid Ion an die Amid-Bindungen entlang der Peptoid Rückgrat, eine Reihe von N-terminale Fragmente genannt B-Ionen und eine Reihe von C-terminale Fragmente genannt Y-Ionen zu produzieren fragment
    1. Die chemische Struktur der Schimmelpilzschäden Peptoid indem der N-Terminus auf der linken Seite und dem C-Terminus auf der rechten Seite zeichnen Sie, und zeichnen Sie eine gestrichelte Linie auf jede Amid-Bindung, eine Fragmentierung Schema zu generieren, wie in Abbildung 2agezeigt. Zeichnen Sie ein Proton mit einem gestrichelten Kreis an der Ladungsträger. Ausgehend von der linken Seite der Struktur, platzieren Sie Beschriftungen auf die gestrichelten Linien um die N-terminale Fragmente als B1, B2, B8anzugeben. Ausgehend von der rechten Seite, platzieren Sie Beschriftungen auf die gestrichelten Linien um die C-terminale Fragmente als Y1Y2, Y8anzugeben.
      Hinweis: Eine chemische Zeichnung Software kann genutzt werden, um die Peptoid-Struktur zu zeichnen.
    2. Stellen Sie Fragmentierung bei der 4th Amid-Bindung von der linken Seite vor, und zeichnen Sie die Strukturen der N-terminale Fragment und das C-terminale Fragment mit richtigen formalen Gebühren, wie in Abbildung 2 bdargestellt. Platzieren Sie die Beschriftung der B4 auf das N-terminale Fragment, und die Bezeichnung des Y5 auf das C-terminale Fragment. Berechnen Sie den m/Z-Wert von B4 durch Aufsummieren der nominalen Massen der Elemente in der Struktur zu einem Wert von 580 und das N-terminale Fragment setzen Sie m/Z 580 auf. Berechnen Sie den m/Z-Wert von Y5 und das C-terminale Fragment setzen Sie m/Z 685 auf.
    3. Berechnen Sie die m/Z-Werte für alle acht B-Ionen und alle acht Y-Ionen, und montieren sie in einer Tabelle, wie in Tabelle 1dargestellt.
      Hinweis: Die m/Z-Werte der Fragmente können mit Hilfe einer Chemikalie Zeichnung Software berechnet werden.
    4. Öffnen Sie das aufgezeichnete MS/MS-Spektrum der die Peptoid mit den Daten-Review-Software mit dem Instrument begleitet. Legen Sie die Beschriftung Einstellungen für "Show Ionen-Labels" und Label-Schwelle auf 3 %. Dies erzeugt ein MS/MS-Spektrum mit m/Z-Werten beschriftet auf den Gipfeln.
    5. Exportieren Sie die MS/MS spektrale Daten als Textdatei im CSV-format und das Spektrum mit Datenverarbeitungs-Software zu rekonstruieren. M/Z-Werte auf den Gipfeln zu platzieren. Das daraus resultierende MS/MS-Spektrum ist in Abbildung 4dargestellt.
      Hinweis: Einige Massenspektrometer Datenverarbeitungs-Software in der Lage, verfügen über für die Generierung der MS/MS-Spektrum. In diesem Fall ist es nicht notwendig, die MS/MS spektralen Daten exportieren.
    6. Ordnen Sie die m/Z-Werte gezeigt, auf dem MS/MS-Spektrum zur Ermittlung der entsprechende B und Y-Ionen in Tabelle 1 gezeigt. Beispielsweise wird der Peak bei m/Z 580 identifiziert als B-4-Ionen und m/Z 685 ist identifiziert als die Y-5-Ion. Beschriften Sie die Spitzen mit entsprechenden B und Y Symbole auf dem Spektrum, wie in Abbildung 4dargestellt.

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Representative Results

Die Struktur von einem 9-Mer Peptoid mit N-terminale Acetylierung, Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, ist in Abbildung 1dargestellt. Die Peptoid wurde manuell in einem fritted Polypropylen Reaktionsgefäß über Festphase Ansatz synthetisiert. Eisbahn Amid Harz (0,047 Mmol, 84 mg mit be-0.56 Mmol/g) dient als solide Unterstützung um die Peptoid mit einem niedrigmethylierte C-Terminus zu erzielen. Die Peptoid-Kette ist durch mehrere Zyklen von Monomer Zusatz gebaut. Jedes Monomer-Zusatz-Zyklus beinhaltet zwei Reaktionen Schritte, Bromoacetylation und Vertreibung. Die Bromoacetylation wird durch Zugabe von 0,8 M BMA und 0,8 M DIC Lösung erreicht und die Reaktion dauert 20 Minuten. Die Verschiebung wird erreicht, indem die Acetylierung Produkt 1,0 M Amin Lösung hinzufügen und die Reaktion dauert 1 h N-terminale Acetylierung erfolgte durch Hinzufügen einer cocktail Lösung mit 92 µL Essigsäureanhydrid, 43,5 µL DIPEA und 2 mL DMF. Die Peptoid ist aus aus dem Harz durch Hinzufügen einer cocktail Lösung enthaltend 3,8 mL TFA, 100 µL Tipps und 100 µL der HPLC-Klasse H2O gespalten, und die Reaktion findet 2 h. TFA wird in der Haube durch Einblasen in einem Strom von Stickstoffgas bis etwa 1 mL zähflüssige entfernt Lösung bleibt. Das Peptoid Produkt Ausscheidungen in Diethylether und durch Zentrifugation isoliert, und dies ist gefolgt von zwei Iterationen der Gefriertrocknung. Die daraus resultierende Peptoid ist ausreichend rein für MS/MS-Analyse.

Das vorhergesagte Fragmentierung-Schema für die Peptoid zeigt Abbildung 2a, wo das Proton in den gestrichelten Kreis zeigt das "mobile Proton", das Zersplitterung der Peptoid während des Experiments CID auslösen würde. Die Peptoid Ionen-Fragmente an die Amid-Bindungen entlang der Peptoid Rückgrat, für das die Fragmentierung Websites durch die gestrichelten Linien gekennzeichnet sind. Die N-terminale-Fragmente sind als Typ B-Ionen beschriftet und die C-terminale Fragmente sind als Y-Type-Ionen bezeichnet. Tritt die Fragmentierung überhaupt verfügbar Amid Anleihen, insgesamt acht N-terminale Fragmente, B1 bis B8, und insgesamt acht C-terminale Fragmente, Y1 bis Y8, bilden würde. Jedes Fragment hat einen entsprechenden m/Z-Wert, der durch Aufsummieren der nominalen Massen aller Elemente im Fragment berechnet wird. Als ein Beispiel, die Strukturen und die entsprechenden m/Z-Werte (nominalen Massen) von B-4-Ionen und die Y-5-Ionen sind in Abbildung 2 bdargestellt. Die chemische Formel für das B-4 -Ion ist C31H42N5O6+, und die geringe Masse wird berechnet, indem die Gleichung (31 x 12) + (42 x 1) + (5 x 14) + (6 x 16) = 580. Da B4 einzeln geladenes Ion ist, wäre der m/Z-Wert 580/1 = 580. In Abbildung 2 b, die Struktur der B4-Ion ist eine vereinfachte form (siehe Diskussion Abschnitt für Details). Die berechnete m/Z-Werte (nominalen Massen) aller Fragment-Ionen von B1-B8 und Y1-Y8 sind in Tabelle 1aufgeführt.

Die Masse Analyse umfasst zwei Prozesse. Der erste Prozess ist die vollständigen Scan-Massenspektrometrie-Analyse der Peptoid Probe durchführen. Dieses Ergebnis zeigt an, ob die Probe eine messbare Menge an der Peptoid und der relativen Reinheit der Probe enthält. Vollständiger Scan Massenspektrum des Peptoid Ions ist in Abbildung 3gezeigt wo die m/Z-Werte auf die nächste ganze Zahl gerundet. Der Peak bei m/Z 1.265 protonierten Peptoid entspricht, und die Spitze bei m/Z 1.287 entspricht das Natrium-Ion Addukt von der Peptoid. Die zwei Peaks bei 633 m/Z und m/Z 644 entsprechen zweifach protonierten und gemischte protonierten-Sodiated Peptoids. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass die Peptoid Probe ausreichend reines für MS/MS-Analyse durchführen.

Der zweite Prozess in Masse Analyse soll das MS/MS-Experiment auf der protonierten Peptoid bei m/Z 1.265 durchführen. Dieser Prozess umfasst die Vorläufer Peptoid Ion vom ersten Quadrupol Referat, Fragmentierung des Peptoid Ions im CID und Sortierung der Fragment-Ionen entsprechend ihrer m/Z-Werte durch die dritte Quadrupol-Einheit zu isolieren. Das resultierende Spektrum ist in Abbildung 4dargestellt, wo die m/Z-Werte auf die nächste ganze Zahl gerundet. Der Peak bei 1.265 m/Z entspricht der protonierten Peptoid. Die anderen Peaks bei niedrigeren m/Z-Werte entsprechen der Fragment-Ionen aus der Peptoid Ion. Der Fragment-Ionen werden als B-Ionen oder der Y-Ionen zugewiesen, durch den Vergleich ihrer m/Z-Werte mit den vorhergesagten (siehe Tabelle 1) basierend auf dem Peptoid-Fragmentierung-Schema (siehe Abbildung 2). Mit beobachtbaren Häufigkeiten werden sieben Y-Ionen (Y2 Y8) und sieben B-Ionen (B1 bis B7) gebildet. Beachten Sie, dass die Fülle der Y-Ionen viel höher als bei den meisten B-Ionen ist.

Figure 1
Abbildung 1: chemische Struktur von Peptoid Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2. Die Peptoid wurde manuell über den Ansatz der Festphase synthetisiert. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Figure 2
Abbildung 2: Schema der protonierten Peptoid Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, Fragmentierung. Die Peptoid Ionen-Fragmente an die Amid-Bindungen entlang der Peptoid Rückgrat, eine Reihe von N-terminale Fragmente genannt B-Ionen und eine Reihe von C-terminale Fragmente genannt Y-Ionen zu produzieren. (a) vorhergesagt Fragmentierung Schema für den protonierten Peptoid Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2. Die gestrichelten Linien zeigen die Fragmentierung Sites, die Symbole B1 bis B8 zeigen die N-terminale Fragmente und die Symbole Y1 Y8 zeigen die C-terminale Fragmente; (b) Probe Fragmentierung mit schematischen Strukturen. Die Strukturen zeigen die B-4-Ionen und die Y-5-Ion mit entsprechenden m/Z-Werte, beziehungsweise. Die m/Z-Werte werden durch Aufsummieren der nominalen Massen der Elemente in den Strukturen berechnet. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Figure 3
Abbildung 3: Vollständiger Scan Massenspektrum von Peptoid Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, wo die m/Z-Werte auf die nächste ganze Zahl gerundet. Der Peak bei 1.265 m/Z entspricht des Peptoid Ions, [P + H]+, und der Peak bei m/Z 1.287, Natrium-Ion Addukt von Peptoid, [P + Na]+. Die zwei Peaks bei 633 m/Z und m/Z 644 entsprechen den doppelt aufgeladenen Peptoid, [P + 2 H]2 + und [P + H + Na]2 +. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Figure 4
Abbildung 4: MS/MS-Spektrum der protonierten Peptoid Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2 beschriftet mit zugewiesenen Fragmente. Der Peak bei 1.265 m/Z entspricht der protonierten Peptoid, [P + H]+, und die Spitzen mit niedrigeren m/Z-Werte entsprechen der Fragment-Ionen. Die B - und Y-Ionen werden durch einen Vergleich ihrer m/Z-Werte mit diesen berechneten basierend auf dem Schema der Fragmentierung des Peptoid Ions zugewiesen. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

B-Ionen m/Z-Wert (geringe Masse) Y-Ionen m/Z-Wert (geringe Masse)
B1 143 Y1 133
B2 304 Y2 294
B3 419 Y-3 409
B4 580 Y4 570
B5 695 Y5 685
B6 856 Y6 846
B7 971 Y-7 961
B8 1132 Y8 1122

Tabelle 1: Theoretischen m/Z-Werte berechnet anhand der prognostizierten Fragmentierung Schema der protonierten Peptoid Ac-Nae-(Npe-Nme) 4 -NH 2 . B-Ionen und der Y-Ionen zeigen die entsprechende Fragment-Ionen von N-Terminus und den C-Terminus, beziehungsweise. Jeder m/Z-Wert (geringe Masse) wird berechnet, indem zusammenfassend die nominalen Massen der Elemente in diesem Fragment-Ionen.

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Discussion

Ein Nonamer Peptoid, Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, hat unter Verwendung des Protokolls präsentiert synthetisiert. Die Synthese-Apparat beinhaltet eine Spritze wie Polypropylen Festphasen-Reaktionsgefäß und einem mechanischen Schüttler. Die Reaktionsgefäße sind kommerziell verfügbar und kostengünstig. Einem mechanischen Schüttler ist ein gemeinsamen Apparat in Chemie-Laboratorien. Mithilfe einer Spritze wie Reaktionsgefäß werden Lösungen hineingezogen und das Schiff durch manuelles Verschieben des Kolbens verdrängt. Diese Technik ermöglicht das Monomer Addition und Harz Spaltung Reaktionen auftreten, in einem einzigen Reaktionsgefäß und entfällt den Schritt der Übertragung der Harz-gebundene Zwischenprodukt in ein anderes Gefäß für Dekolleté. Diese Technik beseitigt auch die Notwendigkeit ein Vakuum Absaugvorrichtung, Lösungen aus den Reaktionsbehälter zu entfernen. Vakuum-Extraktion wird häufig im manuellen Peptoid Synthese verwendet, die andere Forscher19,20gezeigt hat. Gründlich waschen des Harzes zwischen Reaktionsschritte ist entscheidend für ein hochreines Produkt zu erhalten. Ein mögliches Problem ist das Verstopfen der Fritte in das Reaktionsgefäß nach mehreren Zyklen der Monomer-Zusatz. Eine Lösung für dieses Problem ist das Harz in ein neues Reaktionsgefäß übertragen und der Synthese fortzufahren. Diese Synthese Technik eignet sich gut für Peptoids bis zu 10-12 Rückstände. Für längere Peptoids wird es schwieriger, Lösungen aus den Reaktionsbehälter zu entfernen, drücken Sie den Kolben. In diesem Fall kann ein Vakuum-Extraktion-Gerät genutzt werden, um Lösungen aus den Reaktionsbehälter entfernen (der Kolben sollte durch einen Stopper ersetzt werden). In der Synthese-Protokoll ist das Rohprodukt durch Fällung der Peptoid in Diethylether gereinigt. Etwas kürzer und stark polaren Peptoids kann nicht in Diethylether Niederschlag bilden. In diesem Fall kann der Peptoid isoliert werden durch das Rohprodukt in 10 % Essigsäure auflösen und die Waschlösung mit Diethylether mehrere Male die Lyophilisation folgt. Einige stark hydrophobe Peptoids kann auch nicht in Diethylether Niederschlag bilden. In diesem Fall verdampfen Sie die Diethylether und verwenden Sie eine Reverse-Phase-HPLC, um das Peptoid Produkt zu reinigen.

In dieser Studie die Peptoid Ion entsteht durch ESI und MS/MS-Experiment erfolgt in einem Triple-Quadrupol-Massenspektrometer. Wegen der Ion-Isolation-Funktion von der ersten Quadrupol-Einheit ist die Probe direkt in die ESI-Quelle infundiert die Flüssigchromatographie (LC) überflüssig macht. Einzeln können protonierten Peptoids auch einfach erzeugt werden, mit Hilfe der Matrix-assisted Laser Desorption-Ionisation (MALDI) Technik. MS/MS-Experimente können mit anderen Arten von Massenspektrometern sowie, wie ein Ionenfallen Spektrometer durchgeführt werden. Obwohl die relative Häufigkeit der Fragment-Ionen erscheinen mag anders sein, wenn die MS/MS-Spektren mit anderen Instrumenten erfasst werden, sollte die spektrale Qualitätsmerkmale ähnlich sein. Im Allgemeinen ist die relative Häufigkeit der verschiedenen Fragment-Ionen sehr empfindlich auf die Geräteparameter. Änderung der Aufprallenergie und Kollision Gasdruck kann die relative Häufigkeit der Fragment-Ionen deutlich verändern. Zum Beispiel fördern die Aufprallenergie erhöhen oder Erhöhung des Kollision Gasdrucks Fragmentierung, und infolgedessen die Fülle des Peptoid Vorläufer Ions verringert und die Fülle der Fragment-Ionen steigt. Diese Studie konzentriert sich auf einzeln geladenen Peptoids. Die Länge der Peptoids studierte unter Verwendung dieses Protokolls wird durch die m/Z-Bereich des Massenspektrometers begrenzt. Für ein Massenspektrometer mit Massenbereich bis zu 2.000 m/Z sollte die m/Z-Werte der geladenen Peptoids niedriger als die Obergrenze sein. Wenn die Peptoids eine Molekülmasse oberhalb des Grenzwertes des Massenspektrometers, haben ein zweifach protonierten Peptoid kann als Vorläufer Ionen verwendet werden. Einen doppelt aufgeladenen Peptoid hätte einen m/Z-Wert, der etwa die Hälfte der einzeln aufgeladen ist.

Die Peptoid präsentiert in diesem Werk enthält eine grundlegende Rückstände mit ein primäres Amin als Seitenkette Gruppe. Der grundlegende Rückstand dient als eine Protonierung-Website, die die Ionisierung in der ESI-Quelle des Massenspektrometers Effizienz würde. Weniger polar (mehr hydrophob) Peptoids haben schlechte Ionisation Effizienz in der ESI-Quelle. In diesem Fall kann eine atmosphärische Druck chemische Ionisation (APCI) Quelle genutzt werden, um die Peptoids zu ionisieren. Unter den Bedingungen des CID fragment der Peptoid Ionen hauptsächlich an die Amid-Bindungen, eine Reihe von N-terminale Fragmente und eine Reihe von C-terminale Fragmente zu produzieren. Wenn der Ladungsträger, die Protonen auf die N-terminale Fragmente, Form B-Ionen. Andernfalls die Y-Ionen-Form. Abbildung 2 zeigt eine Struktur der B4-Ion. Dies ist eine vereinfachte Struktur, die hilft, um den m/Z-Wert zu berechnen. Die eigentliche B-Ionen bilden sich wahrscheinlich in eine zyklische Struktur, wie ein Oxazolone 5-gliedriger Ring23. Nicht alle vorhergesagt Fragment-Ionen in das Massenspektrometer gebildet und im Massenspektrum beobachtet. Die Effizienz der Bildung positiv aufgeladen Fragment-Ionen ergibt sich weitgehend aus der Gasphase Basizität (oder Proton Affinität) des Fragments. Sehr grundlegende Fragmente haben eine hohe Chance zu bilden, die positiv geladenen Ionen und in den Massenspektren zu beobachten. Mindestens 70 % der vorhergesagten Fragment-Ionen zu beobachten gibt im Allgemeinen ein Recht hohes Vertrauen für die Vorhersage der Sequenz eine Peptoid. Bei der Gestaltung von Peptoids für Sequenzanalyse durch Massenspektrometrie, ist es wichtig, die Rückstände mit polarer Seitenkette Gruppen wie Alkoxygruppen, an verschiedenen Standorten entlang der Peptoid zu platzieren.

Für die meisten einzeln geladenen Peptoids mit N-terminale Acetylierung zeigen die Y-Ionen viel höhere Fülle als B-Ionen21,23. Wie in Abbildung 3, mit Ausnahme von B1-Ion, die Intensität der Peaks entspricht die B-Ionen ist viel niedriger als die der Y-Ionen. Für Peptoids mit freien Aminogruppen der N-terminalen höhere Fülle von Y-Ionen über B-Ionen sowie21beobachtet. Die Begünstigung von Y-Ionen legt nahe, dass die Ladungsträger Proton bevorzugt auf die C-terminale Fragmente befinden, aufgrund der höheren Proton-Affinität der C-terminalen Fragmente23. Neben der Bildung von B und Y-Ionen sekundäre Fragment-Ionen mit Wasserverlust oder labile Sidechain-Gruppe sind oft in protonierten Peptoids beobachtet. Diese sekundären Fragment-Ionen oft erscheinen als eine Reihe von Gipfeln Begleiter neben den Gipfeln der primären Fragment-Ionen (vor allem Y-Ionen), und durch Subtraktion der Mass der labile Sidechain-Gruppe aus der Masse der entsprechenden primären identifiziert werden können Fragment-Ionen.

Dieses Protokoll wird veranschaulicht, wie manuell eine Oligo-Peptoid zu synthetisieren und analysieren die Monomer-Sequenz von einer Peptoid mit einem Tandem-Massenspektrometrie-Methode. Diese Synthese-Protokoll angenommen werden kann leicht in eine Chemie Unterricht Labor neue Forscher in Peptoid Synthese zu trainieren. Dieses Massenspektrometrie-Protokoll dient als ein wirksames Instrument, nicht nur um die Identität der Peptoid bestätigen, sondern auch um die strukturellen Merkmale des Peptoid in Bezug auf die beobachteten Fragmentierung Muster zu charakterisieren. Zukünftige Anwendungen können bedeuten, Entwicklung einer Korrelationskarte Verknüpfung der Peptoid-Struktur und die Fragmentierung Muster durch die Synthese und Massenspektrometrie Analyse aus einer Bibliothek von verschiedenen Peptoids.

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Disclosures

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Acknowledgments

Die Autoren möchten Herr Michael Connolly und Dr. Ronald Zuckermann (The Molecular Foundry, Lawrence Berkeley National Laboratory) für Technik-Support in Peptoid Synthese danken. Wir anerkennen die Unterstützung durch die National Science Foundation (CHE-1301505). In der Chemie Mass Spectrometry Einrichtung an der University of the Pacific wurden alle Massenspektrometrie Experimente durchgeführt.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
ESI-triple quadrupole mass spectrometer, Varian 320L Agilent Technologies Inc. The mass spectrometer was acquired from Varian, Inc.
Varian MS workstation, Version 6.9.2, a data acquisition and data review software Varian Inc. The software is a part of the Varian 320L package
Burrell Scientific Wrist-action shaker, Model 75 DD Fisher Scientific International Inc. 14-400-126
Hermle Centrifuge, Model Z 206 A Hermle Labortechnik GmbH
Solid phase reaction vessel, 10 mL Torviq SF-1000
Pressure caps for reaction vessels Torviq PC-SF
Syringe filters, pore size 0.2 μm Fisher Scientific Inc. 03-391-3B
Syringe filters, pore size 0.45 μm Fisher Scientific Inc. 03-391-3A
Polypropylene centrifuge tuges, 50 mL VWR International, LLC. 490001-626
Polypropylene centrifuge tuges, 15 mL VWR International, LLC. 490001-620
ChemBioDraw, Ultra, Version 12.0 CambridgeSoft Corporation CambridgeSoft is now part of PerkinElmer Inc.
Styrofoam cup, 12 Oz Common Supermarket
Rink amide resin Chem-Impex International, Inc. 10619
Piperidine Chem-Impex International, Inc. 02351 Highly toxic
N, N’-diisopropylcarbodiimide Chem-Impex International, Inc. 00110 Highly toxic
Bromoacetic acid Chem-Impex International, Inc. 26843 Highly toxic
2-Phenylethylamine VWR International, LLC. EM8.07334.0250
2-Methyoxyethylamine Sigma-Aldrich Co. LLC. 241067
N-Boc-ethylenediamine VWR International, LLC. AAAL19947-06
Acetic anhydride Sigma-Aldrich Co. LLC. 252845
N, N-dimethylformamide VWR International, LLC. BDH1117-4LG Further distillation before use
N, N-diisopropylethylamine Chem-Impex International, Inc. 00141
Triisopropylsilane Chem-Impex International, Inc. 01966
Trifluoroacetic acid Chem-Impex International, Inc. 00289 Highly toxic
Millipore MILLI-Q Academic Water Purification System Millipore Corporation ZMQP60001 For generating HPLC grade water
HPLC-grade Water Produced from Millipore MILLI-Q® Academic Water Purification System
Methanol Pharmco-Aaper 339USP/NF HPLC grade
Acetonitrile Fisher Scientific International, Inc. A998-4 HPLC grade
Diethyl ether VWR International, LLC. BDH1121-19L Further distillation before use
Dichloromethane VWR International, LLC. BDH1113-19L Further distillation before use
Nitrogen gas Fresno Oxygen/Barnes Supply NIT 50-C-F Ultra high purity, 99.9995%
Argon gas Fresno Oxygen/Barnes Supply ARG 50-C-F Ultra high purity, 99.9995%

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Sun, J., Zuckermann, R. N. Peptoid Polymers: A Highly Designable Bioinspired Material. ACS Nano. 7 (6), 4715-4732 (2013).
  2. Fowler, S. A., Blackwell, H. E. Structure-function relationships in peptoids: Recent advances toward deciphering the structural requirements for biological function. Org. Biomol. Chem. 7 (8), 1508-1524 (2009).
  3. Chongsiriwatana, N. P., Patch, J. A., Czyzewski, A. M., Dohm, M. T., Ivankin, A., Gidalevitz, D., Zuckermann, R. N., Barron, A. E. Peptoids that mimic the structure, function, and mechanism of helical antimicrobial peptides. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 105 (8), 2794-2799 (2008).
  4. Kruijtzer, J. A., Nijenhuis, W. A., Wanders, N., Gispen, W. H., Liskamp, R. M., Adan, R. A. Peptoid-Peptide Hybrids as Potent Novel Melanocortin Receptor. J. Med. Chem. 48 (13), 4224-4230 (2005).
  5. Liu, B., Alluri, P. G., Yu, P., Kodadek, T. A Potent Transactivation Domain Mimic with Activity in Living Cells. J. Am. Chem. Soc. 127 (23), 8254-8255 (2005).
  6. Patch, J. A., Barron, A. E. Helical Peptoid Mimics of Magainin-2 Amide. J. Am. Chem. Soc. 125 (40), 12092-12093 (2003).
  7. Ham, H. O., Park, S. H., Kurutz, J. W., Szleifer, I. G., Messersmith, P. B. Antifouling Glycocalyx-Mimetic Peptoids. J. Am. Chem. Soc. 135 (35), 13015-13022 (2013).
  8. Olivier, G. K., Cho, A., Sanii, B., Connolly, M. D., Tran, H., Zuckermann, R. N. Antibody-Mimetic Peptoid Nanosheets for Molecular Recognition. ACS Nano. 7 (10), 9276-9286 (2013).
  9. Olsen, C. A., Ziegler, H. L., Nielsen, H. M., Frimodt-Moeller, N., Jaroszewski, J. W., Franzyk, H. Antimicrobial, Hemolytic, and Cytotoxic Activities of β-Peptoid-Peptide Hybrid Oligomers: Improved Properties Compared to Natural AMPs. ChemBioChem. 11 (10), 1356-1360 (2010).
  10. Lutz, J. -F., Ouchi, M., Liu, D. R., Sawamoto, M. Sequence-Controlled Polymers. Science. 341 (6146), Washington, DC. 628 (2013).
  11. Altuntas, E., Schubert, U. S. "Polymeromics": Mass spectrometry based strategies in polymer science toward complete sequencing approaches: A review. Anal. Chim. Acta. 808, 56-69 (2014).
  12. Paulick, M. G., Hart, K. M., Brinner, K. M., Tjandra, M., Charych, D. H., Zuckermann, R. N. Cleavable Hydrophilic Linker for One-Bead-One-Compound Sequencing of Oligomer Libraries by Tandem Mass Spectrometry. J. Comb. Chem. 8 (3), 417-426 (2006).
  13. Thakkar, A., Cohen, A. S., Connolly, M. D., Zuckermann, R. N., Pei, D. High-Throughput Sequencing of Peptoids and Peptide-Peptoid Hybrids by Partial Edman Degradation and Mass Spectrometry. J. Comb. Chem. 11 (2), 294-302 (2009).
  14. Sarma, B. K., Kodadek, T. Submonomer Synthesis of A Hybrid Peptoid-Azapeptoid Library. ACS Comb Sci. 14 (10), 558-564 (2012).
  15. Li, X., Guo, L., Casiano-Maldonado, M., Zhang, D., Wesdemiotis, C. Top-Down Multidimensional Mass Spectrometry Methods for Synthetic Polymer Analysis. Macromolecules. 44 (12), 4555-4564 (2011).
  16. Figliozzi, G. M., Goldsmith, R., Ng, S. C., Banville, S. C., Zuckermann, R. N. Synthesis of N-substituted glycine peptoid libraries. Methods Enzymol. 267, 437-447 (1996).
  17. Zuckermann, R. N., Kerr, J. M., Kent, S. B. H., Moos, W. H. Efficient method for the preparation of peptoids [oligo(N-substituted glycines)] by submonomer solid-phase synthesis. J. Am. Chem. Soc. 114 (26), 10646-10647 (1992).
  18. Utku, Y., Rohatgi, A., Yoo, B., Kirshenbaum, K., Zuckermann, R. N., Pohl, N. L. Rapid Multistep Synthesis of a Bioactive Peptidomimetic Oligomer for the Undergraduate Laboratory. J. Chem. Educ. 87 (6), 637-639 (2010).
  19. Tran, H., Gael, S. L., Connolly, M. D., Zuckermann, R. N. Solid-phase submonomer synthesis of peptoid Polymers and their self-assembly into highly-ordered nanosheets. J. Visualized Exp. (57), e3373 (2011).
  20. Bolt, H. L., Cobb, S. L., Denny, P. W. An Efficient Method for the Synthesis of Peptoids with Mixed Lysine-type/Arginine-type Monomers and Evaluation of Their Anti-leishmanial Activity. J Vis Exp. (117), (2016).
  21. Morishetti, K. K., Russell, S. C., Zhao, X., Robinson, D. B., Ren, J. Tandem mass spectrometry studies of protonated and alkali metalated peptoids: Enhanced sequence coverage by metal cation addition. Int. J. Mass Spectrom. 308 (1), 98-108 (2011).
  22. Bogdanov, B., Zhao, X., Robinson, D. B., Ren, J. Electron Capture Dissociation Studies of the Fragmentation Patterns of Doubly Protonated and Mixed Protonated-Sodiated Peptoids. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 25 (7), 1202-1216 (2014).
  23. Ren, J., Tian, Y., Hossain, E., Connolly, M. D. Fragmentation Patterns and Mechanisms of Singly and Doubly Protonated Peptoids Studied by Collision Induced Dissociation. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 27 (4), 646-661 (2016).

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Synthese- und Massenspektrometrie der Oligo-peptoids
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Ren, J., Mann, Y. S., Zhang, Y., Browne, M. D. Synthesis and Mass Spectrometry Analysis of Oligo-peptoids. J. Vis. Exp. (132), e56652, doi:10.3791/56652 (2018).

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