Summary
Este protocolo describe métodos para registrar la respuesta auditiva del médula oblonga de crías de rata postnatal. Para examinar el desarrollo funcional de las células de pelo externas, el procedimiento experimental de la abrazadera del remiendo de célula entera en aisladas células de pelo externas se describe paso a paso.
Abstract
La célula de pelo externa es uno de los dos tipos de células de pelo sensoriales en la cóclea mamífera. Modificar la longitud de su celular con el receptor potencial para amplificar la vibración débil de señal de bajo nivel sonoro. La morfología y propiedades electrofisiológicas de las células ciliadas externas (CCE) se convierten en edad postnatal. La maduración de la célula de pelo externa puede contribuir al desarrollo del sistema auditivo. Sin embargo, el proceso de desarrollo de la CCE no se estudia bien. Esto es en parte debido a la dificultad para medir su función mediante un método electrofisiológico. Con el fin de desarrollar un método simple para solucionar el problema anterior, aquí se describe un protocolo paso a paso para estudiar la función del CCE en agudo disociado cóclea de ratas postnatales. Con este método, podemos evaluar la respuesta coclear al estímulo de tono puro y examinar el nivel de expresión y la función de la proteína motora prestin en CCE. Este método también puede utilizarse para investigar las células ciliadas internas (CCI).
Introduction
Dos funciones distintas de las células de pelo sensoriales cocleares son esenciales para mamíferos de audición: transducción de mechanoelectric (MET) y electromotilidad1,2. Por MET canales en el paquete de cabello, ciliadas (CCI) y CCE convertir la vibración sonora en cambios de potencial de membrana, así como las señales eléctricas de las neuronas del ganglio espiral inervada. OHCs cambian su longitud de la célula con el potencial de membrana y amplifican la vibración del sonido de bajo nivel. Esta actividad denominada electromotilidad es derivada por la proteína motora prestin situado en la pared lateral del CCE3.
En muchas especies como roedores, la función auditiva es inmadura en la época postnatal temprana4,5. Ningún potencial de acción en respuesta a señales de sonido podría ser detectado en la corteza auditiva antes de la audiencia Inicio6,7. Desarrollo de la morfología y función de la cóclea ha sido ampliamente estudiadas en el ratón, jerbo y rata4,5,8. La mecanotransducción y electromotilidad de las células de pelo también se desarrollan en la primera época de vida5.
Para evaluar la sensibilidad auditiva de ratas a diferentes edades postnatales, hemos desarrollado un método de respuesta auditiva del médula oblonga (ABR) en crías de rata. Abrazadera del remiendo de celulares es una tecnología ideal para investigar la CCE electrophysiologically. Sin embargo, en comparación con la abrazadera del remiendo en las neuronas y otras células epiteliales, la baja tasa de células completas sellado limitada la investigación de electromotilidad de CCE aislada.
Aquí describimos un procedimiento para investigar la CCE morfológicamente y electrophysiologically en agudo disociado cóclea de ratas postnatales. Este método puede ser modificado para estudiar los mecanismos moleculares que regulan la función y el desarrollo de la célula de pelo interna.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Todos los protocolos experimentales con sujetos animales fueron aprobados por el Comité de ética Animal de la Universidad de médica sur.
1. Preparar soluciones para experimentos
- Preparar la anestesia (véase Tabla de materiales): 1,5% pentobarbital sódico disuelto en ddH2O.
- Preparar la solución de disección (véase Tabla de materiales): disolver una bolsa de polvo de L-15 de Leiboviz en 1 L de ddH2O. Ajuste del pH a 7.3 con 1 M NaOH. Ajuste la osmolaridad a 300-330 mOsm mediante un osmómetro y 10 mM HEPES antes de su uso.
- Disolver 2 mg/mL colagenasa IV (véase Tabla de materiales) en la solución de disección preparada en el paso 1.2.
- Preparar las soluciones de inmunotinción (véase Tabla de materiales): disolver el paraformaldehído al 4% en tampón fosfato salino (PBS).
PRECAUCIÓN: Paraformaldehido es tóxica; usar protección adecuada. - Diluir al agente de permeabilidad de 0.3% en PBS. Diluir el suero de cabra normal de 10% en PBS como el amortiguador de bloqueo. Diluir el anticuerpo de prestin 1: 200 en solución amortiguadora de bloqueo. Diluir el anticuerpo conjugado con Alexa488 1: 600 en solución amortiguadora de bloqueo. Diluir el Phalloidin-Tetramethylrhodamine B isotiocianato 1: 200 en PBS.
- Preparar la solución extracelular (véase Tabla de materiales): preparar medio de L-15 de Leiboviz como se describe anteriormente (paso 1.2).
- Preparar la solución intracelular (véase Tabla de materiales).
2. grabación de ABR
Nota: Grabación de ABR se ha descrito previamente en detalle en nuestro anterior estudio9.
- Anestesiar ratas Sprague Dawley (SD) (cachorros de 1-14 días y 2 meses de edad adultos, ambos sexos) con una sola inyección de pentobarbital de sodio 1.5% (22 mg/kg para crías y 30 mg/kg para los adultos, intraperitoneales (i.p.)).
- Colocar el animal anestesiado en un molde de espuma de polietileno para inmovilizar el cuerpo del animal. Coloque el animal en una mesa antivibración en una sala de atenuación de sonido. Mantener la temperatura corporal del animal a 37,5 ° C con una almohadilla de calefacción.
- Limpie el área de la cabeza con etanol al 70% (vol/vol). Utilizando unas tijeras finas, realizar una incisión de 1-2 mm ventrolateral en el pabellón auricular externo para colocar el electrodo de referencia o tierra. Un electrodo de aguja subdérmicos (electrodo de la grabación) está situado sobre el vértice del cráneo (figura 1A).
- Utilizando el generador de funciones, generar explosiones de tono calibrado (1 ms de subida/bajada, meseta de 3 ms) de distintas frecuencias (2, 4, 8, 16, 24 y 32 kHz) e intensidades (se redujo de 85 a 10 dB SPL en el paso de 5 dB). Variar la frecuencia y amplitud manualmente o utilizando un ordenador. Entregan estímulos de sonido a través de un altavoz electrostático situado 10 cm a hacia la cabeza del animal.
- Filtro (100-1.000 Hz), amplificar y promedio (256 veces) el potencial provocó sonido usando un procesador de múltiples funciones para conseguir el ABRs. Los rastros ABR se monitorea en línea y almacenados para análisis fuera de línea. Tarda unos 40 minutos para completar la grabación de un animal ABR.
Nota: Generalmente, de tres a siete picos (onda onda VII) con latencias inferior a 15 ms puede ser identificado (figura 1B). El umbral ABR se define como el mínimo nivel sonoro en el que la onda I y II podríamos detectar. - Eutanasia antes los animales despiertos de la anestesia (con una inyección intraperitoneal de pentobarbital de sodio de 1.5% 0,3 mL).
3. la disección del órgano de Corti (OC)
- Anestesiar crías de rata. Para las ratas menos de 6 días de edad (< P6), mantener al animal en una placa de cultivo de 100 mm y cubrir el plato con hielo durante 10 minutos. Para ratas > P6, anestesiar al animal con una sola inyección de pentobarbital de sodio 1.5% (22 mg/kg, i.p.). Decapita a las crías de rata después de la anestesia.
- Esterilizar la cabeza rociando con etanol al 70% (vol/vol).
- Abrir el cráneo a lo largo de la línea media sagital con tijeras; quitar el cerebro para exponer el oído interno.
- De transferencia del oído interno en un plato de Petri de 35 mm con 3 mL de helado L-15 (figura 2A).
- Bajo el microscopio de disección, usar pinzas finas para quitar la cápsula ósea de la cóclea (figura 2B).
- Desenvuelva el OC y asociados estría vascular (SV) desde el modiolus.
- Mediante la celebración de la porción basal de la SV con pinzas, separar el OC SV totalmente desenrollando lentamente desde la base al ápice (figura 2).
- Trocear el OC uniformemente tres usando tijeras finas (Figura 2D).
4. tinción de inmunofluorescencia de
- Utilizando una pipeta de 200 μL, transferencia de los segmentos de OC (paso 3.8) sobre un portaobjetos de vidrio y fijar con 100 μl de paraformaldehído al 4% durante al menos 4 h a 4 ° C.
PRECAUCIÓN: Paraformaldehido es tóxica; usar protección adecuada. - Lavar el tejido por desplazar el paraformaldehido con 100 μl de PBS fresco. Lavar el tejido tres veces durante 10 minutos.
- Incubar el tejido con el agente de permeabilidad de 0.3% en PBS durante 30 min a temperatura ambiente.
- Desechar al agente de permeabilidad en PBS y lave el tejido tres veces con PBS.
- Bloque con 10% de suero normal de cabra en PBS durante 1 h a temperatura ambiente.
- Incubar con el anticuerpo anti-prestin-C-terminal (1: 200) en el bloqueo de solución por 2 h a temperatura ambiente o a 4 ° C durante la noche.
- Lavar tres veces con PBS durante 5 minutos.
- Incubar con anticuerpos secundarios conjugados con Alexa488 (1: 600) en solución de bloqueo durante 1 hora a temperatura ambiente en la oscuridad.
- Lavar tres veces con PBS durante 5 minutos en la oscuridad.
- Incubar 10 min a temperatura ambiente en la oscuridad con rodamina-phalloidin (1: 200).
- Lavar tres veces con PBS durante 5 minutos en la oscuridad.
- Montar en un portaobjetos de vidrio con medio de montaje (contiene DAPI). Imagen con microscopía confocal usando 405 nanómetro, 488 nanómetro y láseres de 594 nm. Ajustar la potencia del láser en 0.1-0.5 mW y la exploración de la velocidad en 0,5 fotogramas/s.
5. Patch clamp grabación de CCE aisladas
- Utilizar el extractor de la pipeta y micro-falsificador para hacer parche pipetas con un diámetro de punta 2-3 μm. Back-fill las pipetas con solución intracelular. Generalmente, la resistencia inicial de pipeta patch fue 2.5-3.5 MΩ en la solución del baño.
- Utilizando una pipeta de 200 μL, transferir un trozo de la OC (de paso 3.8) en una placa de Petri de 35 mm. Digerir el tejido con 100 μl de medio de digestión enzimática (colagenasa IV, véase Tabla de materiales) por 5 min a temperatura ambiente.
- Desplazar el medio de la digestión enzimática con 100 μl de L-15. Cortar el tejido en pequeños trozos con un bisturí micro para aislar las células de pelo.
- Después de su uso suave, transferir las células a una pequeña cámara de plástico casera (diámetro ~ 1,5 cm) llena de solución de baño enzima (~ 1,5 mL, ver Tabla de materiales).
- Coloque la cámara sobre la platina de un microscopio invertido. Encontrar el CCE solitario sanos que aparecen.
- Cargar la pipeta de parche en el escenario principal de un amplificador 700B. Mover con cuidado la pipeta patch un micromanipulador y colocarlo alrededor de la parte inferior de la célula de pelo externa (Figura 3A).
- Abrazadera del remiendo de celulares la CCE sellando la pared lateral del cuerpo celular. Luz succione hasta que se rompe la membrana celular. Establecer la explotación potencial en -70 mV. Células con acceso varió de 10 a 17 MΩ resistenciaa la membrana oscilan entre 100 y 500 MΩ y se consideran una acertada configuración de celulares.
- Utilizando control de computadora, aplique hiperpolarizantes y despolarizantes voltaje (250 ms de duración y hasta de −140 + 94 mV en 13 pasos de mV) a la celda para obtener celulares corrientes.
- Amplificar las corrientes celulares, (frecuencia de 5 kHz) del filtro por un amplificador 700B. Convertir los datos de un conversor de 1440A y tienda para análisis fuera de línea.
- Medir la capacitancia de la membrana de CCE usando un protocolo de estímulo dos sinusoidal voltaje controlado por un software de abrazadera del remiendo. Fijar la gama de voltaje de estimular de -140 a 110 mV. Almacenar los datos para el análisis fuera de línea.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
ABR puede sacado de rata anestesiados cachorros mayores de día postnatal 7 (P7) utilizando ráfagas de tono puro (figura 1A). Como se muestra en la figura 1B, las formas de onda ABR obtienen de crías de rata demostradas solamente tres o cuatro distintas ondas con amplitud pequeña. Generalmente, hasta siete picos se observaron en las formas de onda ABR de animales adultos (figura 1B).
Para los siguiente inmunotinción y medición electrofisiológica, oído de la rata recién fue disecada del hueso temporal. Mostramos los pasos consecutivos de la disección del tejido para aislar el OC de SV y el modiolus (figura 2A–2 C). La OC fue cortada en tres trozos uniformemente con micro-tijeras (Figura 2D). Para mostrar la morfología de las células de pelo, los segmentos fueron manchados con phalloidin prestin anticuerpo y DAPI (Figura 2E). Los paquetes del pelo (en rojo) indican la superficie apical de las células ciliadas, mientras que el cuerpo de la célula de la CCE se caracterizó por prestin (en verde). El núcleo fue etiquetado por DAPI (en azul) localizado en la región inferior de la CCI y CCE. Como se muestra en la Figura 2E, no prestin fue detectado en el CCE de cóclea en P5. Prestin se observó primero en P7 en CCE en la cóclea basal.
Después de la digestión suave, el CCE se aislaron de la OC (Figura 3A). Se realizaron grabaciones de celulares voltaje-abrazadera de OHCs agudo aislados de la cóclea de la rata. Un ejemplo representativo de la corriente de celulares registrados de un aislado P9 sobre la cabeza en respuesta al potencial de membrana cambiada de −140 a +107 mV se muestra en la figura 3B. Tenga en cuenta la región N-forma de la curva i-v, indicando la presencia de KCa actual que es una respuesta única de CCE. Impulsada por el voltaje de la membrana, el Cl intracelular– combinado con prestin, apareciendo como una capacitancia de membrana no lineal (NLC) cambia bajo modalidad pinza de parche de células completas. El típico CV de un maduro sobre la cabeza se caracteriza por la dependencia potencial de membrana en forma de campana. El CV puede ser cabido con una función de Boltzmann de dos Estados y puede reflejar la función electromotilidad de CCE. La función de Boltzmann para el ajuste de la capacitancia se describe como:
La ecuación y los parámetros fueron descritos en nuestro anterior documento9. En figura 3se muestran dos representante NLCs.
Figura 1. Grabación de respuesta auditiva del médula oblonga. (A) el electrodo de la grabación fue insertado en el cuero cabelludo entre dos orejas. Electrodos de tierra y de referencia fueron puestos bajo la oreja izquierda y derecha, respectivamente. Un altavoz de campo abierto fue colocado a 10 cm de la punta nasal de la rata. (B) dos representante ABR formas de onda en respuesta a ráfagas de tonos de 16 kHz, 80 dB SPL. Seguimiento superior grabado de un cachorro de P8. Rastro de fondo registrado de una rata adulta. Los números indican las diferentes cumbres de formas de onda. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2. La disección del órgano de Corti. (A) el oído interno disecado de un cachorro de rata P9. Se muestran la región vestibular y la cóclea. (B) la estructura de la cóclea fue expuesto después del retiro de la pared huesuda. (C) el órgano de Corti (OC) y Estría vascularis (SV) se aislaron el modiolus. (D) el órgano de Corti fue cortada uniformemente en tres pedazos. Barras de escala en A-d representan 1.000 μm. (E) imágenes confocales mostrar las células ciliadas ubicadas en segmentos diferentes (básicos, mediados y apicales) a lo largo de la cóclea. Rodamina-phalloidin (rojo) representa los paquetes del pelo situados en la superficie apical de las células de pelo. DAPI (azul) representa los núcleos situados en la parte centro-inferior de las células de pelo. Prestin (marcada en verde) sólo se expresó en la pared lateral de las células de pelo externas. Para los segmentos medios y basals en P7, se muestra sólo el canal verde para ilustrar la expresión de prestin en CCE. Barra de escala representa 20 μm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3. Grabación de abrazadera de parche de células completas de células de pelo exteriores aisladas. (A) una célula de pelo externa aislada fue sellado en el modo de célula entera. Barra de escala representa 10 μm. (B) A representante V curva de una célula de pelo externa P9. Capacitancia (C) la membrana no lineal (NLC) obtenida de dos células de pelo externas en diferentes edades. Las respuestas de capacitancia tensión (círculos abiertos) fueron cabidas a la función de Boltzmann (mostrada como las líneas gruesas). El NLC se normalizaron a la capacitancia lineal correspondiente (Clin). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
En las ratas más jóvenes que el día 11, no pudo observarse ningún potencial de acción en respuesta a la estimulación sonora en la corteza auditiva6,7. Por lo tanto, día postnatal 11 se describe como "Inicio de la audiencia"10. El desarrollo de la función auditiva antes de inicio de la audiencia no fue estudiado bien todavía. El método similar para la grabación de ABR adultos, demostramos que abr podría ser provocada por ráfaga de tono puro de crías de rata menores de P11 (figura 1). Sin embargo, las formas de onda ABR obtenidos de crías de rata mostraron algunas características diferentes de las de animales adultos. Las respuestas ABR son pequeñas en amplitud con umbrales relativamente altos. Este resultado implica que el desarrollo del sistema auditivo tiene baja sensibilidad a las señales de sonido. Se observaron diferencias significativas en las formas de onda ABR de crías de rata. Generalmente, hasta siete picos fueron observados en adultos de formas de onda ABR9. Estos picos con latencia diferentes son generados por los núcleos del médula oblonga diferentes a lo largo de la vía auditiva11. Nuestros resultados indican que sólo las ondas-IV eran perceptibles en ABR de crías de rata (figura 1B). Las olas I y II representan la respuesta de la cóclea y el nervio auditivo11. Por lo tanto, los resultados indican que los núcleos auditivos nivel superiores no responde a estímulos acústicos durante el desarrollo. Estos datos sugieren madurez funcional cóclea alcance antes de lo que el sistema auditivo central. El método que se describe aquí es importante para el estudio de mecanismos moleculares que regulan la función desarrollo y células ciliadas de la cóclea.
Disección de la OC de alta calidad es crítica para experimentos adicionales incluyendo immunostaining, Western Blot y medición electrofisiológica. Estos experimentos se han realizado con ratas SD adultas y crías de rata entre 1 y 14 días de edad. Crías de rata son ideales para disección fina como el hueso coclear es suave y se puede quitar fácilmente por fórceps sin dañar el OC. De ratas adultas, mucha precaución es necesaria para evitar la ruptura de la OC al quitar la cápsula dura huesuda. Mediante el uso de Pinzas finas, el OC y SV asociado se pueden levantar del modiolus. El separado OC y SV tienen textura diferente (figura 2). Para crías de rata, el OC puede cortarse en tres tramos con una longitud de 800-1200 μm. Tenga en cuenta todas las medidas deben realizarse en L-15 helada tan rápido como sea posible para reducir al mínimo la degradación y deterioro de tejido.
Segmentos aislados de la OC son buenos preparativos para la inmunotinción, Western Blot y análisis de ARN. A continuación os mostramos la morfología de las células de pelo sensoriales en OC immunostaining. OHCs tienen paquetes del pelo en su superficie apical mientras que tiene el núcleo situado basalmente12. La proteína motora prestin se expresa en la membrana lateral de CCE. Los datos de proyección de imagen confocales indican que los prestin primero fue expresada en P6-P7 y mostraron un incremento constante en la semana siguiente (Figura 2E). En experimentos adicionales, Western blotting y q-PCR fueron realizadas para cuantificar los cambios de nivel de expresión observada de prestin durante el desarrollo (datos no mostrados). Porque las células de pelo son la minoría en la OC, cócleas de 6 a 10 se recomiendan en un solo experimento para lograr señales robustas.
Para las grabaciones de abrazadera de parche de CCE, suave digestión enzimática fue realizada para separar el CCE. Las células de pelo son frágiles, y se requiere precaución especial en este paso. Use una pipeta de 200 μL para transferir el tejido y las células separadas. El segmento aislado de OC fue transferido a una gota de solución de colagenasa (~ 100 μL) en un plato de Petri durante unos 5 minutos a temperatura ambiente. Evitar Tiempos de larga digestión, que pueden dañar la membrana de la célula de CCE. Bajo el microscopio, CCEs miradas sanos fueron seleccionados para la grabación de abrazadera del remiendo. Células que muestran signos de contracción, la hinchazón, dañan o desplazamiento del núcleo fueron excluidos del siguiente experimento. Saludables que aparecen solitarios CCE y CCI es fáciles de identificar por su diferencia morfológica. OHCs muestran una forma cilíndrica y un cociente del diámetro del eje mayor, mientras que ciliadas tienen forma de frasco con un cuello apretado12. Abrazadera del remiendo de célula entera en OHCs es algo difícil de las neuronas y otras células epiteliales. Acertada configuración de celulares, la pipeta patch estaba situada generalmente cerca del núcleo, alejado de la membrana lateral superior que contiene una alta densidad de partículas de prestin (Figura 3A). Después de que la membrana se rompe, un protocolo de estímulo de tensión dos senoidales se aplicó a la celda para obtener la capacitancia de la membrana de CCE. Con la misma técnica, usando pasos de voltaje, es posible generar corriente de células completas.
Este método es una buena herramienta para investigar la función de electromotilidad de OHCs en vitro9,13. Este método podría utilizarse también para investigar la función de canales iónicos, así como las propiedades farmacológicas de los receptores en el CCE y CCI14.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue financiado por becas del programa 973 (2014CB943002) y la nacional Ciencias naturales Fundación de China (11534013, 31500841).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthetic | |||
| Pentobarbital sodium | Sigma | P3761 | 1.5% in water |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dissection solution | |||
| Leiboviz's L-15 Medium | Life Technologies | 41300-039 | 1 pack in 1 L water |
| Collagenase IV | Sigma | C5138 | 2 mg/mL in L-15 |
| HEPES | Sigma | 7365-45-9 | 10 mM |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Immunostaining solutions | |||
| PBS | Thermo Fisher Scientific | 10010023 | PH 7.3 |
| Paraformaldehyde | Sigma | 158127 | 4% in PBS |
| Triton X-100 | Amresco | ZS-0694 | 0.3% in PBS |
| Normal goat serum | Thermo Fisher Scientific | 10000C | 10% in PBS |
| prestin antibody | Santa Cruz | SC-22694 | dil 1:200 |
| Alexa Fluor 488-conjugated antibody | Thermo Fisher Scientific | A-11055 | dil 1:600 |
| Phalloidin-Tetramethylrhodamine B isothiocyanate | Sigma | P1951 | dil 1:200 |
| DAPI | Solarbio | C0060 | dil 1:20 |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Extracellular solution | |||
| Leiboviz's L-15 Medium | Life Technologies | 41300-039 | 1 pack in 1 L water |
| HEPES | Sigma | 7365-45-9 | 10 mM |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Intracellular solution | |||
| CsCl | Sigma | 7647-17-8 | 140 mM |
| MgCl2 | Sigma | 7791-18-6 | 2 mM |
| EGTA | Sigma | 67-42-5 | 10 mM |
| HEPES | Sigma | 7365-45-9 | 10 mM |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Osmometer | Gonotec | OSMOMAT 3000 basic | |
| Forcep | WPI | 14095 | Tweezers dumont |
| Micropipette puller | Sutter Instrument | MODLE-P97 | |
| Micro Forge | Narishigen | MF-830 | |
| Mini Operating System | Sutter Instrument | MP-285 | |
| MultiClamp | Axon | 700B | |
| Low-Noise Data Acquisition System | Axon | 1440A | |
| ES1 speaker | Tucker-Davis Technologies | ||
| TDT system 3 | Tucker-Davis Technologies | ||
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Software | |||
| SigGenRP software | Tucker-Davis Technologies | ||
| BioSigRP software | Tucker-Davis Technologies | ||
| jClamp | Scientific Solutions | ||
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animal | |||
| SD rat | Experimental Animal Center of Southern Medical University |
References
- He, D. Z., Zheng, J., Kalinec, F., Sacchi Kakehata, S. S. antos-, J, Tuning in to the amazing outer hair cell: membrane wizardry with a twist and shout. J Membr Biol. 209, 119-134 (2006).
- Dallos, P. Cochlear amplification, outer hair cells and prestin. Curr Opin Neurobiol. 18, 370-376 (2008).
- Zheng, J., et al. Prestin is the motor protein of cochlear outer hair cells. Nature. 405, 149-155 (2000).
- Abe, T., et al. Developmental expression of the outer hair cell motor prestin in the mouse. J Membr Biol. 215, 49-56 (2007).
- Waguespack, J., Salles, F. T., Kachar, B., Ricci, A. J. Stepwise morphological and functional maturation of mechanotransduction in rat outer hair cells. J Neurosci. 27, 13890-13902 (2007).
- Zhang, L. I., Bao, S., Merzenich, M. M. Persistent and specific influences of early acoustic environments on primary auditory cortex. Nat Neurosci. 4, 1123 (2001).
- De, V. -S. E., Chang, E. F., Bao, S., Merzenich, M. M. Critical period window for spectral tuning defined in the primary auditory cortex (A1) in the rat. J Neurosci. 27, 180-189 (2007).
- He, D. Z., Evans, B. N., Dallos, P. First appearance and development of electromotility in neonatal gerbil outer hair cells. Hearing Res. 78, 77-90 (1994).
- Hang, J., et al. Synchronized Progression of Prestin Expression and Auditory Brainstem Response during Postnatal Development in Rats. Neural Plast. , 4545826 (2016).
- Ehret, G. Development of absolute auditory thresholds in the house mouse (Mus musculus). J Am Audiol Soc. 1, 179-184 (1976).
- Møller, A. R. Hearing:anatomy, physiology, and disorders of the auditory system. , Academic Press. Dallas. (2006).
- He, D. Z., Zheng, J., Edge, R., Dallos, P. Isolation of cochlear inner hair cells. Hearing Res. 145, 156-160 (2000).
- Tang, J., Pecka, J. L., Tan, X., Beisel, K. W., He, D. Z. Z. Engineered Pendrin Protein, an Anion Transporter and Molecular Motor. J Biological Chem. 286, 31014-31021 (2011).
- Fu, M., et al. The Effects of Urethane on Rat Outer Hair Cells. Neural Plast. 2016, 1-11 (2016).
