Summary
تقييم التنمية الأنسجة في دشبذ الكسر أثناء التئام العظام endochondral ضروري لرصد عملية الشفاء. وهنا، نحن تقرير استخدام الرنين المغناطيسي التصوير (التصوير بالرنين المغناطيسي)-التبعي الخارجية متوافقة لعظم الفخذ الماوس للسماح للتصوير بالرنين المغناطيسي بالأشعة أثناء تجديد العظام في الفئران.
Abstract
اندوتشوندرال شفاء الكسر عملية معقدة تنطوي على تطوير أنسجة ليفية وعنقيه العظمى في دشبذ الكسر. كمية الأنسجة المختلفة في دشبذ يوفر معلومات هامة في كسر الشفاء التقدم. وتشمل التقنيات المتوفرة في فيفو طوليا رصد التنمية دشبذ في الأنسجة في الدراسات الإكلينيكية شفاء الكسر باستخدام الحيوانات الصغيرة التصوير الشعاعي الرقمي والتصوير µCT. ومع ذلك، كلا التقنيات فقط قادرة على التمييز بين الأنسجة التعدينية والمعادن. ونتيجة لذلك، من المستحيل أن تميز الغضروف من أنسجة ليفية. وفي المقابل، التصوير بالرنين المغناطيسي (التصوير بالرنين المغناطيسي) يتصور الهياكل التشريحية استناداً إلى المحتوى الخاص بهم المياه ولذلك قد تكون قادرة على تحديد نونينفاسيفيلي الأنسجة اللينة والغضاريف في دشبذ الكسر. هنا، نحن تقرير استخدام التبعي الخارجية المتوافقة مع التصوير بالرنين المغناطيسي لعظم الفخذ الماوس للسماح بفحص التصوير بالرنين المغناطيسي أثناء تجديد العظام في الفئران. أثبتت التجارب أن التبعي وجهاز تركيب مصنوعة خصيصا تسمح الرنين المتكرر، مما مكن التحليل الطولي للتنمية دشبذ كسر الأنسجة.
Introduction
شفاء الكسر الثانوي هو الشكل الأكثر شيوعاً لشفاء العظام. أنها عملية معقدة محاكاة جوانب محددة من endochondral التحور التحجر1،،من23. ورم دموي كسر أوائل غالباً يتكون من الخلايا المناعية، وتحبيب وأنسجة ليفية. التوتر المنخفض الأكسجين وسلالات عالية النشاط الحيوي تعوق osteoblast التمايز في كسر الفجوة، ولكن تعزيز التفريق بين الخلايا السلف في تشوندروسيتيس4،،من56. تبدأ هذه الخلايا تنتشر في موقع الإصابة شكل مصفوفة عنقية توفير الاستقرار الأولية لكسور العظام. أثناء نضج دشبذ، chondrocytes الضخامي، يصبح الخضوع للمبرمج، أو عبر-التفريق في خلايا الاوستيوبلاستس. نيوفاسكولاريزيشن في منطقة انتقالية الغضاريف للعظام يوفر مستويات مرتفعة من الأكسجين، السماح بتكوين نسيج عظمى7. بعد عظمى سد الفجوة الكسر، هو زيادة استقرار النشاط الحيوي ويعيد البناء أوستيوكلاستيك من دشبذ كسر خارجي يحدث للحصول على العظام الفسيولوجية الكنتورية وهيكل3. ولذلك، توفر كميات الأنسجة الليفية وعنقيه عظمى في دشبذ الكسر معلومات هامة حول عملية شفاء العظام. اضطراب أو تأخر الشفاء تصبح مرئية بالتعديلات دشبذ الأنسجة التنمية سواء في البشر والفئران8،9،،من1011. وتشمل التقنيات المتوفرة في فيفو طوليا رصد التنمية دشبذ الأنسجة في الكسر السريري شفاء دراسات استخدام الحيوانات الصغيرة التصوير الشعاعي الرقمي والتصوير،من1213µCT. ومع ذلك، كلا التقنيات فقط قادرة على التمييز بين الأنسجة التعدينية والمعادن. في المقابل، التصوير بالرنين المغناطيسي يوفر تباين الأنسجة اللينة ممتازة ولذلك قد تكون قادرة على تحديد الأنسجة اللينة والغضاريف في دشبذ الكسر.
الأعمال السابقة أظهرت نتائج واعدة التشريح التصوير بالرنين المغناطيسي في الفئران مع كسور مفصلي14 و في فيفو التصوير بالرنين المغناطيسي في الفئران خلال intramembranous العظام-عيب الشفاء15. ومع ذلك، ذكر كلتا الدراستين أيضا محدودة المكانية القرار والأنسجة على النقيض. سبق أثبتنا جدوى عالية الدقة في فيفو التصوير بالرنين المغناطيسي لتقييم طولية لتشكيل دشبذ لينة خلال كسر endochondral مورين شفاء16. هنا، نحن تقرير البروتوكول المتعلق باستخدام التبعي خارجية متوافقة مع التصوير بالرنين المغناطيسي لعظم الفخذ العظم في الفئران بغية رصد التنمية دشبذ النسيج طوليا خلال كسر endochondral عملية الشفاء. تصميم جهاز تركيب مصنوعة خصيصا للإدراج التبعي الخارجية ضمان موقف موحد أثناء المسح المتكررة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
جميع الحيوانات التجارب الامتثال للأنظمة الدولية لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية، ووافقت عليها السلطات التنظيمية الإقليمية (رقم 1250، Regierungspräsidium توبنغن، ألمانيا). أبقى جميع الفئران في مجموعات من اثنين إلى خمسة الحيوانات في قفص على ضوء ح 14، 10-ح إيقاع circadian الظلام مع الماء والغذاء المقدمة الإعلانية libitum.
1-إعداد المواد الجراحية والمعالجة المسبقة للفئران
- تعقيم جراحي جميع المواد. استخدام درجة حرارة التعقيم 120-135 درجة مئوية لمدة 20-30 دقيقة من وقت التعقيم. الفئران
- الشراء C57BL/6 أو الفئران من سلالة أخرى ما بين 19-35 غرام وزن الجسم. متابعة الرعاية الحيوانية المناسبة والبروتوكولات التجريبية وفقا لمبادئ توجيهية وطنية يوافق عليه المحقق ' s "المؤسسية رعاية الحيوانات" و "استخدام اللجنة". السماح بالحد ني فترة تأقلم 7 أيام قبل بدء الإجراء.
- يقدم التسكين لجميع الفئران عن طريق مياه الشرب يوم واحد قبل الجراحة حتى اليوم الثالث بعد العملية الجراحية.
2. الإجراءات الجراحية وتطبيق "التبعي الخارجية"
- مكان الماوس في أنبوب مسبقة مع الأكسجين إيسوفلوراني و 60 مل/دقيقة 5-7%. بعد فقدان ردود الفعل الوضعي، إزالة الماوس من الأنبوب تحريض التخدير والحفاظ على التخدير عن طريق قناع استنشاق توفير الأوكسجين isoflurane ومل 60 بالدقيقة 1-3%.
نمط
- جهاز التنفس وهند مخلب منعكس أثناء التخدير. التأكد من أن معدل التنفس حوالي 100 دورة/دقيقة والمعاكسة مخلب هند غائب.
ملاحظة: كمية الغاز اللازمة يتوقف على السن والجنس، ووزن الجسم والسلالة من الماوس-
- جهاز التنفس وهند مخلب منعكس أثناء التخدير. التأكد من أن معدل التنفس حوالي 100 دورة/دقيقة والمعاكسة مخلب هند غائب.
- قبل جراحة، حقن الماوس مع جرعة واحدة من المضادات الحيوية تحت الجلد (الكليندامايسين، 45 مغ/كغ). وعلاوة على ذلك، للحفاظ على توازن السوائل الفيزيولوجية، حقن الماوس مع مستودع السائل تحت الجلد من 500 ميليلتر المالحة (0.9% كلوريد الصوديوم)-
- لمنع القرنية التجفيف، تطبيق مرهم العين لعيون الماوس. ضع الماوس على لوحة تدفئة في 37 درجة مئوية أثناء التخدير وإجراء العمليات الجراحية للمحافظة على فسيولوجية الجسم درجة الحرارة- إزالة الفراء من أطرافهم هند حق
- وفرك المنطقة الجراحية بمطهر المستندة إلى الكحول. تغطية مخلب حق هند مع جزء صغير من القفازات المعقمة لتجنب المناطق غير معقمة. تطهير أطرافهم هند الحق ثلاث مرات. ضع ثني عقيمة على الماوس كله باستثناء منطقة الجراحية.
- جداً الجلد ما يقرب من 1 سم طوليا على طول الجانب الأمامي من عظم الفخذ الأيسر مع مشرط. فصل صراحة م-العضلة ذات الرأسين الفخذية و lateralis فستوس m. مع مايكرو مقص وملقط. قطع الجانب المنشأ وتر في trochanter عظم الفخذ مع مقص الجزئي السماح بحرية الوصول إلى الجزء أنتيرولاتيرال من العظام. تأكد من أن يتم الاحتفاظ بالعصب الوركي.
- موقف التبعي الخارجية (صلابة محوري 3 ن/مم، الرقم 1 ألف) موازية لعظم الفخذ. يدوياً حفر الآبار عن طريق اللحاء مع قليلاً حفر 0.45 ملم والسيراميك تركيب دبابيس في الآبار. تبدأ مع دبوس الأكثر الدانية، متبوعاً بدبوس الأكثر القاصي، ودبابيس اثنين بينهما.
- تأكد من أن هناك لا توتر أو ضغط أو إجهاد القص على التبعي أثناء عملية التركيب، خلاف ذلك الفجوة العظم يتحقق لن يكون كافياً نظراً لتخفيف التبعي.
- يرطب العظام مع كمية صغيرة من كلوريد الصوديوم العقيمة لتجنب الجفاف أثناء الإجراء سونج-
- إنشاء العظم 0.4 مم عن طريق العظم كله بين اثنين دبابيس الداخلية باستخدام منشار سلك الزنابق 0.4 مم-
ملاحظة: بشكل اختياري، منشار الصغير تتأرجح استخدامها لإنشاء في العظم. تأكد لتجنب أي رقائق معدنية من شاهد في منطقة العظم. - استواء الفجوة العظم بعناية مع 2 مل من كلوريد الصوديوم المعقم لإزالة رقائق العظام بين كورتيسيس كسر اثنين.
- تكييف العضلات باستخدام خياطة مستمرة مع خياطة ريسوربابل (انظر الجدول للمواد). ثم تكييف الجلد باستخدام خيوط غير ريسوربابل المنقطعة (انظر الجدول للمواد). تجنب عض الجرح، لا تضع في الخياطة في الجزء الجمجمة من الجرح.
ملاحظة: لا تستخدم غراء الجلد أو مقاطع منذ الفئران عادة إزالته من التسبب في جرح كذلك الضرر الذي يلحق بالبشرة. - تنظيف المنطقة الجراحية بمطهر ثم ضع الماوس إلى في القفص. رصد الماوس والحرارة إمدادات كافية (مثلاً بالأشعة تحت الحمراء) حتى يكون مستيقظا تماما. رصد المياه وتناول الطعام، ووزن الجسم بعد الجراحة إلى تأكد من أن الحيوان ليس في الألم والحزن. تقديم التسكين لجميع الفئران عن طريق مياه الشرب حتى اليوم الثالث بعد العملية الجراحية.
ملاحظة: يجوز إيواء الفئران في مجموعات من الحيوانات يصل إلى أربعة- - رصد الماوس ' s النشاط في الأيام 1 إلى 5 بعد الجراحة. أثناء هذا الوقت، يجب أن تتحمل الماوس الوزن على أطرافهم تعمل. وبخلاف ذلك، يجب استبعاد الماوس من مزيد من التحليل.
3. إجراء التصوير بالرنين المغناطيسي وتحليل الصور
- مسبق للتصوير بالرنين المغناطيسي مسح الداخلي، تخدير الماوس وفقا للبروتوكول في الخطوات 2، 1 و 2-3، والإبقاء على معدل التنفس حوالي 100 إدراج دورات/دقيقة التبعي الخارجية في أطرافهم هند الحق الماوس بعناية في جهاز تركيب مصنوعة خصيصا ( الشكل 1 ب، ج).
- تأكد من تجنب الانحناء أو ضغط التبعي أثناء هذه الخطوة منذ ذلك قد تتداخل مع شفاء الكسر.
ملاحظة: يمكن إجراء فحص التصوير بالرنين المغناطيسي لها في أقرب وقت 3 أيام بعد الجراحة، واعتماداً على رعاية الحيوان وبروتوكول تجريبي.
- تأكد من تجنب الانحناء أو ضغط التبعي أثناء هذه الخطوة منذ ذلك قد تتداخل مع شفاء الكسر.
- ضع الماوس على مهد مقطورات لعرضه على جهاز التصوير بالرنين المغناطيسي. قم بتوصيل الجهاز تصاعد التشدد بلفائف الرأس أربعة-العنصر.
- البيانات "الحصول على التصوير بالرنين المغناطيسي" باستخدام نظام التصوير بالرنين المغناطيسي الحيوانات صغيرة عالية-حقل مخصص العاملة على 11.7. ت.
ملاحظة: الهندسة اقتناء بيانات "التصوير بالرنين المغناطيسي" محاذاة مع عظم الفخذ، أورثوجونالي بالمسامير.- الحصول على البيانات عن طريق تطبيق كثافة بروتون قمعت الدهون شريحة متعددة تسي تسلسل (PD-تسي) باستخدام معلمات اقتناء: صدى/التكرار الوقت TE = 5.8 مللي/TR = 2,500 مرض التصلب العصبي المتعدد، Δr القرار = 52 × 52 × 350 µm³، حقل من عرض (FOV) = 20 × 20 ملم ²، وعرض النطاق الترددي Δω = 150 كيلو هرتز-
- ملاحظة: لقد حان وقت الحصول على مجموع الشرائح 22 دقيقة 36
- فتح البيانات المكتسبة مع برمجيات تحليل الصورة. قم بإدخال الحجم فوكسل ك 0.05 × 0.05 × 0.35 مم 3. الجزء أنسجة مختلفة في كسر دشبذ (العظام، الغضاريف، والأنسجة الليفية/النخاع العظمى) استناداً إلى قوتها مع مستوى العتبة شبه التلقائي كما يلي.
- انقر " "تحرير حقل التسمية الجديدة" "، انقر فوق " "إضافة المواد" "، وتسمية المواد إلى " callus ". يميز منطقة دشبذ من الأنسجة المحيطة بها استناداً إلى إشارة هيبو مكثفة من السمحاق باستخدام " ﻻسو " أداة.
- انقر فوق " إضافة إلى المواد ". انقر فوق " "إضافة مادة" "، وإعادة تسمية المواد التي " الغضروف ". الجزء الغضروف باستخدام " عتبة " أداة و " حدد المواد الحالية فقط " من " كلوس ". انقر فوق " غضروف " و " إضافة إلى المواد ". كرر هذه الخطوات مع " العظام " و " النسيج الليفي/نخاع العظم ".
- توليد عمليات إعادة البناء ثلاثي الأبعاد لقصبة مكسور استناداً إلى البيانات تجزئة النسيج باستخدام برمجيات تحليل الصورة. انقر فوق " "سطح توليد" "، تطبيق " بلا " ل " "نوع تجانس" " انقر فوق " "عرض سطح" ".
ملاحظة: مناطق صغيرة جداً، وفرط مكثفة المحيطة أونس كورتيسيس مكسور يرجح أن القطع الأثرية بسبب الانتقال من عظمى إلى الأنسجة اللينة. هذه المجالات ينبغي أن تستبعد من مزيد من التحليل. مناطق الإفراط الشديد في منتصف الكسر كالوس خلال المرحلة اندوتشوندرال من كسر شفاء الأنسجة عنقية تمثل. المناطق هيبو مكثفة في كسر دشبذ القاصي من الفجوة العظم في مرحلة التحجر endochondral والمناطق بنفس الكثافة في جميع أنحاء دشبذ الكسر كله في الشفاء بعد مراحل تمثل الأنسجة دشبذ عظمى المنشأ حديثا. على الرغم من أن هذه المناطق قد إشارة هيبو مكثفة، حتى أدنى بكثافة إشارة من العظام ناضجة (اللحاء). بعد العتبة كثافة إشارة للأنسجة العظمية والأنسجة عنقية في دشبذ الكسر، مارك الأنسجة المتبقية نخاع العظام وأنسجة ليفية. قيم تجزئة الأنسجة: الأنسجة العظمية (بما في ذلك القشرة الناضجة وترابيكولار العظام والأنسجة العظمية دشبذ) مجزأة ضمن النطاق من 1-3-3 (كثافة إشارة طبيعية للقشرة الناضجة)، النسيج الليفي/نخاع العظام داخل نطاق 3، 4-5-4، و دشبذ عنقية الأنسجة داخل نطاق 5.5-6-2- - إذا لزم الأمر، كرر التصوير بالرنين المغناطيسي طوليا خلال كسر عملية الشفاء. لرصد التنمية دشبذ عنقية، تفحص الفئران في أيام 10 و 14، و 21 بعد الجراحة-
ملاحظة: النقاط الزمنية التي قد تعتمد على رعاية الحيوان وبروتوكول تجريبي.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
أولاً، يمكن تأكيد نجاح العملية الجراحية بتحليل لفحص التصوير بالرنين المغناطيسي (انظر المثال في الشكل 2). ينبغي أن تكون جميع المسامير الأربعة تقع في منتصف الفخذ رمح. وينبغي أن يكون حجم الفجوة العظم بين 0.3 0.5 مم. إذا كان حجم الفجوة العظم يختلف إلى حد كبير من هذه القيم، ينبغي أن تستبعد الماوس من مزيد من التحليل.
وثانيا، تقييم عمليات التفحص الطولي خلال كسر شفاء العملية في الحيوان نفسه يوفر معلومات حول التنمية دشبذ الأنسجة. إذا يتم تفحص الفئران في يوم 10 و 14، و 21 (انظر المثال في الشكل 3)، الأنسجة عنقية مرئياً في وسط دشبذ الكسر في يوم 10 (منطقة الغضروف النسبي = 30.8 في المائة) ويوم 14 (منطقة الغضروف النسبي = 29.0 ٪)، ويقلل حتى اليوم 21 بعد جراحة (منطقة الغضروف النسبي = 10.5%) (الشكل 3). مرئياً نسيج عظمى في محيط دشبذ الكسر في يوم 10 (منطقة العظم النسبي = 7.2%)، الزيادات حتى يوم 14 (منطقة العظم النسبي = 15.6 في المائة)، وسد الجسم يحدث حتى يوم 21 (منطقة العظم النسبي = 45.7 في المائة).
ثالثا، بعد تجزئة أنسجة مختلفة في دشبذ الكسر استخدام برنامج تحليل الصور، يمكن إنشاء الصور الثلاثية الأبعاد من كسور عظم الفخذ ودشبذ الكسر. في المثال الموضح في الشكل 4، تفحص عظم الفخذ كله في يوم 26 بعد عرض الكسر. قشرة ناضجة يتسم باللون الرمادي ودبابيس السيراميك تتميز باللون الأصفر والأنسجة اللينة دشبذ يتسم باللون الأخضر، أنسجة الغضروف يتميز باللون الأحمر ويتم وضع علامة دشبذ نسيج عظمى في الأرجواني.
الشكل 1 : التبعي الخارجية مع دبابيس تركيب السيراميك وجهاز التصوير بالرنين المغناطيسي متصاعدة. ويرد (A) هيئة البلاستيك التبعي الخارجية، فضلا عن أربعة دبابيس تركيب السيراميك ومتوافقة بالرنين. شريط المقياس: 1 سم. (ب) الحاسوب الرسم الجهاز تصاعد مصنوعة خصيصا ليظهر الإدراج التبعي الخارجية أثناء فحص التصوير بالرنين المغناطيسي. يتم إدراج التبعي الخارجية في عظم الفخذ الأيسر للماوس في التخفيف من تركيب الجهاز. ثم، يتم توصيل الجهاز على اللولب أربعة-عنصر الرأس قبل المسح الضوئي. شريط الحجم: 0.4 سم. الماوس (ج) توضع في تركيب الجهاز (الأزرق)، يعلق على اللولب 4-العنصر الرئيسي (أبيض). الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-
الشكل 2 : صورة الرنين المغناطيسي PD-تسي كسر عظم 3 أيام بعد الجراحة- شريحة مركزية من عظم مكسور الممسوحة ضوئياً في اليوم الثالث بعد الجراحة ويرد. BM: نخاع العظام؛ باء: العظام؛ FX: كسر الفجوة. شريط مقياس: 0.5 ملم. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-
الشكل 3 : الرصد الطولي للتنمية دشبذ الكسر باستخدام تقنية التصوير بالرنين المغناطيسي- التصوير بالرنين المغناطيسي وسط شرائح من كسر عظم الفخذ من الماوس واحد يوم الممسوحة ضوئياً على (أ) 10، (ب) يوم 14، واليوم (ج) 21 بعد الجراحة يتم عرض. فرط كثافة الأنسجة عنقية مرئياً في وسط دشبذ الكسر في يوم 10 ويوم 14، والنقصان حتى اليوم 21 بعد الجراحة. مرئياً الأنسجة العظمية هيبو مكثفة في محيط دشبذ الكسر في يوم 10، زيادات حتى يوم 14، وسد الجسم يحدث حتى يوم 21. BM: نخاع العظام؛ Cg: الأنسجة عنقية؛ باء نسيج عظمى. شريط مقياس: 0.5 ملم. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-
الشكل 4 : إعادة البناء ثلاثي الأبعاد من عظم مكسور الممسوحة ضوئياً في يوم 26 بعد عملية جراحية- قشرة ناضجة يتسم باللون الرمادي ودبابيس السيراميك تتميز باللون الأصفر والأنسجة اللينة دشبذ يتسم باللون الأخضر، أنسجة الغضروف يتميز باللون الأحمر ويتم وضع علامة دشبذ نسيج عظمى في الأرجواني. تم إنشاء الصورة باستخدام برنامج تحليل الصور. شريط الحجم: 0.4 مم. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
التعديلات واستكشاف الأخطاء وإصلاحها:
وكان الهدف الرئيسي لهذه الدراسة لوصف بروتوكول لاستخدام للتبعي الخارجية المتوافقة مع التصوير بالرنين المغناطيسي للعظم عظم الفخذ في الماوس مع القدرة على رصد التنمية دشبذ النسيج طوليا خلال عملية التئام الكسر endochondral. تصميم جهاز تركيب مصنوعة خصيصا للإدراج التبعي الخارجية ضمان موقف موحد أثناء المسح المتكررة. تقسيم الأنسجة شبه التلقائي يسمح تحليل كميات الأنسجة الليفية وعنقيه عظمى في دشبذ الكسر. وعلاوة على ذلك، تسمح إعادة البناء ثلاثي الأبعاد لصور الرنين المغناطيسي التصور لكسر endochondral شفاء العملية في كل الماوس الفردية.
الخطوات الحاسمة في إطار البروتوكول:
الخطوات الأكثر أهمية لهذه العملية الجراحية باستخدام التبعي الخارجية المتوافقة مع التصوير بالرنين المغناطيسي: (1) تجنب أي تلف للعصب الوركي أثناء الجراحة، وإلا لن تكون قادرة على تحمل الوزن في غضون 5 أيام بعد العظم الماوس ويجب أن تستبعد من مزيد من التحليل. (2) تجنب التوتر أو ضغط أو القص الإجهاد على التبعي أثناء عملية التركيب، ولن يكون إلا الفجوة العظم الشكل والحجم الموحد. وعلاوة على ذلك، تأكد من تحميل التبعي موازية للمحور الطولي لعظم الفخذ، ضمان تثبيت مستقرة للعظم. (3) تجنب رقائق معدنية من المنشار في حالة استخدام سلك الزنابق شهدت، منذ تلك التي سوف تتداخل مع التصوير بالرنين المغناطيسي مسح الداخلي.
الخطوات الأكثر أهمية للتصوير بالرنين المغناطيسي مسح الداخلي: (1) جعل بالتأكيد تجنب الانحناء أو ضغط التبعي أثناء الإدراج وإزالة الجهاز تصاعد هذا قد تتداخل مع شفاء الكسر. (2) ضمان التحكم في درجة الحرارة الصحيحة أثناء إجراء المسح الضوئي للحفاظ على درجة حرارة الجسم الفسيولوجية.
أهمية فيما يتعلق بالأساليب القائمة، والقيود المفروضة على هذه التقنية:
تظهر نتائج واعدة للدراسات السابقة بعد الوفاة التصوير بالرنين المغناطيسي في الفئران مع كسور مفصلي14 و في فيفو التصوير بالرنين المغناطيسي في الفئران مع intramembranous العظام-عيب الشفاء15. ومع ذلك، ذكر كلتا الدراستين أيضا محدودة المكانية القرار والأنسجة على النقيض. أظهرنا سابقا بجدوى ودقة عالية الدقة في فيفو التصوير بالرنين المغناطيسي للتحليل الطولي من لينة callus تشكيل خلال وقت مبكر والمتوسطة المراحل لكسر الشفاء في الفئران عن طريق مقارنة الجديدة مع تقنية التصوير بالرنين المغناطيسي معايير الذهب µCT وهيستومورفوميتري16. ومع ذلك، وجدنا أيضا أن القرار المكانية للتصوير بالرنين المغناطيسي أقل بكثير من حل µCT السابقين فيفو . هذا وجود قيود واضحة لتقنية التصوير بالرنين المغناطيسي عند مقارنتها بالتقنيات المتنافسة، بما في ذلك فيفو السابقين ولكن أيضا في فيفو µCT.
التطبيقات المستقبلية:
الآفاق المستقبلية لاستخدام التصوير بالرنين المغناطيسي أثناء الدراسات شفاء الكسر مورين،: (1) مزيج من الرنين باستخدام عوامل التباين لقياس تدفق الدم عن طريق الجزء المصاب. (2) مجموعة من الحيوانات الأليفة والتصوير بالرنين المغناطيسي مسح، فضلا عن وضع العلامات للخلايا مع سوبيرباراماجنيتيك جسيمات أكسيد الحديد لخلية الاتجار بتجارب17،،من1819،20.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
ماثسي رومانو صاحب البلاغ هو موظف ريسيستيم AG دافوس، سويسرا التي تنتج يزرع وزرع الصكوك المحددة المستخدمة في هذه المقالة. جميع مؤلفين آخرين قد لا يوجد تضارب المصالح المالية.
Acknowledgments
ونحن نشكر أسيج سيفيل، ستيفاني شروث، فيرينا فيشر، كاتيا بريستاز، إيفون Hägele، وسوبجانج أن للدعم الفني الممتاز. كما نشكر مؤسسة البحوث الألمانية (CRC1149، INST40/499-1) وألمانيا AO الصدمة مؤسسة لتمويل هذه الدراسة.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anaesthesia tube | FMI, Seeheim, Germany | ZUA-82-ANA-TUB-Mouse | |
| Anaesthetic machine | FMI, Seeheim, Germany | ZUA-82-GME-MA | |
| Artery forceps | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BH104R | |
| Autoclave | Systec, Wettenberg, Germany | DX-150 | |
| Autoclaving packaging | Stericlin, Feuchtwangen, Germany | 2301-04/06/10/12/16 | |
| Avizo software | FEI, Burlington, USA | - | Version 8.0.1 |
| BioSpec 117/16 magnetic resonance imaging system | Bruker Biospin, Ettlingen, Germany | 117/16 | |
| Bulldog clamp | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BH 021R | |
| Carbon steel scalpel no. 11/15 | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BA211/215 | |
| Ceramic mounting pin 0.45 mm | RISystem, Davos, Switzerland | HS691490 | |
| Clindamycin (300 mg / 2ml) | Ratiopharm, Ulm, Germany | - | |
| Dressing forceps 115 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD210R | |
| Dressing forceps 130 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD025R | |
| Drill bit coated 0.45 mm | RISystem, Davos, Switzerland | HS820420 | |
| Durogrip needle holder 125 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BM024R | |
| Foliodrape | Hartmann, Heidenheim, Germany | 2513026 | |
| Frekaderm | Fresenius, Bad Homburg, Germany | 4928211 | |
| Gigli saw 0.44 mm | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.590.110.25 | |
| Hand drill | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.390.130-01 | |
| Heating plate | FMI, Seeheim, Germany | IOW-3704 | |
| Hygonorm gloves | Hygi, Telgte, Germany | 2706 | |
| Isoflurane | Abbot, London, UK | Forene | |
| Micro forceps 155 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD343R | |
| Micro scissors 120 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | FD013R | |
| Mouse FixEx L 0.7 mm | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.611.300-10 | |
| Needle case for drills | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BL911R | |
| Needle holder | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB078R | |
| Octenisept | Schülke, Norderstedt, Germany | 121403 | |
| Osirix software | Pixmeo SARL, Bernex, Switzerland | - | Version 4.0 |
| Oxygen, medical grade | MTI, Ulm, Germany | - | |
| Resolon 5/0 | Resorba, Nürnberg, Germany | 88143 | |
| Saline 0.9% | Braun, Melsungen, Germany | 3570350 | |
| Scalpel handle 125 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB073R | |
| Scissors 150 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BC006R | |
| Sealer for autoclave packaging | Hawo GmbH, Obrigheim, Germany | HM500 | |
| Sterican 27 G | Braun, Melsungen, Germany | 4657705 | |
| Sterile surgical blades no. 11/15 | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB511/515 | |
| Surgical gloves | Hartmann, Heidenheim, Germany | Peha-micron 9425712 | |
| Surgical light | Maquet SA, Ardon, France | Blue line 80 | |
| Syringes 5 ml | Braun, Melsungen, Germany | Injekt 4606051V | |
| Tissue forceps 80 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | OC091R | |
| Tramadol 25 mg/l | Grünenthal, Aachen, Germany | 100mg/ml | |
| Vasofix Safety | Braun, Melsungen, Germany | 4268113S-01 | |
| Vicryl 5-0 | Ethicon, Norderstedt, Germany | V30371 | |
| Visdisic eye ointment | Bausch & Lomb, Berlin, Germany | 3099559 |
References
- Claes, L., Recknagel, S., Ignatius, A. Fracture healing under healthy and inflammatory conditions. Nat Rev Rheumatol. 8 (3), 133-143 (2012).
- Einhorn, T. A. The cell and molecular biology of fracture healing. Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl S7-S21 (1998).
- Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: mechanisms and interventions. Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).
- Augat, P., et al. Local tissue properties in bone healing: influence of size and stability of the osteotomy gap. J Orthop Res. 16 (4), 475-481 (1998).
- Claes, L. E., Heigele, C. A. Magnitudes of local stress and strain along bony surfaces predict the course and type of fracture healing. J Biomech. 32 (3), 255-266 (1999).
- Claes, L. E., et al. Effects of mechanical factors on the fracture healing process. Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl 132-147 (1998).
- Hu, D. P., et al. Cartilage to bone transformation during fracture healing is coordinated by the invading vasculature and induction of the core pluripotency genes. Development. 144 (2), 221-234 (2017).
- Hankenson, K. D., Zimmerman, G., Marcucio, R. Biological perspectives of delayed fracture healing. Injury. 45, Suppl 2 8-15 (2014).
- Meyer, R. A., et al. Age and ovariectomy impair both the normalization of mechanical properties and the accretion of mineral by the fracture callus in rats. J Orthop Res. 19 (3), 428-435 (2001).
- Nikolaou, V. S., Efstathopoulos, N., Kontakis, G., Kanakaris, N. K., Giannoudis, P. V. The influence of osteoporosis in femoral fracture healing time. Injury. 40 (6), 663-668 (2009).
- Haffner-Luntzer, M., Kovtun, A., Rapp, A. E., Ignatius, A. Mouse Models in Bone Fracture Healing Research. Current Molecular Biology Reports. 2 (2), 101-111 (2016).
- Garcia, P., et al. Rodent animal models of delayed bone healing and non-union formation: a comprehensive review. Eur Cell Mater. 26, 1-14 (2013).
- Histing, T., et al. Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting. Bone. 49 (4), 591-599 (2011).
- Zachos, T. A., Bertone, A. L., Wassenaar, P. A., Weisbrode, S. E. Rodent models for the study of articular fracture healing. J Invest Surg. 20 (2), 87-95 (2007).
- Taha, M. A., et al. Assessment of the efficacy of MRI for detection of changes in bone morphology in a mouse model of bone injury. J Magn Reson Imaging. 38 (1), 231-237 (2013).
- Haffner-Luntzer, M., et al. Evaluation of high-resolution In Vivo MRI for longitudinal analysis of endochondral fracture healing in mice. PLoS One. 12 (3), 0174283 (2017).
- Beckmann, N., Falk, R., Zurbrugg, S., Dawson, J., Engelhardt, P. Macrophage infiltration into the rat knee detected by MRI in a model of antigen-induced arthritis. Magn Reson Med. 49 (6), 1047-1055 (2003).
- Al Faraj,, Shaik A, S. ultana, Pureza, A., A, M., Alnafea, M., Halwani, R. Preferential macrophage recruitment and polarization in LPS-induced animal model for COPD: noninvasive tracking using MRI. PLoS One. 9 (3), 90829 (2014).
- Rolle, A. M., et al. ImmunoPET/MR imaging allows specific detection of Aspergillus fumigatus lung infection in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (8), 1026-1033 (2016).
- Niemeyer, M., et al. Non-invasive tracking of human haemopoietic CD34(+) stem cells in vivo in immunodeficient mice by using magnetic resonance imaging. Eur Radiol. 20 (9), 2184-2193 (2010).
