Summary
L'ovaio di Drosophila è un sistema eccellente modello per studiare lo sviluppo di nicchia delle cellule staminali. Anche se i metodi per la dissezione ovaie larvale e adulte sono stati pubblicati, le dissezioni pupal ovaia richiedono tecniche differenti che non sono stati pubblicati in dettaglio. Qui descriviamo un protocollo per la dissezione, colorazione e montaggio pupale ovaie.
Abstract
A differenza di adulto Drosophila ovaie, pupale ovaie sono relativamente difficili da accedere ed esaminare a causa della loro piccola dimensione, traslucenza e che incassa all'interno di un caso pupal. La sfida di dissezione pupale ovaie si trova anche nella loro posizione fisica all'interno della pupa: le ovaie sono circondate dalle cellule di grasso corporeo all'interno dell'addome pupal, e queste cellule di grasso deve essere rimosso per consentire la macchiatura dell'anticorpo appropriato. Per superare queste sfide, questo protocollo utilizza personalizzate pipette Pasteur per estrarre le cellule del corpo di grasso dall'addome pupal. Inoltre, un coprioggetto chambered viene utilizzato al posto di un tubo del microcentrifuge durante il processo di colorazione per migliorare la visibilità delle pupe. Tuttavia, nonostante questi ed altri vantaggi degli strumenti utilizzati nel presente protocollo, corretta esecuzione di queste tecniche può coinvolgere ancora diversi giorni di pratica a causa delle piccole dimensioni delle ovaie pupale. Le tecniche descritte in questo protocollo potrebbero essere applicate agli esperimenti di corso di tempo in cui le ovaie sono analizzate nelle varie fasi di sviluppo pupa.
Introduction
Ricerca sulle cellule staminali utilizzando Drosophila ovaie è ampiamente sviluppato dalla prima documentazione di una cellula staminale nicchia1,2,3,4. Seguendo lo sviluppo di strumenti genetici di lignaggio traccia, ovaio di Drosophila dissezioni sono stati comunemente utilizzate per lo studio di cellule staminali lignaggi e vie che regolano il mantenimento delle cellule staminali, proliferazione e destino nella nicchia delle cellule staminali di segnalazione. Conoscenza di queste vie di segnalazione può produrre intuizioni potenziali cause di tumori che hanno origine da cellule staminali aberrante attività5,6,7. Inoltre recentemente è stato dimostrato che le cellule staminali somatiche nell'ovaio di Drosophila , conosciuto come le cellule staminali del follicolo (FSCs), fortemente assomigliano cellule staminali intestinale dei mammiferi in molti aspetti della loro organizzazione8. Per questo motivo, Drosophila ovaie sono un sistema di modello altamente utile per studiare il comportamento delle cellule staminali.
Mentre le ovaie larvale e adulte offrono indizi per lo sviluppo iniziale della cellula formativa e l'organizzazione finale della cellula formativa nella nicchia, rispettivamente, l'ovaio pupal è una struttura intermedia in cui la linea germinale e cellule somatiche riorganizzare e stabilire la loro identità 9 , 10. anche se parecchi studi hanno esaminato gli aspetti dello sviluppo del tessuto nell'ovaia pupal10,11,12,13, domande rimangono per quanto riguarda la differenziazione e l'organizzazione spaziale di tipi di cellule ovariche durante lo sviluppo pupa. In particolare, la specifica del FSCs si verifica durante questo periodo. Questo protocollo descrive un metodo per la dissezione e la macchiatura pupale ovaie a intervalli di tempo desiderato — una tecnica che può essere utilizzata in esperimenti di corso di tempo che analizzano lo sviluppo pupale ovaia in dettaglio dalla larvale alla fase adulta.
Per tenere conto le piccole dimensioni, traslucenza e inaccessibilità dell'ovaia pupal all'interno dell'addome pupal, questo protocollo utilizza strumenti come una pipetta di Pasteur su misura con la punta sottile per rimuovere il tessuto addominale grasso corporeo che ostruisce l'accesso dell'anticorpo per il ovaie. Un coprioggetto chiaro, chambered utilizzato durante l'anticorpo che macchia offre una maggiore visibilità delle pupe e una piattaforma più delicata per oscillare le ovaie su un "Nutator". Basato su un protocollo per le dissezioni dell'ovaia larvale di Maimon e Gilboa14, una concentrazione relativamente alta di Triton X-100 è stata impiegata nelle fasi iniziali della procedura di colorazione per massimizzare l'accesso di permeabilizzazione e anticorpo di membrana cellulare per il cellule ovariche.
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Protocol
1. EggLaying
- Combinare circa uomo dieci e quindici femmina adulto drosofila mosche del genotipo desiderato in un flaconcino di normali alimenti ricchi di volare, completati con lievito. Per evitare sovraffollamento il flaconcino, consentire le femmine accoppiate a deporre le uova per non più di 2 – 4 h14.
- Trasferire gli adulti dal flaconcino in un flacone nuovo toccando il flaconcino di apertura contro una fiala diversa con alimento. Lasciare le uova a sviluppare in larve a temperatura ambiente per 3 – 4 giorni.
2. selezione di femminile larve
- Utilizzando un pennello sottile umido con setole morbide, fanno un movimento di rotolamento con il pennello lungo la parete del flaconcino per trasferire un bicchiere ben riempito fino all'orlo con tampone fosfato salino (PBS): 1x errante terza-instar larve dal flaconcino. Lavare i residui di cibo fuori le larve di trasferirli ad un altro bene riempito con PBS 1X.
- Separare le larve di sesso maschile e femminile usando il forcipe. Identificare le larve maschile da un paio di testicoli grandi, rotondi e traslucidi incorporato nel corpo di grasso sulla parte laterale del corpo circa due-terzi giù dalla sua estremità anteriore15. Le larve femminile sono mediamente più grandi, meno traslucido rispetto ai maschi e hanno gonadi molto più piccole che sono più difficili da rilevare.
- Selezionare contro larve maschile per raccogliere le larve femminile. Raccogliere almeno dieci femmine dal pozzo. Inserire le larve femminile in un separato ben riempito con PBS 1X.
- Forcipe di uso per trasferire le larve femminile delicatamente in un nuovo flacone di cibo fresco volo completati con lievito.
- Collocare il flaconcino con le larve femminili in un luogo buio per facilitare pupariation16. Durante tutta la giornata, monitorare le larve per pupariation. Come ogni larva immobilizza e si sviluppa in un prepupa, la prepupa contro il flaconcino del cerchio e registrare il tempo approssimativo quando si forma prima in un prepupa. La protrusione di spiracoli anteriori e la temporizzazione del pupario formazione17individuare membranose. Consentire la membranose a sviluppare fino al punto di tempo desiderato (misurato in ore dopo la formazione del pupario, APF).
Nota: Tutti gli animali che subiscono pupario formazione entro un intervallo di circa 10 h possono essere considerato un prepupa. Stadio pupale inizia circa 12 h dopo la formazione del pupario dopo un molt interna ha avuto luogo.
3. preparazione pupe per la macchiatura dell'anticorpo
-
Formare una pipetta di vetro sottile per essere utilizzato nei passaggi successivi per sgombrare il corpo grasso pupal.
- Fondere il vetro in punta di una pipetta Pasteur sopra un bruciatore di Bunsen. Come il vetro si scioglie, è possibile utilizzare pinze per tirare la punta orizzontalmente lontano dal resto della pipetta per formare una punta più sottile.
- Dopo il raffreddamento, rompere una piccola porzione della punta della pipetta per formare un'apertura circolare ordinata. Collegare una lampadina a altra estremità della pipetta.
- Caricare la pipetta con PBS 1X.
- Per raccogliere le pupe, che sono incollate alla parete del flaconcino, applicare una piccola goccia d'acqua lungo la zona di contatto tra pupa e flaconcino. Attendere 1-2 min per lasciare che la proteina colla sciogliere prima di sollevare delicatamente la pupa fuori il muro con un pennello umido. Trasferire la pupa per un bicchiere ben riempita con 1x PBS. Dedicare un singolo pozzo a pupa per evitare il sovraffollamento del pozzo.
- Mentre afferra l'estremità posteriore della pupa con una coppia di pinze, strappare accuratamente la porzione anteriore del caso pupal con un'altra coppia fino a quando la testa della pupa è visibile.
- Afferrare la punta anteriore-la maggior parte della testa pupal con pinze e tirare delicatamente la pupa fuori del suo caso pupal.
Nota: Una parte del corpo grasso può fuoriuscire durante questo processo. - Separare e scartare la metà anteriore della pupa della metà posteriore fino a quando rimane solo il sacco addominale.
-
Estrarre le cellule di grasso corpo dalla sacca addominale.
- Afferrare il sacco addominale contro il fondo del pozzo con la pinzetta in una mano mentre si tiene la pipetta di vetro sottile riempita con PBS 1X in un'altra mano.
- Mirare il puntale sottile verso l'apertura del sacco e lentamente dispensare 1X PBS nell'addome per lavare via le cellule di grasso corporeo che circondano le ovaie pupale.
Nota: Le ovaie sono un paio di strutture piccole, traslucidi, striati e oblunghe che deve rimanere all'interno del sacco addominale. - Lavare via che il grasso corporeo cellule fino a quando almeno i due terzi del corpo grasso è andato o fino a quando le ovaie sono visibili vicino all'apertura del sacco addominale. È molto importante eseguire questo passaggio lentamente per non lavare le ovaie fuori l'addome per caso.
- Esaminare il pozzo per verificare se le ovaie hanno rovesciato fuori durante il lavaggio delle cellule di grasso corporeo. Se le ovaie non sono visibili all'interno del pozzo, essi dovrebbero rimasto nell'addome. Se le ovaie sono usciti, posizionare una nuova pupa nel pozzo e ripetere questo passaggio.
- Trasferire l'addome in una camera di coprioggetto chiaro piena di buffer di fissazione (1x PBS, paraformaldeide al 4%) e mettere il coperchio sulla parte superiore. Per garantire un numero sufficiente di ovaie sopportare la colorazione e il processo di montaggio, sezionare le ovaie più del necessario.
Attenzione: Il buffer di fissazione contiene paraformaldeide che è tossico. Si prega di indossare adeguate protezioni quali guanti, occhiali di sicurezza, ecc.
4. Immunohistochemistry
- Durante tutto il processo di colorazione, è necessario utilizzare pinze per spingere delicatamente giù qualsiasi ovaie galleggiante sul fondo del pozzo vetro di copertura per garantire che le ovaie sono completamente immersi nella soluzione di anticorpo.
- Posto di strisce di nastro biadesivo sulla superficie piana di un Nutator e quindi posizionare il coprioggetto chambered sulla superficie adesiva.
- Incubare le ovaie nel buffer di fissazione dal passaggio 3,7 per 15 min a temperatura ambiente.
- Sciacquare le ovaie tre volte in PBS 1x con 1% Triton X-100 per 5, 10 e 45 min (1h in totale), rispettivamente, per consentire la permeabilizzazione approfondita.
- Bloccare le ovaie in siero di capra normale 10% in PBS 1x con 0,5% Triton X-100 per 30 min.
- Incubare le ovaie durante la notte a 600 µ l di anticorpo primario di scelta diluito alla concentrazione appropriata in PBS 1x con 0,5% Triton X-100 a 4 ° C.
- Sciacquare le ovaie tre volte per 5 min in 1X PBS con 0,5% Triton X-100.
- Incubare le ovaie per 2 h a 600 µ l di anticorpo secondario di scelta diluito alla concentrazione appropriata in PBS 1x con 0,5% Triton X-100 a temperatura ambiente.
- Sciacquare le ovaie due volte per 5 min in 1X PBS con 0,5% Triton X-100 e una volta per 5 min in 1X PBS.
5. di dissezione e montaggio Pupal ovaie
- Mettere una piccola goccia di PBS 1X su un vetrino da microscopio. Forcipe di uso per trasferire il sacco addominale dal coprioggetto chambered a un bicchiere ben riempito con PBS 1X. Dedicare un singolo pozzo a pupa per evitare il sovraffollamento del pozzo.
- Lacerare il sacco addominale e qualsiasi corpo grasso restante con il forcipe.
Nota: Le ovaie, che sono un paio di strutture piccole, traslucide, striati e oblunghe, dovrebbero essere visibile all'interno del pozzo. Le ovaie sono spesso strettamente circondate dal corpo grasso, quindi è importante assicurarsi che tutti i grassi corpo è lacerato accuratamente apart. - Trasferire le ovaie dal pozzo nella goccia di 1X PBS sul microscopio slide afferrando il centro delle ovaie tra le punte della pinza. È molto importante utilizzare una presa salda senza strizzare le ovaie così da non perdere o distruggerli durante il trasferimento. Aggiungere poche gocce di PBS 1x alla diapositiva quando la soluzione si asciuga nel tempo.
- Una volta che tutte le ovaie sono state sezionate e trasferite al microscopio, dispensare 40 µ l di liquido di montaggio su di un vetrino coprioggetti 22 x 22 mm e posto il vetrino coprioggetto delicatamente sopra le ovaie. Lasciate che il pernottamento asciutto diapositiva prima di formazione immagine.
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Representative Results
Corretta esecuzione di questa procedura dovrebbe provocare macchiatura dell'anticorpo chiaro che rivela la struttura e l'organizzazione cellulare di ovaio pupal di Drosophila . Immunohistochemistry descritte in questo protocollo può essere utilizzato per identificare tipi cellulari comunemente macchiati nelle ovaie larvale e adulte. Cellule del gambo pupal derivato da sciamano cellule18 (delineato da Fasciclin III in bianco) sono mostrati nella Figura 3. Oltre a evidenziare l'organizzazione delle ovaie pupale, anticorpi specifici alla proliferazione cellulare (come la fosfo-istone H3 colorazione in Figura 3, visualizzato in verde) possono essere utilizzato per studiare modelli di divisione cellulare delle cellule staminali e altro tipi di cellule mitoticamente attive. Se i segnali dell'anticorpo fluorescente sono deboli quando esaminato al microscopio confocale, è probabile che le ovaie non sono stati sufficientemente esposti agli anticorpi a causa di estrazione insufficiente corpo di grasso nell'addome pupal. Un'altra possibilità potrebbe essere che l'apertura del sacco pupal crollato durante la colorazione.
Figura 1: confronto Side-by-side di uomo vs donne larve. (A) maschio della larva in soluzione PBS identificate da una coppia di testicoli traslucidi, oblunghe, situato circa due-terzi giù dalla sua estremità anteriore. (B) femmina della larva in soluzione PBS riconoscibili dall'assenza dei testicoli grandi, traslucidi. Scala bar = 2 mm. per favore clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: dissezione delle ovaie pupale dopo esame immuno-istochimico. (A) immagine di un paio di striato, traslucide ovaie pupale (cerchi rossi) che sono stati rimossi dalla sacca addominale su colorazione immunoistochimica. Pupale ovaie sono state sezionate circa 48h APF. Le cellule di grasso corpo restante (freccia nera) che non sono stati estratti nel passaggio 3.6 sono dispersi in soluzione PBS. (B) immagine di un unico ovario pupal in soluzione PBS dissecato circa 48h APF. Scala bar = 100 µm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: macchiato selvaggio-tipo pupal ovaia dissecato 48 ore APF. Immagine è stata acquisita utilizzando un microscopio confocale. Il reporter di pathway Wnt, Fz3 RFP8 (rosso), è espresso nelle cellule somatiche anteriore. Anticorpi diretti alle cellule di contorni (bianco) Fasciclin III del gambo pupal. I nuclei erano controcolorati con DAPI (blu). Phospho-istone H3 colorazione (verde) mette in evidenza cellule che subiscono la mitosi. Linee diagonali bianche indicano i bordi dell'immagine originale. Barra della scala = 20 µm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Il passo più critico e difficile di questo protocollo prevede la preparazione delle ovaie pupale prima della fissazione. Per garantire che le ovaie, piccole e sepolte dalle cellule di grasso corporeo all'interno dell'addome pupal, sono macchiate sufficientemente con gli anticorpi, è importante non solo strappare una grande apertura nel sacco addominale con il forcipe, ma anche estrarre le cellule di grasso corporeo che ostacolano la ovaie dagli anticorpi. Corretta esecuzione di questo passaggio richiede l'applicazione di sottili pressioni sul bulbo pipetta Pasteur mentre lavava le cellule di grasso corpo fuori dal sacco addominale (ad es. 1 – 2 cellule di grasso corpo dovrebbero lasciare l'addome al secondo durante questo passaggio). Mancato utilizzo di forza gentile probabilmente causerà le ovaie a rovesciarsi fuori dell'addome e nel bicchiere ben. Perché le ovaie da soli sono piccole, traslucido e difficile da afferrare con la pinzetta, devono rimanere all'interno del sacco addominale durante tutta la procedura di colorazione. Così, se le ovaie è venuto fuori l'addome durante il passaggio di preparazione prima della fissazione, sarebbe estremamente difficile da recuperare, macchia e montarli nella loro forma isolata durante il protocollo.
Le cellule di grasso corporeo, che consistono principalmente di goccioline lipidiche, sono organelli di deposito di trigliceride che si trovano comunemente negli insetti, tra cui Drosophila melanogaster19,20. Poiché alcune cellule di grasso corpo rimangono nell'addome pupal alla fissazione, questo protocollo utilizza concentrazioni relativamente elevate di Triton X-100 nei primi tre risciacqui di PBS per estrarre i lipidi come molti come possibile da entrambi i cell membranes nell'ovaia e qualsiasi residuo grasso tessuto che circonda le ovaie. Come dimostrato dall'anticorpo di proteine di membrana delle cellule Fasciclin III brillante colorazione in Figura 3, utilizzando 1X PBS con 1% Triton X-100 durante i primi tre risciacqui funziona bene per estrarre al massimo i lipidi pur mantenendo l'integrità della cellula membrana.
Una volta che il grasso corporeo sono state estratte, la fase in secondo luogo più critica è per assicurarsi che le ovaie rimangono all'interno del sacco addominale durante la fissazione e la macchiatura dell'anticorpo. È utile per inserirli all'interno di un coprioggetto chiaro, camerato, piuttosto che un tubo del microcentrifuge per più chiara visibilità di addomi pupal durante la colorazione. Utilizzare pinze per spingere delicatamente i sacchi addominali alla parte inferiore della camera di modo che i tessuti addominali nel sacco sono completamente inghiottiti nella soluzione di anticorpo.
Infine, si dovrebbe prestare molta attenzione a trasferire le ovaie dalla sacca addominale per il vetrino da microscopio durante il processo di montaggio. Anche se le ovaie sono piccoli e difficili da afferrare con la pinzetta senza intrappolarle, il modo migliore per trasferirli alla diapositiva è afferrando saldamente al centro delle ovaie. Essi rimarranno strutturalmente intatte una volta inserito nella diapositiva. È possibile sezionare le ovaie dall'addome direttamente sopra il vetrino da microscopio per evitare di perdere l'ovaia, ma questo può portare a un'eccessiva quantità di mezzo di montaggio sulla diapositiva e potrebbe complicare il processo di montaggio.
Le limitazioni del presente protocollo riguardano la quantità di tempo il processo di dissezione intero potrebbe richiedere, il rendimento potenzialmente basso delle ovaie ben colorate e la destrezza necessarie per completare ogni passaggio. Perché le ovaie pupale richiedano l'estrazione di vasto corpo grasso, preparando una pupa singola per la fissazione può prendere dovunque da 10 a 20 min. Inoltre, per garantire un numero sufficiente di ovaie resistere l'intera procedura di colorazione, è preferibile sezionare più pupe rispetto a quello necessario per l'esperimento. Ciò significa che una grande quantità di tempo può essere speso semplicemente per preparare le pupe anche prima del passaggio di fissazione.
Le dissezioni dell'ovaia pupal differiscono in gran parte da protocolli per larvale14 e dissezioni dell'ovaia adulto21 . Il encasement dell'ovaia all'interno di un caso pupal presenta le sfide uniche che vengono soddisfatte dagli strumenti utilizzati in questo protocollo. Questi metodi possono essere applicati al lignaggio traccia esperimenti per determinare quando FSCs ed Escort le celle sono specificate nell'ovaia pupal nel corso del tempo. Una versione modificata di questo protocollo che coinvolgono terreni di coltura delle cellule di insetto anche potenzialmente utilizzabili per dissecare pupale ovaie per ex vivo analisi live imaging.
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Disclosures
Gli autori non hanno conflitti di interesse di dichiarare.
Acknowledgments
Questa ricerca è stata sostenuta dal National Institutes of Health (RO1 GM079351 di D.K.). Ringraziamo Dorothea Godt per i suoi consigli utili su dissezioni dell'ovaia pupal basato sul suo protocollo originale. Ringraziamo anche Amy Reilein per la sua assistenza e commenti sul manoscritto.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dumont #5 Forceps, biology | Fine Scientific Tools | 11252-20 | |
| Nunc Lab-Tek Chambered Coverglass | Thermo Fisher Scientific | 155383 | |
| Dissection microscope | Nikon | SMZ-10A | |
| Confocal Microscope | Carl Zeiss | LSM 700 | |
| Analysis software | Carl Zeiss | Zen | |
| 9 Depression Glass Spot Plates | Pyrex | 7220-85 | |
| Pasteur pipet | Fisher Scientific | 13-678-6B | |
| Pasteur pipet bulb | Various vendors | ||
| Bunsen burner | Various vendors | ||
| Fisherfinest Premium Frosted Microscope Slides | Thermo Fisher Scientific | 12-544-2 | |
| 22 x 22 mm glass coverslips No 1 | VWR | 48366-067 | |
| Dapi Fluoromount-G | SouthernBiotech | 0100-20 | |
| Double-sided tape | Scotch | ||
| Nutator | Clay Adams | ||
| Fine brush #0, #3-#5 | Various vendors | ||
| Gilson Pipetman Starter Kit | Thomas Scientific | F167300 | Contains p20, p200, p1000 pipettors |
| 16% Paraformaldehyde | Electron Microscopy Sciences | 15710 | Dilute to 4% paraformaldehyde in 1x PBS |
| Triton | Sigma-Aldrich | 9002-93-1 | |
| 10x PBS | Ambion | AM9624 | Dilute to 1x PBS |
| Normal Goat Serum | Jackson ImmunoResearch | 5000121 | Dilute to 10% normal goat serum in PBST with 0.5% Triton concentration |
| Primary antibodies (in protocol: 7G10 anti-Fasciclin III diluted 1:250, rabbit anti-phosphohistone H3 diluted 1:1000) | Various vendors (in protocol: Developmental Studies Hybridoma Bank, Millipore) | Dilute in PBST with 0.5% Triton concentration | |
| Secondary antibodies (in protocol: Alexa-546, FITC-conjugated anti-rabbit serum) | Various vendors (in protocol: Molecular Probes, Jackson ImmunoResearch Laboratories, Inc.) | Dilute in PBST with 0.5% Triton concentration | |
| Fly vials | Denville Scientific | V9406 | |
| Cotton Balls, For Wide Vials | Genesee Scientific | 51-102W | |
| Yeast, Bakers Dried Active | MP Biomedicals | 101400 | |
| Fly food | Produced in laboratory | Mixture of water, brewer's yeast, cornmeal, molasses, agar, EtOH, penicillin, methyl 4-hydrobenzoate, and propionic acid | |
| Male and female Drosophila flies (genotype used in protocol: yw; P[Fz3-RFP, w+]/TM2) | Bloomington Drosophila Stock Center |
References
- Losick, V., Morris, L., Fox, D., Spradling, A. Drosophila Stem Cell Niches: A Decade of Discovery Suggests a United View of Stem Cell Regulation. Dev Cell. 21 (1), 159-171 (2011).
- Kirilly, D., Xie, T. The Drosophila ovary: an active stem cell community. Cell Res. 17 (1), 15-25 (2007).
- Dansereau, D. A., Lasko, P. The Development of Germline Stem Cells in Drosophila. Method Mol Biol. 450, 3-26 (2008).
- Pearson, J., López-Onieva, L., Rojas-Ríos, P., Gonzáles-Reyes, A. Recent advances in Drosophila stem cell biology. Int J Dev Biol. 53, 1329-1339 (2009).
- Arwert, E. N., Hoste, E., Watt, F. M. Epithelial stem cells, wound healing and cancer. Nat Rev Cancer. 12 (3), 170-180 (2012).
- Barker, N., et al. Crypt stem cells as the cells-of-origin of intestinal cancer. Nature. 457 (7229), 608-611 (2009).
- Daley, G. Q. Chronic myeloid leukemia: proving ground for cancer stem cells. Cell. 119 (3), 314-316 (2004).
- Reilein, A., et al. Alternative direct stem cell derivatives defined by stem cell location and graded Wnt signaling. Nat Cell Biol. 19 (5), 433-444 (2017).
- Eliazer, S., Buszczack, M. Finding a niche: studies from the Drosophila ovary. Stem Cell Res Ther. 2 (6), 45 (2011).
- Godt, D., Laski, F. A. Mechanisms of cell rearrangement and cell recruitment in Drosophila ovary morphogenesis and the requirement of bric à brac. Development. 121 (1), 173-187 (1995).
- King, R. C., Aggarwal, S. K., Aggarwal, U. The development of the female Drosophila reproductive system. J Morphol. 124 (2), 143-166 (1968).
- Vlachos, S., Jangam, S., Conder, R., Chou, M., Nystul, T., Harden, N. A Pak-regulated cell intercalation event leading to a novel radial cell polarity is involved in positioning of the follicle stem cell niche in the Drosophila ovary. Development. 142 (1), 82-91 (2015).
- Irizarry, J., Stathopoulos, A. FGF signaling supports Drosophila fertility by regulating development of ovarian muscle tissues. Dev Biol. 404 (1), 1-13 (2015).
- Maimon, I., Gilboa, L. Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries. J Vis Exp. (51), e2537 (2011).
- Kerkis, J. The Growth of the Gonads in DROSOPHILA MELANOGASTER. Genetics. 16 (3), 212-224 (1931).
- Yamanaka, N., et al. Neuroendocrine Control of Drosophila Larval Light Preference. Science. 341 (6150), 1113-1116 (2013).
- Bainbridge, S., Bownes, M. Staging the metamorphosis of Drosophila melanogaster. Development. 66, 57-80 (1981).
- Courdec, J., et al. The bric à brac locus consists of two paralagous genes encoding BTB/POZ domain proteins and acts as a homeotic and morphogenetic regulator of imaginal development in Drosophila. Development. 129, 2419-2433 (2002).
- Arrese, E. L., Soulages, J. L. INSECT FAT BODY: ENERGY, METABOLISM, AND REGULATION. Annu Rev Entomol. 55, 207-225 (2011).
- Zhang, Y., Xi, Y. Fat Body Development and its Function in Energy Storage and Nutrient Sensing in Drosophila melanogaster. J Tissue Sci Eng. 6 (1), (2014).
- Wong, L. C., Schedl, P. Dissection of Drosophila Ovaries. J Vis Exp. (1), e52 (2006).
