Summary
Registrazione di pressione intracavernosa (ICP) è un metodo importante per valutare la funzione erettile di animali da esperimento. Qui, un protocollo dettagliato è dimostrato per la procedura di registrazione di ICP cateterismo pene crura e quindi elettricamente stimolando i nervi cavernosi in ratti.
Abstract
La disfunzione erettile (de) è definita come l'incapacità di raggiungere o mantenere un'erezione del pene, e questo è diventato un disturbo sessuale maschile prevalente. Roditori sono impiegati da molti studi per ricercare la fisiologia/patologia della funzione erettile. La funzione erettile in roditori può essere valutata misurando la pressione intracavernosa (ICP). In pratica, può essere monitorato ICP dopo stimolazione elettrica dei nervi cavernosi (CNs). La pressione arteriosa dell'arteria carotica (la pressione arteriosa media) è utilizzata come riferimento per ICP. Utilizzando protocolli di registrazione ICP, molti parametri chiave della funzione erettile possono essere misurati dalla curva di risposta di ICP. La misurazione di ICP fornisce ulteriori informazioni rispetto al test di indotto da apomorfina l'erezione del pene ed è più conveniente di monitoraggio telemetrico del corpo spugnoso del pene, rendendo questo metodo quello più popolare per valutare la funzione erettile. Tuttavia, rispetto alla prova effettuata facilmente la funzione erettile indotta da APO, registrazioni di ICP successo richiedono attenzione al dettaglio, la pratica e l'aderenza al metodo dell'operazione. In questo lavoro, un'introduzione alla registrazione di ICP in ratti è fornita per integrare la procedura in modo efficiente.
Introduction
ED è definito come l'incapacità di raggiungere o mantenere un'erezione ed è diventato un comune disturbo sessuale maschile1. Animali da esperimento sono utilizzati e forniscono modelli riproducibili per studiare la funzione erettile2. Per lungo tempo, diversi modelli di animali più grandi sono state impiegate per indagare la funzione erettile3,4,5. Anche se i roditori sono relativamente piccoli rispetto agli altri animali, sono utilizzati anche per lo studio della disfunzione erettile maschile a causa di esporre diversi vantaggi6. In primo luogo, le caratteristiche morfologiche e funzionali sessuali degli esseri umani sono ricapitolate in roditori. In secondo luogo, rispetto agli animali più grandi utilizzati negli studi di ED, roditori sono più economiche da acquistare, casa e mantenere. Modelli di roditori geneticamente modificati, terzi forniscono vantaggi negli studi comportamentali, nonché neurofisiologici riproducibili e successivi. Di conseguenza, roditori sono rapidamente diventate primarie animali utilizzati per lo studio della disfunzione erettile maschile.
Beneficiando di una priorità bassa genetica pura e coerente della cultura, modelli del roditore hanno fornito dati costantemente riproducibile5,6,7,8. Tra i numerosi studi disponibili relazionati a molti aspetti delle funzioni erettili, l'apomorfina (APO)-risposta erettile indotta e il test di risposta ICP indotto da stimolazione elettrica sono i metodi più diffusi che riflettano fedelmente erettile funzione9,10,11,12. Il test di funzione erettile indotta da APO, sviluppato da Heaton et al. 13, è un saggio biologico che utilizza il fenomeno che l'amministrazione di apomorfina ai ratti suscita erezioni e sbadigli. Come un semplice, non invadente e stabile bio-test per valutare la funzione erettile, il test di funzione erettile indotta da APO è ampiamente usato in molti studi. Tuttavia, questo test non riflette adeguatamente la qualità delle erezioni o i cambiamenti dinamici nel flusso sanguigno connesso con una risposta erettile14. Misurazioni di ICP sono stati inizialmente sviluppati da Quinlan et al. 15. in questo metodo, un catetere viene inserito nell'arteria carotica per misurare la pressione arteriosa sistemica, e un altro catetere viene inserito nel cru cavernosi per registrare l'ICP. Prima o durante l'ICP di registrazione, un agente vasoattivo e/o il campo elettrico stimolazione del ganglio pelvico principale (MPG) o CN erano spesso dato ai ratti14. Questo test è stato uno strumento affidabile per valutare le terapie e farmaci per la disfunzione erettile e sarà probabilmente utilizzato come un metodo di valutazione vitale in futuro6.
Rispetto alla prova effettuata facilmente la funzione erettile indotta da APO, registrazioni di ICP successo richiedono attenzione al dettaglio, la pratica e l'aderenza al metodo dell'operazione. Pertanto, qui, forniamo una descrizione dettagliata di come eseguire la registrazione ICP.
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Protocol
Three-month-old e 18 mese-vecchi ratti Sprague-Dawley sono stati utilizzati nello studio presente. Tutti gli animali sono stati gestiti in conformità con le linee guida NIH per la cura e l'uso di animali da laboratorio. Procedure che coinvolgono soggetti animali sono state approvate dal comitato di etica e locali istituzionali Animal Care con uno sforzo per ridurre al minimo la sofferenza animale. I protocolli sono stati approvati dal istituzionale Animal Care e uso Committee (IACUC) all'Università di tecnologia di Nanchino (Nanjing, Cina).
I ratti sono stati divisi in due gruppi secondo la loro età e preliminari delle prestazioni nel test di funzione erettile indotta da APO prima della registrazione ICP: il giovane normale (YN gruppo) e la disfunzione erettile invecchiato gruppo (Gruppo AE)10.
1. preparazione prima dell'intervento chirurgico
- Creare manualmente un paio di elettrodi bipolari per la registrazione di ICP (Figura 1). Leggermente piegare le estremità degli elettrodi e regolare la distanza tra due elettrodi a 1-2 mm di larghezza, come mostrato in Figura 1A.
- Collegare gli elettrodi all'elettrostimolatore utilizzando due pinze coccodrillo (Figura 1AB).
- Assemblaggio del sistema di catetere: In primo luogo, collegare un ago ipodermico di 23G per un rubinetto a 3 vie con tubi, quindi collegare il rubinetto al trasduttore di pressione. Successivamente, collegare una siringa 10 mL alla fine terza del rubinetto per fornire soluzione fisiologica dell'eparina.
- Controllare attentamente per individuare perdite dopo aver riempito l'intero sistema con soluzione fisiologica dell'eparina (200 U/mL). Poi girare il rubinetto a 3 vie per chiudere il canale di siringa o il canale di trasduttore di pressione (Figura 1).
- Sollevare l'ago 20 cm il livello del pad in legno. Quindi calibrare la pressione registrazione sistema a 20 cm H2O. Dopo di che, è necessario spostare l'altezza dell'ago per verificare l'accuratezza del sistema di registrazione. Ripetere la calibrazione fino a quando la precisione è stata confermata.
- Trasferire i ratti dalla struttura animale per sala operatoria e consentire loro di abituarsi alla sala operatoria per almeno 30 min.
- Gli strumenti in autoclave vengono spruzzati con etanolo al 70% appena prima dell'intervento chirurgico
2. chirurgia procedura
- Anestetizzare il topo con un'iniezione intraperitoneale di sodio pentobarbital ad una dose di 45 mg/kg di peso corporeo e aspettare per 5-10 min pizzicare le dita dei piedi per confermare un corretto amputate.
- Radere il pelo dell'addome e del collo con un rasoio elettrico e posizionare il ratto sul dorso su un rilievo di riscaldamento.
- Pulire l'area di chirurgia con batuffoli di cotone imbevuti di soluzione povidone-iodio 10% seguite da batuffoli di cotone imbevuto di etanolo al 70%. Inoltre, applicare unguento oftalmico per evitare che gli occhi secchi.
- Cateterismo dell'arteria carotide sinistra.
- Afferrare la pelle del collo con la pinzetta e fare un'incisione orizzontale al centro del collo. Incidere i muscoli, attentamente esporre l'arteria carotide sinistra e isolare una sezione di 5 mm della nave.
- Attentamente separare l'arteria carotica dal nervo vago usando il forcipe, disegnare una sutura seta sotto l'arteria carotica e mettere una cravatta allentata all'estremità caudale della nave, poi fare un altro nodo stretto all'estremità cranica della nave.
- Caudalmente morsetto il vaso con un bulldog morsetto sopra la sutura per fermare il flusso di sangue.
- Attentamente fare un'incisione sulla nave con le forbici microsurgical e inserire il catetere arterioso verso il cuore con l'assistenza del gancio e forcipe micro-dissezione.
- Fissare la legatura caudale sciolta intorno al catetere per fissarlo. Rimuovere il morsetto del bulldog per ripristinare il flusso sanguigno.
-
Isolare il CN e posizionare l'elettrodo
- Sollevare la pelle e i muscoli dell'addome con un paio di pinze. Con le forbici per dissezione, tagliare attraverso l'addome inferiore al pene per fare un'incisione del midline.
- Spingere delicatamente l'intestino con tampone nella parte superiore della cavità addominale.
- Afferrare la vescica con un paio di pinze e tirare fuori la vescica dalla cavità addominale. Esporre i lobi ventrali della prostata, che si trova sulla parte ventrale dell'uretra.
- Tirare fuori i lobi ventrali della prostata, delle vescicole seminali e deferenti per esporre il lobo dorsale della prostata. Trovare il punto di aderenza dei deferenti e prostata.
- Separare lo spazio tra la prostata e il dotto deferente. Esporre con cautela la capsula fibrosa, che è posizionata dietro il punto di giunzione della prostata e del dotto deferente. Poi trovare il ganglio pelvico principale (Figura 2).
Nota: Le principale ganglio pelvico e nervi cavernosi possono essere visto alla superficie della prostata. - Asciugare accuratamente la zona CN con un tampone sterile. Con attenzione isolare e agganciare il nervo cavernoso di destra con gli elettrodi bipolari.
-
Cateterismo la sinistra Crura
- Tagliare una piccola incisione nella pelle del pene con le forbici per dissezione e poi accuratamente denudare la pelle del fusto del pene.
- Sezionare la muscolatura del pene striata. Trovare il ramo superiore dell'osso del pube.
- Esporre il muscolo bulbospongiosus, che copre il bulbo spongioso.
- Dividere il muscolo bulbospongiosus dal muscolo ischiocavernosus usando il forcipe curvo.
- Isolare accuratamente il muscolo ischiocavernosus con pinzetta e poi tagliare il muscolo ischiocavernosus per esporre la bianca tunica albuginea la crus del cavernosum del corpus.
- Seguendo la direzione anatomica la crus del cavernosum del corpus, attentamente inserire l'ago nel cru cavernosi attraverso l'albuginea di tunica bianca.
Nota: Questo è un passo cruciale per cateterizzazione successo. Può essere iniettata una piccola quantità di soluzione fisiologica eparinizzata, e un lieve tumescence penile dovrebbe essere osservato, se l'ago è stato inserito correttamente. - Attentamente rimuovere l'ago ed evitare qualsiasi scorrevole dell'ago o la rottura del tubo di raccordo. Controllare eventuali perdite.
3. stimolare il CN
- Aprire il programma software per la registrazione del segnale di pressione e avviare la registrazione del segnale di pressione.
- Impostare i parametri della stimolazione: 15 Hertz, larghezza di impulso di 5 millisecondi, 5 volt e una durata di 60 s. Stimolare CN a una frequenza di 15 Hz con una larghezza di impulso di 5 ms.
Nota: Un forte aumento dell'ICP può essere osservato mentre applicando la stimolazione elettrica. - Consentire un intervallo di 30 minuti di riposo tra stimolazioni. Il massimo della stimolazione consecutivo di ogni animale è tre volte.
4. terminare la procedura
- Dopo la registrazione, è possibile amministrare l'eutanasia iniettando una dose eccessiva di sodio pentobarbital ad una dose di 150 mg/kg di peso corporeo. Confermare la morte dei ratti di controllo della loro pressione arteriosa. Rimuovere i ratti e pulire gli attrezzi di chirurgia.
5. analisi dei dati
- Salvare ed esportare i dati dal software. La risposta è comunemente espressa come il rapporto tra ICP sistemica pressione arteriosa media (MAP). Il rapporto del picco ICP/mappa era calcolato per valutare la funzione erettile.
- I dati del pool da almeno cinque ratti e analizzare con software statistico. Le differenze sono considerate statisticamente significative p < 0,05, utilizzando il test t di Student.
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Representative Results
Numerosi studi hanno dimostrato che la disfunzione erettile in invecchiato maschi sta diventando un problema comune. Tuttavia, il trattamento medico è limitato nella gestione della relazione con l'invecchiamento ED16. Nei modelli del roditore di relazione con l'invecchiamento ED, molte terapie sono testate sulla funzione erettile dei ratti invecchiati. Quanto abbiamo introdotto sopra, il test di registrazione ICP poteva essere utilizzato per distinguere gli animali ED dalla popolazione totale degli animali da esperimento, che è anche prezioso per quantificare l'effetto di farmaci o trattamenti potenziali sulla funzione erettile.
Come illustrato in Figura 3A, la curva di risposta ICP tipica del gruppo (invecchiato ED ratti, AE, 18 mesi) ED era molto inferiore curva del gruppo di controllo (giovani ratti normali, YN, 3-mese-vecchio). Di solito, il più alto ICP è stato scelto per l'analisi statistica. Dopo aver calcolato il rapporto di ICP/mappa, i dati riuniti da 5 ratti ha dimostrato che il rapporto ICP/mappa nel gruppo AE anche in diminuzione significativamente rispetto a quello nei gruppi di controllo (Figura 3B). Oltre a questi due parametri chiavi, il picco ICP, ICP, altopiano il tempo di detumescenza, la durata della risposta e l'area sotto la curva è diminuito significativamente in ratti invecchiati ED (tabella 1). Questi dati di registrazione ICP forniscono un metodo di misurazione quantitativa per riflettere la funzione erettile.
Figura 1: fatta manualmente catetere, elettrodi bipolari e il segnale sistema di registrazione per la registrazione di ICP e stimolatore. Sia il catetere e gli elettrodi sono collegati per il segnale sistema apparecchiature di registrazione e stimolatore. Le estremità del catetere sono inserite nella sinistra arteria o Cru cavernosi per registrare la pressione. Gli elettrodi vengono posizionati sotto i nervi cavernosi (CNs). (A) le estremità degli elettrodi sono leggermente piegate. (B) il segnale sistema apparecchiature di registrazione e stimolatore. (C) assemblati manualmente il catetere. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: la posizione anatomica dei nervi cavernosi e principali del ganglio pelvico. Come illustrato nella figura, il ganglio pelvico principale si trova al bordo laterale della prostata. Il nervo cavernoso in un ratto è un nervo distinto che si estende dal ganglio pelvico principale. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: registrazione ICP rappresentativo dei ratti invecchiati in modo diverso. (A) rappresentazione dell'ICP modifiche durante la stimolazione del nervo cavernoso. Gruppo di controllo (giovani ratti normali, YN, ratti di 3 mesi); Gruppo de (l'invecchiato ED ratti, AE, 18 mesi). La barra sotto la curva di risposta ICP rappresenta la tempistica della stimolazione elettrica. (B) viene visualizzato l'indice di funzione erettile (pressione intracavernosa/media pressione arteriosa) dell'esperimento diverso gruppo. I dati da almeno cinque ratti sono presentati come media ±standard deviazione; le differenze sono considerate statisticamente significativo *p < 0,05, utilizzando il test t di Student. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
| Giovane normale (YN) | Disfunzione erettile invecchiata (AE) | |
| (Media ± DS) | (Media ± DS) | |
| ICP basale | 22.3±3.7 (mmHg) | 21.9±5.2 (mmHg) |
| picco ICP | 172.8±7.6 (mmHg) | 105.4±4.9 (mmHg) * |
| Altopiano di ICP | 165.4±2.5 (mmHg) | 86.5±4.1 (mmHg) * * |
| latenza di erezione | 10.3±1.6 (s) | 15.1±2.3 (s) |
| tempo di detumescenza | 46.7±2.6 (s) | 11.8±3.3 (s) * |
| durata della risposta | 107.2±3.7 (s) | 71.7±4.2 (s) * |
| area sotto la curva | 17436.9±736.4 | 6426±428.3 * * |
| numero delle erezioni | 3±0.0 | 3±0.0 |
Tabella 1: parametri della funzione erettile in ratti giovani e invecchiati di disfunzione erettile. La pressione intracavernosa basale (ICP), picco ICP, ICP, latenza di erezione, tempo di detumescenza, durata della risposta, area sotto la curva di risposta del tempo ICP, del plateau e il numero delle erezioni osservata in 30 min è calcolato ed espressa come media ±standard deviazione (n = 5). Le differenze sono considerate statisticamente significativo *p < 0,05 o * *p < 0.01, utilizzando il test t di Student.
| Risoluzione dei sintomi | Suggerimenti e possibili cause |
| Nessuna pressione di ICP o mappa | Problema di attrezzatura: controllare lo stato delle attrezzature |
| Problema di perdita: controllare il tubo, assicurarsi che la connessione sia attiva, quindi controllare il rubinetto di arresto, e se è nella posizione appropriata | |
| Bassa pressione aumentata dopo stimolazione elettrica | Inadeguato o nessuna stimolazione: controllare il collegamento degli elettrodi dallo stimolatore a CN, provare a riposizionare gli elettrodi |
| Danni a CN: provare stimolando controlaterale CN | |
| Perdita: Controllare il sito di inserimento del catetere ICP, come perdita dal sito di inserimento farà diminuire l'ICP | |
| Sanguinamento | Controllare il luogo di spurgo; Se l'arteria è perforato, terminare l'esperimento. Se l'allevamento avviene in sito per l'inserzione di ICP, ri-puntura è molto difficile, forse impossibile |
Tabella 2: risoluzione dei problemi per la procedura di registrazione ICP. Tre sintomi comuni nella chirurgia ICP, possibili cause e suggerimenti.
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Discussion
Come una misura diretta della funzione erettile, ICP è un metodo affidabile di14. Permette l'acquisizione di dati su basale ICP, ICP, picco del plateau ICP, tempo per tempo di erezione e detumescenza, durata della risposta, ecc. Oltre a questi diretti parametri misurati, ci sono alcuni altri parametri di indice: (1) "T80", il tempo per raggiungere l'80% del picco ICP; (2) "D20", il tempo per ridurre al 20% del picco ICP; (3) "ΔT80", il tasso di aumento della pressione (al secondo) a T80; e (4) "ΔD20", il tasso di diminuzione della pressione (al secondo) a D20. Questi parametri consentono per la quantificazione di ogni fase e la qualità della risposta ICP, che può riflettere l'impatto della malattia ed esaminare l'efficacia dei farmaci14,17. Questo metodo di registrazione ICP è ampiamente usato nei modelli animali ED. In questo protocollo, abbiamo confrontato la risposta ICP in ratti ED giovani e invecchiati. Se è necessaria la somministrazione di farmaci tramite intracavernous catetere, potrebbe essere fatto tramite la disposizione di un altro catetere intracavernous nella crus controlaterale corpus cavernosum17. Il volume totale di iniezione deve essere inferiore a 0,1 mL. Amministrazione di droga sistematica può essere eseguita tramite iniezione intraperitoneale o sottocutanea. Se è necessaria la somministrazione endovenosa, la vena giugulare di destra potrebbe essere considerata.
Anche se la chirurgia ICP è leggermente tecnicamente impegnativo e richiede una comprensione approfondita dell'anatomia di organi addominali e pelvici inferiore, con tempo e fatica si può padroneggiare il protocollo. Poiché i cateteri e gli elettrodi sono fatti manualmente dallo sperimentatore, il trasduttore di pressione deve essere controllato e calibrato ogni volta prima di iniziare l'esperimento. Gli elettrodi devono essere sottili e la distanza tra i due elettrodi deve essere abbastanza piccola per stimolare il nervo in modo efficiente. È importante evitare stretching o altri danni al nervo pur ponendo gli elettrodi. È fondamentale inserire precisamente l'ago in crura sinistro, senza scivolare o cadere. Tre sintomi comuni sono elencati nella tabella 2, che potrebbero essere considerate quando si verificano alcuni sintomi.
Questo metodo di registrazione ICP inoltre è trasferibile ai topi. Tuttavia, i corpi dei topi sono più piccoli di ratti, rendendo più difficile la registrazione ICP in topi. Se le registrazioni ICP sono stati condotti in topi, potrebbe essere utilizzati più piccole dimensioni aghi ipodermici.
Registrazione di ICP ha anche i suoi limiti e altri metodi possono essere considerati. Di solito, l'intervento di registrazione ICP viene eseguito su animali anestetizzati, e gli animali sono sacrificati dopo la misurazione di ICP a breve termine, che non è adatto per il monitoraggio longitudinale di ICP. Un significativo miglioramento del metodo di registrazione ICP diretto sta eseguendo registrazioni ICP sui ratti coscienti, liberamente commoventi, che è ben descritta nei protocolli scritti da Hedlund et al. 17 questo metodo fornisce l'opportunità di registrare la pressione intracavernosa per lunghi periodi di tempo. Recentemente, i progressi sono stati fatti per includere un approccio telemetrico applicato in animali coscienti, liberamente commovente18,19,20. Sebbene l'approccio telemetrica ha molti vantaggi rispetto ai tradizionali ICP registrazione, richiede attrezzature costose per convertire e ricevere i segnali di pressione convertito. Per superare il metodo di cateterizzazione, Adachi et al. descrivere un modo per esaminare le risposte erettili di misura in continuo del diametro del pene in ratti21. In questo metodo, una coppia di cristalli piezoelettrici è posizionata sull'albero motore del corpo cavernoso del pene. I due parametri sono definiti per valutare la risposta erettile: (1) "D-max": la massima sviluppato diametro del pene durante la misurazione; e (2) "T50%": il tempo dalla massima risposta al recupero del 50% della risposta massima in ratti anestetizzati. Con questo protocollo, le variazioni del diametro del pene anche fedelmente riflettono la qualità della risposta erettile; Inoltre, il tessuto non è ferito durante la misura intera. Tuttavia, analogamente all'approccio telemetrica, questo metodo di sonomicrometry anche richiede attrezzature specifiche e relativamente costosa per convertire e ricevere le modifiche di diametro del pene.
In sintesi, registrazione ICP è un metodo preciso, relativamente comodo e poco costoso. Crediamo che questa introduzione può aiutare a estendere l'utilizzo del metodo ICP e ulteriormente la conoscenza anticipata della patologia e fisiologia della disfunzione erettile.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla a rivelare
Acknowledgments
Questo lavoro è stato sostenuto dai fondi di ricerca fondamentali per l'Università centrale (020814380018, 020814380077), The China Scholarship Council (CSC, no. 201606195024), Natural Science Foundation della provincia di Jiangsu (BK20160138) e Key Project supportati dalla scienza e dalla tecnologia Development Foundation, Università medica di Nanchino (2014NJMUZD053).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animal | |||
| Rats | Strain: Sprague-Dawley Age: 2-3 month | ||
| Rats | Strain: Sprague-Dawley Age: 15-18 month | ||
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Reagents | |||
| Saline | Sigma-Aldrich, S7653 | dissolve 8.5 gram sodium chloride in distilled water | |
| Pentobarbital sodium solution | Sigma-Aldrich, P3761 | dissolve 1 gram in 100 ml saline | |
| Povidone-iodine | BTP Pharmaceutical Co. Limited | 10% (V/V) | |
| Ethanol | China National Pharmaceutical Group Corporation (SINOPHARM) | 70% (V/V) | |
| Heparin | Sigma-Aldrich, H3149 | dissolve 20000U heparin in 100 ml saline | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Materials | |||
| Hypodermic needle | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd. | 23G | |
| Syringe | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd | 10 ml | |
| Three-way stopcock | Chengdu Instrument factory | TSK 01 | |
| Electrode | Chengdu Instrument factory | JST-1 | |
| Catheter tube | Chengdu Instrument factory | PE-10, PE-50 | |
| Operating scissors | Shanghai operation equipment factory | J22010, J22020 | |
| Ophthalmic operating scissors | Shanghai operation equipment factory | Y00010, Y00020 | |
| Ophthalmic forceps | Shanghai operation equipment factory | JD1010, JD1020 | |
| MicroScissors | World Precision Instruments | WAA260 | |
| silk suture | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd. | 5-0 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Stimulator | Nanjing medease science and technology co. ltd (model 4C501H) | 15 Hz, 5 ms pulse, 5 V, 60 s duration and 5 minutes interval | |
| Multichannel signal collection processing system | Nanjing medease science and technology co. ltd (model 4C501H) | Blood pressure model | |
| Pressure transducer | Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Company Limited (model YP100) | 40KPa |
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