Summary
Cette étude décrit une procédure chirurgicale simplifiée et la technique permettant d’effectuer la stimulation du nerf caverneux avec l’isolement de l’électrode nerveuses complexes à l’aide de colle silicone et mesure de la pression intracaverneuse.
Abstract
La stimulation du nerf caverneux (CN) et mesure de la pression intracaverneuse (ICP) ont été largement utilisés pour tester et évaluer les thérapies pour traiter la dysfonction érectile. Cependant, les méthodes utilisées varient entre laboratoires et écueils subsistent. L’objectif de cette étude était de décrire une technique chirurgicale qui fournirait un modèle fiable et reproductible. En exposant le muscle ischiocavernosus à son point d’insertion sur la tubérosité ischiatiques, les crus du pénis pourraient être canulés avec dissection minimale et de blesser les structures impliquées dans la fonction érectile. Une stimulation répétée de la NC, sans la nécessité pour le levage et le séchage, a été réalisée en utilisant un 125 µm bipolaire électrode d’argent et la colle silicone biocompatible pour isoler le complexe de l’électrode-nerf. Cette méthode empêche neurapraxie en réduisant les étirements et le séchage du nerf et fournit une isolation complète du nerf, niant une fuite électrique et empêcher la stimulation des voies alternatives.
Introduction
In vivo l’étude de la fonction érectile chez les animaux de laboratoire a commencé en 1863 avec le pionnier expérimental Eckhard1. Électrostimulation des nerfs pelviens a été utilisée pour induire l’ICP accrue chez les chiens. Tout au long du 20ème siècle, des protocoles expérimentaux similaires ont été utilisées dans plus grands animaux tels que chiens, des singes, des chats et des lapins. Évaluation de la fonction érectile chez un rat a été développée par Quinlan et coll. 19892. La méthode a depuis été modifiée et mis à jour par plusieurs autres groupes34. Aujourd'hui, le rat est le plus couramment modèle animal pour étudier la pathologie de la dysfonction érectile et l’évaluation de nouvelles options de traitement. Les principales étapes de la procédure comprennent, enregistrement de la pression artérielle systémique utilisant une ligne dans l’artère carotide, canulation des crus du pénis à mesure ICP et la stimulation de la NC pour induire une augmentation de l’ICP. Bien que plusieurs chercheurs ont affiné le modèle, sa reproductibilité demeure un problème, et des résultats variables ont été rapportés par différents laboratoires. Plusieurs écueils subsistent.
Précédents articles5,6,7,8,9,10 décrivent l’utilisation de l’exposition complète du pénis avec degloving du pénis pour canulation des corps caverneux. Ce n’est pas une approche optimale comme la manipulation et perturbateur dissection provoque des lésions aux structures, qui sont essentiels à la fonction érectile. La dissection de la nomenclature combinée a été bien décrite10,11, mais la stimulation du nerf n’est pas optimale en raison de multiples facteurs qui pourraient affecter les résultats expérimentaux. La technique de stimulation CN comprend le nerf du tissu environnant de levage en tirant sur l’électrode bipolaire crochet, qui se positionne autour du nerf, le nerf avant chaque stimulation de séchage. Cela peut conduire à divers degrés de lésions nerveuses et des fuites de courant électrique, aboutissant à une réponse diminuée ou fausse augmentation du pic par la stimulation des voies secondaires par exemple, les muscles du plancher pelvien, la vessie et gastro-intestinaux tract12. Tous ces facteurs limitent la reproductibilité.
Au cours de notre étude, nous avons observé que la profondeur et le type d’anesthésie ont un effet profond sur le pic. Les anesthésiques utilisés sont le pentobarbital de sodium, kétamine/xylazine ou le midazolam/kétamine injection ou inhalation isoflurane/oxygène.
Nous décrivons ici une méthode chirurgicale simplifiée et fournir des données à l’appui de la normalisation du protocole expérimental.
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Protocol
Animaux était logés dans l’établissement de soins de l’Université du Danemark du Sud animaux selon les lignes directrices. Toutes les expériences animales ont été effectuées conformément au guide National Institutes of Health pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Il s’agit d’une procédure de chirurgie aiguë, sans survie.
1. préparation du tube, électrode et Instruments pour l’intervention chirurgicale
- Utiliser les instruments microchirurgicaux suivants : ciseaux chirurgicaux, ciseaux micro coudée, un forceps de tissu, une paire de Dumont #7 et #5 courbes forceps micro, un micro porte-aiguille et rétracteurs.
Remarque : Comme il s’agit d’une procédure aiguë, les instruments ne pas se faire stériliser. Après utilisation, nettoyez et essuyez les extrémités avec l’éthanol à 70 %. - Tremper le tube dans l’éthanol à 70 % et puis rincez-la avec stérile 0,9 % NaCl avec 100 héparine U/mL avant utilisation. Laisser les tubes remplis pour éviter d’introduire des bulles d’air dans le système.
- Couper un morceau de longueur de 20 à 30 cm de tube-50 en polyéthylène (PE) pour faire une sonde pour la mesure de l’ICP. Assurez-vous que le tuyau est aussi court que possible pour réduire la pression de mouillage.
- Plier un stérile 24G aiguille à côté jusqu'à ce que l’aiguille se casse au milieu. Connecter la pièce avec le biseau sur l’extrémité distale du tube PE pour insertion dans les crus du pénis. Insérer l’autre moitié sur le hub pour la connexion vers le transducteur de pression. Remplir le système avec du sérum physiologique hépariné (100 U/mL).
- Pour rendre l’électrode enrobée de téflon bipolaire, coupé deux 125 µm argent fils d’égale longueur. Utilisez un morceau de ruban pour attacher les fils au bord de la table et vissez-les ensemble. Par la suite, fixer l’électrode à une plaque noire.
- Faire une petite incision dans le téflon et utiliser forceps micro #5 pour dépouiller une longueur de 4 à 5 mm d’enduit de Teflon les diminutions des électrodes. Couper les pointes avec un scalpel pour atteindre la même longueur et créer des crochets en pliant les extrémités autour du bord émoussé d’une lame de bistouri.
- Ruban adhésif de l’électrode avec la fin qui s’étend légèrement sur le bord de la plaque noire avec les crochets vers le haut. Mélanger la colle de silicone sur une plaque de plastique pour 10 s et enrouler une colle bulle autour de l’électrode 1-2 mm du crochet.
- Laisser sécher pendant environ 5 min avant utilisation (Figure 1). Dénuder le téflon d’une section plus longue sur l’autre extrémité, pour permettre le raccordement au stimulateur.
Remarque : Avec re-faire les crochets sur l’extrémité distale, l’électrode peut être réutilisé plusieurs fois.
2. préparation de l’Animal
- Après anesthésier l’animal, se raser la moitié inférieure de l’abdomen, le cou et le périnée. Frotter l’animal avec de l’alcool 70 %, suivie de povidone-iode trois fois. Placez le rat sur un bloc chirurgical chauffé dans une position en décubitus dorsal. Appliquer la pommade ophtalmique de vétérinaire et basculer l’anesthésie à un cône de nez avec 2,5 % isoflurane et 0,8 L/min d’oxygène comme transporteur.
Remarque : Réglez le niveau d’isoflurane et l’oxygène d’atteindre un niveau acceptable de l’anesthésie.
3. une préparation
- Effectuer l’ensemble de la procédure chirurgicale sous un microscope opératoire : un grossissement allant de 3,15 X à 20 X est suffisant. Utilisez des gants et de maintenir un environnement propre dans l’ensemble de la chirurgie. Placez le rat sur un drap.
4. Ischiocavernosus musculaire Dissection pour la mesure des ICP
- Utiliser un bistouri, ciseaux droites et Dumont #7 curved forceps micro pour faire un 1 cm verticale peau incision latérale de 5 mm à la ligne médiane au niveau de la base du pénis et de son prolongement vers le bas (Figure 2 a). Utilisez un coton-tige et séparer soigneusement les latéraux de carénage au scrotum (Figure 2 b). Après dissection du fascia, fixez des rétracteurs et palper avec un coton-à pointe-du swap pour trouver la tubérosité ischiatiques (Figure 2).
- Disséquer par le biais du côté médial du tissu adipeux de ce point jusqu'à ce que le muscle ischiocavernosus est visualisé (Figure 3 a). Une paire de forceps micro incurvée Dumont #7 et séparez longitudinalement le muscle. L’albuginée apparaîtra comme une structure blanche brillante (Figure 3 b). À l’aide de forceps micro et micro ciseaux, exposer l’albuginée adéquatement pour voir son cours (Figure 3).
- Après calibration des paramètres systèmes, insérer le tube à travers la peau sur le périnée, en vous assurant qu’elle est parallèle aux crus du pénis (Figure 4). Laissez la ligne en place et garder l’incision humide avec du sérum physiologique.
5. le CN Dissection pour la Stimulation
- Faire un cm 2 est inférieure, l’incision abdominale médiane à travers la peau à l’aide, tout d’abord, un scalpel, puis une paire de ciseaux droites et pince micro. Créer une incision correspondante par l’intermédiaire de l’aponévrose le long de la linea alba et le tissu musculaire sous-jacent pour exposer la vessie et la prostate.
- Rétracteurs permet d’obtenir la bonne exposition. Utiliser des écouvillons coton-astuce pour séparer la prostate dans les adipocytes pour obtenir une visualisation claire du ganglion pelvien majeur (MPG) et le CN, en cours d’exécution sur l’aspect dorso-latérale de la prostate (Figure 5).
- Après visualisation de la MPG et le CN, soigneusement inciser l’aponévrose recouvrant le nerf 2-5 mm distal de la MPG avec des ciseaux micro coudée (Figure 6 a). Avec l’utilisation de forceps micro #5, répandre le tissu de chaque côté du nerf et dessous de libérer une partie longue de 4 mm (Figure 6 b) et faites glisser une suture de 9-0 sous le nerf (Figure 6C).
- Élever le nerf légèrement à l’aide de la suture (Figure 7 a) afin de faciliter le placement des crochets de l’électrode bipolaire autour du nerf (Figure 7 b). Laisser un mélange adjoint la colle deux composants silicium avec la pointe d’une insuline d’aiguille pour 5 sec s. le nerf et appliquer la colle sur la zone autour des crochets et le nerf (Figure 7 c, d). Garder le nerf élevée en tirant légèrement sur l’électrode pendant environ 1 minute laisser la colle sécher.
- Supprimer les rétracteurs, sauf pour les rétracteurs à droite afin d’éviter toute traction ou torsion de l’électrode. Mouiller les organes exposés avec saline et laïc gaze trempée dans une solution saline sur l’incision.
6. caverneux corps canulation pour la mesure des ICP
- Restauration de visualisation de l’albuginée avec rétracteurs. Veillez à ne pas attacher les rétracteurs du muscle ischiocavernosus comme elle faussera les crus.
- Fixer l’aiguille et rincer la tubulure avec du sérum physiologique hépariné avant de l’introduire dans l’albuginée. Maintenez l’albuginée s’étendue, à l’aide de forceps micro incurvée Dumont #7 dans une main (non dominant), l’albuginée et le reste du muscle sus-jacente distale au point d’insertion. Tenez l’aiguille avec une pince micro directement dans l’autre main dominante et veillez à introduire en parallèle avec le cours du corps caverneux (Figure 8).
- Pousser l’aiguille 5-8 mm dans le corps caverneux. Rincer la tubulure et appuyez sur les crus pour tester la ligne (Figure 9). S’assurer qu’il n’y a aucune fuite. Fixer le tuyau à la table avec du ruban adhésif pour éviter l’arrachement accidentel sur la ligne. Supprimer les rétracteurs.
7. stimulation de la nomenclature combinée
- Avec le programme d’enregistrement (par exemple, Spike 2) en cours d’exécution, enregistrer en continu les deux la pression artérielle moyenne et intracaverneuse.
- Réglez les paramètres suivants sur un stimulateur (p. ex., Instruments d’herbe SD9, voir Table des matières) pour la stimulation de la CN : actuel à 1,5 mA, fréquence 16 Hz, tension 3 V et largeur d’impulsion à 5 Mme distribuer 50 s de stimulation avec un minimum de 1 min de repos entre les stimulations.
Remarque : Les premières stimulations résultent habituellement en réponse diminuée (Figure 10).
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Representative Results
L’utilisation de ce protocole avec les paramètres de stimulation recommandée, sous anesthésie par inhalation avec l’isoflurane 2,0 % oxygène 0,8 L/min, doivent produire des résultats comme le montre la Figure 11 et Figure12, où il y a plusieurs dos à dos les stimulations entre 75 et 80 mm Hg. Figure 13 montre la même réponse stable sur une stimulation de 20 min avec la réponse stable à 73 à 77 mm Hg. Test de la ligne pour la mesure des ICP par rinçage du tube et en tapant sur les crus (Figure 9). La réaction rapide retour à la ligne de base est la marque d’une ligne bien placée. Si l’intégrité de l’albuginée est endommagée, le test se traduirait par la basse pression de crête et réponse lente au départ après rinçage et en puisant et une réponse diminuée lors de la stimulation (Figure 14). Il y aurait aussi des fuites de la NaCl hépariné lorsque les bouffées vasomotrices et des saignements durant les stimulations.
Les types et les niveaux d’anesthésie ainsi que l’utilisation de l’oxygène a eu un impact majeur sur le PCI. Figure 15 illustre l’effet de différents niveaux d’isoflurane sur le PCI, avec une réponse réduite et un inférieur plateau stable. Avec l’isoflurane à 2 %, il y avait une réponse stable dans la mesure de la PIC avec les stimulations multiples sur 78 mm Hg. augmentation de la concentration d’isoflurane à 3,5 %, cependant, a entraîné une rapide diminution de 50 % à 34 mm Hg dans plusieurs stimulations ultérieures. Le même effet a été observé lorsque l’isoflurane de 2,0 % à 3,0 % de commutation, où 19 % diminution de la réponse a été observée, et de 2,5 % à 5 %, où une même plus rapide diminution de la réponse de 70 % a été considérée. La pression artérielle est resté stable tout au long de toutes les stimulations. Chez des rats anesthésiés à l’aide de l’anesthésie à l’isoflurane/oxygène pendant la chirurgie et les stimulations initiales, recevant alors 25 % de la dose recommandée de fentanyl midazolam / (alors que l’isoflurane a été interrompu), il y avait une réponse de même stable, mais il a augmenté de 25 % au cours de l’anesthésie de fentanyl/traité par midazolam par rapport à l’isoflurane (Figure 16).
L’administration d’oxygène à travers un cône de nez a augmenté la saturation en oxygène dans le sang de 61 à 75 % à 99-100 % à environ 20 s. Quand l’oxygénation a été arrêtée, la même diminution a été vu pendant environ 1 min. pression artérielle stable tout au long de stimulations, mais l’administration d’oxygène à travers un cône de nez (0,8 L/min) avait un effet important sur la mesure des ICP maximale, réduisant de 35 à 45 % dans les stimulations dos à dos (Figure 17).
Figure 1 . L’électrode d’argent enduit Teflon bipolaire. (A) colle à bulles dans la zone de transition entre l’électrode couché et non couché. (B) Distal 2 cm de l’électrode étroitement braded. (C) crochets non couchés parallèles distantes de 1 mm. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 . Dissection du corps caverneux – repères. (A), à la verticale 1 cm incision cutanée, baisse départ latéral de 2 mm de la base du pénis. (B) latéral du Fascia au scrotum séparés à l’aide d’écouvillons coton-tige. (C) vue du champ opératoire après placement des rétracteurs (pm : muscle pyramidalis, il : point d’insertion des crus à la tubérosité ischiatiques). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 . Exposer l’albuginée. (A) le muscle d’ischiocavernosus (flèche). (B) albuginée (flèche). Grossissement de faible puissance (C) montrant le cours du corps caverneux. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 . Ligne pour l’enregistrement de la pression caverneux. Aiguille introduite à travers la peau sur le périnée en parallèle avec le corps caverneux (flèche). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 5 . Exposition de la MPG marqué par la flèche et CN vertical sous l’aspect dorso-latérale de la prostate. Ganglionnaires pelviennes majeur (mi/gal) marqué par la flèche, nerf caverneux (CN). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 6 . Dissection du nerf caverneux. (A) l’aponévrose recouvrant le nerf caverneux avec micro ciseaux de coupe. (B) qui sépare le nerf du tissu sous-jacent à l’aide de forceps micro. (C) placer une ligature de 9-0 sous le nerf. Ganglionnaires pelviennes majeur (mi/gal) marqué par la flèche, nerf caverneux (CN). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 7 . Accrochage du nerf. (A) élevant le nerf en tirant doucement sur la suture. (B) nerf au repos dans les crochets de l’électrode. (C) nerf et électrode complexe isolé avec la colle silicone biocompatible. (D) bulle de colle supplémentaire ajouté à isoler complètement le nerf-électrode complexe. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 8 . Canulation de l’albuginée. Une aiguille 23 G relié à un tube PE-50 inséré dans l’albuginée. Point d’insertion, marqué par la flèche. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 9 . Tester la ligne intracaverneuse. Les réponses, vus avec un placement de la ligne correcte. Notez le rinçage de la ligne et la réponse aux écoutes sur les crus. Notez également la chute de pression rapide retour à la ligne de base. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 10 . Premières réponses à la stimulation du nerf caverneux. Diminution de première réponse. Première stimulation de 50 mm de mercure et d’un plateau fluctuant. Deuxième et troisième stimulation de 66 mm Hg. Les mesures suivantes ont été enregistrées au niveau normal à 73 mm Hg. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 11 . Répétés de stimulation du nerf caverneux et enregistrement de la pression intracaverneuse. Affichage de la stabilité des résultats à l’aide de ce protocole. Dix des stimulations dos à dos entre 75-78 mm Hg. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 12 . Enregistrement de pression et de stimulation du nerf caverneux. Environ 30 stimulations dos à dos avec < 6 mm variabilité Hg de la pression. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 13 . Une stimulation continue durant 20 min. Fluctuation accrue à la fin, mais les stimulations ultérieures, après un repos de 1 min, a provoqué une réponse stable. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 14 . Une fuite albuginée. Réponse prolongée à base après rinçage et taraudage. Une diminution de réponse après la stimulation. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 15 . L’effet de la dose d’anesthésie sur la pression intracaverneuse. A diminué et la réponse plus fluctuante sur l’accroissement de l’isoflurane par rapport à la réponse stable à 2 % au premier, deux et les trois derniers stimulations. La trace bleue sur le dessus affichage constant de la pression artérielle moyenne. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 16 . L’effet du type d’anesthésie sur la pression intracaverneuse. Les stimulations initiales effectuées sous Afficher anesthésie isoflurane une augmentation de la pression de 80 mm de mercure, une fois que le fentanyl/midazolam a été administré a augmenté en réponse à 110 mm Hg. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 17 . L’effet de l’administration d’oxygène par le biais de la coiffe. Interruption de l’administration d’oxygène à travers la coiffe a entraîné une réduction significative de l’augmentation de la pression caverneux avec stimulation du nerf caverneux. Aucun effet sur la pression artérielle moyenne a été noté (bleu trace ci-dessus). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 18 . L’effet de tension sur la réponse à la stimulation de la pression. La tension entre 1,5-6 V produit une réaction de pression identique. La réponse a diminué au-dessous de 1,5 V. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
L’objectif principal de cette étude était de décrire une technique chirurgicale simplifiée de canulation de crus du pénis pour l’enregistrement de l’ICP et l’isolement du CN pour l’électrostimulation. Nous avons introduit des modifications à la dissection du corps caverneux pour simplifier la chirurgie et permet des enregistrements reproductibles de l’augmentation du pic avec stimulation de CN. Une incision verticale peau de 1 cm, latérales à la base du pénis, à l’aide de la tubérosité ischiatiques palpable comme guide, nous sommes arrivés à bonne exposition de l’albuginea de muscle et de la tunique ischiocavernosus. Cette procédure est plus rapide (moins de 15 min) que celles décrites dans la littérature et les causes minimes tissu perturbation2,3,4.
La technique actuellement utilisée de stimulation CN comprend accrocher, levage, et séchage de la NC avant chaque électrostimulation est appliquée10. Cette technique ne garantit pas que les conditions restent les mêmes pour chaque stimulation. Aussi, levée du nerf nécessite l’utilisation d’un micromanipulateur et répété l’étirement et la libération du nerf, qui pourrait conduire à neurapraxie. Par rapport à la technique de stimulation CN actuelle, l’utilisation d’une colle silicone biocompatible pour isoler le complexe nerf-électrode réduit la fréquence du nerf qui s’étend à deux instances ; une fois de placer l’électrode bipolaire autour du nerf et une pour isoler le nerf et l’électrode à l’aide de colle. Par la suite, plusieurs neurostimulations peut être effectuées sans la nécessité pour les manipulations de nerf.
Insertion de l’aiguille dans le corps caverneux pour l’enregistrement de la pression constitue une étape essentielle. Nouveaux utilisateurs de cette technique devraient pratiquer cette partie avant de commencer les expériences. Lorsque vous déployez l’aiguille dans les crus, il est essentiel que les crus est tendue et l’aiguille se déploie parallèlement à ses cours. L’autre étape critique est le nerf au cours de la dissection du tissu environnant et positionnement de l’électrode sous. Dissection elle-même n’est pas une tâche difficile, n’importe quel étirement ou un écrasement du nerf peut entraîner des dommages. Notre modification de cette étape rend la nécessité d’un micromanipulateur inutiles et simplifie la manipulation de nerf. L’utilisation de la colle silicone biocompatible pour isoler le nerf et offrir un contact stable et fiable entre l’électrode et le nerf réduit les manipulations nécessaires. Colle silicone peut également être utilisée dans d’autres modèles animaux application in vivo de neurostimulation.
Les paramètres de stimulation répertoriés dans de nombreuses études varient de 14 à 20 Hz et 1,5 à 12 V11,13,14. Cette technique a montré que la stimulation à l’aide d’un 1,5 mA, 16 Hz, 3 V et 5 ms impulsion produit une réponse complète. Avec l’augmentation des paramètres de stimulation, le pic n’augmente pas (Figure 18). Cela suggère que la stimulation à l’aide de tous les paramètres, qui sont au-dessus du seuil de déclenchement artérielle (artère caverneuse), relaxation des muscles lisses des artérioles et sinusoïdale, est à déclencher le réflexe et se traduirait par une pleine physiologique réponse. L’augmentation subséquente de la fréquence, l’amplitude ou la largeur d’impulsion ne conduit pas à une réponse physiologique plus forte et il pourrait épuiser les neurotransmetteurs ou même causer des lésions nerveuses. Avec les paramètres décrits ci-dessus, nous avons pu obtenir une réponse reproductible avec un temps de repos aussi courte que 30 s plus de 40 fois dans une rangée.
La profondeur de l’anesthésie affecte clairement la réponse physiologique. Avec l’anesthésie par inhalation, il pourrait être bien contrôlée, toutefois la réponse de crête est inférieure, à environ 25 % par rapport à l’anesthésie fentanyl/midazolam administré par injection. Nous avons observé que la dose d’isoflurane pourrait être maintenue au niveau déterminé par la concentration de l’isoflurane minimales nécessaire afin d’éliminer l’orteil pincée réponse. La plupart des enquêteurs, utiliser l’anesthésie injection avec pentobarbital sodique, fentanyl/midazolam, kétamine/xylazine ou le midazolam/kétamine15.
Aucun des articles publiés a mentionné l’utilisation d’oxygénation contrôlée. Les résultats de cette étude montrent que cela a eu un impact majeur sur le PCI. Par conséquent, il est important que, quel que soit le type d’anesthésie utilisée, l’animal reçoit l’oxygène à travers le cône de nez.
L’utilisation de rats est avantageuse en raison de leur taille et leur résilience. Les deux études publiées précédemment et confirmé dans cette recherche, des rats Sprague Dawley ont démontré avoir une réponse intacte à la stimulation de la CN de l’ordre de 6 à 12 semaines et pesant 200-550 souris de g. à l’aide, c’est plus difficile, mais bénéfique due à la disponibilité de la technologie transgénique12.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Les auteurs n’ont aucun remerciements.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adson forceps | Fine Science Tool | 11006-12 | |
| Dumont #7 forceps | Fine Science Tool | 11271-30 | |
| Dumont #5 forceps | Fine Science Tool | 11273-20 | |
| ToughCut Mayo scissor | Fine Science Tool | 14110-15 | |
| Miniature Vannas Spring scissor | Fine Science Tool | 15006-09 | |
| Ultra Fine Hemostat | Fine Science Tool | 13020-12 | |
| Crile Hemostat | Fine Science Tool | 13004-14 | |
| Kwik-Sil Adhesive | World Precision Instruments | KWIK-SIL | |
| Teflon coated silver wire 0.125 mm | World Precision Instruments | AGT0510 | |
| Elastic wire retractors | Custom made | ||
| Scalpel blade | Fine Science Tool | 10023-00 | |
| PE-50 tubing | Warner Instruments | 64-0753 | |
| 23 G Needle | Kruuse | 121272 | |
| SD-9 Square Pulse Stimulator | Somatco | 1077/183 | |
| Blood pressure transducer and cable | World Precision Instruments | BLPR2 | |
| Raucotupf Cotton-tipped Applicators | Lohmann-Raucher | 11966 | |
| Pro-ophta Ocular Sticks | Lohmann-Raucher | 16515 | |
| NaCl 0,9 % 100 mL | Local pharmacy | ||
| Heparin | Local pharmacy | ||
| 25 mL Syringe | Odense University Hospital | ||
| Vet eye ointment - Viscotears | Local pharmacy | ||
| silver wires | Science Products GmbH, Heidelberg, Germany | ||
| Silicon Glue | Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA |
References
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