Summary
Este papel describe la preparación y la evaluación del cordón umbilical células madre mesenquimales derivadas de matriz esferoides con un modelo de defecto del tendón patelar bilateral en una rata. Este modelo se asocia con una morbilidad aceptable y encontraron para detectar diferencias entre los tendones no tratados y tratados y entre los dos tratamientos probado.
Abstract
Medicina regenerativa ofrece nuevas alternativas a las condiciones que desafían a los tratamientos tradicionales. La prevalencia y morbilidad de tendinopathy en especies, combinada con las limitadas propiedades curativas de este tejido, han promovido la búsqueda de terapias celulares y propulsó el desarrollo de modelos experimentales para el estudio de su eficacia. Cordón umbilical derivados de matriz células madre mesenquimales (MSC-UCM) son candidatos atractivos porque son abundantes, fáciles de recoger, eludir las preocupaciones éticas y el riesgo de formación de teratoma, sin embargo, se asemejan a las células madre embrionarias primitivas más estrechamente que interés de MSCs. significativas derivadas de tejido adulto se ha centrado en quitosano como una estrategia para mejorar las propiedades de MSCs mediante formación esferoide. Estas técnicas de información de papel para aislar UCM-MSCs, preparar esferoides en la película de quitosano y analizar el efecto de formación esferoide en expresión superficial del marcador. En consecuencia, creación de un modelo de lesión del tendón patelar bilateral en ratas se describe para la implantación de en vivo de esferoides UCM-MSC formado en la película de quitosano. Ninguna complicación se observó en el estudio con respecto a la morbilidad, estrés aumento de efectos, o infección del tejido. La puntuación total funcional de las ratas operadas a los 7 días fue más baja que la de las ratas normales, pero volvió a la normalidad dentro de 28 días después de la cirugía. Resultados histológicos de curación de tejido confirman la presencia de un coágulo en defectos tratados evaluados a los 7 días, ausencia de reacción del cuerpo extranjero y progresiva curación a los 28 días. Este modelo de defecto del tendón rotuliana bilateral controla variación interindividual mediante la creación de un control interno en cada rata fue asociado con morbilidad aceptable y permitieron la detección de diferencias entre los tendones no tratados y tratamientos.
Introduction
Lesión del tendón es una de las causas más comunes de atrofia muscular y dolor significativa de especies1. En medicina veterinaria, lesiones de tendones y ligamentos son de especial interés en los caballos, ya que 82% de las lesiones en caballos de carrera implican el sistema músculo-esquelético, 46% de los que afectan a los tendones y los ligamentos2,3. Formación de tejido cicatricial afecta las propiedades biomecánicas de los tendones curadas y explica el pronóstico guardado para volver a uso deportivo después de lesiones del tendón flexor; nueva lesión ocurre dentro de 2 años en hasta un 67% de los caballos tratados conservador4. Medicina regenerativa ofrece nuevas alternativas a una condición que desafía a los tratamientos tradicionales. Terapia de células madre autólogo ha producido algunos resultados alentadores5,6 pero está limitada por la morbilidad asociada con la colección de tejidos, administración retardada debido a procesamiento/reprogramación de las células y la influencia de la Estado de salud del paciente (como la edad) en las propiedades del tallo las células7,8. Estas limitaciones proporcionan un fundamento para la investigación de células madre alogénicas como alternativa inmediata. Células fetales derivados del adnexa son candidatos atractivos ya que eluden las preocupaciones éticas y el riesgo de formación de teratoma con células madre embrionarias. Entre los anejos fetales, matriz del cordón umbilical (UCM), también llamado gelatina de Wharton, es abundante y fácil de recoger.
Independientemente de la fuente de la célula, mejorando la troncalidad es esencial para establecer un banco de células para la medicina regenerativa alógeno. Desde un punto de vista funcional, la troncalidad puede definirse como la posibilidad de auto renovación y multilineal diferenciación9. Evidencia de la troncalidad basa en la proliferación y diferenciación ensayos, junto con la expresión de marcadores gen Oct4, Sox2 y Nanog9. Una estrategia para mejorar la troncalidad se basa en la utilización de Biomateriales para servir como vacíos rellenos y portadores, mejorar la proliferación y la diferenciación de MSCs de la UCM. Este enfoque elimina preocupaciones con respecto a la manipulación de factores transcripcionales para reprogramar las células maduras en células pluripotentes inducidas. Entre los biomateriales consideradas como posibles portadores de células madre, chitosan es atractiva por su biocompatibilidad y biodegradabilidad10. Este aminopolysaccharide natural está formado por desacetilación alcalina de la quitina, el polisacárido natural más abundante en segundo lugar, que principalmente se obtiene como un subproducto de mariscos10. Previamente hemos investigado las interacciones entre MSCs y andamios de quitosano y observó la formación de esferoides11,12,13,14,15, 16. también informó sobre la superioridad de la condrogénesis en quitosano matrices12,13,14,15,16,17, 18. Más recientemente, dos estudios independientes describen formación de esferoides por tejido adiposo y tejido de placenta derivados MSCs cultivadas en una película de quitosano19,20. Esta formación de esferoides no sólo había mejorado troncalidad, pero también mejora la retención de las células madre después de en vivo implantación20.
La prevalencia y morbilidad de la Tendinopatía entre especies han impulsado el desarrollo de modelos experimentales para estudiar la fisiopatología de las tendinopatías y probar nuevas terapias como las inyecciones de células madre. En los caballos, tendonitis colagenasa-inducido es un modelo común para demostrar la eficacia utilizando MSCs en reparación de tendón21. La relevancia de este enfoque es limitada, como las inyecciones provocan cambios inflamatorios agudos, mientras que clínica tendinopatías generalmente son el resultado de crónica agotamiento extremo22,23. Además, la inducción química de la enfermedad del tendón induce una respuesta curativa y no reproduce el proceso de curación deteriorado en casos clínicos22,23. Supresión de un segmento de tendón del flexor digital superficial ha sido descrita como un modelo quirúrgico de la tendinitis en caballos24. Más recientemente, se utilizó un acercamiento como mínimo invasor para restringir el daño traumático a la base central del tendón del flexor digital superficial25. Los modelos quirúrgicos no simulan el mecanismo de fatiga que puede conducir a la enfermedad natural del tendón y tienden a la falta de reproducibilidad en el grado de daño creado25. Sin importar el modelo, la morbilidad y costes asociados con modelos equinos del tendón enfermedades son limitaciones adicionales, que justifican un interés en modelos de roedores como un primer paso para la evaluación en vivo de nuevas terapias.
Una de las principales ventajas de los modelos experimentales en roedores consiste en el costo y la capacidad de controlar la variabilidad interindividual. Roedores pueden ser normalizados con respecto a varios factores fisiológicos debido a sus rápidas tasas de crecimiento y relativamente corta longevidad, limitando las fuentes de variación y por lo tanto reduciendo el número de animales necesarios para detectar diferencias. Estrategias para inducir enfermedades del tendón en roedores se han basado en inducción de la química, sino también en creación quirúrgica de defectos parciales del tendón21. Modelos quirúrgicos pueden simular tendinopatías natural mejor que los modelos químicos, pero pueden conducir a mayor morbilidad y fallas catastróficas del tendón dañado. En ese sentido, las ratas parecen mejores candidatos que los ratones para estos modelos, ya que su tamaño permite creación de defectos más grandes, facilitando la evaluación de la curación del tejido. Se han utilizado ratas Sprague-Dawley en estudios experimentales de tendinopatías en cuatro grupos principales del tendón: rotura del manguito rotador, flexor, Aquiles y tendones patelar26. Entre ellos, modelos que involucran el tendón rotuliano están especialmente atractivos debido al tamaño de este tendón y la facilidad de acceso a27. El tendón rotuliano fija el músculo cuádriceps a la tuberosidad tibial. Dentro de este mecanismo extensor, la rótula es un hueso sesamoideo que se dirige la acción de los cuádriceps y delinea la parte proximal del tendón rotuliano. La presencia de anclajes óseos en las extensiones proximales y distales del tendón rotuliano facilita pruebas biomecánicas. Modelos que involucran el tendón rotuliano típicamente dependen de defectos quirúrgicos unilaterales, con un tendón intacto contralateral que sirve como un control28,29. El modelo más común de defecto de tendón rotuliano consiste en suprimir la parte central (a 1 mm de ancho) del tendón rotuliano de la cúspide distal de la rótula a la inserción de la tuberosidad tibial, mientras que el tendón rotuliano contralateral quedo intacto. Medidas de resultados incluyen histología, no biomecánicos destructivos o ensayos biomecánicos al fracaso, proyección de imagen de ultrasonido, ex vivo imágenes de fluorescencia, bruto observación y pruebas funcionales28,30 ,31. Modelos unilaterales no permiten comparación de un tratamiento propuesto con la gerencia conservadora de una lesión similar en el mismo animal. Del mismo modo, comparación entre varios tratamientos requiere animales separados. Un modelo bilateral eliminaría las variaciones interindividuales y reducir el número de animales requeridos para un estudio de32. Sin embargo, lesiones bilaterales pueden aumentar la morbilidad, y cojera bilateral podría impedir la evaluación del tratamiento. Algunos estudios reportan brevemente el uso de defectos bilaterales del tendón patelar en ratas pero se centran sobre los efectos de los tratamientos en lugar de administración perioperatoria y la morbilidad del modelo33,34.
Objetivo a largo plazo de este estudio es desarrollar una estrategia para mejorar la supervivencia de la troncalidad celular e in vivo de la UCM-MSCs destinada a trasplante alógeno. Para lograr este objetivo, hemos informado recientemente mejorado troncalidad de MSCs UCM por formación de esferoides en la película de quitosano e incubación en ambiente hipóxico35. Estas propiedades en vitro se asociaron con mejores propiedades biomecánicas del tendón rotuliano defectos tratados con acondicionado UCM-MSCs. basado en estos resultados, el modelo de rata del tendón patelar bilateral defecto parece conveniente probar candidato tratamientos para lesiones de tendón36. El objetivo del estudio aquí reportado es proporcionar protocolos detallados para aislamiento y caracterización de la UCM-MSCs, preparación de un sistema biológico para las células de vástago, creación y tratamiento de defectos de tendón rotuliana bilateral y en el post-operatorio recuperación y evaluación de la curación dentro de los defectos del tejido.
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Protocol
Todos los métodos aquí descritos han sido aprobados por el institucional cuidado Animal y el Comité uso (IACUC) de la Western University of Health Sciences.
1. aislamiento y expansión de MSCs de matriz equina del cordón Umbilical
- Obtener la placenta de una yegua adulta (embarazada) después de observado parir y aislarlo asépticamente el cordón umbilical de la placenta. Mantener el cordón umbilical en tampón fosfato salino (PBS) con 1% de penicilina-estreptomicina (P/S) a 4 ° C durante el traslado hasta el procesamiento.
- Lavar el cordón umbilical dos veces con temperatura PBS con 1% P/S en un tubo de 50 mL. Sección del cordón umbilical en fragmentos de 2 pulgadas de largo de placa de 150 mm y lavado a temperatura PBS con 1% P/S en un tubo de 50 mL dos o tres veces, hasta que la mayor parte de la sangre es aclarado hacia fuera.
- Cortar el cordón umbilical longitudinalmente para exponer los vasos. Retire los recipientes, incluyendo un tallo alantoideo del cordón con pinzas y tijeras, 2 arterias y una vena. Recoger la matriz del cordón umbilical (gelatina de Wharton), que es los vasos circundantes de matriz gelatinosa, sobre una placa de 150 mm por raspado con un escalpelo, y pique la gelatina en trozos finos.
- Jalea de Wharton lugar de 2-3 fragmentos de cordón umbilical (aproximadamente 12-15 g) en un tubo de 50 mL con 15 mL de solución al 0.1% (p/v) colagenasa tipo IA en PBS. Incubar a 37 ° C con agitación suave durante 3-4 h hasta que se disuelva.
- Centrifugue el tejido digerido a 300 x g durante 15 min y aspirar el sobrenadante. Suspender el tejido digerido en 15 mL de temperatura ambiente PBS con 1% P/S, mezclar mediante pipeteo, centrifugar a 150 x g durante 5 min y aspirar el sobrenadante (lavado). Repetir el lavado dos veces más.
- Resuspender células en 15 mL de temperatura ambiente PBS con 1% de lavado P/S, mezclar mediante pipeteo, colar por 100 μm filtro de célula, centrifugar a 150 x g durante 5 min y aspirar el sobrenadante.
- Preparar medio de cultivo (CM) mediante la mezcla de glucosa baja Dulbecco modificado Eagle Medium (LG-DMEM) con suero bovino fetal (FBS) y 1% P/S. esterilizar el medio de filtración.
- Resuspender células filtradas en 10 mL de CM calentado previamente a 37 ° C, mezclar mediante pipeteo, transvasar a un matraz de cultivo tisular de 25 cm2 e incube en el 5% CO2 en el 90% de humedad y 37,0 º C. Cambio CM cada 3 días hasta que la cultura llegue a confluencia del 70 – 80%, cuando la cultura se pasados.
- Para el paso de la cultura, aspirar CM del frasco, lavar dos veces con 5 mL de PBS de temperatura y separar con 3 mL de 0.25% tripsina/etilendiaminotetracético ácido (EDTA) a 37 ° C durante 5 minutos.
- Neutralizar la tripsina/EDTA con 6 mL de CM pre-calentado a 37,0 ° C, mezclar mediante pipeteo, transferir a un tubo de 15 mL, centrifugar a 150 x g durante 5 min y aspirar el sobrenadante. Resuspender células separadas en 1 mL de CM, mezclar mediante pipeteo. Contar las células viables con azul de tripán y hemocitómetro. Volver a la semilla en un frasco de cultivo de tejidos de 25 cm2 en 5.000 células/cm2e incubar en 5% CO2 en el 90% de humedad y 37,0 º C.
2. preparación de esferoides con UCM-MSCs cultivadas en las películas de quitosano
- Para preparar 100 mL de solución al 1% (p/v) quitosano, añadir 1 g de quitosano en 99 mL de agua destilada (dH2O) y mezclar bien con un agitador magnético.
- Agregar 670 μl de ácido acético glacial y continúe batiendo hasta que la Quitosana se disuelve y se vuelve viscosa. Esto generalmente toma 3-4 h.
- Añadir 500 μl de solución de quitosano en cada pocillo de la placa de la pozo 12 cultivo de tejidos, y la placa para distribuir uniformemente la solución de quitosano y cubren la totalidad de la superficie inferior del remolino.
- Seque la placa de solución revestido de quitosano bajo flujo laminar gabinete sin una cubierta durante la noche para 24 h. Una vez seco, película delgada será formada y adherida a la placa.
- Neutralizar la película de quitosano mediante la adición de 1 mL de solución de sodio hidróxido 0.5 N en cada pozo e incubar por 2 h a temperatura ambiente. NaOH de cada pozo de aspirar y lavar cada pozo con 1 mL de dH2O tres veces. Lavar cada pozo con 1 mL de etanol al 70% (EtOH) una vez.
- Para esterilizar la película de quitosano, añadir 1 mL de 70% EtOH en cada pozo e incubar durante la noche en el gabinete de flujo laminar. Aspire el EtOH restantes de cada pozo en el día siguiente. Lavar cada pozo con 1 mL de PBS estéril tres veces. Esterilizar la película de quitosano con luz ultravioleta en gabinete durante la noche sin una cubierta de cabina de flujo laminar.
- Esferoides forma de MSCs de la UCM, semilla ampliado y pasados a las células en cada pozo de 5.000 células/cm2e incubar en 5% CO2 en el 90% de humedad y 37,0 º C.
Nota: Las células pueden ser incubadas bajo hipoxia o normoxia, dependiendo del interés del investigador.
3. expresión de marcadores de superficie analizada por citometría de flujo
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Preparación de una suspensión unicelular
- Placa estándar
- Retire el medio de cada bien y lavar dos veces con PBS de temperatura.
- Separar las células con 500 μl de un reactivo de disociación celular en cada pocillo de una placa de 12 pozos de 5 – 10 min a temperatura ambiente.
- Después de la incubación, añadir 1 ml de tampón (PBS con 0,5% BSA) la coloración en cada pozo y mezclar mediante pipeteo para separar las células.
- Transferencia de suspensión celular en tubo cónico de 15 mL y centrifugar a 150 x g durante 5 minutos.
- Placa de quitosano
- Recoger los esferoides por medio de aspiración con una pipeta con una punta de 1.000 μl. Transferencia media recogida en un tubo cónico de 15 mL. Después de recoger medio, lave bien añadiendo 1 mL de PBS y transferencia de lavado PBS en el mismo tubo cónico de 15 mL.
- Centrifugar esferoides a 150 x g durante 5 minutos y retirar el sobrenadante.
- Añadir 500 μl del reactivo de disociación celular (p. ej., accutase) e incubar durante 5 – 10 min a temperatura ambiente. Mezclar por pipeteo usando una punta de 1 mL hasta esferoides se disocian y no sean visibles.
- Añadir 1 mL de tampón de tinción en la única célula suspensión y centrifugar a 150 x g durante 5 minutos.
- Placa estándar
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Células de lavado
- Quite el sobrenadante del tubo cónico y Resuspenda las células en 3 mL de tampón de tinción fría. Mantener las células en hielo a lo largo del experimento de este paso.
- Centrifugar a 300 x g durante 5 minutos (lavado).
- Lavar dos veces.
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Tinción de las células
- Centrifugar a 300 x g durante 5 minutos y retirar el sobrenadante.
- Contar las células viables usando un azul de tripán y hemocitómetro. Células de 1 x 106 resuspender en 50 μl de bloqueo tampón (suero de caballo 10% que contiene PBS) e incuban durante 30 min en hielo.
- Añadir 10 μl fluoresceína isotiocianato (FITC) conjugado anticuerpos (CD44, CD90, CD105, CD34, (histocompatibilidad complejo MHC) de clase II o control de isotipo para cada anticuerpo) y 40 μl de tampón de tinción, luego incubar protegido de la luz durante 1 hora en hielo.
- Añadir 3 mL de tampón de tinción fría y mezclar, centrifugar a 300 x g durante 5 min y aspirar el sobrenadante (lavado).
- Repetir el lavado dos veces.
- Resuspenda el precipitado de células en 0,5 mL de tampón de tinción
- Añadir 5 μl de 7-AAD (tinte de viabilidad) e incubar por 30 min en hielo
- Analizar muestras de células teñidas por el citómetro de flujo. Excluir residuos menor FSC y SSC e identificar células viables con absorción menor de 7-AAD. Parcela FL1 y FL2 en los ejes y y x, respectivamente. Utilizar control de isotipo para crear una puerta encima de la línea diagonal. Medir el porcentaje de células teñidas positivamente en el área. Contar por lo menos 20.000 eventos/muestra (suplementario Figura 1).
- Medir el porcentaje de células teñidas con anticuerpos por células viables y auto-fluorescencia que bloquean y restar el porcentaje de células teñidas con control de isotipo.
4. modelo de defecto bilateral del tendón patelar en la rata
- Seleccione ratas Sprague-Dawley (adulto hombres, 4 – 5 meses, 350 – 375 g de peso corporal). Tenga en cuenta el tamaño relativamente grande de las ratas utilizado para este modelo.
- Anestesiar y aplicar lubricante del ojo artificial entregada la rata con 8% de sevoflurano en oxígeno al de 100% 2 L/min mediante mascarilla, hasta la desaparición del reflejo del pellizco-dedo del pie en la cámara de inducción.
- Administrar una inyección intramuscular de Meloxicam (1 mg/kg) como analgesia preventiva.
- La rata entre dos botellas de agua de 0,5 L con agua caliente y cubierta con un paño para mantener la temperatura corporal y la posición, evitando lesiones en la piel. Cada extremidad a la mesa con cinta adhesiva. Para reducir el riesgo de hipotermia, cubrir el cuerpo con plástico de burbuja (figura 1).
- Mantener la anestesia con flujo continuo de 5% de sevoflurano en mezcla de oxígeno de 100% 1 L mediante cono de nariz, con el animal en recumbency dorsal sobre el cojín de calefacción del agua.
- Para evitar el trauma de la piel, no clip de los sitios quirúrgicos. En su lugar, aplique crema removedor del pelo sobre ambas babillas. Utilizar un depresor de lengüeta para quitar la crema y el pelo.
- Frote el sitio quirúrgico con scrub de Digluconato de clorhexidina y enjuagar con etanol al 70% 3 veces.
- Haga una incisión en la piel con una cuchilla estéril de bisturí #15 en dirección proximal a distal, en el aspecto craniomedial de la rodilla. Iniciar la incisión de aproximadamente 1 cm proximal al nivel de la rótula y se extiende aproximadamente 5 mm distal al tubérculo tibial.
- Reflejar la piel para exponer el tendón rotuliano al liberar el tejido subcutáneo subyacente con una hoja de bisturí #15.
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Utilizar la hoja de bisturí #15, suprimir el tercio central de cada tendón patelar (1 mm) del aspecto distal de la rótula a la tuberosidad tibial.
- Alinee un alambre de Kirschner de 0.99 mm de diámetro contra el tendón como plantilla para estandarizar el tamaño del defecto en cada miembro (figura 2).
- Hacen 2 incisiones de grosor total a cada lado de la aguja de Kirschner con una hoja de bisturí #15 para aislar la porción central del tendón (figura 3). Resecar la parte central proximal y distal con finas tijeras de Iris (figura 4).
- Antes de cerrar la fascia de la rodilla, inserte el coágulo (suspensión de mezclado de la célula y ACP) para los grupos de tratamiento adecuado como se describe en 5.5. Cerrar la fascia con un patrón cruciforme y la piel con un patrón intradérmica usando 5-0 polyglactin 910 suturas (figura 5).
- Repita el procedimiento en la rodilla contralateral.
Nota: Un defecto es asignado al azar a un tratamiento (células madre están condicionados al chitosan o cultivadas en placas estándar). El defecto contralateral quedo vacío, para servir como control interno. - Después de la cirugía, administrar 4 tabletas de enrofloxacina (2 mg/tableta, por vía oral, una vez al día) y una tableta de meloxicam (2 mg/tableta, por vía oral, una vez al día) durante 7 días. Estas dosis fueron recomendadas por un veterinario de animales de laboratorio y aprobadas en el protocolo IACUC.
5. entrega de MSCs en el defecto del tendón rotuliano
- Anestesiar una rata sana que no se utiliza para la creación de defecto del tendón patelar con 8% de sevoflurano en oxígeno al de 100% 2 L/min suministra a través de la máscara, hasta la desaparición del reflejo del pellizco-dedo del pie en la cámara de inducción.
- Recoger 5 mL de sangre por punción cardíaca de la rata Sprague-Dawley anestesia (adulto hombres, 4 – 5 meses, 350 – 375 g de peso corporal), en una jeringa de 5 mL con una aguja de 20 G que contiene 1 mL de ácido-citrato-dextrosa (5:1 v/v).
- Eutanasia la rata después de la punción cardiaca y recolección de sangre, por intracardial inyección de pentobarbital (100 mg/kg), mientras que bajo la misma anestesia.
- Centrifugar la muestra a 350 x g durante 15 min a temperatura ambiente. Transferir el sobrenadante y almacenar alícuotas (120 μL) a-20 ° C hasta su uso.
- Inmediatamente antes de la implantación en vivo , descongelar la alícuota anterior y mezcle 20 μl con 0,5 x 106 MSCs (de 1.9 o 3.1.2.1) separadas de las placas estándar utilizando tripsina/EDTA o recoger de las placas de quitosano por lavado (con PBS/medio).
- Añadir 6 μl de 10% de cloruro de calcio (CaCl2) a los restantes 100 μl de plasma descongelado en un pozo de placa de 96 pocillos para activar el plasma e inducir la formación de un coágulo (activado acondicionado plasma: ACP).
- Mezclar la suspensión de la célula (20 μl) y ACP (100 μL) para formar un coágulo (figura 6). Colocar el coágulo en el defecto del tendón patelar creado antes de cerrar la fascia de la rodilla (ver paso 4.10.3).
6. funcional resultado
- Controlar las ratas dos veces al día para las muestras de dolor, basado en la rata mueca escala (RGS)37,38 e hinchazón sobre los sitios de implantación.
Nota: Un sistema de puntuación (0-6) fue desarrollado para evaluar la función ambulatoria basada en 3 actividades, incluyendo extremidades temporizado de pie con patas delanteras apoyados (0-3), tiempo de pie extremidades (0 – 2) y la capacidad de subir a una jaula de plástico 17 cm pared (0-1) ( Tabla 1). - Evaluar las ratas para las actividades de pie dos extremidades en la mañana y por la tarde de cada punto de tiempo para calcular una puntuación media.
- Evaluar las ratas para la capacidad de subir con éxito una pared de la jaula de plástico de 17 cm con ambas extremidades posteriores llegar a la cima.
7. bruto aspecto e histopatología del tendón rotuliano
- Eutanasia ratas a los 7 días (para evaluar inflamación) o 28 días (para evaluar la cicatrización de tejido) post tratamiento por intracardial inyección de pentobarbital (100 mg/kg) bajo anestesia con sevoflurano 8% y 2 L 100% de oxígeno entregado mediante mascarilla.
- Unidades de rótula-tendón-tibia tuberosidad por el bisturí y las tijeras la cosecha después de la eutanasia. Eliminar los tejidos blandos y ligamentos alrededor de la rodilla, excepto el tendón rotuliano.
- Examinar a cada muestra de aspecto grueso y engrosamiento del tendón (figura 7).
- Orientar a la muestra colocando un nudo cirujano de Polydioxanone 5.0 en el aspecto proximal y lateral del tendón. Fijar a cada muestra en solución de formalina tamponada neutra 10% y obtener secciones transversales (5 μm) de la porción media de cada tendón.
- Las secciones con hematoxilina y eosina y TRICROMICA de Masson coloración siguiendo protocolos estándar de la mancha.
- Examine la sección para detectar la presencia de hematoma dentro del defecto, así como cambios patológicos como la inflamación.
- Evaluar la puntuación histológica de secciones usando el sistema de puntuación previamente publicado, basado en grado de colágeno, angiogénesis y cartílago formación (tabla 2)39.
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Representative Results
En el estudio actual, los resultados se presentan como media ± SD (desviación estándar). Las células fueron aisladas de los cordones umbilicales de 6 yeguas, y porcentaje de líneas celulares aisladas de expresar cada marcador superficial de la célula bajo acondicionado estándar o quitosano se compararon con una prueba de Friedman, como un análisis no paramétrico de varianza con repetidos medidas. Para la creación de modelo de defecto del tendón, se utilizaron 8 ratas para la evaluación de 7 días después de la cirugía y 12 ratas fueron utilizadas para la evaluación de 28 días. Resultados de los resultados funcionales se presentan como media ± SEM (error estándar de la media) y en comparación con el t-test. UCM fue seleccionada como fuente celular debido a su abundancia, facilidad de recolección y proliferación superior en relación con otros anejos fetales fuentes40. Células aisladas de UCM cultivada en placas estándar mantienen del fibroblasto forma a lo largo de la expansión. Las células formaron esferoides cuando se cultivan en placa de quitosano (figura 8).
La mayoría de las células cultivadas bajo condiciones estándar expresado CD44 (98,6 ± 1.62%), CD90 (88,7 ± 3.04%) y CD105 (77,9 ± 6,84%), mientras que la expresión de CD34 (± 0,07 0,17%) y MHC II (± 1.33 1.12%) eran muy bajos. Bajo acondicionado, los niveles de expresión de CD44 (97,0 ± 2.12%) y CD34 (1,13 ± 1,58%) no difirió de culturas estándar, mientras que los niveles de expresión de CD90 (33,3 ± 37,1%) y CD105 (54,0 ± 19,0%) disminuyó y aumentó de MHC II (2,84 ± 0.98%)35.
Aislamiento y caracterización de la UCM-MSCs en vitro, el comportamiento biológico de las células condicionadas se comparó con el de células cultivadas bajo condiciones estándar en un modelo de defecto bilateral del tendón patelar en ratas. Defectos en cada rata sirvieron como controles internos. La hinchazón post-operatoria fue mínima en todas las ratas y resuelta en el plazo de 48 h. Según el RGS, ninguna de las ratas muestran signos de dolor o angustia como orbital aprieta, nariz, mejilla aplanar o cambios de oído/barba. Todas las ratas consumen un rango normal de 3 a 4 pastillas o 15-20 gramos de alimento diario durante todo el estudio. La puntuación funcional total, incluyendo asistencia y extremidades sin ayuda permanente, así como subir partituras fue mayor en las ratas normales en comparación con las ratas operadas en 7 días (n = 8, p < 0.0001, tabla 3). Sin embargo, la puntuación funcional total volvió a la normalidad dentro de 28 días después de la cirugía (n = 12, p = 0,78). Por lo tanto, modelos de defecto de tendón rotuliano bilateral de rata han demostrado ser eficaces para limitar la variación interindividual y reducir el número necesario de animales sin causar morbilidad significativa (Video 1-5).
Aproximadamente el 37% de tendones recogidos a los 28 días apareció marcado espesado (figura 7). Este engrosamiento fue distribuido igualmente entre defectos vacíos y tratadas. Total puntajes histológicos aumentaron con el tiempo en defectos no tratados (n = 20, p = 0.0034). Cuando cada componente de la partitura de curación fue evaluada independientemente, el único parámetro que cambia con el tiempo consistió en la formación de cartílago, que aumentaron entre 7 y 28 días (n = 20, p < 0.0001). Angiogénesis tendió a aumentar con el tiempo (p = 0,3), pero la formación de colágeno no difirió (p = 0,69). En el examen histológico, se observó inflamación en todas las secciones de tejido de los tendones en 7 días después de la cirugía, independientemente de la presencia de tratamiento. Un hematoma estaba presente en todos los defectos del Tratado. Partituras de angiogénesis histológico (tabla 2, figura 9) oscilaron entre 0 y 1, sugiriendo arteriola moderada e infiltración capilar, mientras que puntuaciones de grado de colágeno (tabla 2, figura 10) variaron de 2 a 3 global, lo que sugiere formación de colágeno moderado a extenso. Resultados de la formación de cartílago (tabla 2, figura 11) oscilaron entre 0 y 2 no sugiriendo formación de cartílago, para moderar la formación de cartílago de 25% a 50% del área de sección del tendón. Todas las figuras histológicas están orientadas con el lado izquierdo como el aspecto anterior y la parte superior como el aspecto intermedio de la sección transversal de la porción media del tendón.
Figura 1: colocación de ratas y de preparación para la cirugía aséptica. Cada rata fue colocado entre dos botellas de agua de 0,5 L lleno de agua caliente y cubierta con un paño para mantener la temperatura corporal y la posición, evitando lesiones en la piel. Las extremidades de cada rata estaban pegadas a la mesa y su cuerpo fue cubierto con plástico de burbuja. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: modelo quirúrgico del defecto del tendón patelar (alineación). Un alambre de Kirschner de 0.99 mm de diámetro se alinea contra el tendón como plantilla para estandarizar el tamaño del defecto en cada extremidad.
Figura 3: modelo quirúrgico del defecto del tendón patelar (incisiones). Se realizan dos incisiones de grosor total a cada lado de la aguja de Kirschner para aislar una porción central del tendón.
Figura 4: modelo quirúrgico del defecto del tendón patelar (resección). La sección central es resecada proximal y distal, creando un defecto haciendo coincidir el tamaño de la aguja de Kirschner. Área de resecado se muestra en línea punteada la caja.
Figura 5: aspecto postoperatorio de babillas funcionados. Fascia se cerró con un patrón cruzado y piel fue cerrada con un patrón intradérmico. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6: preparación de plasma condicionado activado para la entrega de la UCM-MSCs. Las células madre fueron suspendidas en plasma acondicionado antes de su activación. El coágulo resultante fue insertado en el tendón rotuliano defectos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7: Bruto de aspecto normal (C, D) y espesa (A, B) tendones. (A, C) Vistas posteriores; (B, D) Vistas laterales; Flechas de bloque identifican la tibia y flechas delgadas identifican los tendones.
Figura 8: morfología de las células cultivadas en cultivo de tejido en placa 19% nivel de oxígeno (Grupo: A) y 5% de la película de quitosano bajo nivel de oxígeno (grupo condicionada: B). aislada, las células fueron formadas en el grupo estándar (A) huso y formado esferoides en grupo condicionado (B). Barra de escala = 400 μm haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 9: representación micrografías utilizados para la clasificación de angiogénesis de luz. Después de 7 días de curación, tendones con ningún tratamiento recibieron un grado de 0 (A, D), mientras que ésos con las células condicionadas (C, F) o las células estándar (B, E) recibieron una calificación de 0,5 y 0, respectivamente. A los 28 días, tendones (G, J) recibieron un grado de 0, mientras que aquellos con acondicionado células (,L) o células estándar (H,K) recibieron puntuaciones de 1.0 y 0.5, respectivamente. Las flechas identifican vasos sanguíneos presentes en la muestra del tendón. Las flechas apuntando hacia los vasos sanguíneos de 100 aumentos corresponden a las mismas flechas apuntando a los vasos sanguíneos en la magnificación de 400 x. Tejido de tendón normal (M, N). Tricrómico de Masson (A, B, C, G, H, I, M); tinción de hematoxilina y eosina (D, E, F, J, K, L, N); Barra de escala = 100 μm (A N). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 10: Representante micrografías utilizados para la clasificación de colágeno de luz. Después de 7 días de curación, tendones con ningún tratamiento recibieron un grado de 2.5 (A, D) mientras que ésos con el tratamiento (B, C, E, F) recibieron una calificación de 3.0. A los 28 días, tendones (G, J) recibieron un grado de 3.0, mientras que aquellos con habían acondicionado células (I, L) o decenas de celdas estándar (H, K) recibidas de 1.0 y 3.0, respectivamente. La desorganización de las fibras del tendón se aprecia en inserciones de X 400 (H, K). Tejido de tendón normal (M, N). Tricrómico de Masson (A, B, C, G, H, I, M); tinción de hematoxilina y eosina (D, E, F, J, K, L, N); Barra de escala = 100 μm (A N). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 11: representación micrografías utilizados para la clasificación de cartílago de luz. Después de 7 días de curación, tendones con ningún tratamiento (A, D), ésos con cualquiera acondicionado células (C, F) o estándar (B, E), recibió una calificación de 0. A los 28 días, tendones (G, J) recibieron un grado de 1.0, mientras que aquellos con habían acondicionado células (I, L) o decenas de celdas estándar (H, K) recibidas de 0 y 2.0, respectivamente. Las flechas se encuentran condrocitos presentes en la muestra del tendón. Las flechas apuntando a los condrocitos en 100 aumentos corresponden a las misma flechas apuntando a los condrocitos en el aumento de X 400. Tejido de tendón normal (M, N). Tricrómico de Masson (A, B, C, G, H, I, M); tinción de hematoxilina y eosina (D, E, F, J, K, L, N); Barra de escala = 100 μm (A N). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Video 1: evaluación de la función ambulatoria en ratas. Tiempo de pie sin ayuda de extremidades (puntuación de 1-5 s: 1) observó postoperatoriamente 4 h. Por favor haga clic aquí para ver este video. (Clic derecho para descargar)
Video 2: evaluación de la función ambulatoria en ratas de. Tiempo permanente de extremidades con extremidades anteriores asistidas (0 – 5 s: anotar 0) observó 4 h post operatorio. Por favor haga clic aquí para ver este video. (Clic derecho para descargar)
Video 3: evaluación de la función ambulatoria en ratas. Tiempo de pie sin ayuda de extremidades (1 – 5 s: puntuación de 1), timed extremidades pie con patas delanteras asistidas (5 – 10 s: score 1) observó a 14 días post operatorio. Por favor haga clic aquí para ver este video. (Clic derecho para descargar)
Video 4: evaluación de la función ambulatoria en ratas de. Tiempo permanente de extremidades con extremidades anteriores asistidas (10 – 15 s: anotar 2), sin la habilidad de escalar una pared de la jaula de plástico de 17 cm (No subir: puntuación de 0) observó a 27 días post operatorio. Por favor haga clic aquí para ver este video. (Clic derecho para descargar)
Video 5: evaluación de la función ambulatoria en ratas de. Tiempo permanente de extremidades con extremidades anteriores asistidas (5 – 10 s: puntuación de 1), con la capacidad de escalar una pared de la jaula de plástico de 17 cm (sí: puntuación 1) observó a 14 días post operatorio. Por favor haga clic aquí para ver este video. (Clic derecho para descargar)
| Prueba funcional | 0 | 1 | 2 | 3 | Puntuación |
| Soporte asistido de extremidades | 0 – 5 s | > 5 – 10 s | > 10-15 s | > 15 s | |
| Stand de extremidades sin ayuda | 0 – 1 s | > 1-5 s | > 5 s | ||
| Capacidad que sube | No | Sí | |||
| Total |
Tabla 1: sistema para evaluar la función ambulatoria en ratas. Un sistema de puntuación (0-6) fue desarrollado para evaluar la función ambulatoria basada en 3 actividades con pie cronometrado extremidades miembros anteriores apoyados (0-3), tiempo de pie extremidades (0-2) y la capacidad de escalar una pared de la jaula de plástico de 17 cm (0-1).
| Grado de colágeno | |||||
| 0 | Colágeno normal orientado tangencialmente | ||||
| 1 | Leves cambios con las fibras de colágeno desorganizado menos de un 25% | ||||
| 2 | Cambios moderados con las fibras de colágeno entre 25% y 50% desorganizada | ||||
| 3 | Cambios marcados con colágeno más del 50% desorganizada | ||||
| Grado de angiogénesis | |||||
| 0 | Infiltración moderada de tejido con las arteriolas | ||||
| 1 | Presencia de capilares | ||||
| 2 | No hay infiltración de la vasculatura | ||||
| Formación de cartílago | |||||
| 0 | Sin formación de cartílago | ||||
| 1 | Nódulos de cartílago hialino aislado | ||||
| 2 | Formación de cartílago moderada de 25 a 50% | ||||
| 3 | Formación extensa de cartílago, más del 50% del campo involucrado | ||||
Tabla 2: Histología puntuación grado. Score histológico de secciones se clasificaron basado en grado de colágeno, angiogénesis y formación de cartílago (adaptado de Rosenbaum et al. 39)
| Grupo | Media ± SEM |
| Normal (n = 3) | 6,00 ± 0,48 |
| 7 días después de la cirugía (n = 8) | 2.25 ± 0.30 |
| 28 días después de la cirugía (n = 12) | 5.83 ± 0.24 |
Tabla 3: Funcionales decenas de ratas normales y ratas no tratadas. Postoperatoriamente se calificaron puntajes funcionales de ratas normales y ratas sin tratamiento 7 y 28 días. n = número de ratas.
Suplementario Figura 1: bloquear la estrategia y el ejemplo de la expresión superficial del marcador: Residuos fue excluido basado en pequeñas FSC y SSC (A). Células vivas fueron seleccionadas en base a la tinción negativa con 7-AAD detectado por FL3 (B). Isotipo de control emparejado (C) se utilizó como control negativo para crear una puerta de las células positivas de CD44-FITC (D).
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Discussion
Células equinas fueron seleccionadas para este proyecto porque finalmente vamos a prueba enfoques de candidato en el tratamiento de tendinopatías natural en caballos. De hecho, lesiones de los tendones en los caballos son atractivos como modelos naturales de tendinopathy en el hombre debido a la similitud biológica entre el equino flexor digital superficial y el tendón de Aquiles en los seres humanos41. Los célula marcadores de superficie CD44, CD90, CD105, CD34 y MHC II se seleccionaron para immunophenotyping de las células, de acuerdo con los criterios recomendados por la sociedad internacional de terapia celular42. En un reciente estudio, eqUCM-MSCs fueron positivas para CD44 y negativa para CD34 y MHC II, independientemente de las condiciones de cultivo. Las células cultivadas bajo condiciones estándares eran también positivas para CD90 y CD105, así cumplen con los criterios para MSCs en cuanto a la expresión de marcadores de superficie. Además, este estudio es el primer informe sobre la formación de esferoides cuando eqUCM MSCs se cultivan en la película de quitosano, confirmando informes anteriores sobre humano MSCs19,20. Técnicas de cultivo celular 3D han sido ampliamente exploradas durante décadas con el objetivo de crear un entorno que se asemeja al nicho fisiológico. De hecho, este estudio demostró troncalidad mejora niveles de expresión de gene de Oct4, Sox2y Nanog y mejora en la diferenciación potencial, que es consistente con otros informes19,20. Otros informaron inmunomodulador mejora propiedades43 y cartílago hialino regeneración44 uso de esferoides de MSCs. Entre varias técnicas de cultivo 3D tales como frascos de spinner, rotación biorreactores de células, no adherente placa, matrices naturales y sintéticas, películas de quitosano parecen atractivos por varias razones. Este enfoque no requiere equipo costoso y es rentable en comparación con las placas no adherente con matrices sintéticas, puesto que el quitosán es un subproducto de la industria de pescados y mariscos. Cultivo de células en las películas de quitosano es técnicamente fácil. Combinadas, estas ventajas permitiría la aplicación clínica en gran escala45.
El modelo de tendón rotuliano bilateral propuesto aquí aparece aceptable en términos de morbilidad. Ninguna complicación se observó en un estudio reciente de estudio. Nos preocupaba especialmente sobre el riesgo de efectos estresantes inducidas por defectos lo suficientemente grandes como para permitir detectados cambios biomecánicos e histológicos. Estas preocupaciones se le solicite la selección de las ratas sobre ratones de este estudio se basa en estudios previos relacionados con el tamaño y la madurez del tendón para modelos preclínicos de la lesión. Un 'defecto de ventana' o defecto del tercio central del tendón patelar se ha descrito en conejos46 y ratas30,31 curación del tendón y aumento. Se ha encontrado el tendón rotuliano 'defecto ventana' modelo reproducible para el estudio de reparación del tendón en ratas con histología31,39,30,31y ex vivo de fluorescencia prueba biomecánica 31la proyección de imagen. En este estudio, el tamaño del defecto era equivalente en el tercio central del tendón rotuliano y fue estandarizado con un alambre de Kirschner de 0.99 mm de diámetro como una plantilla. Estas dimensiones eran adecuadas para el estudio del tendón curativo sin causar ruptura posoperatoria. Debido a su mayor tamaño anatómico versus ratones, las ratas pueden acomodar defectos más grandes, mejorando la reproducibilidad de la lesión, tratamiento y medidas de resultado.
El protocolo de analgesia administrado a las ratas en este estudio fue efectivo en el control del dolor postoperatorio, evaluada con el RGS37,38. Este sistema de puntuación fue seleccionado aquí porque anteriormente se validó como detectar cambios de comportamiento postoperatorios que refleja dolor en ratas37,38. El RGS se basa en signos relativamente fáciles de identificar, tales como ajuste orbital, achatamiento de la nariz, mejilla y oreja/barba cambios. Las ratas también mantienen una ingesta normal de alimentos a lo largo de este estudio, que apoya aún más la eficacia de este protocolo de analgesia. De hecho, los informes anteriores han encontrado una correlación entre el dolor postoperatorio y cambios de peso en ratas tratadas con antiinflamatorios no esteroideos, como el meloxicam47. Este agente fue seleccionada en este estudio y administración preventiva fue derivada de estudios realizados en ratas37,perros y48 49, donde se ha encontrado que la administración de agentes antiinflamatorios inmediatamente antes de la cirugía reducir el dolor quirúrgico inducido. Función fue evaluada como un indicador adicional de dolor postoperatorio, con un sistema de puntuación diseñado para evaluar el uso de ambas extremidades pélvicas. Las tres actividades aquí seleccionadas proporcionan una evaluación general de la gama de movimiento y la voluntad para soportar peso en las extremidades pélvicas. Este sistema de puntuación se deriva de ambos estudios estáticos y dinámicos de recuperación funcional en ratas50,51 y fue diseñado para comparar el curso del tiempo de los resultados funcionales observados. Resultados indican que el defecto del tendón bilateral inducida por una disminución temporal en función a los 7 días, con un retorno a la normalidad dentro de 28 días. La puntuación de función aparece más sensible en la detección de dolor secundario a condiciones ortopédicas que la RGS. Pruebas funcionales similares se han utilizado para evaluar el tendón curativo como el índice funcional de Aquiles28, pata y zancada medidas51u otras macroscópicas de sistemas puntuación52.
Este modelo fue diseñado para reducir el número de animales inscritos en el estudio, al mismo tiempo diferenciando los resultados entre los tendones no tratados y dos tratamientos basados en células madre. Los efectos de los tratamientos probados en este estudio se discuten en otra publicación36. El modelo utilizado aquí permitieron la detección de diferencias de tratamiento mediante el uso de un control interno en cada rata, y combinado con pruebas biomecánicas no destructivo de los tendones a los 28 días (datos no presentados aquí).
Plasma condicionado activado fue seleccionado debido a su uso común como un portador de células madre, biocompatibilidad, accesibilidad y aplicaciones clínicas actuales en el tratamiento de tendinopatías53,54. Que han contribuido a la curación de tendones tratados, pero permitió la retención local de células madre, y no interfiere con la comparación de los grupos de tratamiento, ya que ambos la misma cantidad de plasma condicionado activado. Las características histológicas de los tendones son consistentes con las descripciones anteriores de la curación del tendón, donde tejido necrótico y la alteración de colágeno se eliminan por fagocitosis y enzimas líticas por los macrófagos durante la fase de inflamación, que dura hasta 10 días post lesión54,55,56. Durante la fase proliferativa, la proliferación celular y vascularización del sitio de reparación es mayor a los 28 días después de la reparación de tendón57,58. Encontramos una correlación entre el engrosamiento aparente de tendones, áreas transversales y menor módulo de elasticidad de las muestras. Basado en estos resultados, la puntuación histológica parece reflejar cambios del tejido que pueden ser deseable y no conducen a la fuerza biomecánica, como desorganización de las fibras de colágeno, la angiogénesis y la condrogénesis. En el futuro, la capacidad de discriminar los tratamientos basados en las características histológicas de este modelo puede ser mejorada integrando criterios adicionales como la presencia de los tenocytes, organización de la matriz extracelular, proteoglicanos contenido, y distribución de las fibras de elastina52,59.
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Disclosures
Los autores no tienen ningún conflicto de interés que revelar.
Acknowledgments
Los autores desean reconocer Su Dr., PhD, para su análisis estadístico de los datos. Los autores también agradecen al Dr. McClure, DVM, PhD DACLAM, para su asesoramiento en la anestesia y protocolos de administración de dolor utilizan en el estudio. Este proyecto fue apoyado por becas del Western University of Health Sciences oficina del Vice Presidente de investigación (12678v) y fondos de USDA sección 1433 (2090).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| PBS 10x | Hyclone | SH30258.01 | Consumable |
| Collagenase type IA | Worthington | LS004197 | Consumable |
| DMEM low glucose | Hyclone | SH30021.FS | Consumable |
| Fetal Bovine Serum | Hyclone | SH30910.03 | Consumable |
| Penicillin/Streptomycin 100x | Hyclone | SV30010 | Consumable |
| Trypsin 0.25% | Hyclone | SH30042.01 | Consumable |
| Accutase | Innovative Cell Technologies | AT104 | Consumable |
| Trypan blue | Hyclone | SV30084.01 | Consumable |
| Dimethyl Sulfoxide | Sigma | D2650 | Consumable |
| Chitosan | Sigma | C3646 | Consumable |
| Sodium Hydroxide | Sigma | S8045 | Consumable |
| Bovine Serum Albumin | Hyclone | SH30574.01 | Consumable |
| Round bottom polystyrene tube | Corning | 149591A | Consumable |
| Mouse anti-horse CD44 (FITC) | AbD serotec | MCA1082F | Consumable |
| Mouse anti-rat CD90 (FITC) | AbD serotec | MCA47FT | Consumable |
| Mouse anti-horse MHC-II (FITC) | AbD serotec | MCA1085F | Consumable |
| Mouse IgG1 (FITC) - Isotype Control | AbD serotec | MCA928F | Consumable |
| Mouse monoclonal [SN6] to CD105 (FITC) | abcam | ab11415 | Consumable |
| Mouse IgG1 (FITC) - Isotype Control | abcam | ab91356 | Consumable |
| Mouse anti-human CD34 (FITC) | BD | BDB560942 | Consumable |
| Mouse IdG1 kappa (FITC) | BD | BDB555748 | Consumable |
| 7-AAD | BD | BDB559925 | Consumable |
| BD Accuri C6 Flow Cytometer | BD | Equipment | |
| Vacutainer 5 mL | Med Vet International | RED5.0 | Consumable |
| Acid-citrate-dextrose | Sigma | C3821 | Consumable |
| Calcium Chloride | Sigma | C5670 | Consumable |
| Sevoflurane | JD Medical | 60307-320-25 | Consumable |
| Rats | Charles River | Strain code: 400 | Experimental animal |
| Rat surgical kit | Harvard apparatus | 728942 | Equipment |
| Surgical Blade #15 | MEDLINE | MDS15115 | Consumable |
| Rat MD's Baytril (2 mg/Tablet), Rimadyl (2 mg/Tablet) |
Bio Serv | F06801 | Consumable |
| Polyglactin 910, 5-0 | Ethicon | J436G | Consumable |
| Eosin alchol shandon | Thermo scientific | 6766007 | Consumable |
| Harris Hematoxylin | Thermo scientific | 143907 | Consumable |
References
- Rossdale, P. D., Hopes, R., Digby, N. J., offord, K. Epidemiological study of wastage among racehorses 1982 and 1983. Vet Rec. 116 (3), 66-69 (1982).
- Black, D. A., Tucci, M., Puckett, A., Lawyer, T., Benghuzzi, H. Strength of a new method of achilles tendon repair in the rat - biomed 2011. Biomed Sci Instrum. 47, 112-117 (2011).
- Lake, S. P., Ansorge, H. L., Soslowsky, L. J. Animal models of tendinopathy. Disabil Rehabil. 30 (20-22), 1530-1541 (2008).
- Frank, C. B. Ligament structure, physiology and function. J Musculoskelet Neuronal Interact. 4 (2), 199-201 (2004).
- Godwin, E. E., Young, N. J., Dudhia, J., Beamish, I. C., Smith, R. K. Implantation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells demonstrates improved outcome in horses with overstrain injury of the superficial digital flexor tendon. Equine Vet J. 44 (1), 25-32 (2012).
- Smith, R. K., et al. Beneficial effects of autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells in naturally occurring tendinopathy. PLoS One. 8 (9), e75697 (2013).
- Fossett, E., Khan, W. S., Longo, U. G., Smitham, P. J. Effect of age and gender on cell proliferation and cell surface characterization of synovial fat pad derived mesenchymal stem cells. J Orthop Res. 30 (7), 1013-1018 (2012).
- Zaim, M., Karaman, S., Cetin, G., Isik, S. Donor age and long-term culture affect differentiation and proliferation of human bone marrow mesenchymal stem cells. Ann Hematol. 91 (8), 1175-1186 (2012).
- Leychkis, Y., Munzer, S. R., Richardson, J. L. What is stemness? Stud Hist Philos Biol Biomed Sci. 40 (4), 312-320 (2009).
- VandeVord, P. J., et al. Evaluation of the biocompatibility of a chitosan scaffold in mice. J Biomed Mater Res. 59 (3), 585-590 (2002).
- Griffon, D. J., Abulencia, J. P., Ragetly, G. R., Fredericks, L. P., Chaieb, S. A comparative study of seeding techniques and three-dimensional matrices for mesenchymal cell attachment. J Tissue Eng Regen Med. 5 (3), 169-179 (2011).
- Schwartz, Z., Griffon, D. J., Fredericks, L. P., Lee, H. B., Weng, H. Y. Hyaluronic acid and chondrogenesis of murine bone marrow mesenchymal stem cells in chitosan sponges. Am J Vet Res. 72 (1), 42-50 (2011).
- Ragetly, G., Griffon, D. J., Chung, Y. S. The effect of type II collagen coating of chitosan fibrous scaffolds on mesenchymal stem cell adhesion and chondrogenesis. Acta Biomater. 6 (10), 3988-3997 (2010).
- Ragetly, G. R., Griffon, D. J., Lee, H. B., Chung, Y. S. Effect of collagen II coating on mesenchymal stem cell adhesion on chitosan and on reacetylated chitosan fibrous scaffolds. J Mater Sci Mater Med. 21 (8), 2479-2490 (2010).
- Ragetly, G. R., et al. Effect of chitosan scaffold microstructure on mesenchymal stem cell chondrogenesis. Acta Biomater. 6 (4), 1430-1436 (2010).
- Ragetly, G. R., Slavik, G. J., Cunningham, B. T., Schaeffer, D. J., Griffon, D. J. Cartilage tissue engineering on fibrous chitosan scaffolds produced by a replica molding technique. J Biomed Mater Res A. 93 (1), 46-55 (2010).
- Slavik, G. J., Ragetly, G., Ganesh, N., Griffon, D. J., Cunningham, B. T. A replica molding technique for producing fibrous chitosan scaffolds for cartilage engineering. Journal of Materials Chemistry. 17 (38), 4095-4101 (2007).
- Griffon, D. J., Sedighi, M. R., Schaeffer, D. V., Eurell, J. A., Johnson, A. L. Chitosan scaffolds: interconnective pore size and cartilage engineering. Acta Biomater. 2 (3), 313-320 (2006).
- Huang, G. S., Dai, L. G., Yen, B. L., Hsu, S. H. Spheroid formation of mesenchymal stem cells on chitosan and chitosan-hyaluronan membranes. Biomaterials. 32 (29), 6929-6945 (2011).
- Cheng, N. C., Wang, S., Young, T. H. The influence of spheroid formation of human adipose-derived stem cells on chitosan films on stemness and differentiation capabilities. Biomaterials. 33 (6), 1748-1758 (2012).
- Webster, R. A., Blaber, S. P., Herbert, B. R., Wilkins, M. R., Vesey, G. The role of mesenchymal stem cells in veterinary therapeutics - a review. N Z Vet J. 60 (5), 265-272 (2012).
- Khan, M. H., Li, Z., Wang, J. H. Repeated exposure of tendon to prostaglandin-E2 leads to localized tendon degeneration. Clin J Sport Med. 15 (1), 27-33 (2005).
- Sullo, A., Maffulli, N., Capasso, G., Testa, V. The effects of prolonged peritendinous administration of PGE1 to the rat Achilles tendon: a possible animal model of chronic Achilles tendinopathy. J Orthop Sci. 6 (4), 349-357 (2001).
- van Schie, H. T., et al. Monitoring of the repair process of surgically created lesions in equine superficial digital flexor tendons by use of computerized ultrasonography. Am J Vet Res. 70 (1), 37-48 (2009).
- Schramme, M., Kerekes, Z., Hunter, S., Labens, R. Mr imaging features of surgically induced core lesions in the equine superficial digital flexor tendon. Vet Radiol Ultrasound. 51 (3), 280-287 (2010).
- Hast, M. W., Zuskov, A., Soslowsky, L. J. The role of animal models in tendon research. Bone Joint Res. 3 (6), 193-202 (2014).
- Warden, S. J. Animal models for the study of tendinopathy. Br J Sports Med. 41 (4), 232-240 (2007).
- Murrell, G. A., et al. Achilles tendon injuries: a comparison of surgical repair versus no repair in a rat model. Foot Ankle. 14 (7), 400-406 (1993).
- Ozer, H., et al. Effect of glucosamine chondroitine sulphate on repaired tenotomized rat Achilles tendons. Eklem Hastalik Cerrahisi. 22 (2), 100-106 (2011).
- Chan, B. P., Fu, S. C., Qin, L., Rolf, C., Chan, K. M. Pyridinoline in relation to ultimate stress of the patellar tendon during healing: an animal study. J Orthop Res. 16 (5), 597-603 (1998).
- Ni, M., et al. Tendon-derived stem cells (TDSCs) promote tendon repair in a rat patellar tendon window defect model. J Orthop Res. 30 (4), 613-619 (2012).
- Orth, P., Zurakowski, D., Alini, M., Cucchiarini, M., Madry, H. Reduction of sample size requirements by bilateral versus unilateral research designs in animal models for cartilage tissue engineering. Tissue Eng Part C Methods. 19 (11), 885-891 (2013).
- Kajikawa, Y., et al. Platelet-rich plasma enhances the initial mobilization of circulation-derived cells for tendon healing. J Cell Physiol. 215 (3), 837-845 (2008).
- Xu, W., et al. Human iPSC-derived neural crest stem cells promote tendon repair in a rat patellar tendon window defect model. Tissue Eng Part A. 19 (21-22), 2439-2451 (2013).
- Taguchi, T., et al. Influence of hypoxia on the stemness of umbilical cord matrix-derived mesenchymal stem cells cultured on chitosan films. J Biomed Mat Res B: Appl Biomat. , (2017).
- Griffon, D. J., et al. Effects of Hypoxia and Chitosan on Equine Umbilical Cord-Derived Mesenchymal Stem Cells. Stem Cells Int. , 2987140 (2016).
- Roughan, J. V., Flecknell, P. A. Evaluation of a short duration behaviour-based post-operative pain scoring system in rats. Eur J Pain. 7 (5), 397-406 (2003).
- Sotocinal, S. G., et al. The Rat Grimace Scale: a partially automated method for quantifying pain in the laboratory rat via facial expressions. Mol Pain. 7, 55 (2011).
- Rosenbaum, A. J., et al. Histologic stages of healing correlate with restoration of tensile strength in a model of experimental tendon repair. HSS J. 6 (2), 164-170 (2010).
- Vidal, M. A., Walker, N. J., Napoli, E., Borjesson, D. L. Evaluation of senescence in mesenchymal stem cells isolated from equine bone marrow, adipose tissue, and umbilical cord tissue. Stem cells and development. 21 (2), 273-283 (2011).
- Patterson-Kane, J., Becker, D., Rich, T. The pathogenesis of tendon microdamage in athletes: the horse as a natural model for basic cellular research. J Compar Pathol. 147 (2), 227-247 (2012).
- Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
- Bartosh, T. J., et al. Aggregation of human mesenchymal stromal cells (MSCs) into 3D spheroids enhances their antiinflammatory properties. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (31), 13724-13729 (2010).
- Zhang, K., Yan, S., Li, G., Cui, L., Yin, J. In-situ birth of MSCs multicellular spheroids in poly(L-glutamic acid)/chitosan scaffold for hyaline-like cartilage regeneration. Biomaterials. 71, 24-34 (2015).
- Montanez-Sauri, S. I., Beebe, D. J., Sung, K. E. Microscale screening systems for 3D cellular microenvironments: platforms, advances, and challenges. Cellular and molecular life sciences : CMLS. 72 (2), 237-249 (2015).
- Butler, D. L., et al. The use of mesenchymal stem cells in collagen-based scaffolds for tissue-engineered repair of tendons. Nat Protoc. 5 (5), 849-863 (2010).
- Brennan, M. P., Sinusas, A. J., Horvath, T. L., Collins, J. G., Harding, M. J. Correlation between body weight changes and postoperative pain in rats treated with meloxicam or buprenorphine. Lab Anim (NY). 38 (3), 87-93 (2009).
- Ramon-Cueto, A., Cordero, M. I., Santos-Benito, F. F., Avila, J. Functional recovery of paraplegic rats and motor axon regeneration in their spinal cords by olfactory ensheathing glia. Neuron. 25 (2), 425-435 (2000).
- Arculus, S. L. Use of meloxicam as an analgesic in canine orthopaedic surgery. Vet Rec. 155 (24), 784 (2004).
- Bervar, M. Video analysis of standing--an alternative footprint analysis to assess functional loss following injury to the rat sciatic nerve. J Neurosci Methods. 102 (2), 109-116 (2000).
- Perry, S. M., Getz, C. L., Soslowsky, L. J. Alterations in function after rotator cuff tears in an animal model. J Shoulder Elbow Surg. 18 (2), 296-304 (2009).
- Stoll, C., et al. Healing parameters in a rabbit partial tendon defect following tenocyte/biomaterial implantation. Biomaterials. 32 (21), 4806-4815 (2011).
- Hankemeier, S., et al. Bone marrow stromal cells in a liquid fibrin matrix improve the healing process of patellar tendon window defects. Tissue Eng Part A. 15 (5), 1019-1030 (2009).
- Silver, I. A., et al. A clinical and experimental study of tendon injury, healing and treatment in the horse. Equine Vet J Suppl. (1), 1-43 (1983).
- Enwemeka, C. S. Inflammation, cellularity, and fibrillogenesis in regenerating tendon: implications for tendon rehabilitation. Phys Ther. 69 (10), 816-825 (1989).
- Goldin, B., Block, W. D., Pearson, J. R. Wound healing of tendon--I. Physical, mechanical and metabolic changes. J Biomech. 13 (3), 241-256 (1980).
- Lyras, D. N., et al. The effect of platelet-rich plasma gel in the early phase of patellar tendon healing. Arch Orthop Trauma Surg. 129 (11), 1577-1582 (2009).
- Oshiro, W., Lou, J., Xing, X., Tu, Y., Manske, P. R. Flexor tendon healing in the rat: a histologic and gene expression study. J Hand Surg Am. 28 (5), 814-823 (2003).
- Visser, L. C., Arnoczky, S. P., Caballero, O., Gardner, K. L. Evaluation of the use of an autologous platelet-rich fibrin membrane to enhance tendon healing in dogs. Am J Vet Res. 72 (5), 699-705 (2011).
