Summary
Denne protokol beskriver brugen af den kroniske kontraktile aktivitetsmodel motion at observere stimulation-induceret skeletmuskulatur tilpasninger i rotte hindlimb.
Abstract
Skeletmuskulatur er en yderst fleksibel væv, som dens biokemiske og fysiologiske egenskaber er meget ændret i svar til kroniske motion. For at undersøge de underliggende mekanismer, der bringer om forskellige muskel tilpasninger, har været anvendt en række øvelse protokoller såsom løbebånd, hjulet kører, og svømning motion i dyreforsøg. Men disse udøve modeller kræver en lang periode at opnå muskel tilpasninger, som kan reguleres også af humoral eller neurologiske faktorer, hvilket begrænser deres programmer i at studere de muskel-specifikke sammentrækning-induceret tilpasninger. Indirekte lavfrekvente stimulation (10 Hz) til at fremkalde kronisk kontraktile aktivitet (CCA) har været brugt som en alternativ model for motion uddannelse, da det kan med held føre til muskel mitokondrier tilpasninger inden for 7 dage, uafhængigt af systemiske faktorer. Dette papir beskriver de kirurgiske teknikker, der kræves for at anvende til behandling af CCA på skeletmuskulatur af rotter, for udbredt anvendelse i fremtidige undersøgelser.
Introduction
Skeletmuskulatur kan tilpasse for at udøve uddannelse gennem ændringer i dens bioenergetik og fysiske struktur1. En af de store ændringer som følge af udholdenhedstræning er mitokondriel Biogenese, som kan vurderes af en stigning i udtrykket af mitokondrie komponenter (fx cytokrom c oxidase [COX] underenheder), såvel som udtryk for transkriptionel coactivator PGC-1α2. Et stigende antal undersøgelser har vist, at mange andre faktorer, herunder mitokondrie omsætning og mitophagy, er også vigtige for muskel tilpasninger. Men mekanismerne af hvilke akutte eller kroniske motion regulere disse processer i skeletmuskulatur er stadig uklare.
For at afgrænse de veje, som regulerer anstrengelsesudløst muskel tilpasninger, har forskellige øvelse modeller været almindeligt anvendt i gnavere undersøgelser, herunder løbebånd, kører hjulet, og svømning motion. Disse protokoller har dog nogle begrænsninger i at ~ 4-12 uger er nødvendige for at overholde disse fænotypiske forandringer3,4,5. Som en alternativ Eksperimentel metode, lavfrekvente stimulation-induceret kronisk kontraktile aktivitet (CCA) er blevet effektivt brugt, da det kan føre til muskel tilpasninger i en væsentlig kortere periode (dvs. op til 7 dage) og dens virkninger synes at være sammenlignelig med eller større end andre motion protokoller. Derudover kan forekomsten af hormonelle6, temperatur7og neurologiske effekter8 gør det vanskeligt at forstå muskel-specifikke svar til kroniske motion. For eksempel, thyroid hormon9,10 og insulin-lignende vækstfaktor (IGF) -111 er blevet identificeret for at mægle uddannelse-induceret muskel tilpasninger, som kan også regulere andre signaling veje i skeletmuskulatur muskel. Navnlig er CCA-inducerede effekter minimalt reguleret af systemiske faktorer, så fokus skal placeres på den direkte reaktion på skeletmuskulatur kontraktile aktivitet.
Den eksterne enhed til CCA blev først indført af Tyler og Wright12, og er blevet udviklet med ændringer12. Kort sagt, enheden er sammensat af tre hoveddele: en infrarød detektor, der kan slås til og fra ved eksponering for infrarødt lys og en pulsgenerator en puls indikator (figur 1). Detaljerede kredsløbsdesign af enhedens stimulator er blevet beskrevet tidligere13. De detaljerede og specifikke funktioner i CCA kan findes i større dybde i et antal review artikel14,15,16,17. Kort sagt, stimulation-protokollen er designet til at aktivere den fælles peroneal nerve på lav frekvens (dvs. 10 Hz), og de innerverede muskler (tibialis anterior [TA] og extensor digitorum longus [EDL] muskel) er tvunget til at indgå en forudbestemte længde af tid (f.eks. 3-6 h). Over tid skifter det førnævnte musklerne til en mere aerob fænotype, demonstreret af en stigning i både kapillær densitet18 og mitokondriel indhold19,20,21. Denne metode er derfor en gennemprøvet model til at efterligne nogle af de større udholdenhed uddannelse tilpasninger i skeletmuskulatur af rotter.
Dette paper præsenterer en detaljeret procedure af elektrode implantation kirurgi til at fremkalde CCA, således at forskerne kan anvende denne model i studierne øvelse. CCA er en fremragende model for at studere tidsforløb af muskel tilpasninger, hvilket giver et effektivt redskab for undersøgelse af forskellige molekylære og signalering begivenheder på både tidlige og senere tid point efter udbruddet af motion uddannelse.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dyrerelaterede procedurer blev gennemgået og godkendt af York Universitet dyr efterbehandling udvalget. Ved ankomsten til Dyrefacilitet ved York University, blev alle rotter givet mindst fem dage til at akklimatisere til deres miljø før den kirurgiske procedure, med mad leveret ad libitum. Selv om denne protokol er tidligere blevet anvendt til andre arter15,17,22, den nuværende papir bygger på det banebrydende arbejde af Pette og kolleger23 og fokuserer på modellens rotte specifikt.
1. forberedelse af kronisk kontraktile aktivitet enhed
- Brug et voltmeter, kontrollere potentiale af mønten lithium batterier.
Bemærk: Potentialet for hvert batteri skal være 3,0 ± 0,10 V. - Indsætte to eller tre batterier i åbningen af enheden, så den samlede potentiale er 6-9 V.
Bemærk: Det er op til skøn af forskere til at overveje hvor meget potentiale (6 eller 9 V) til at opretholde under hele forsøgsmetoden. Afhængigt af undersøgelsen design, og den ønskede intensitet af stimulus, kan enten 2 eller 3 batterier bruges. - Kontroller, at enheden fungerer korrekt via indikatoren puls ved at udsætte enheden for at 1 puls udsendes af en transportabel infrarød strobe lys.
2. kirurgisk Procedure af kronisk kontraktile aktivitet
Bemærk: Sterilisere alle kirurgiske værktøjer før den kirurgiske procedure. Både under og umiddelbart efter operationen vedligeholdes kropstemperaturen på rotter ved en varmepude. Det er ønskeligt at udføre den kirurgiske procedure på en kirurgisk drapere. Kirurgen skal bære steril kirurgiske handsker samt en ren laboratoriekittel. Hvis det er nødvendigt, anbefales det at bære en engangs respirator maske.
- Bedøver rotter under 1-3% isofluran inhalation med ilt, som drives af en vaporizer gassystemet. Bekræfte dyr er fuldt bedøvet ved at kontrollere hindlimb tå knivspids og ved at observere respiratorisk dybde og sats. Anvende okulær smøremiddel på øjnene at undgå tørhed. Anvende en subkutan injektion af Meloxicam (0,5 mg/mL) på 2 mg/kg.
Bemærk: Det anbefales også at have en multimodal anvendelse af analgesi (f.eks. Meloxicam plus lidocain) at minimere eventuelle smerter under og efter operationen. - Forsigtigt barbere den venstre hindlimb, samt en stribe omkring torso fra bagsiden af halsen, omkring bag af forbens og på tværs af de forreste brystkasse. Forsigtigt tørre glatbarberet områder med jod og landbrugsethanol til at desinficere.
- Med dyret æglæggende på sin mave, laver en lille snit (~0.5 cm) på bagsiden af halsen i midten af regionen glatbarberet (håndgribelig området mellem skulderbladene) ved hjælp af en skalpel (nr. 10 blade).
- Find den fælles peroneal nerve.
- Roll dyr på sin højre side og gøre en ~ 2-3 cm-længe skåret i huden af den venstre hindlimb. Målrette indsnit området omkring øvre låret muskelgrupper der er landmærke mellem dimple af knæleddet og tilbage tæt på oprindelsen af halen.
Bemærk: Vær forsigtig ikke at forurene det første snit område, når du ændrer placeringen af kroppen. - Ved hjælp af stump spids buet kirurgisk saks, dissekere det subkutane område bredt ~3.5 - 4 cm, adskille huden fra underliggende muskler for at gøre en lomme mellem åbnede huden og underliggende muskler. Åbne huden fra underliggende væv omkring hele omkredsen af indsnit (~1.5 cm2).
- Gør et lille snit (mindre end 0,5 cm) på biceps femoris muskel med kirurgisk saks, at sikre, at spidsen af saksen skære direkte ned gennem musklen.
- Forsigtigt åbne området cut indtil de indre muskelgrupper og den fælles peroneal nerve er synlige (dybden af eksterne muskelvæv (dvs., biceps femoris) er omkring ~0.5 cm). Bruge pincet, blidt touch/knivspids synligt nerve og observere svar af mål muskelgrupper (fx TA muskel) og tæer (synlige dorsiflexion) til at bekræfte, at den fælles peroneal nerve er isoleret.
Bemærk: Dette trin bør ske med ekstrem forsigtighed for at undgå at skære eller beskadige nerven. - Fix vinduet ved at trække det åben med metal retraktorer således, at størrelsen på vinduet ~1.5 cm2 med peroneal nerve liggende i midten af vinduet. Bruge små metal kroge fastgjort til remme og/eller gummi bands, der er fastgjort til bordpladen (eller kirurgi board) (figur 2A).
- Roll dyr på sin højre side og gøre en ~ 2-3 cm-længe skåret i huden af den venstre hindlimb. Målrette indsnit området omkring øvre låret muskelgrupper der er landmærke mellem dimple af knæleddet og tilbage tæt på oprindelsen af halen.
- Fastgør wiren til begge sider af nerve.
- Forberede ~ 50-60 cm af polytetrafluorethylen (PTFE)-belagt fine rustfrit stål wire og fold det på midten.
Bemærk: Det kan være nyttigt at udsætte PTFA-belagt ledning under UV-lys, før operationen. - Krog den foldede del af wire ind i slidsen med en 30 cm lang rustfrit stål stang. Passere stang, sammen med wire, subkutant fra hindlimb mod området lille snit på bagsiden af halsen, åben lomme i en L-formet mønster op benet og langs midten af ryggen.
- Find de to ender af wiren på hindlimb. Strip ledningerne, da alle ledninger er PTFE-isoleret. Enderne af ledningen ved hjælp af en skalpel, omhyggeligt strimler af ~1.5 cm. Hvis ledningerne bliver flosset, klip dem ud og re strimler. Wrap de afisolerede wire ender omkring afrundede 21-G nål (5 gange), hvilket gør en spole. Når spolerne er korrekt gennemført, frigive nålen fra dem.
- Ved hjælp af en størrelse 6-0 kirurgisk silke, sikre hver af spoler på begge sider af den fælles peroneal nerve (figur 2A).
- Gøre en knude i slutningen af spolen, og sutur det på venstre side af nerven. Sikre, at spolen er på 1,5-2,5 mm fra nerve.
- For at sikre spolen, anvende to eller tre yderligere suturer langs spolen.
- Gentag disse trin på den højre side af nerve.
- Anvend 2-3 dråber af antibiotika løsning (ampicillin i saltvand, 132 mg/mL), og derefter forsigtigt sutur vinduet (dvs., biceps femoris muskelvæv) ved hjælp af størrelse 5-0 silke.
- Forberede ~ 50-60 cm af polytetrafluorethylen (PTFE)-belagt fine rustfrit stål wire og fold det på midten.
- Løst vind den resterende sløje af wire (ca diameter på pegefingeren) og skubbe ind i subkutane lommen over syet snit af biceps femoris muskel (ca over hoften).
- Anvend 2-3 dråber af antibiotika løsning igen (ampicillin i saltvand, 132 mg/mL). Luk den åbnede hud af hæftning.
- Tilslut ledningerne (kommer ud af området indsnit i halsen) til CCA stimulator.
- Tilslut pin stik med ledninger.
- Skære wire loop kommer ud af snittet på toppen af hals til skabe 2 wire ender (disse fører til spolerne sutureres på hver side af den peroneal nerve).
- Ved hjælp af en skalpel, krænge af enderne af ledningerne af ~0.5 cm. Cut off flossede ledninger, hvis nogen.
- Langsomt skubbe den afisolerede del af ledningerne ind i hullet af pin stik, og bruge en loddekolbe, lodde ledninger på pin stik.
- Valgfrit, kontrollere tilslutning af ledninger.
- Oprette forbindelse benene til en stor benchtop stimulator enhed via krokodillenæb.
- Levere en enkelt puls af 9 V (0.1 ms, 10 Hz) for at bekræfte, at TA muskel kontrakter og venstre fod dorsiflexes.
- Passere pin forbundet-wire enderne gennem den steril gaze pad, det er ~ 4 cm x 4 cm.
- Oprette forbindelse benene til CCA stimulator enhed.
- Passere ledningerne gennem hullet i bunden af boksen stimulator.
Bemærk: Denne rubrik er en hjemmelavet kammer for CCA stimulator enhed og er 3,5 cm × 3,5 cm × 2,5 cm13. - Indsæt benene i forbindelse stikkene på CCA enhed. Forsigtigt sætte CCA enheden ind i kammeret. Brug en sticky tack til at sikre CCA enhed på kammerets bund.
- Passere ledningerne gennem hullet i bunden af boksen stimulator.
- Bruger en athletic tape eller porøst kirurgisk tape, lave salen med tape omkring glatbarberet torso. Lukke toppen af kammer med tre lag af tape og finish af indpakning en tape rundt om siderne af boksen stimulator for at sikre boksen (figur 2B).
- Tilslut pin stik med ledninger.
- Kontrollere hvis CCA fungerer ved at udsætte enheden til en enkelt puls af infrarødt lys (bølgelængde spektrum > 770 nm), der udsendes af en transportabel infrarød strobe lys.
Bemærk: Hvis CCA arbejder korrekt, forskere vil kunne se hindlimb musklerne (dvs., TA) kontraherende som svar på det infrarøde lys. - Observere rotten og overvåge dens temperatur, indtil den fuldt ud har genvundet bevidstheden. Hus det i et enkelt-beboer bur at forhindre skader fra andre dyr, og lad ikke nogen tunneler eller plast objekter i buret for resten af undersøgelsen til at mindske risikoen for produktskade stimulator eller skade at dyret. Forsyne med en omfattet af Amoxicillin vandflaske (0,5 mg/mL).
- Anvendelse 1 mg/kg dosis af Meloxicam subkutant hver 24 timer efter indgrebet, som fortsætter i det mindste i 72 timer.
3. kroniske kontraktile aktivitet
- Efter kirurgi, tillade mindst 5-7 dage til en fuld genopretning af snit og sutur områder omkring skeletmuskulatur.
Bemærk: Under og efter CCA procedure, grundigt kontrollere hver dyrets tilstand ved at observere deres adfærd (fx spiser, drikker og bevæger sig). Derudover bestemme enhver alvorlig stress eller negative virkninger ved at kontrollere en ændring af kropsvægt før og efter proceduren CCA. - På dagen for CCA stimulation, drej på CCA ved at udsætte stimulator enhed til en enkelt puls af infrarødt lys (bølgelængdeområdet > 770 nm) af en transportabel infrarød strobe lys.
- Anvende 3 eller 6 h 10 Hz CCA stimulation.
Bemærk: Tidsrammen for stimulation er op til forskeren. Hyppigheden af stimulation er aldrig blevet ændret i disse eksperimenter og kun meget beskedne forbedringer i mitokondrie tilpasning er blevet observeret ved at udvide stimulation fra 3 til 6 t/dag, vores erfaring. Hvis det er muligt, kontrollere stimulation og dyr hver 30-60 min. - Efter den ønskede CCA periode, slukke CCA enhed via infrarød lys eksponering (samme procedure som at dreje på enheden).
- Hvis anvendelsen af flere dage, skal du gentage trin 3.2. til 3,4.
- Bestemme tidspunktet for væv samling. For eksempel, indsamle væv 24 timer efter debut af den sidste kamp af CCA (dvs.18 h efter den sidste CCA stimulation af 6 h), som er gennemført under anæstesi, som gjort under CCA kirurgisk procedure. Straks efter at indsamle aflive alle væv, dyr ved udtagelse af hjerte, mens dyret er stadig under bedøvelse.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Vi har vist, at kronisk kontraktile aktivitet (CCA) er et effektivt redskab til at fremkalde gunstige mitokondrie tilpasninger i skeletmuskulatur. Rotter udsat for 7 dage af CCA (6 h per dag) vise øget mitokondriel Biogenese i stimuleret musklen i forhold til unstimulated kontralaterale (kontrol) hindlimb. Denne stigning i mitokondriel Biogenese er indiceret ved øget protein ekspression af PGC-1α (figur 3A), betragtes den master regulator af mitokondriel Biogenese, sammen med stigninger af andre centrale mitokondrielle proteiner COX-jeg og COX-IV, der er vigtige komponenter i elektron transportkæden. Derudover steget cytokrom c Oxidase (COX) enzymaktivitet, en nyttig indikator for mitokondrie indhold, ca 30% efter 7 dage af CCA (figur 3B). Derudover vi vurderet ændringer i mitokondrie-funktion ved hjælp af permeabilized muskelfibre at måle mitokondrie respiratorisk kapacitet og fandt at CCA resulterede i en stigning i den maksimale respiratorisk (dvs. statens 3) kapacitet af muskel udsat til 7 dage af stimulation i forhold til kontrol muskel (figur 3 c). Desuden begge mitokondrie populationer, subsarcolemmal (SS) og intermyofibrillar (IMF), øget efter 7 dage af CCA (fig. 4A og B), og vi fandt IMF fraktioner fra muskel udsat til 7 dage af kontraktile aktivitet for at være observably mere rød i farven end dem, der stammer fra den kontrol (CON) muskler ved hjælp af differentieret centrifugering, der formentlig angiver højere niveauer af myoglobin, hæm og andre ilt-relaterede elementer (fig. 4 c).
Tilpasning af autophagy og lysosomale systemer kan også være fremkaldt af CCA. Navnlig, har vi observeret en stigning i protein overflod af transkriptionsfaktor EB (TFEB; Figur 5A), de vigtigste regulator af lysosomale Biogenese af CCA tid på alle punkter (dvs. 1, 3 og 7 dage), samt andre lysosomale markører som lysosomale-associerede membranen protein 1 (LAMP1; Figur 5B). Det er interessant, har vores undersøgelse vist, at ændringer af autophagy, mitophagy og lysosomale systemer forekomme før mitokondriel Biogenese.
Figur 1. En skematisk diagram viser de vigtigste bestanddele af en transportabel CCA stimulator unit. Dette tal er blevet ændret fra Takahashi et al. 13. IR, infrarød. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2. Elektrode og stimulator implantation. (A) et vindue til tilslutning af ledninger på begge sider af fælles peroneal nerve. (B) en eksemplarisk billede for at vise en samling af CCA enhed. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3. PGC-1alpha, mitokondrie respiration og enzymaktivitet med CCA. (A) CCA inducerer mitokondrie tilpasninger i skeletmuskulatur, som det fremgår af stigninger i protein niveauer af PGC-1α. En repræsentativ skamplet billede er vist sammen med ß-Actin som kontrolelementet lastning. CON refererer til kontrol, dvs., kontralaterale hindlimb ikke udsættes for CCA, og fold ændrer data er opnået ved normalisering resultater i forhold til CON på dag 1. (B) COX aktivitet, og (C) permeabilized muskel respirations, var også øget følgende 7 dage af CCA. Alle data er vist som gennemsnit ± SEM (N = 6-8). †P < 0,05, interaktion virkninger mellem CCA og tid; §P < 0,05, hovedeffekten af CCA; P < 0,05, signifikant forskel vs kontrol på dag 1. Figur 3A og 3B er blevet ændret fra Kim og hætte19. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 4. Dokumentation af mitokondriel Biogenese i muskel med CCA. (A og B) Elektron mikroskopisk billeder angive udvidede diskenheder både subsarcolemmal (SS) og intermyofibrillar (IMF) mitokondrier i skeletmuskulatur af rotter udsat for CCA i 7 dage. Dette billede er blevet ændret fra Ljubicic mfl. 21og skala barer angiver 1 µm. (C) en sammenligning af muskel mitokondrier fractionations mellem kontrol (CON) og stimuleret (CCA) muskel efter 7 dage af CCA stimulation. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 5. Den lysosomale system er upregulated efter 7 dage af CCA. Det angives ved stigning i protein mængder i både (A) TFEB og (B) LAMP1. Resultaterne er vist som folde ændringer ved normalisering af data i forhold til CON på dag 1. (C) repræsentative skamplet billeder er vist og GAPDH er en loading kontrol. §P < 0,05, hovedeffekten af CCA. Alle data er vist som gennemsnit ± SEM (N = 8); ¶P < 0,05, hovedeffekten af tid; P < 0,05, signifikant forskel vs kontrol (CON) på dag 1. Dette tal er blevet ændret fra Kim og hætte19. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Kronisk kontraktile (CCA) aktivitetsmodel af motion, gennem lavfrekvente muskel stimulation i vivo, er en fremragende model for at studere muskel fænotypiske tilpasninger for at udøve13,24,25 , 26. som vist i foregående undersøgelser20,27, CCA er et effektivt værktøj som forskere kan styre træningsomfang og frekvenser (dvs. tid og dage) og undersøge forskellige biokemiske og/eller Molekylær begivenheder i løbet af gentagne anfald af kontraktile aktivitet. En af de bedste funktioner i denne model er, at musklerne i de kontralaterale hindlimb anvendes som en intern kontrol, som hjælper med at minimere variabiliteten mellem dyr. Desuden har vores talrige eksperimenter over et årti vist, at den eksterne CCA enhed begrænser ikke et dyr almindelige adfærdsmønstre (fx roaming, spise og sove), og giver mulighed for brug af yderligere eksperimentelle behandlinger sådanne som lægemiddel injektioner. Forskere kan således anvende CCA-protokollen i deres uddannelse undersøgelser med deres egne eksperimentelle ændringer.
Protokollens CCA har flere kritiske faser, selvom alle trin kan kræve en højtstående koncentration på grund af en art overlevelse kirurgi. Det er især vigtigt at forbinde ledningerne konsekvent steder, og det anbefales stærkt at have den samme dygtige forsker udføre kirurgi for at bevare sammenhængen i landmarking det samme sted af den nerve, suturering ledninger i samme afstand fra den nerve, osv. Det er endvidere nødvendigt at bekræfte sikkerheden for taping før og under programmet CCA fordi løsnede eller slidte bånd kan føre til svigt af proceduren.
Denne CCA model har nogle mindre begrænsninger. Da CCA stimulation enhed er fast ved at tape, udviser nogle dyr mindre hudirritationer omkring området tape. Dette kunne forbedres i fremtidige undersøgelser ved hjælp af en wearable jakke, som ville erstatte CCA kammer uden tape, dog har vi ikke haft succes med sådanne jakker. Alternativt, stimulatoren kan være implanteret i intraperitoneal plads til at undgå den tape procedure28, selv om denne procedure er mere invasive. Desuden er beskrevet eksterne stimulator enhed designet til at blive kontrolleret ved at udsætte til infrarødt lys. Hvis en enhed ikke svarer til infrarødt lys, kan dette dog angive ændringer i holdbarhed eller følsomhed af enheden efter lang tid skik. Gennemførelsen af en mikrochip i sidste ende kan undgå brug af det infrarøde lys og ville tillade alle CCA parametre skal være programmeret og opbevares, aktivering CCA skal anvendes på en mere kontrolleret og præcis måde. Alle undersøgelse design bør også overveje brugen af kontralaterale ekstremitet sham operation for at udelukke eventuelle mulige udfald som følge af den kirurgiske procedure, selv.
Det er umagen værd at fortsætte med at undersøge hvordan CCA kan regulere muskel masse og fænotype efter perioder af kroniske muskel ude, eller i forbindelse med andre muskulære sygdomme. Som vist i nylige kliniske undersøgelser29,30, kan CCA også anvendes til at undersøge dens effekt på anabolske signaling mekanismer, aldrende befolkninger. Afslutningsvis vil opfordre vi forskere til at drage fordel ved at bruge denne CCA protokol i deres studier, hvorved de kan undersøge de forskellige cellulære og molekylære mekanismer bag skeletmuskulatur fænotypiske tilpasning af kroniske motion.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ikke noget at oplyse.
Acknowledgments
Vi er taknemmelige for Liam Tyron hans ekspert gennemlæsning af manuskriptet. Dette arbejde blev støttet af midler fra naturvidenskab og teknisk forskning Rådet i Canada (NSERC) D. A. hætte. D. A. Hood er også indehaver af en Canada forskning stol i celle fysiologi.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sprague Dawley Rat | Charles River | Strain 400 | |
| Chronic contractile activity unit | Home-made | n/a | |
| CCA unit protective box (3.5 x 3.5 x 2.5 cm) | Home-made | n/a | Box should be made of opaque material or covered in an opague tape |
| Coin lithium ion batteries (3V) | Panasonic | CR2016 | |
| Medwire | Leico Industries | 316SS7/44T | |
| Solder pin (socket) | Digi-Key | ED6218-ND | |
| Zonas porous tape | Johnson & Johnson | 5104 | |
| Suture silk (Size 5) | Ethicon | 640G | |
| Suture silk (Size 6) | Ethicon | 706G | |
| Curved blunt scissor (11.5 cm Length) | F.S.T. | 14075-11 | |
| Curved blunt scissor (15 cm Length) | F.S.T. | 14111-15 | |
| Delicate haemostatic forceps (16 cm Length) | Lawton | 06-0230 | |
| Scalpel | Feather | 3 | |
| Curved forceps | F.S.T. | 11052-10 | |
| Stainless-steel rod (30 cm; 7mm diameter) | Home-made | n/a | Rod should have 5 mm slit in one end to hold the wire for tunneling under the skin |
| Clip applying forceps | KLS Martin | 20-916-12 | |
| Staples (clips) | Bbraun | BN507R | |
| Metal hooks/retractor | Home-made | n/a | |
| Povidone-iodine (500 mL) | Rougier | #NPN00172944 | |
| Ampicillin sodium | Novopharm | #DIN00872644 | |
| Metacam | Boehringer | #DIN02240463 | |
| Digital multimeter (voltmeter) | Soar Corporation | ME-501 | |
| LED digital stroboscope | Lutron Electronic Enterprise | DT-2269 |
References
- Holloszy, J. O., Coyle, E. F. Adaptations of skeletal muscle to endurance exercise and their metabolic consequences. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 56 (4), 831-838 (1984).
- Hood, D. A. Invited Review: contractile activity-induced mitochondrial biogenesis in skeletal muscle. J Appl Physiol. 90 (3), 1137-1157 (2001).
- Fernandes, T., et al. Exercise training restores the endothelial progenitor cells number and function in hypertension: implications for angiogenesis. J Hypertens. 30 (11), 2133-2143 (2012).
- Chabi, B., Adhihetty, P. J., O'Leary, M. F., Menzies, K. J., Hood, D. A. Relationship between Sirt1 expression and mitochondrial proteins during conditions of chronic muscle use and disuse. J Appl Physiol. 107 (6), 1730-1735 (2009).
- Lessard, S. J., et al. Resistance to aerobic exercise training causes metabolic dysfunction and reveals novel exercise-regulated signaling networks. Diabetes. 62 (8), 2717-2727 (2013).
- Irrcher, I., Adhihetty, P. J., Sheehan, T., Joseph, A. M., Hood, D. A. PPARgamma coactivator-1alpha expression during thyroid hormone- and contractile activity-induced mitochondrial adaptations. Am J Physiol Cell Physiol. 284 (6), C1669-C1677 (2003).
- Tamura, Y., et al. Postexercise whole body heat stress additively enhances endurance training-induced mitochondrial adaptations in mouse skeletal muscle. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 307 (7), R931-R943 (2014).
- Mosole, S., et al. Long-term high-level exercise promotes muscle reinnervation with age. J Neuropathol Exp Neurol. 73 (4), 284-294 (2014).
- Irrcher, I., Walkinshaw, D. R., Sheehan, T. E., Hood, D. A. Thyroid hormone (T3) rapidly activates p38 and AMPK in skeletal muscle in vivo. J Appl Physiol. 104 (1), 178-185 (2008).
- Lesmana, R., et al. The change in thyroid hormone signaling by altered training intensity in male rat skeletal muscle. Endocr J. 63 (8), 727-738 (2016).
- Hokama, J. Y., Streeper, R. S., Henriksen, E. J. Voluntary exercise training enhances glucose transport in muscle stimulated by insulin-like growth factor I. J Appl Physiol. 82 (2), 508-512 (1997).
- Tyler, K. R., Wright, A. J. A. Light weight portable stimulators for stimulation of skeletal muscles at different frequencies and for cardiac pacing. J Physiol Lond. 307, 6-7 (1980).
- Takahashi, M., Rana, A., Hood, D. A. Portable electrical stimulator for use in small animals. J Appl Physiol. 74 (2), 942-945 (1993).
- Ljubicic, V., Adhihetty, P. J., Hood, D. A. Application of animal models: chronic electrical stimulation-induced contractile activity. Can J Appl Physiol. 30 (5), 625-643 (2005).
- Pette, D., Vrbova, G. What does chronic electrical stimulation teach us about muscle plasticity? Muscle Nerve. 22 (6), 666-677 (1999).
- Pette, D. Historical Perspectives: plasticity of mammalian skeletal muscle. J Appl Physiol. 90 (3), 1119-1124 (2001).
- Pette, D., Vrbova, G. The Contribution of Neuromuscular Stimulation in Elucidating Muscle Plasticity Revisited. Eur J Transl Myol. 27 (1), 6368 (2017).
- Skorjanc, D., Jaschinski, F., Heine, G., Pette, D. Sequential increases in capillarization and mitochondrial enzymes in low-frequency-stimulated rabbit muscle. Am J Physiol. 274 (3 Pt 1), C810-C818 (1998).
- Kim, Y., Hood, D. A. Regulation of the autophagy system during chronic contractile activity-induced muscle adaptations. Physiol Rep. 5 (14), (2017).
- Memme, J. M., Oliveira, A. N., Hood, D. A. Chronology of UPR activation in skeletal muscle adaptations to chronic contractile activity. Am J Physiol Cell Physiol. 310 (11), C1024-C1036 (2016).
- Ljubicic, V., et al. Molecular basis for an attenuated mitochondrial adaptive plasticity in aged skeletal muscle. Aging (Albany NY). 1 (9), 818-830 (2009).
- Schwarz, G., Leisner, E., Pette, D. Two telestimulation systems for chronic indirect muscle stimulation in caged rabbits and mice. Pflugers Arch. 398 (2), 130-133 (1983).
- Simoneau, J. A., Pette, D. Species-specific effects of chronic nerve stimulation upon tibialis anterior muscle in mouse, rat, guinea pig, and rabbit. Pflugers Arch. 412 (1-2), 86-92 (1988).
- Ohlendieck, K., et al. Effects of chronic low-frequency stimulation on Ca2+-regulatory membrane proteins in rabbit fast muscle. Pflugers Arch. 438 (5), 700-708 (1999).
- Brown, M. D., Cotter, M. A., Hudlicka, O., Vrbova, G. The effects of different patterns of muscle activity on capillary density, mechanical properties and structure of slow and fast rabbit muscles. Pflugers Arch. 361 (3), 241-250 (1976).
- Skorjanc, D., Traub, I., Pette, D. Identical responses of fast muscle to sustained activity by low-frequency stimulation in young and aging rats. J Appl Physiol. 85 (2), 437-441 (1998).
- Kim, Y., Triolo, M., Hood, D. A. Impact of Aging and Exercise on Mitochondrial Quality Control in Skeletal Muscle. Oxid Med Cell Longev. 2017, 3165396 (2017).
- Callewaert, L., Puers, B., Sansen, W., Jarvis, J. C., Salmons, S. Programmable implantable device for investigating the adaptive response of skeletal muscle to chronic electrical stimulation. Med Biol Eng Comput. 29 (5), 548-553 (1991).
- Kern, H., et al. Electrical stimulation counteracts muscle decline in seniors. Front Aging Neurosci. 6, 189 (2014).
- Zampieri, S., et al. Physical exercise in aging human skeletal muscle increases mitochondrial calcium uniporter expression levels and affects mitochondria dynamics. Physiol Rep. 4 (24), (2016).
