Summary
Este protocolo descreve o uso do modelo de atividade contrátil crônica de exercício para observar adaptações do músculo esquelético induzida por estimulação no membro posterior de ratos.
Abstract
Músculo esquelético é um tecido altamente adaptável, conforme suas propriedades bioquímicas e fisiológicas são grandemente alteradas em resposta ao exercício crônico. Para investigar os mecanismos subjacentes que trazer várias adaptações musculares, um número de protocolos de exercícios como esteira, corrida de rodas e natação exercício têm sido utilizado nos estudos animais. No entanto, estes exercem modelos requerem um longo período de tempo para alcançar as adaptações musculares, que podem também ser reguladas por fatores humorais ou neurológicas, limitando assim suas aplicações em estudar as adaptações induzida pela contração do músculo específico. Estimulação indireta de baixa frequência (10 Hz) para induzir a atividade contrátil crônica (CCA) tem sido utilizada como um modelo alternativo para o exercício de treinamento, como com êxito pode levar a adaptações mitocondrial muscular dentro de 7 dias, independentes de fatores sistêmicos. Este documento detalha as técnicas cirúrgicas necessárias para aplicar o tratamento de CCA para o músculo esquelético de ratos, para estudos de aplicação generalizada no futuro.
Introduction
Músculo esquelético pode adaptar-se para exercer a formação através de mudanças na sua Bioenergética e estrutura física1. Dentre as principais alterações provocadas pelo treinamento de resistência é a biogênese mitocondrial, o que pode ser avaliada por um aumento na expressão de componentes mitocondriais (por exemplo, subunidades de c oxidase [COX] citocromo), bem como a expressão de o coactivator transcriptional, PGC-1 α2. Um número crescente de estudos têm indicado que inúmeros outros fatores, incluindo volume mitocondrial e mitophagy, também são importantes para as adaptações musculares. No entanto, os mecanismos pelo qual o exercício agudo ou crônico regulam estes processos no músculo esquelético não são ainda claras.
Para delinear as vias que regulam as adaptações musculares induzidas pelo exercício, vários modelos de exercício têm sido comumente utilizados em estudos de roedores, incluindo esteira, rodando a roda e exercício de natação. No entanto, estes protocolos têm algumas limitações, em que ~ 4-12 semanas são necessárias para observar essas alterações fenotípicas3,4,5. Como uma alternativa do método experimental, baixa frequência induzida por estimulação crônica atividade contrátil (CCA) tem sido efetivamente utilizada, pode levar a adaptações do músculo em um período substancialmente mais curto (ou seja, até 7 dias) e seus efeitos parecem ser comparável, ou até mesmo maior do que outros protocolos de exercício. Além disso, a presença de hormonais6, temperatura7e efeitos neurológicos8 pode dificultar a entender as respostas específicas do músculo ao exercício crônico. Por exemplo, o hormônio tireoidiano9,10 e fator de crescimento semelhante à insulina (IGF) -111 foram identificadas para mediar adaptações musculares induzidas pelo treinamento, que também podem regular outras vias de sinalização em esquelética muscular. Notavelmente, induzida pela CCA efeitos minimamente são regulados por fatores sistêmicos, permitindo que o foco para ser colocado sobre a resposta direta a atividade contrátil do músculo esquelético.
Unidade externa para CCA foi introduzido pela primeira vez por Tyler e Wright12e foi desenvolvida com modificações12. Em suma, a unidade é composta por três partes principais: um detector de infravermelho que pode ser ligado e desligada pela exposição à luz infravermelha, um gerador de pulso e um indicador de pulso (Figura 1). O projeto de circuito detalhado da unidade estimulador tem sido descrito anteriormente13. As características detalhadas e específicas de CCA podem ser encontradas em maiores profundidade em um número de revisão artigos14,15,16,17. Em breve, o protocolo de estimulação é projetado para ativar o nervo fibular comum em baixa frequência (ou seja, 10 Hz), e os músculos inervados (tibial anterior [TA] e músculo extensor dos dedos longus [EDI]) são obrigados a contratar para um comprimento pré-determinado de tempo (por exemplo, 3-6 h). Ao longo do tempo, esta desloca os músculos acima mencionados para um fenótipo mais aeróbico, demonstrado pelo aumento na densidade capilar18 e conteúdo mitocondrial19,20,21. Assim, esse método é um modelo comprovado para imitar alguns das adaptações de treinamento de grande resistência no músculo esquelético de ratos.
Este trabalho apresenta um procedimento detalhado da cirurgia de implante de eletrodo para induzir o CCA para que os pesquisadores podem aplicar este modelo em seus estudos de exercício. CCA é um excelente modelo para estudar o curso de tempo das adaptações musculares, proporcionando assim uma ferramenta eficaz para a investigação de vários eventos moleculares e sinalização em ambos os pontos de tempo de início e, mais tarde, após o início do exercício.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Todos os procedimentos com animais foram revistos e aprovados pela York University Animal conta Comissão. À chegada à instalação de animal na Universidade de York, todos os ratos receberam um mínimo de cinco dias se adapte ao seu ambiente antes do procedimento cirúrgico, com alimentos fornecidos ad libitum. Embora este protocolo tem sido anteriormente aplicado a outras espécies15,17,22, o papel atual baseia-se o trabalho pioneiro de Pette e colegas23 e incide sobre o modelo de rato, especificamente.
1. preparação da unidade de atividade contrátil crônica
- Usando um voltímetro, verifica o potencial das baterias de lítio de moeda.
Nota: O potencial de cada bateria deve ser de 3,0 ± 0,10 V. - Insira duas ou três baterias no slot da unidade para que o potencial total é de 6-9 V.
Nota: É o critério dos pesquisadores a considerar quanto potencial (6 ou 9 V) para manter durante o procedimento todo experimental. Dependendo do projeto de estudo e a intensidade desejada do estímulo, ou 2 ou 3 baterias podem ser usadas. - Verificar se a unidade está funcionando corretamente através do indicador de pulso, por sujeitar o aparelho a 1 pulso emitido por uma luz de estroboscópio portátil infravermelha.
2. cirurgia da atividade contrátil crônica
Nota: É necessário esterilize todos os instrumentos cirúrgicos antes do procedimento cirúrgico. Durante e imediatamente após a cirurgia, a temperatura do corpo dos ratos é mantida por uma almofada de aquecimento. É desejável para realizar o procedimento cirúrgico em um pano cirúrgico. O cirurgião deve usar luvas cirúrgicas estéreis, bem como um jaleco limpo. Se necessário, é recomendável usar uma máscara respirador descartável.
- ANESTHETIZE ratos abaixo de 1-3% isoflurano inalação com oxigênio, que é operado por um sistema de evaporação de gás. Confirme o animal está totalmente sedada, verificando a pitada de dedo do pé do membro posterior e observando o ritmo e profundidade respiratória. Aplique lubrificante ocular nos olhos para evitar ressecamento. Aplica uma injeção subcutânea de Meloxicam (0,5 mg/mL) em 2 mg/kg.
Nota: Também é recomendável ter uma aplicação multimodal de analgesia (por exemplo, Meloxicam mais lidocaína) para minimizar a dor durante e após a cirurgia. - Delicadamente raspe o membro posterior esquerdo, bem como uma faixa ao redor do tronco da parte de trás do pescoço, ao redor atrás dos membros dianteiros e do outro lado do tórax anterior. Limpe suavemente áreas depiladas com iodo e álcool etílico para desinfectar.
- Com o animal deitado no seu estômago, faça uma pequena incisão (~0.5 cm) na parte de trás do pescoço no centro da região depilada (área palpável entre omoplatas) usando um bisturi (lâmina n º 10).
- Localize o nervo fibular comum.
- Rolar o animal para o seu lado direito e faça um ~ 2-3 cm-longo corte na pele do membro posterior esquerdo. A área de incisão em torno de grupos do músculo da coxa que é pérgula entre a covinha da articulação do joelho e a parte traseira perto da origem da cauda do alvo.
Nota: Tenha cuidado para não contaminar a primeira área de incisão quando muda a posição do corpo. - Usando a ponta romba curva tesoura cirúrgica, dissecar a área subcutânea amplamente ~3.5 - 4 cm, separando a pele do músculo subjacente a fim de fazer uma bolsa entre o músculo subjacente e pele aberta. Abra a pele do tecido subjacente em torno da circunferência inteira da incisão (~1.5 cm2).
- Faça uma pequena incisão (menos de 0,5 cm) no músculo bíceps femoral com tesoura cirúrgica, garantindo que as pontas da tesoura estão cortando diretamente através do músculo.
- Abra cuidadosamente a área de corte até os grupos musculares interna e o nervo fibular comum são visíveis (a profundidade dos tecidos musculares externos (ou seja, bíceps femoral) é em torno de ~0.5 cm). Usando fórceps, suavemente toque/pitada nervo visível e observar as respostas dos grupos músculo-alvo (por exemplo, TA muscular) e pés (dorsiflexão visível) para confirmar que o nervo fibular comum é isolado.
Nota: Este passo deve ser feito com extrema cautela para evitar cortar ou danificar o nervo. - Consertar a janela, puxando-a aberta com retractores de metal, tal que o tamanho da janela é ~1.5 cm2 com o nervo fibular deitado no centro da janela. Use pequenos ganchos de metal ligados a correias e/ou bandas de borracha que são prendidas para baixo para a superfície da mesa (ou placa de cirurgia) (Figura 2A).
- Rolar o animal para o seu lado direito e faça um ~ 2-3 cm-longo corte na pele do membro posterior esquerdo. A área de incisão em torno de grupos do músculo da coxa que é pérgula entre a covinha da articulação do joelho e a parte traseira perto da origem da cauda do alvo.
- Conecte o cabo a ambos os lados do nervo.
- Preparar ~ 50-60 cm de politetrafluoretileno (PTFE)-revestido de fio de aço fino e dobre ao meio.
Nota: Pode ser útil para expor o arame revestido PTFA sob a luz UV antes da cirurgia. - Prenda a parte dobrada do fio na fenda de uma haste de aço inoxidável 30 cm de comprimento. Passe a haste, juntamente com o fio, por via subcutânea do bolso aberto do membro posterior em direção da área de pequena incisão na parte de trás do pescoço, em um padrão em forma de L até a perna e ao longo do centro do dorso.
- Encontre as duas extremidades do fio para o membro posterior. Tira os fios, uma vez que todos os fios são isolados de PTFE. Usando um bisturi, cuidadosamente tira as extremidades do fio de ~1.5 cm. Se os fios tornam-se desgastadas, cortá-los fora e re-tira. Enrole as extremidades do fio descascado em torno de uma agulha cega de 21-G (5 vezes), fazendo uma bobina. Uma vez que as bobinas são feitas corretamente, liberar a agulha com eles.
- Usando um tamanho de fio cirúrgico 6-0, prenda cada uma das bobinas em ambos os lados do nervo peroneal comum (Figura 2A).
- Faça um nó no final da bobina e sutura-la do lado esquerdo do nervo. Verifique se a bobina está a 1.5-2.5 mm do nervo.
- Para fixar a bobina, aplique duas ou três suturas adicionais ao longo da bobina.
- Repita essas etapas no lado direito do nervo.
- Aplicar 2-3 gotas de solução de antibiótica (Ampicilina em soro fisiológico; 132 mg/mL) e então cuidadosamente suturar a janela (ou seja, o tecido muscular bíceps femoris) usando tamanho 5-0 de seda.
- Preparar ~ 50-60 cm de politetrafluoretileno (PTFE)-revestido de fio de aço fino e dobre ao meio.
- Vagamente vento a folga restante do fio (sobre o diâmetro do dedo) e empurrar para a bolsa subcutânea acima da incisão suturada do músculo bíceps femoral (aproximadamente acima do quadril).
- Aplica 2-3 gotas de solução antibiótica novamente (Ampicilina em soro fisiológico; 132 mg/mL). Feche a pele aberta por grampeamento.
- Ligue os fios (saindo da área de incisão do pescoço) para o estimulador CCA.
- Conecte o pino soquetes com os fios.
- Corte o laço de fio saindo a incisão na parte superior do pescoço para criar 2 extremidades do fio (estes chumbo para as bobinas suturado para ambos os lados do nervo peroneal).
- Usando um bisturi, dispam-se as extremidades dos fios de ~0.5 cm. cortar fora os fios, se for o caso.
- Lentamente empurre as peças despojadas dos fios dentro do buraco das tomadas de pino e usando um ferro de solda, solda os fios sobre as tomadas de pino.
- Opcionalmente, verifique a conexão dos fios.
- Conecte os pinos para uma unidade de bancada grande estimulador através de jacaré.
- Entrega um único pulso de 9 V (0,1 ms, 10 Hz) para confirmar que os contratos de músculo TA e esquerda pés dorsiflexes.
- Passe as extremidades do fio conectado pino através da gaze estéril que é ~ 4 x 4 cm.
- Conecte os pinos para a unidade de estimulador do CCA.
- Passe os fios através do furo da base da caixa do estimulador.
Nota: Esta caixa é uma câmara de caseiros para a unidade de estimulador do CCA e 3,5 cm × 3,5 cm × 2,5 cm13. - Inserir os pinos os soquetes de conexão da unidade de CCA. Gentilmente colocou a unidade CCA para a câmara. Use uma aderência pegajosa para proteger a unidade CCA, na parte inferior da câmara.
- Passe os fios através do furo da base da caixa do estimulador.
- Usando uma fita atlética ou o esparadrapo poroso, consertar a câmara com a fita ao redor do tronco raspada. Fechar a parte superior da câmara com três camadas de gravação e terminar por uma fita de embrulho em torno dos lados da caixa estimulador para prender a caixa (Figura 2B).
- Conecte o pino soquetes com os fios.
- Verifique se o CCA está trabalhando por sujeitar o aparelho a um único pulso de luz infravermelha (espectro de comprimento de onda > 770 nm) que é emitida por uma luz de estroboscópio portátil infravermelha.
Nota: Se o CCA está funcionando corretamente, os investigadores será capazes de ver que os músculos do membro posterior (ou seja, TA) são contratantes em resposta à luz infravermelha. - Observar o rato e monitorar sua temperatura até que recuperou totalmente a consciência. Abrigá-lo em uma gaiola de single-ocupante para evitar qualquer dano dos outros animais e não deixe qualquer túneis ou objetos de plástico na gaiola para o restante do estudo para mitigar o risco de danos à unidade de estimulador ou ferimentos ao animal. Fornecer com uma garrafa de água amoxicilina-incluído (0,5 mg/mL).
- Aplica a dose de 1 mg/kg de Meloxicam por via subcutânea cada 24 h após a cirurgia, que continua pelo menos por 72 h.
3. crônica atividade contrátil
- Após a cirurgia, permitir que pelo menos 5-7 dias para uma recuperação completa de incisão e sutura áreas em/em torno dos músculos esqueléticos.
Nota: Durante e após o procedimento CCA, verifique cuidadosamente condição de cada animal, observando seus comportamentos (por exemplo, comer, beber e/ou em movimento). Além disso, determine qualquer estresse severo ou efeitos adversos, verificando uma mudança de peso corporal antes e após o procedimento CCA. - No dia da estimulação de CCA, ativar CCA por sujeitar o aparelho estimulador para um único pulso de luz infravermelha (comprimentos de onda > 770 nm) por uma luz de estroboscópio portátil infravermelha.
- Aplica 3 ou 6 h de estimulação de CCA 10 Hz.
Nota: O prazo para a estimulação cabe ao pesquisador. A frequência de estimulação nunca foi alterada nesses experimentos e melhorias muito modestas na adaptação mitocondrial têm sido observadas, estendendo a estimulação de 3 a 6 h/dia, em nossa experiência. Se possível, verificar a estimulação e o animal cada 30-60 min. - Seguindo o período desejado de CCA, desligue a unidade CCA através de exposição à luz infravermelha (mesmo procedimento de ligar o aparelho).
- Aplicação de vários dias, repita a etapa 3.2. a 3.4.
- Determine o momento da coleta de tecido. Por exemplo, colete tecidos 24 h após o início da luta final do CCA (ou seja, 18 h após a última estimulação CCA de 6 h), que é realizado sob anestesia, como feito durante o procedimento cirúrgico do CCA. Imediatamente após a coleta todos os tecidos, eutanásia em animais por excisão do coração, enquanto o animal ainda está sob anestesia.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Mostramos que a atividade contrátil crônica (CCA) é uma ferramenta eficaz para induzir adaptações mitocondriais favoráveis dentro do músculo esquelético. Ratos submetidos a 7 dias de CCA (6 h por dia) exibem reforçada biogênese mitocondrial no músculo estimulado em comparação com o membro posterior unstimulated contralateral (controle). Este aumento na biogênese mitocondrial é indicado pela expressão da proteína aumento de PGC-1 α (Figura 3A), considerado o principal regulador da biogênese mitocondrial, juntamente com elevações de outras proteínas mitocondriais chaves COX-I e IV-COX, que são componentes importantes da cadeia de transporte de elétrons. Além disso, a atividade da enzima citocromo c Oxidase (COX), um indicador útil de conteúdo mitocondrial, aumentou cerca de 30% após 7 dias do CCA (Figura 3B). Além disso, avaliamos as alterações na função mitocondrial usando permeabilized fibras musculares para medir a capacidade respiratória mitocondrial e descobriu que o CCA resultou em um aumento da máxima respiratória (ou seja, estado 3) capacidade do músculo submetido a 7 dias de estimulação em relação ao músculo de controle (Figura 3). Além disso, ambas as populações mitocondriais, subsarcolemmal (SS) e intermyofibrillar (FMI), aumentou após 7 dias do CCA (Figura 4A e B), e encontramos as frações do IMF do músculo submetido a 7 dias de atividade contrátil para ser perceptìvel mais vermelho do que os derivados do músculo de controle (CON) usando centrifugação diferencial, presumivelmente, indicando níveis mais elevados de mioglobina, hemo e outros elementos relacionados ao oxigênio (Figura 4).
Adaptações para os sistemas dos lisossomos e autofagia também podem ser provocadas pela CCA. Em particular, temos observado um aumento na abundância da proteína do fator da transcrição EB (TFEB; Figura 5A), o principal regulador da biogênese dos lisossomos, pela CCA tempo em todos os pontos (ou seja, 1, 3 e 7 dias), bem como outros marcadores dos lisossomos como proteína de membrana lisossomal-associado 1 (LAMP1; Figura 5B). Curiosamente, nosso estudo mostrou que alterações à autofagia, mitophagy e sistemas de depósito lisossômicas ocorrerem antes da biogênese mitocondrial.
Figura 1. Um diagrama esquemático mostra os componentes principais de um estimulador portátil do CCA unidade Esta figura foi modificada de Takahashi et al . 13. IR, infravermelho. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2. Implante de eletrodo e estimulador. (A) uma janela para conectar fios em ambos os lados do nervo fibular comum. (B) uma imagem exemplar para demonstrar uma montagem da unidade CCA. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3. PGC-1alpha, respiração mitocondrial e atividade de enzima com CCA. (A) CCA induz adaptações mitocondriais no músculo esquelético, como mostrado por aumentos nos níveis de proteína de PGC-1 α. Uma imagem representativa do Borrão é mostrada junto com ß-actina como o controle de carregamento. CON refere-se ao controle, ou seja, membro posterior contralateral não sujeitado a CCA, e prega mudança de dados obteve-se normalizando os resultados em relação ao CON no dia 1. (B) atividade COX e (C) permeabilizado respiração muscular foram também aumentou 7 dias seguintes do CCA. Todos os dados é mostrado como média ± SEM (N = 6-8). †P < 0.05, efeito de interação entre CCA e tempo; §P < 0.05, efeito principal da CCA; P < 0.05, diferença significativa vs controle no dia 1. Figura 3A e 3B foram modificados de Kim e Hood19. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4. Provas de biogênese mitocondrial no músculo com CCA. (A e B) Imagens microscópicas de elétron indicam volumes alargadas de subsarcolemmal (SS) e intermyofibrillar mitocôndrias (FMI) em músculo esquelético de ratos expostos a CCA durante 7 dias. Esta imagem foi modificada de Ljubicic et al. 21e escala barras indicam 1 µm. (C) comparação de fractionations mitocondrial do músculo entre controle (CON) e estimulado muscular (CCA) após 7 dias de estimulação do CCA. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5. O sistema dos lisossomos é upregulated por 7 dias do CCA. Isto é indicado pelo aumento de abundâncias de proteína em (A) TFEB e (B) LAMP1. Os resultados são mostrados como dobrar as alterações normalizando dados relativo CON no dia 1. (C) imagens representativas do borrão são mostradas e GAPDH é um controle de carregamento. §P < 0,05, o principal efeito da CCA. Todos os dados é mostrado como média ± SEM (N = 8); ≥ < 0.05, efeito principal do tempo; P < 0.05, diferenças significativas em relação ao controle (CON) no dia 1. Esta figura foi modificada de Kim e Hood19. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
O modelo de atividade contrátil crônica (CCA) do exercício, com baixa frequência músculo estimulação na vivo, é um excelente modelo para o estudo adaptações fenotípica do músculo para exercer13,24,25 , 26. como mostrado em anteriores estudos20,27, CCA é uma ferramenta eficaz pelo qual os pesquisadores podem controlar volumes de treinamento e de frequências (isto é, tempo e dias) e investigar vários bioquímicos e/ou molecular eventos ao longo de repetidas crises de atividade contrátil. Uma das melhores características deste modelo é que os músculos do membro contralateral posterior são usados como um controle interno, o que ajuda a minimizar a variabilidade entre os animais. Além disso, nossos numerosos experimentos durante uma década demonstraram que a unidade externa de CCA não limita padrões de comportamento normal do animal (por exemplo, móveis, comendo e dormindo) e permite a utilização de tratamentos experimentais adicionais tal como injeções de drogas. Assim, os pesquisadores podem aplicar o protocolo da CCA em seus estudos de treinamento com suas próprias modificações experimentais.
Este protocolo CCA tem vários passos críticos, embora todas as medidas podem exigir uma concentração de alto nível devido a natureza da cirurgia de sobrevivência. É especialmente importante conectar fios em locais consistentes, e é altamente recomendável ter o mesmo investigador hábil a executar a cirurgia para manter a consistência no tombamento o mesmo local do nervo, sutura fios à mesma distância da nervo, etc. Além disso, é necessário confirmar a segurança da gravação antes e durante a aplicação de CCA, porque a fita soltou ou desgastada pode levar a uma falha do procedimento.
Este modelo CCA tem algumas limitações menores. Desde que a unidade de estimulação do CCA é fixada pela gravação, alguns animais apresentam pequenas irritações da pele ao redor da área de gravação. Isso poderia ser melhorado em estudos futuros com o uso de uma jaqueta wearable que iria substituir a câmara CCA sem gravação, no entanto, não tivemos sucesso com essas jaquetas. Alternativamente, o estimulador poderá ser implantado no espaço intraperitoneal para evitar a gravação de procedimento28, embora este procedimento é mais invasivo. Além disso, a unidade de estimulador externo descrito é projetada para ser controlado por meio da exposição à luz infravermelha. No entanto, se uma unidade falhar responder à luz infravermelha, isso pode indicar alterações na durabilidade ou sensibilidade da unidade após um longo tempo de uso. A implementação de um microchip pode, finalmente, evitar o uso de luz infravermelha e permitiria que todos os parâmetros CCA ser programados e armazenados, permitindo CCA ser aplicado de uma forma mais controlada e precisa. Todos os projetos de estudo também devem considerar o uso de cirurgia de Souza membro contralateral para excluir qualquer resultados possíveis resultantes do procedimento cirúrgico em si.
Vale a pena continuar a investigar como CCA pode regular o músculo massa e fenótipo após períodos de inactividade muscular crônica, ou no contexto de outras doenças musculares. Como demonstrado em recentes estudos clínicos29,30, CCA também pode ser aplicado para examinar sua eficácia em mecanismos de sinalização anabólicos no envelhecimento da população. Em conclusão, nós encorajamos pesquisadores para tirar proveito do uso deste protocolo CCA em seus estudos, pelo qual eles podem investigar os vários mecanismos celulares e moleculares subjacentes adaptações fenotípica do músculo esquelético ao exercício crônico.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Os autores não têm nada para divulgar.
Acknowledgments
Nós estamos gratos ao Liam Tyron para seu especialista em leitura do manuscrito. Este trabalho foi apoiado pelo financiamento das ciências naturais e engenharia pesquisa Conselho de Canadá (NSERC) para D. A. Hood. M. r. Hood também é o titular de uma cadeira de pesquisa do Canadá em fisiologia celular.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sprague Dawley Rat | Charles River | Strain 400 | |
| Chronic contractile activity unit | Home-made | n/a | |
| CCA unit protective box (3.5 x 3.5 x 2.5 cm) | Home-made | n/a | Box should be made of opaque material or covered in an opague tape |
| Coin lithium ion batteries (3V) | Panasonic | CR2016 | |
| Medwire | Leico Industries | 316SS7/44T | |
| Solder pin (socket) | Digi-Key | ED6218-ND | |
| Zonas porous tape | Johnson & Johnson | 5104 | |
| Suture silk (Size 5) | Ethicon | 640G | |
| Suture silk (Size 6) | Ethicon | 706G | |
| Curved blunt scissor (11.5 cm Length) | F.S.T. | 14075-11 | |
| Curved blunt scissor (15 cm Length) | F.S.T. | 14111-15 | |
| Delicate haemostatic forceps (16 cm Length) | Lawton | 06-0230 | |
| Scalpel | Feather | 3 | |
| Curved forceps | F.S.T. | 11052-10 | |
| Stainless-steel rod (30 cm; 7mm diameter) | Home-made | n/a | Rod should have 5 mm slit in one end to hold the wire for tunneling under the skin |
| Clip applying forceps | KLS Martin | 20-916-12 | |
| Staples (clips) | Bbraun | BN507R | |
| Metal hooks/retractor | Home-made | n/a | |
| Povidone-iodine (500 mL) | Rougier | #NPN00172944 | |
| Ampicillin sodium | Novopharm | #DIN00872644 | |
| Metacam | Boehringer | #DIN02240463 | |
| Digital multimeter (voltmeter) | Soar Corporation | ME-501 | |
| LED digital stroboscope | Lutron Electronic Enterprise | DT-2269 |
References
- Holloszy, J. O., Coyle, E. F. Adaptations of skeletal muscle to endurance exercise and their metabolic consequences. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 56 (4), 831-838 (1984).
- Hood, D. A. Invited Review: contractile activity-induced mitochondrial biogenesis in skeletal muscle. J Appl Physiol. 90 (3), 1137-1157 (2001).
- Fernandes, T., et al. Exercise training restores the endothelial progenitor cells number and function in hypertension: implications for angiogenesis. J Hypertens. 30 (11), 2133-2143 (2012).
- Chabi, B., Adhihetty, P. J., O'Leary, M. F., Menzies, K. J., Hood, D. A. Relationship between Sirt1 expression and mitochondrial proteins during conditions of chronic muscle use and disuse. J Appl Physiol. 107 (6), 1730-1735 (2009).
- Lessard, S. J., et al. Resistance to aerobic exercise training causes metabolic dysfunction and reveals novel exercise-regulated signaling networks. Diabetes. 62 (8), 2717-2727 (2013).
- Irrcher, I., Adhihetty, P. J., Sheehan, T., Joseph, A. M., Hood, D. A. PPARgamma coactivator-1alpha expression during thyroid hormone- and contractile activity-induced mitochondrial adaptations. Am J Physiol Cell Physiol. 284 (6), C1669-C1677 (2003).
- Tamura, Y., et al. Postexercise whole body heat stress additively enhances endurance training-induced mitochondrial adaptations in mouse skeletal muscle. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 307 (7), R931-R943 (2014).
- Mosole, S., et al. Long-term high-level exercise promotes muscle reinnervation with age. J Neuropathol Exp Neurol. 73 (4), 284-294 (2014).
- Irrcher, I., Walkinshaw, D. R., Sheehan, T. E., Hood, D. A. Thyroid hormone (T3) rapidly activates p38 and AMPK in skeletal muscle in vivo. J Appl Physiol. 104 (1), 178-185 (2008).
- Lesmana, R., et al. The change in thyroid hormone signaling by altered training intensity in male rat skeletal muscle. Endocr J. 63 (8), 727-738 (2016).
- Hokama, J. Y., Streeper, R. S., Henriksen, E. J. Voluntary exercise training enhances glucose transport in muscle stimulated by insulin-like growth factor I. J Appl Physiol. 82 (2), 508-512 (1997).
- Tyler, K. R., Wright, A. J. A. Light weight portable stimulators for stimulation of skeletal muscles at different frequencies and for cardiac pacing. J Physiol Lond. 307, 6-7 (1980).
- Takahashi, M., Rana, A., Hood, D. A. Portable electrical stimulator for use in small animals. J Appl Physiol. 74 (2), 942-945 (1993).
- Ljubicic, V., Adhihetty, P. J., Hood, D. A. Application of animal models: chronic electrical stimulation-induced contractile activity. Can J Appl Physiol. 30 (5), 625-643 (2005).
- Pette, D., Vrbova, G. What does chronic electrical stimulation teach us about muscle plasticity? Muscle Nerve. 22 (6), 666-677 (1999).
- Pette, D. Historical Perspectives: plasticity of mammalian skeletal muscle. J Appl Physiol. 90 (3), 1119-1124 (2001).
- Pette, D., Vrbova, G. The Contribution of Neuromuscular Stimulation in Elucidating Muscle Plasticity Revisited. Eur J Transl Myol. 27 (1), 6368 (2017).
- Skorjanc, D., Jaschinski, F., Heine, G., Pette, D. Sequential increases in capillarization and mitochondrial enzymes in low-frequency-stimulated rabbit muscle. Am J Physiol. 274 (3 Pt 1), C810-C818 (1998).
- Kim, Y., Hood, D. A. Regulation of the autophagy system during chronic contractile activity-induced muscle adaptations. Physiol Rep. 5 (14), (2017).
- Memme, J. M., Oliveira, A. N., Hood, D. A. Chronology of UPR activation in skeletal muscle adaptations to chronic contractile activity. Am J Physiol Cell Physiol. 310 (11), C1024-C1036 (2016).
- Ljubicic, V., et al. Molecular basis for an attenuated mitochondrial adaptive plasticity in aged skeletal muscle. Aging (Albany NY). 1 (9), 818-830 (2009).
- Schwarz, G., Leisner, E., Pette, D. Two telestimulation systems for chronic indirect muscle stimulation in caged rabbits and mice. Pflugers Arch. 398 (2), 130-133 (1983).
- Simoneau, J. A., Pette, D. Species-specific effects of chronic nerve stimulation upon tibialis anterior muscle in mouse, rat, guinea pig, and rabbit. Pflugers Arch. 412 (1-2), 86-92 (1988).
- Ohlendieck, K., et al. Effects of chronic low-frequency stimulation on Ca2+-regulatory membrane proteins in rabbit fast muscle. Pflugers Arch. 438 (5), 700-708 (1999).
- Brown, M. D., Cotter, M. A., Hudlicka, O., Vrbova, G. The effects of different patterns of muscle activity on capillary density, mechanical properties and structure of slow and fast rabbit muscles. Pflugers Arch. 361 (3), 241-250 (1976).
- Skorjanc, D., Traub, I., Pette, D. Identical responses of fast muscle to sustained activity by low-frequency stimulation in young and aging rats. J Appl Physiol. 85 (2), 437-441 (1998).
- Kim, Y., Triolo, M., Hood, D. A. Impact of Aging and Exercise on Mitochondrial Quality Control in Skeletal Muscle. Oxid Med Cell Longev. 2017, 3165396 (2017).
- Callewaert, L., Puers, B., Sansen, W., Jarvis, J. C., Salmons, S. Programmable implantable device for investigating the adaptive response of skeletal muscle to chronic electrical stimulation. Med Biol Eng Comput. 29 (5), 548-553 (1991).
- Kern, H., et al. Electrical stimulation counteracts muscle decline in seniors. Front Aging Neurosci. 6, 189 (2014).
- Zampieri, S., et al. Physical exercise in aging human skeletal muscle increases mitochondrial calcium uniporter expression levels and affects mitochondria dynamics. Physiol Rep. 4 (24), (2016).
