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Immunology and Infection

Um modelo de recuperação de Bypass cardiopulmonar sem transfusão ou inotrópicos em ratos

Published: March 23, 2018 doi: 10.3791/56986

Summary

Aqui, apresentamos um protocolo para descrever um modelo de recuperação simples extracorpórea sem transfusão ou inotrópicos em um rato. Este modelo permite o estudo de longo prazo várias sequelas de órgão de bypass cardiopulmonar.

Abstract

Extracorpórea (CEC) é indispensável em cirurgia cardiovascular. Apesar da dramático refinamento de técnica de CEC e dispositivos, órgãos várias complicações relacionadas à prolongada CPB ainda comprometer o resultado de cirurgias cardiovasculares e podem piorar mortalidade e morbidade pós-operatória. Modelos animais, recapitulando o uso clínico do CPB permitem o esclarecimento dos processos fisiopatológicos que ocorrem durante a CEC e facilitam estudos pré-clínicos para desenvolver estratégias de proteção contra estas complicações. Modelos do rato CPB são vantajosos por causa da sua maior relação custo-eficácia, processos experimentais convenientes, abundantes métodos de ensaio para a genética ou níveis de proteína e consistência genética. Eles podem ser usados para investigar a ativação do sistema imunológico e síntese de cytokines proinflammatory, ativação de elogio e produção de radicais livres de oxigênio. Os modelos do rato foram refinados e gradualmente tomaram o lugar dos modelos de animal-grande. Aqui, descrevemos um modelo simples de CEC sem transfusão e/ou inotrópicos em um rato. Esse modelo de recuperação permite que o estudo de longo prazo múltiplas sequelas de órgão do CPB.

Introduction

Em 1953, o Dr. John H. Gibbon Jr realizou com sucesso a primeira cirurgia cardíaca usando CPB1, e posteriormente tornou-se uma modalidade essencial em cirurgia cardiovascular. Enquanto as técnicas e os dispositivos foram dramaticamente refinados, órgãos várias complicações relacionadas à CPB ainda comprometem o resultado de cirurgias cardiovasculares e podem afetar de morbidade e mortalidade pós-operatória2. Danos nos órgãos relacionados ao CPB é causado pela ativação do sistema imunológico e síntese de cytokines proinflammatory, ativação de elogio e produção de radicais livres de oxigênio2. Sua fisiopatologia, no entanto, não foi totalmente elucidada.

Modelos animais, recapitulando o uso clínico do CPB permitem o esclarecimento dos processos fisiopatológicos durante e após a CEC; Isto pode facilitar estudos pré-clínicos no desenvolvimento de estratégias para evitar estas complicações. Desde Popovic et al. relatada pela primeira vez um modelo do rato CPB em 19673, rato CPB modelos foram refinados e gradualmente tomaram o lugar dos modelos de animal grande, devido ao maior custo-efetividade, processos experimentais convenientes e uma infinidade de métodos de teste genético e níveis de proteína. Além disso, ratos puras podem ser geneticamente idênticos, reduzindo possíveis enviesamentos biológicos.

Fabre et al. primeiro estabeleceu um modelo de recuperação que permitiu o estudo de longo prazo várias sequelas de órgão de CPB4. As vantagens deste modelo de sobrevivência simples são a flexibilidade (CPB fluxo e duração), condições vitais estáveis e reprodutibilidade em inflamações sistêmicas. Modelos do rato CPB tornaram-se cruciais para a investigação de estratégias terapêuticas que visam prevenir lesões de vários órgãos durante a CEC5, e recentemente foram desenvolvidos vários modelos para simular as situações clínicas durante a CEC. De Lange et al. desenvolveu um modelo de parada cardíaca, que pode ser usado para caracterizar as respostas enzimáticas, genéticas e histológicas relacionadas com lesão miocárdica7. Peters et al. arranjado o infarto do miocárdio e reperfusão controlada usando um modelo em miniatura do CPB para analisar a disfunção do coração através da isquemia focal e reperfusão lesão8. Jungwirth et al. primeiro estabeleceu um modelo de fundo circulatória hipotérmica (DHCA), que pode elucidar a lesão de isquemia e reperfusão global por DHCA e suporta potencial neuroprotetor estratégias6. Estudos utilizando DHCA investigam a influência da hipotermia, reperfusão, e/ou acionadas por hemólise sinalização eventos9. Hipotermia profunda pode afetar a ativação e inativação de várias enzimas e vias e os mecanismos permanecem desconhecidas10. Por outro lado, modelos de parada cardíaca ou modelos de isquemia do coração devem ser usados para investigar a isquemia e reperfusão lesão de coração. Esses vários modelos CPB rato que recapitular altamente humano CEC podem revelar processos patológicos relacionados à CEC e ajudar a atenuar as complicações relacionadas à CEC.

Este protocolo demonstra um modelo simples de CEC sem transfusão ou inotrópicos em um rato. Este modelo permite o estudo de longo prazo várias sequelas de órgão do CPB.

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Protocol

Antes do experimento, todos os ratos devem ser dada uma semana para se aclimatar. Devem efectuar-se de todos os procedimentos cirúrgicos em animais de acordo com o guia para o cuidado e uso de animais de laboratório (www.nap.edu/catalog/5140.html) ou outras orientações éticas adequadas. Os protocolos devem ser aprovados pelo Comité de bem-estar animal na instituição apropriada antes de prosseguir. Todos os procedimentos subsequentes devem ser realizados em condições assépticas.

1. preparar o circuito de CEC

Nota: Usar equipamentos de proteção individual, incluindo luvas, óculos e um casaco limpo ou vestido descartável.

  1. Instalação de circuito CEC
    1. Conecte os tubos de policloreto de vinila com um reservatório venoso, pré-concebidos para circuito de CEC e um oxigenador de membrana neonatal modificados conforme mostrado na Figura 1. Verifique todas as conexões estão apertadas e não vaza água.
    2. Defina um circuito de CEC para o dispositivo de bomba do rolo de acordo com os protocolos do fabricante.
    3. Mantenha a bomba de roletes sobre uma mesa regulável em altura e ajustar a altura da tabela 10 cm abaixo da mesa experimental.
  2. Escorva do circuito de CEC
    1. Mix 12 mL de solução de amido hidroxietílico com 0,1 mL de heparina e 0,5 mL de solução de bicarbonato de sódio de 7% para aprontar o circuito de cec.
    2. Prime do circuito com 11 mL de solução de escorva, com o rolo de bomba girando suavemente. Colocar uma agulha de calibre 18 ventilação no reservatório de ar de ventilação.
    3. Atingido o oxigenador de membrana várias vezes para deair, com inclinação do oxigenador. Ar deve ser obscurecida completamente para evitar a embolia gasosa e oxigenação insuficiente. Durante a preparação do circuito, calor do circuito por uma lâmpada de calor elétrico definido sobre o reservatório.

2. procedimento antes CPB

Nota: O campo cirúrgico e dispositivos devem ser desinfectados por álcool 70% ou um composto de amónio quaternário antes do uso.

  1. Anestesia e criação de animais
    1. Anestesia um rato com inalação de ar 3,0% de isoflurano misturado em um vaporizador. Definir o rato em um posto de trabalho e entubar uma cânula de calibre 16 para a traqueia. Siga suas orientações de cuidados de animais locais sobre analgesia dosagem e frequência (por exemplo
      buprenorfina 0,005 mg/kg s.c.)
      Nota: Os ratos devem ser em anestesia profunda e perder reflexos. A respiração deve ser rítmica, mas não ser presa.
    2. Transferi o rato para uma mesa de operação, equipada com uma almofada de aquecimento elétrico. Inicie a ventilação mecânica com 8 mL/kg de volume corrente, uma frequência respiratória de 70 ciclos/min e 30% da fração inspirada de oxigênio monitorada pelo sensor de oxigênio.
    3. Manter a anestesia com isoflurano 1,5-2,0% e com uma administração adicional de cetamina/xilazina na iniciação do CPB.
    4. Monitore a temperatura retal usando a sonda rectal. Manter normotérmico temperatura de 37 ° C, ajuste a temperatura da almofada do calor e colocando o circuito a lâmpada de calor.
    5. Definir o rato na posição supina e esticar os quatro membros, fixando com agulhas. Monitore a frequência cardíaca, definindo a agulha de eletrodo de ECG para o ombro bilateral e esquerda do abdômen. Coloque uma gaze úmida ou aplicar pomada oftálmica nos olhos para evitar ressecamento.
  2. Canulação
    1. Após a desinfecção da superfície de todo o corpo por sprayingby pulverização etanol a 70% ou outra solução anti-séptica, raspe o cabelo por uma lâmina de barbear na região inguinal bilateral e região cervical direita. Anestésicos locais (como lidocaína) deve ser usados antes de fazer a incisão de pele. Nota: como alternativa, um matagal cirúrgica do local da incisão pode ser usada em vez de todo o corpo de spray de etanol a 70% para evitar uma queda na temperatura do corpo.
    2. Incise a pele (cerca de 5 mm) na região cervical direita e regiões inguinais bilaterais por tesouras e sem rodeios, dissecar os tecidos para expor a artéria femoral direita principal. Separe a artéria cuidadosamente a veia e o nervo nas proximidades. Ligam-se ao final da artéria femoral comum por 4-0 de seda e exposição pela tensão.
    3. Cortar a parede arterial (aproximadamente 1 mm) da artéria femoral direita comum por micro tesouras em direção perpendicular à artéria e cuidadosamente Canule um cateter de calibre 24 intravenosa da incisão a uma profundidade de 1 cm para monitoramento arterial sistêmica pressão e analisando a pressão parcial de gás no sangue arterial.
    4. Administra de sódio heparina (500 UI/kg) do cateter.
    5. Siga os passos 2.2.2 e 2.2.3 para Canule um cateter intravenoso de calibre 24 na artéria femoral comum esquerda como uma linha de infusão arterial para o circuito de cec.
    6. Insira um calibre 17 multi orifício angiocatheter na veia jugular interna direita e avançá-lo para o átrio direito e veia cava inferior (VCI). Não empurre o cateter mais ou menos como o vaso pode quebrar facilmente. Conecte o cateter ao circuito da CEC para drenagem venosa.
    7. Cobrir cada região canulado com uma gaze úmida para evitar a contaminação.

3. procedimento durante a CEC

  1. Entregar o gás de oxigênio de 100% para o oxigenador em 0,8 L/min durante a CEC e diminuir a taxa respiratória de 30 ciclos/min. A pressão parcial arterial de oxigênio é necessária de 200 a 400 mmHg.
  2. No início da CEC, aumente a temperatura do calor pad ao máximo, 42 ° c, para atenuar a queda imediata da temperatura do corpo após início da CEC. Ajustar a temperatura ambiente de 37 ° C, quando a temperatura do corpo voltar a 36 ° C.
  3. Cuidadosamente, iniciar o fluxo do CPB e ficar de olho no volume de sangue no reservatório. Um reservatório vazio pode causar embolia gasosa. Se diminui o volume do sangue no reservatório, diminuir o fluxo da bomba ajustando a altura da tabela, ou alterando a posição do cateter de drenagem. Não re-Posicione o cateter de drenagem venosa, que pode facilmente causar perfuração do átrio direito e/ou arritmia.
  4. Aumentar e manter o fluxo da bomba em 100 mL/kg/min, enquanto a pressão arterial média é mantida a 70 mmHg. Quando a pressão arterial adequada é mantida, um pequeno volume de pelo menos 1 mL no reservatório é aceitável. Se há menos de 1 mL de sangue no reservatório, pode causar uma embolia aérea em órgãos.
  5. Se a pressão arterial é instável, adicione 2-3 mL da solução de escorva para o circuito (pode causar anemia após a CEC).

4. procedimento após a CEC

  1. Fixar o tubo de drenagem venosa e removê-lo do circuito. Infundi o sangue restante no circuito gradualmente à artéria para manter a pressão arterial.
  2. Aumente a taxa respiratória de 70 ciclos/min.
  3. Remover o cateter de drenagem venosa e o cateter arterial esquerdo e, em seguida, ligam o navio no site proximal e distal.
  4. Remova a linha arterial da artéria femoral direita 60 min após o término da CEC.
  5. Limpar a ferida com soro fisiológico e feche a ferida com suturas.
  6. Acaba com a anestesia e os tubos do tubo endotraqueal após verificar a respiração espontânea do animal.
  7. Administrar fluidos isotônicos estéril aquecidos e usar um tapete de calor e lâmpada de aquecimento elétrico para aquecer os animais. Verifique as condições do animal frequentemente até a recuperação da anestesia. Fornece suporte respiratório quando necessário. Nota: Uma vez que o animal começa a se mover, a fonte de calor deve ser removida da parte da gaiola para permitir que o animal que escolher o lado quente ou frio.
  8. Manter o animal além de companhia de outros animais até que recupere totalmente à respiração. Não retornam o animal para a empresa até recuperação completa.
  9. Verificar a ingestão de alimentos e água após a recuperação da anestesia e fornecer suporte nutricional adequado. Administrar analgésicos e verificar se há sinais de desconforto ou dor.

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Representative Results

A Figura 1 mostra todo o circuito de cec. As variáveis fisiológicas neste modelo são mostradas na Figura 2e incluem a temperatura retal, significa a pressão arterial e frequência cardíaca. A Figura 3 mostra as análises de gás de sangue arterial durante a CEC, incluindo a pressão parcial de oxigênio arterial, pressão parcial de dióxido de carbono arterial, hematócrito, excesso de base, expressão de soro de potássio e o potencial de hidrogênio. Ao longo do processo, a frequência cardíaca e pressão arterial média estavam estáveis. A temperatura retal e hematócrito diminuíram no início da CEC devido a hemodiluição causada pelo volume de escorva. A pressão parcial de oxigênio arterial aumentou significativamente durante a CEC devido a oxigenação de membrana. Representante hematoxilina e eosina, coloração de imagens dos pulmões são mostrados na Figura 4, que inclui as imagens do grupo CPB (Figura 4B, D) e o grupo de operação de Souza (Figura 4A, C) e os rácios de PaO2 / FiO2 após a CEC em comparação com a linha de base (Figura 4E). Para hemorragia, infiltração de células inflamatórias e edema intersticial, observou-se uma diferença significativa no grupo CPB. A Figura 5 mostra a concentração sérica de fator de necrose tumoral-α (TNF-α), interleucina-6 (IL-6) e alta mobilidade grupo caixa 1 (HMGB1) níveis após a CEC.

Figure 1
Figura 1 : Circuito CPB o. Todo o circuito de CEC consiste de um reservatório (8 mL), um oxigenador de membrana com um volume de escorva de 3,3 mL e a bomba de roletes. Todas as peças estão conectadas via tubos de policloreto de vinila, incluindo uma linha de drenagem venosa (diâmetro externo (OD), 3,3 mm; diâmetro interno (ID), 2 mm; cerca de 1,4 mL), uma linha arterial (OD, 2mm; ID, 1,2 mm; cerca de 1,2 mL) e um tubo de anexar o cilindro de bomba (OD, 6,6 mm; ID, 4,5 mm; cerca de 2,8 mL). Volume total de escorva é 11 mL, incluindo aproximadamente 3 mL no reservatório. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2 : Variáveis fisiológicas. Variáveis fisiológicas durante e após a CEC, incluindo temperatura retal (A), (B) média da pressão arterial e frequência cardíaca de (C) (n = 6). Os pontos e as barras de erro são apresentadas como média e desvio padrão. CPB, bypass cardiopulmonar; Pré, antes CPB; CPB X, X min após o início da CEC; Post X, X min após o término da CEC. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3 : Análises de gás de sangue arterial. Análises de gás de sangue arterial durante e após a CEC. (A) pressão parcial de oxigênio arterial, (B) pressão parcial arterial de dióxido de carbono (C) hematócrito, excesso de base (D), (E) expressão de soro de potássio e (F) potencial de hidrogênio (n = 6). Os pontos e as barras de erro são apresentadas como média e desvio padrão. CPB, bypass cardiopulmonar; Pré, antes CPB; CPB X, X min após o início da CEC; Post X, X min após o término da CEC. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4 : Análise histológica para pulmões. Representante hematoxilina e eosina, coloração de imagens para o grupo de operação de Souza (A, C) e o bypass cardiopulmonar realizaram grupo (B, D). 4 h após a CEC. A gravidade da insuficiência respiratória correlacionou-se à extensão de resultados patológicos em edema e hemorragia. Barras de escala; 50 µm (a, B), 1 mm (C, D). (E) a proporção de PaO2/FiO2 após CEC em comparação com a linha de base no grupo sham e grupo controle (n = 6 em cada grupo). Os pontos e as barras de erro são apresentadas como média e desvio padrão. p < 0,01 vs grupo Sham. CPB, bypass cardiopulmonar; PaO2, pressão parcial de oxigênio arterial; FiO2, fração inspirada de oxigênio; Post X, X min após o término da CEC. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 5
Figura 5 : Avaliação das respostas inflamatórias no soro. Na concentração sérica de (A) fator de necrose tumoral-α (TNF-α), (B) interleucina-6 (IL-6) e os níveis de 1 caixa (HMGB1) grupo elevado da mobilidade (C) após a CEC. n = 5 para cada grupo: Sham e CPB grupo, ratos submetidos à CEC. Os pontos e as barras de erro são apresentadas como média e desvio padrão. p < 0.05, †p < 0,001 vs grupo Sham. CPB, bypass cardiopulmonar; Post X, X min após o término da CEC. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Discussion

Neste modelo de CEC de rato, os soro e pulmão níveis de expressão de citocinas inflamatórias e HMGB-1, um fator de transcrição chave regulamenta as respostas inflamatórias, aumentaram dramaticamente após a CEC. Estudos clínicos anteriores mostraram que a secreção de soro de nível HMGB-1 é elevada em pacientes submetidos à cirurgia cardiovascular11, e o pico do nível de HMGB-1 soro durante a CEC foi associado com a síndrome de resposta inflamatória sistêmica mais grave e deficiência de oxigenação pulmonar após a CEC12. Além disso, o soro nível HMGB-1 é um biomarcador independente para prever a mortalidade de cuidados intensivos em pacientes com pneumonia severa e síndrome da angústia respiratória (Sara)13. SDRA severa relacionados ao CPB associado com citocinas inflamatórias e HMGB-1 ativação com êxito é simulada por este modelo de CEC do rato.

Numerosos estudos sobre inflamação sistêmica CPB-relacionados foram realizados em modelos do rato por causa de sua utilidade para investigar as respostas inflamatórias sistêmicas, incluindo proinflammatory cytokine expressão14, nuclear kappa B ativação15, ativação de neutrófilos por moléculas de adesão16e matriz metaloproteinase-9 atividades17. Estresse oxidativo, tais como a ativação da proteína HO-1 durante a CEC foi investigado também usando o rato CPB modelos18.

O modelo CPB rato recentemente foi desenvolvido em vários procedimentos para simular as situações clínicas de complicações da CEC. Os efeitos enzimáticos, genéticos e histológicos para o miocárdio podem ser investigados por um ataque cardíaco modelo7. Além disso, um modelo DHCA é relatado para revelar os mecanismos associados com resultado cerebral adverso após a cirurgia da aorta torácica e para investigar o potencial neuroprotetor estratégias6. Estes modelos, baseados no modelo CPB rato convencional, são valiosos para avaliar os diversos efeitos da CEC, o estreitamente imitando situações clínicas em cirurgias cardiovasculares.

A taxa de sobrevivência desse modelo depende do aprimoramento técnico do investigador. Os fatores mais críticos relacionados à morbidade estão sangrando durante a separação dos vasos, ruptura cardíaca e hematoma retroperitoneal, que geralmente ocorre de falha técnica. Boa exposição, tensão adequada para os vasos e gentil canulação são cirúrgicos requisitos para o sucesso. Manter a pressão arterial média de pelo menos 60 mmHg controlando o sangue reservado e solução adicional é importante para evitar anemia extrema e deficiência de membro inferior. Embolia gasosa para o intestino e/ou outros órgãos abdominais também é fundamental para evitar; uma vez que isso ocorre, o procedimento não pode ser concluído.

Na prática precoce destes procedimento, conclusão do CPB é aproximadamente 20% por causa da dificuldade na canulação e até 10% de sobrevivência 4h após a CEC. Depois da experiência com 20 modelos, a taxa de sobrevivência dramaticamente melhorou para quase 80% por causa da Hemodinâmica estável durante a preparação do modelo.

No início da criação deste modelo, volume total do circuito de CEC foi 3 mL, que é maior do que aquele presente. Portanto, o volume excessivo coloidal induziu a anemia crítica durante a CEC (quer dizer hematócrito: 14,7%)19. Diminuindo o volume do circuito de CEC e sangramento cirúrgico, o hematócrito durante a CEC aumentou dramaticamente para 21,3%, o que permitiu a manutenção Hemodinâmica estável.

O orifício de multi calibre 17 é muito apropriado para a canulação da veia jugular interna a veia cava inferior através do átrio direito, devido ao seu comprimento adequado e suavidade, que impede a usar da parede venosa. Além disso, o diâmetro interno do orifício multi e suficiente permite suficiente retorno venoso e uma elevada taxa de sucesso. Introduzir o cateter na veia cava inferior é tecnicamente difícil por causa de sua forma cega e seria facilmente perfurar a parede venosa ou atrial.

Canulação arterial para a artéria femoral de ratos tende a causar isquemia do membro em comparação com a artéria de cauda ou artéria carótida20. Em nossa experiência, instabilidade hemodinâmica (BP média inferior a 60 mmHg), ligadura da artéria femoral profunda e anemia crítica pode causar danos graves perna. Manutenção da pressão arterial, canulação de uma região superior da artéria femoral comum e manter um hematócrito mais elevado são todas as soluções para evitar isquemia do membro causada pela perfusão colateral rica inata de ratos.

Evasão de catecolamina e transfusão de sangue é necessário investigar com precisão respostas hemodinâmicas, bioquímicas e/ou fisiológicas de testar materiais e intervenções. Não há nenhuma necessidade de vasopressor e transfusão durante o procedimento em nosso modelo. Aumenta a liberação de citocinas inflamatórias e posteriormente se deteriora órgão função21anestesia profunda. Profundidade de anestesia apropriada, suave e gentil canulação da traqueia animal para intubação e canulação da artéria femoral para monitorização da pressão arterial sem sangramento são importantes antes do início da CEC. Se houver instabilidade hemodinâmica, antes do início da CEC, taxa de sucesso será diminuída notavelmente. Durante a CEC, a taxa de fluxo do CPB deve ser mantida ajustando o volume no reservatório. A 60 min após início da CEC, a cuidadosa adição de volume (soro de 1-3 mL) é necessária por causa da instabilidade hemodinâmica por processos inflamatórios. No entanto, a adição do excessivo volume colloidal causa anemia que pode levar a condições instáveis. Após a CEC, o sangue do circuito de CEC deve ser retornado para o rato suavemente em 30 min. instabilidade após CEC significa que há potencial morbidade como isquemia nos membros ou intestino.

A profundidade de anestesia apropriada é uma das dicas neste modelo para diminuir a mortalidade e morbidade. Inalantes anestésicos fornecem adequado controle da profundidade e duração da anestesia. Quando nós entubar uma cânula para a traqueia, ratos devem ser em anestesia profunda o suficiente para perder os reflexos. A respiração deve ser rítmica, mas não ser presa. Parada respiratória indica extremamente profunda anestesia, hipotensão e/ou morte iminente, o que provoca a inflamação sistêmica. Contrària, anestesia insuficiente causa mais stress para o animal. Durante a CEC, o movimento do corpo do animal é fundamental para reduzir por causa da possível remoção acidental das cânulas. Controlar o vaporizador de isoflurano, monitorando a frequência cardíaca, pressão arterial e movimento de parede torácica é necessária durante o procedimento. Na iniciação do CPB, a concentração sanguínea de isoflurano pode diminuir de dilatação volumétrica aprontada. Pentobarbital intraperitoneal adicional pode permitir estável profundidade da anestesia.

Infecções pós-operatória em ratos causará inúmeras alterações em parâmetros fisiológicos22. Um modelo de longa sobrevivência exige rigorosa manutenção de condições estéreis durante o procedimento. Um quarto separado e uma área de trabalho para procedimentos assépticos são desejáveis. O campo cirúrgico e dispositivos devem ser desinfectados por álcool 70% ou um composto de amónio quaternário antes do uso. Todo o material que provavelmente afeta a contaminação, como cânulas, soluções e materiais de sutura, deve estar em uma embalagem estéril. Durante a CEC, cobrir o campo cirúrgico com gaze úmida de pequena impede que os sites de fontes potenciais de contaminação. Antes de fechar as feridas, a remoção de sangue da ferida e enxaguá-lo com água estéril são necessárias para evitar a infecção da ferida. Em nossa experiência, nenhuma infecção de ferida ocorreu 24 h após a operação.

Existem limitações deste modelo CPB em que é completamente não pode imitar situações clínicas. Em primeiro lugar, este coração batendo modelo apresenta fluxo pulsátil, que é diferente da clínica cirurgia cardíaca com o coração presa. Em segundo lugar, este modelo pode ser conduzido sem toracotomia, e isto não seria totalmente reproduzir CPB clínico com toracotomia mediana, o que leva a hemorragia durante o procedimento cirúrgico.

Em conclusão, este modelo CPB recuperação permite estudos de início - e longo prazo danos em vários órgãos associados com CEC. Principais vantagens deste modelo incluem a redução de possíveis enviesamentos por transfusões de sangue, agentes inotrópicos ou vasopressores. Este modelo é apropriado para investigar as estratégias terapêuticas na prevenção de lesões de múltiplos órgãos durante a CEC.

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Disclosures

Todos os autores têm nada divulgar sobre suporte comercial.

Acknowledgments

Apreço é estendido para o Dr. T. Taki e Dr. M. Funamoto pelo apoio técnico.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Rodent Ventilator 7025 Ugo Basile 7025 Ventilator
OxiQuant B ENVITEC 46-00-0023 Oxygen Sensor
CMA 450 Temperature Controller CMA 8003759 Temperature Controller
CMA 450 Heating Pad CMA 8003763
CMA 450 Rectal Probe CMA 8003761
DIN(8) to Disposable BP Transducer ADInstruments MLAC06
Disposable BP Transducer ADInstruments MLT0670
IX-214 Data Recorder iWorx Systems IWX-214 amplifier
LabScribe software iWorx Systems software
Roller pump Furue Science Model RP-VT pump
Happy Cath Medikit EB 19G 4HCLs PP 17-gauge multiorifice angiocatheter
SURFLO ETFE I.V. Catheter Terumo SR-OX2419CA 24-gauge angiocatheter
Oxygenator Mera HPO-002
CPB circuit Mera custom-made
Hespander fluid solution Fresenius Kabi 3319547A4035 Hydroxyethyl starch

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Imunologia e infecção edição 133 bypass cardiopulmonar rato cirurgia cardíaca inflamação modelo de sobrevivência lesão pulmonar
Um modelo de recuperação de Bypass cardiopulmonar sem transfusão ou inotrópicos em ratos
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Hirao, S., Masumoto, H., Itonaga,More

Hirao, S., Masumoto, H., Itonaga, T., Minatoya, K. A Recovery Cardiopulmonary Bypass Model Without Transfusion or Inotropic Agents in Rats. J. Vis. Exp. (133), e56986, doi:10.3791/56986 (2018).

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