Summary
Nous présentons ici un protocole pour décrire un modèle de récupération simple extracorporelle sans transfusion ou agents inotropes chez un rat. Ce modèle permet l’étude de long terme plusieurs séquelles d’organe de circulation extracorporelle.
Abstract
Extra-corporelle (CEC) est indispensable en chirurgie cardiovasculaire. Malgré l’amélioration dramatique de la technique de la DGPC et les dispositifs, les complications multi-organes CPB lié à prolongée encore compromettre le résultat de la chirurgie cardiovasculaire et peuvent empirer la mortalité et la morbidité postopératoire. Modèles animaux récapitulant l’utilisation clinique de la DGPC permettent la clarification des processus physiopathologiques qui se produisent au cours de la DGPC et facilitent les études précliniques pour élaborer des stratégies de protection contre ces complications. Modèles de la DGPC de rats sont avantageux en raison de leur rentabilité supérieure, processus expérimentales commodes, des méthodes d’essai abondantes à la génétique ou taux de protéines et uniformité génétique. Ils peuvent être utilisés pour enquêter sur l’activation du système immunitaire et la synthèse des cytokines pro-inflammatoires, compliment d’activation et la production de radicaux libres d’oxygène. Les modèles de rat ont été améliorés et ont pris peu à peu la place des modèles de grand-animal. Nous décrivons ici un modèle simple de la DGPC sans transfusion et/ou agents inotropes chez un rat. Ce modèle permet l’étude de long terme plusieurs séquelles d’orgue de la DGPC.
Introduction
En 1953, le Dr John H. Gibbon Jr. a effectué avec succès la première chirurgie cardiaque à l’aide de CPB1, et il devint par la suite une modalité essentielle dans la chirurgie cardio-vasculaire. Les techniques et les instruments ont été considérablement améliorés, organes multiples complications liées au doryphore encore compromettent le résultat de la chirurgie cardiovasculaire et peuvent influer sur la morbidité et la mortalité postopératoire2. Lésions organiques liées à la DGPC sont causée par l’activation du système immunitaire et de la synthèse des cytokines pro-inflammatoires, activation de compliment et production de radicaux libres d’oxygène2. Sa physiopathologie, cependant, n'a pas été complètement élucidé.
Modèles animaux récapitulant l’utilisation clinique de la DGPC permettent la clarification des processus physiopathologiques pendant et après la DGPC ; Cela peut faciliter les études précliniques en élaborant des stratégies pour éviter ces complications. Depuis Popovic et al. pour la première fois un modèle de rat CPB en 19673, rat CPB modèles ont été améliorés et ont pris peu à peu la place des modèles de grand-animal en raison d’une plus grande rentabilité, processus expérimentales commodes et une pléthore de méthodes en analyse génétique et taux de protéines. En outre, les rats consanguins peuvent être génétiquement identiques, réduire les préjugés biologiques possibles.
Fabre et al. tout d’abord mis en place un modèle de récupération qui a permis l’étude de long terme plusieurs séquelles d’orgue du CPB4. Les avantages de ce modèle de simple survie sont la flexibilité (CPB débit et durée), condition vitale stable et la reproductibilité de l’inflammation systémique. Modèles CPB rat sont devenus essentiels pour l’étude des stratégies thérapeutiques visant à prévenir les blessures de plusieurs organes au cours de la DGPC5, et différents modèles pour simuler les situations cliniques au cours de la DGPC ont récemment été mis au point. De Lange et al. mis au point un modèle d’un arrêt cardiaque, qui peut être utilisé pour caractériser les réactions enzymatiques, génétiques et histologiques associées à des lésions myocardiques7. Peters et al. arrangé d’infarctus du myocarde et reperfusion contrôlée utilisant un modèle CPB miniaturisé pour analyser le dysfonctionnement cardiaque par le biais de l’ischémie et reperfusion injury8. Jungwirth et al. tout d’abord mis en place un modèle d’un arrêt circulatoire profonde hypothermie (DHCA), qui peut élucider la lésion d’ischémie et reperfusion globale par DHCA et supports potentiel neuroprotecteur stratégies6. Des études utilisant DHCA étudier l’influence de l’hypothermie, reperfusion ou déclenché par une hémolyse signalisation événements9. Hypothermie profonde peut affecter l’activation et l’inactivation des enzymes diverses et les voies et les mécanismes restent inconnu10. En revanche, un arrêt cardiaque modèles ou modèles d’ischémie cardiaque doivent être utilisés pour enquêter sur les blessures de coeur ischémie et reperfusion. Ces divers modèles de CPB rat hautement récapitulent CPB humaine peuvent révéler les processus pathologiques liés au doryphore et aider à réduire les complications liées à la DGPC.
Ce protocole montre un modèle simple de la DGPC sans transfusion ou agents inotropes chez un rat. Ce modèle permet l’étude de longue durée plusieurs séquelles d’orgue de la DGPC.
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Protocol
Avant l’expérience, tous les rats il faudrait une semaine pour s’acclimater. Toutes les interventions chirurgicales sur des animaux devraient être effectués conformément au Guide pour les soins et Use of Laboratory Animals (www.nap.edu/catalog/5140.html) ou autres directives éthiques appropriées. Protocoles devraient être approuvés par le Comité de protection des animaux à l’institution appropriée avant de procéder. Toutes les procédures suivantes doivent être effectuées dans des conditions aseptiques.
1. préparer la DGPC Circuit
Note : Porter des équipements de protection individuelle, y compris les gants, lunettes et un manteau propre ou robe jetable.
- Mise en place du circuit de la DGPC
- Connecter les tubes en polychlorure de vinyle avec un réservoir veineux, préconçus pour circuit de la DGPC et un oxygénateur de membrane néonatale modifiés tel qu’illustré à la Figure 1. S’assurer que tous les raccords sont bien serrés et ne fuient pas l’eau.
- Définissez un circuit CPB au rouleau pompe périphérique selon les protocoles du fabricant.
- Garder la pompe rouleau sur une table réglable en hauteur et ajuster la hauteur de la table à 10 cm en dessous du Bureau expérimental.
- D’amorçage du circuit de la DGPC
- Mix 12 mL de solution d’amidon hydroxyéthyl avec 0,1 mL d’héparine et 0,5 mL de solution de bicarbonate de sodium de 7 % pour l’amorçage circuit CPB.
- Réamorcer le circuit avec 11 mL de la solution d’amorçage, avec le rouleau de pompe tournant doucement. Mettre une aiguille de calibre 18 ventilation dans le réservoir d’air de ventilation.
- Frappé à plusieurs reprises l’oxygénateur à membrane à deair, avec basculement de l’oxygénateur. Air doit être obscurcie complètement pour éviter l’embolie gazeuse et manque d’oxygénation. Au cours de l’amorçage du circuit, faire chauffer le circuit par une lampe de chauffage électrique situé sur le réservoir.
2. la procédure devant la DGPC
Remarque : Le champ chirurgical et les appareils doivent être désinfectés par l’alcool à 70 % ou un composé d’ammonium quaternaire avant utilisation.
- Anesthésie et réglage de l’animal
- Anesthésier un rat avec inhalation de 3,0 % isoflurane mixte aérien dans un vaporisateur. Définissez le rat sur un support de travail et intuber une calibre 16 canule dans la trachée. Suivre vos directives de soins aux animaux locaux concernant le dosage de l’analgésie et la fréquence (par exemple
buprénorphine 0,005 mg/kg s.c.)
Remarque : Les Rats doivent être à une anesthésie profonde et perdre les réflexes. La respiration doit être rythmique mais ne pas être arrêtée. - Transférer le rat à une table d’opération équipée d’un coussin de chauffage électrique. Commencez la ventilation mécanique avec 8 mL/kg de volume de marée, une fréquence respiratoire de 70 cycles/min et 30 % de la fraction inspirée d’oxygène contrôlée par le capteur d’oxygène.
- Maintenir l’anesthésie à l’isoflurane 1,5 à 2,0 % et avec une administration supplémentaire de kétamine/xylazine au début de l’OPC.
- Surveiller la température rectale à l’aide de la sonde rectale. Maintenir une température de 37 ° C corps normothermique en ajustant la température du coussin chauffant et en plaçant le circuit sur la lampe infrarouge.
- Définissez le rat en décubitus dorsal et étirer des quatre membres en fixant avec des aiguilles. Surveiller la fréquence cardiaque en affectant à l’aiguille d’électrodes ECG l’épaule bilatérale et l’abdomen gauche. Placez une gaze humide ou pommade ophtalmique aux yeux à prévenir le dessèchement.
- Anesthésier un rat avec inhalation de 3,0 % isoflurane mixte aérien dans un vaporisateur. Définissez le rat sur un support de travail et intuber une calibre 16 canule dans la trachée. Suivre vos directives de soins aux animaux locaux concernant le dosage de l’analgésie et la fréquence (par exemple
- Canulation
- Après la désinfection de la surface du corps entier par sprayingby pulvérisation de l’éthanol à 70 % ou une autre solution antiseptique, se raser les cheveux par un rasoir sur la région inguinale bilatérale et de la région cervicale à droite. Les anesthésiques locaux (tels que la lidocaïne) doit être utilisés avant de faire l’incision cutanée. Remarque : comme alternative, un chirurgien de l’incision peut être utilisée au lieu de tout le corps de pulvérisation d’éthanol à 70 % pour éviter une baisse de température corporelle.
- Inciser la peau (environ 5 mm) dans les régions inguinales bilatérales et de la région cervicale droite de ciseaux et sans ambages de disséquer les tissus afin d’exposer l’artère fémorale droite principale. Séparer l’artère soigneusement de la veine et le nerf est proche. Ligaturer à la fin de l’artère fémorale commune par soie 4-0 et l’exposition de tension.
- Coupe de la paroi artérielle (environ 1 mm) de l’artère fémorale droite commune par micro ciseaux dans une direction perpendiculaire à l’artère et canule soigneusement dans un cathéter intraveineux de calibre 24 depuis l’incision jusqu'à une profondeur de 1 cm pour la surveillance des artères systémiques pression et en analysant la pression partielle de gaz de sang artériel.
- Administrer l’héparine sodique (500 UI/kg) du cathéter.
- Suivez les étapes 2.2.2 et 2.2.3 de la canule dans un cathéter intraveineux de calibre 24 dans l’artère fémorale commune gauche comme une ligne de perfusion artérielle du circuit de la DGPC.
- Insérer un cathéter de multi-orifice calibre 17 dans la veine jugulaire interne droite et le faire avancer dans l’oreillette droite et la veine cave inférieure (VCI). Ne poussez pas le cathéter à peu près comme le navire peut facilement se casser. Raccorder le cathéter sur le circuit CPB pour drainage veineux.
- Couvrir chaque région canulée avec une gaze humide pour éviter la contamination.
3. la procédure au cours de la DGPC
- Transporter 100 % oxygène gazeux à l’oxygénateur à 0,8 L/min au cours de la DGPC et diminution de la fréquence respiratoire à 30 cycles/min. La pression partielle artérielle en oxygène est requise entre 200 et 400 mmHg.
- Au début de la DGPC, augmenter le réglage de la température du coussin chauffant à la maximale, 42 ° C, pour atténuer la baisse immédiate de la température corporelle après le début de la DGPC. Réglez la température à 37 ° C lorsque la température du corps revienne à 36 ° C.
- Avec précaution, démarrer le flux de la DGPC et garder un oeil sur le volume du sang dans le réservoir. Un réservoir vide risque d’embolie gazeuse. Si le volume du sang dans le réservoir diminue, réduisez le débit de la pompe en ajustant la hauteur de la table, ou changer la position de la sonde de drainage. Ne pas re-positionner le cathéter de drainage veineux, ce qui pourrait facilement provoquer des perforations de l’oreillette droite et/ou d’arythmie.
- Augmenter et maintenir le débit de la pompe à 100 mL/kg/min, alors que la pression artérielle moyenne est maintenue à 70 mmHg. Lorsque la tension appropriée est maintenue, un petit volume d’au moins 1 mL dans le réservoir est acceptable. S’il y a moins de 1 mL de sang dans le réservoir, il peut provoquer une embolie gazeuse dans les organes.
- Si la tension artérielle est instable, ajouter 2 à 3 mL de la solution d’amorçage du circuit (elle peut provoquer une anémie après la DGPC).
4. procédure après CPB
- Serrer le tube de drainage veineux et le retirer du circuit. Faire infuser le sang restant dans le circuit progressivement à l’artère pour maintenir la tension artérielle.
- Augmentation de la fréquence respiratoire à 70 cycles/min.
- Retirer le cathéter de drainage veineux et le cathéter artériel gauche, puis ligaturer le navire dans le site proximal et distal.
- Supprimer la ligne artérielle de l’artère fémorale droite 60 min après la fin de la DGPC.
- Nettoyer chaque plaie avec du sérum physiologique et refermer la plaie avec des sutures.
- Fin de l’anesthésie et l’Extuber le tube par voie intratrachéale après avoir vérifié la respiration spontanée de l’animal.
- Administrer des fluides isotoniques stériles réchauffés et utiliser un tapis de chaleur et de la lampe chauffante électrique pour réchauffer les animaux. Vérifier les conditions de l’animal fréquemment jusqu'à ce que de l’anesthésie. Fournir une assistance respiratoire si nécessaire. Remarque : Une fois que l’animal commence à se déplacer, la source de chaleur devrait être soustraits partie de la cage pour permettre à l’animal de choisir le côté chaud ou froid.
- Garder l’animal en dehors de la compagnie des autres animaux jusqu'à ce que la respiration retrouve pleinement. Ne pas retourner l’animal à la compagnie jusqu'à la guérison complète.
- Vérifier la consommation d’aliments et de l’eau après la récupération de l’anesthésie et fournir un soutien nutritionnel approprié. Administrer les analgésiques et recherchez les signes d’inconfort ou de douleur.
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Representative Results
La figure 1 montre le circuit entier de la DGPC. Les variables physiologiques dans ce modèle sont illustrés à la Figure 2et incluent la température rectale, signifient la pression artérielle et la fréquence cardiaque. La figure 3 montre les analyses de gaz de sang artériel au cours de la DGPC, y compris la pression partielle artérielle en oxygène, pression partielle artérielle de dioxyde de carbone, hématocrite, excès de base, expression sérique de potassium et le potentiel de l’hydrogène. Tout au long de la procédure, la fréquence cardiaque et la pression artérielle moyenne étaient stables. La température rectale et l’hématocrite a diminué au début de la DGPC à cause de l’hémodilution causée par le volume d’amorçage. La pression partielle d’oxygène du sang artériel a significativement augmenté au cours de la DGPC en raison de l’oxygénation par membrane. Représentant hématoxyline et éosine, coloration des images des poumons sont indiquées dans la Figure 4, qui comprend les images du groupe CPB (Figure 4B, D) et le groupe d’exploitation fictif (Figure 4A, C) et les ratios de PaO2 / FiO2 après la DGPC par rapport à la ligne de base (Figure 4E). Pour oedème interstitiel, infiltration cellulaire inflammatoire et une hémorragie, une différence significative a été observée dans le groupe de la DGPC. Figure 5 montre la concentration sérique du facteur de nécrose tumorale-alpha (TNF-α), interleukine-6 (IL-6) et grande mobilité groupe encadré 1 (HMGB1) niveaux après CPB.
Figure 1 : Circuit de la DGPC. Tout le circuit de la DGPC se compose d’un réservoir (8 mL), un oxygénateur de membrane avec un volume d’amorçage de 3,3 mL et une pompe à rouleaux. Tous les éléments sont reliés par des tubes en polychlorure de vinyle, y compris une ligne de drainage veineux (diamètre extérieur (OD), 3,3 mm ; diamètre intérieur (ID), 2 mm ; environ 1,4 mL), une ligne artérielle (OD, 2 mm ; ID, 1,2 mm ; environ 1,2 mL) et un tube de fixation de la pompe à rouleau (OD, 6,6 mm ; ID, 4,5 mm ; environ 2,8 mL). Volume total d’amorçage est 11 mL y compris environ 3 mL dans le réservoir. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Variables physiologiques. Les variables physiologiques pendant et après la DGPC, y compris la température rectale (A), (B) moyenne tension artérielle et fréquence cardiaque (C) (n = 6). Les points et les barres d’erreur sont présentés comme moyenne et écart-type. CPB, circulation extracorporelle ; Pré, avant OPC ; La DGPC X, X min après l’ouverture de la DGPC ; Après X, X min après la fin de la DGPC. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Analyses de gaz de sang artériel. Analyses de gaz de sang artériel pendant et après la DGPC. (A) pression partielle artérielle en oxygène, (B) pression partielle artériel dioxyde de carbone, hématocrite (C), excès de base (D), expression de sérum (E) de potassium et (F) potentiel d’hydrogène (n = 6). Les points et les barres d’erreur sont présentés comme moyenne et écart-type. CPB, circulation extracorporelle ; Pré, avant OPC ; La DGPC X, X min après l’ouverture de la DGPC ; Après X, X min après la fin de la DGPC. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : L’analyse histologique des poumons. Représentant hématoxyline et éosine, coloration des images pour le groupe d’opération de sham (A, C) et la circulation extracorporelle effectuaient group (B, D). 4 h après la DGPC. La sévérité de la détresse respiratoire est corrélée à l’étendue des résultats pathologiques en hémorragie et œdème. Barreaux de l’échelle ; 50 µm (a, B), 1 mm (C, D). (E), le ratio de PaO2/FiO2 après DGPC par rapport à la ligne de base dans le groupe fictif et groupe témoin (n = 6 dans chaque groupe). Les points et les barres d’erreur sont présentés comme moyenne et écart-type. p < 0,01 vs groupe fictif. CPB, circulation extracorporelle ; PaO2, pression partielle d’oxygène du sang artériel ; FiO2, fraction d’oxygène inspiré ; Après X, X min après la fin de la DGPC. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Évaluation des réactions inflammatoires dans le sérum. Concentration sérique de (A) facteur de nécrose tumorale-alpha (TNF-α), (B) l’interleukine-6 (IL-6) et (C) grande mobilité groupe encadré 1 (HMGB1) des niveaux après CPB. n = 5 pour chaque groupe : simulacre de groupe et le groupe de la DGPC, rats subissant la DGPC. Les points et les barres d’erreur sont présentés comme moyenne et écart-type. p < 0,05, †p < 0,001 vs groupe fictif. CPB, circulation extracorporelle ; Après X, X min après la fin de la DGPC. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Dans ce modèle de la DGPC de rat, les niveaux d’expression de sérum et de poumon de cytokines inflammatoires et BHGM-1, un facteur de transcription clés régissant les réactions inflammatoires, a considérablement augmentent après la DGPC. Des études cliniques antérieures ont montré que la sécrétion de sérum de BHGM-1 niveau est élevée chez les patients subissant une chirurgie cardiovasculaire11, et le niveau de BHGM-1 pic sérique au cours de la DGPC a été associé à syndrome de réponse inflammatoire systémique plus sévère et les troubles de l’oxygénation poumon après CPB12. En outre, le sérum BHGM-1 niveau est un biomarqueur indépendant pour prédire la mortalité chez les patients atteints de pneumonie sévère et de syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA)13unité de soins intensifs. Sévères liées à la DGPC SDRA associés de cytokines inflammatoires et BHGM-1 activation est simulée avec succès par ce modèle de la DGPC de rat.
De nombreuses études sur l’inflammation systémique liées à la DGPC ont été menées dans des modèles de rat en raison de leur utilité pour l’étude de la réponse inflammatoire systémique, dont proinflammatory cytokines expression14, nucléaire kappa B activation15, activation des neutrophile par adhérence molécules16et matrix metalloproteinase-9 activités17. Le stress oxydatif comme l’activation de la protéine de HO-1 au cours de la DGPC a étudié également en utilisant le rat CPB modèles18.
Le modèle OPC de rat développé récemment dans diverses procédures pour simuler les situations cliniques des complications de la DGPC. Les effets enzymatiques, génétiques et histologiques pour myocarde peuvent être étudiées par un arrêt cardiaque modèle7. En outre, un modèle DHCA est signalé à révéler les mécanismes associés à l’événement indésirable cérébral après chirurgie aortique thoracique et d’étudier le potentiel neuroprotecteur stratégies6. Ces modèles, basés sur le modèle de la DGPC rat classiques, sont précieux pour évaluer les différents effets de la DGPC, étroitement simulant des situations cliniques en chirurgie cardiovasculaire.
Le taux de survie de ce modèle repose sur l’amélioration technique de l’enquêteur. Les facteurs les plus critiques associés à la morbidité sont saignement lors de la séparation des vaisseaux, rupture cardiaque et rétropéritoine hématome, qui se produit généralement de la défaillance technique. Bonne exposition, tension appropriée aux navires et douce canulation sont chirurgicales exigences pour le succès. Maintien la pression sanguine moyenne d’au moins 60 mmHg en contrôlant le sang réservé et la solution supplémentaire est important pour éviter l’anémie extrême et insuffisance de membre inférieur. Embolie gazeuse à l’intestin et/ou d’autres organes abdominaux est également essentiel d’éviter ; une fois que c’est le cas, impossible de terminer la procédure.
Dans la pratique précoce de ces procédure, achèvement du CPB est environ 20 % en raison de la difficulté de canulation et jusqu'à 10 % de survie 4 h après la DGPC. Après une expérience avec 20 modèles, le taux de survie considérablement amélioré à près de 80 % à cause de l’hémodynamique stable au cours de la préparation du modèle.
Au début de la création de ce modèle, le volume total du circuit CPB a été 3 mL, ce qui est supérieur à celui de l’actuel. Donc, le volume excessif colloïdal induite anémie critique au cours de la DGPC (signifie hématocrite : 14,7 %)19. En diminuant le volume de circuit CPB et saignements chirurgicaux, l’hématocrite au cours de la DGPC a considérablement augmenté de 21,3 %, ce qui a permis de maintenir une hémodynamique stable.
L’orifice multi calibre 17 est très approprié pour le cathétérisme de la veine jugulaire interne à IVC grâce à l’oreillette droite, en raison de sa longueur adéquate et de douceur, qui empêche de porter hors de la paroi veineuse. Par ailleurs, le diamètre intérieur multi-orifice et suffisant permet le retour veineux suffisant et un taux de réussite élevé. Introduire le cathéter dans la VCI est techniquement difficile en raison de sa manière aveugle et aurait facilement perforer la paroi veineuse ou auriculaire.
Canulation artérielle pour l’artère fémorale de rats tend à provoquer l’ischémie des membres par rapport à l’artère caudale ou artère carotide20. Dans notre expérience, instabilité hémodynamique (BP moyenne inférieure à 60 mmHg), ligature de l’artère fémorale profonde les critique anémie peut endommager grave jambe. Maintien de la pression artérielle, canulant une région supérieure de l’artère fémorale commune et gardant un hématocrite supérieur sont toutes les solutions pour prévenir l’ischémie des membres provoquée par la perfusion collatérale riche innée des rats.
Évitement des catécholamines et de la transfusion sanguine est nécessaire d’étudier avec précision les réponses hémodynamiques, biochimiques ou physiologiques d’essais des matériaux et des interventions. Il n’y a aucun besoin de vasopresseurs et transfusion du tout au cours de la procédure dans notre modèle. Une anesthésie profonde augmente la libération de cytokines inflammatoires et par la suite détériore orgue fonction21. Profondeur de l’anesthésie appropriée, canulation lisse et douce de la trachée animale pour l’intubation et artère fémorale canulation artérielle surveillance sans saignement sont importants avant l’instauration du CPB. S’il y a une instabilité hémodynamique avant l’instauration du CPB, taux de réussite est remarquablement abaissé. Au cours de la DGPC, le débit de CEC doit être maintenu en ajustant le volume dans le réservoir. Après 60 min après le début de la DGPC, l’addition prudente de volume (1 à 3 mL de solution saline) est nécessaire en raison de l’instabilité hémodynamique par des processus inflammatoires. Toutefois, l’ajout d’un volume sonore trop colloïdal entraîne une anémie qui peut conduire à des conditions instables. Après le doryphore, le sang dans le circuit de la DGPC doit être retourné au rat doucement dans 30 min. instabilité après que CPB signifie qu’il existe une morbidité potentielle comme ischémie dans des branches ou intestin.
La profondeur de l’anesthésie adaptée est l’un des conseils dans ce modèle pour diminuer la mortalité et la morbidité. Anesthésiques inhalants fournissent un contrôle adéquat de la profondeur et la durée de l’anesthésie. Lorsque nous intuber une canule à la trachée, des rats doivent être à une anesthésie profonde assez pour perdre les réflexes. La respiration doit être rythmique mais ne pas être arrêtée. Arrêt respiratoire indique une anesthésie extrêmement profonde, hypotension, et/ou une mort imminente, ce qui provoque l’inflammation systémique. Au contraire, anesthésie insuffisante provoque plus de stress à l’animal. Au cours de la DGPC, mouvement du corps de l’animal est essentiel pour réduire en raison de la possible suppression accidentelle des canules. Contrôlant le vaporisateur isoflurane en contrôlant la fréquence cardiaque, pression artérielle et mouvement de paroi thoracique est nécessaire au cours de la procédure. Lors de l’ouverture du CPB, la concentration sanguine d’isoflurane peut diminuer de dilatation volumique apprêtée. Pentobarbital intrapéritonéal supplémentaire peut permettre stable profondeur de l’anesthésie.
Les infections postopératoires chez les rats causera de nombreux changements de paramètres physiologiques22. Un modèle de longue survie exige le maintien strict de conditions stériles au cours de la procédure. Une chambre séparée et un propre espace de travail pour les procédures aseptiques sont souhaitables. Le champ chirurgical et les appareils doivent être désinfectés par l’alcool à 70 % ou un composé d’ammonium quaternaire avant utilisation. Tous les matériaux qui affecte probablement la contamination, telles que les canules, solutions et matériaux de suture, doivent être dans un emballage stérile. Au cours de la DGPC, couvrant le champ chirurgical avec de la gaze petit humide empêche les sites de sources potentielles de contamination. Avant de refermer les plaies, enlever le sang de la blessure et en rinçant à l’eau stérile sont nécessaires pour éviter l’infection de la plaie. Dans notre expérience, aucune infection de la plaie n’a eu lieu 24 heures après l’opération.
Il y a les limites de ce modèle de la DGPC dans c'est-à-dire ne peut pas imiter complètement des situations cliniques. Tout d’abord, ce coeur battant modèle présente des flux pulsatile qui diffère de la clinique de chirurgie cardiaque à cœur arrêté. Deuxièmement, ce modèle peut être réalisé sans thoracotomie et cela ne reproduirait pas entièrement CPB clinique avec thoracotomie médiane, ce qui conduit à une hémorragie massive au cours de l’intervention chirurgicale.
En conclusion, ce modèle OPC permet aux études de début - et à long terme plusieurs lésions organiques associées avec la DGPC. Principaux avantages de ce modèle comprennent la réduction des biais possibles par des transfusions sanguines, vasopresseurs ou agents inotropes. Ce modèle convient enquêter sur les stratégies thérapeutiques visant à prévenir la blessure multi-organes lors du CPB.
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Disclosures
Tous les auteurs n’ont rien à divulguer au sujet de support commercial.
Acknowledgments
Appréciation est étendue à Dr T. Taki et Dr M. Funamoto pour leur soutien technique.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Rodent Ventilator 7025 | Ugo Basile | 7025 | Ventilator |
| OxiQuant B | ENVITEC | 46-00-0023 | Oxygen Sensor |
| CMA 450 Temperature Controller | CMA | 8003759 | Temperature Controller |
| CMA 450 Heating Pad | CMA | 8003763 | |
| CMA 450 Rectal Probe | CMA | 8003761 | |
| DIN(8) to Disposable BP Transducer | ADInstruments | MLAC06 | |
| Disposable BP Transducer | ADInstruments | MLT0670 | |
| IX-214 Data Recorder | iWorx Systems | IWX-214 | amplifier |
| LabScribe software | iWorx Systems | software | |
| Roller pump | Furue Science | Model RP-VT | pump |
| Happy Cath | Medikit | EB 19G 4HCLs PP | 17-gauge multiorifice angiocatheter |
| SURFLO ETFE I.V. Catheter | Terumo | SR-OX2419CA | 24-gauge angiocatheter |
| Oxygenator | Mera | HPO-002 | |
| CPB circuit | Mera | custom-made | |
| Hespander fluid solution | Fresenius Kabi | 3319547A4035 | Hydroxyethyl starch |
References
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