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Behavior

Avaliação sistemática de bem-estar em camundongos para procedimentos com anestesia geral

Published: March 20, 2018 doi: 10.3791/57046
Automatic Translation
1,2, 2,3, 2, 4, 2, 1
1Institute of Animal Welfare, Animal Behavior and Laboratory Animal Science, Department of Veterinary Medicine, Freie Universität Berlin, 2Institute of Pharmacology and Toxicology, Department of Veterinary Medicine, Freie Universität Berlin, 3German Federal Institute for Risk Assessment (BfR), 4Unit of Physiology, Pathophysiology and Experimental Endocrinology, Department of Biomedical Sciences, University of Veterinary Medicine

Summary

Desenvolvemos um protocolo para avaliar o bem-estar em ratos durante procedimentos com anestesia geral. Uma série de parâmetros comportamentais, indicando níveis de bem-estar, bem como metabólitos de glicocorticoides foram analisados. O protocolo pode servir como uma ajuda geral para estimar o grau de gravidade de forma científica, centrada no animal.

Abstract

De acordo com a 3R princípio (substituição, redução e refinamento) desenvolvido por Russel e Burch, investigação científica deve usar alternativas à experimentação animal, sempre que possível. Quando não há alternativa à experimentação animal, o número total de animais de laboratório usado deve ser o mínimo necessário para obter dados valiosos. Além disso, devem ser aplicadas medidas de refinamento adequado para minimizar a dor, sofrimento e angústia que acompanha o procedimento experimental. As categorias usadas para classificar o grau de dor, sofrimento e angústia são não-cobrança, leve, moderada ou grave (UE Directiva 2010/63). Para determinar quais categorias se aplicam em casos individuais, é crucial usar ferramentas cientificamente.

O protocolo de well-being-avaliação apresentado aqui é projetado para procedimentos durante o qual anestesia geral. O protocolo incide sobre comportamentos de actividade, o rato careta escala e luxo de gaiola em casa como burrowing e ninho edifício comportamento como indicadores de bem-estar. Ele também usa o paradigma exploratório livre de comportamento relacionados à ansiedade do traço. Metabólitos de corticosterona fecais como indicadores de estresse agudo são medidos no período pós-anestésica-24h.

O protocolo fornece informações cientificamente sólidas sobre o bem-estar dos ratos após anestesia geral. Devido à sua simplicidade, o protocolo pode facilmente ser adaptado e integrado em um estudo planejado. Embora ele não fornece uma escala para classificar o perigo em categorias de acordo com a directiva da União Europeia 2010/63, pode ajudar os pesquisadores estimar o grau de gravidade de um procedimento usando dados cientificamente. Ele fornece uma maneira de melhorar a avaliação do bem-estar de uma forma científica, centrada no animal.

Introduction

UE Directiva 2010/631 estipula que o princípio do 3R (substituição, redução, refinamento) desenvolvido por Russel e Burch2 deve ser aplicada sempre que a experimentação animal é necessária. O objetivo final da directiva da UE é para se livrarem de todos os testes em animais, mas a directiva reconhece que, por enquanto, algumas experiências com animais são ainda necessários para conduzir a pesquisa que irá proteger a saúde humana e animal. Assim, se um experimento animal não pode ser substituído por qualquer método alternativo, apenas o número mínimo de animais de laboratório é para ser usado para obter resultados fiáveis. Além disso, a quantidade de dor, sofrimento e angústia que acompanha procedimentos experimentais deve ser minimizada através de medidas adequadas de refinamento. União Europeia Directiva 2010/63 estipula que a gravidade de um procedimento deve ser prospectivamente classificada como letal, leve, moderada ou grave1. Classificação de gravidade é decidido em uma base caso-a-caso, é importante ter ferramentas cientificamente para estimar a gravidade de um determinado procedimento.

Folhas de pontuação, como proposto por Morton e Griffith3 são uma ferramenta essencial na detecção de quaisquer desvios do estado normal, incluindo os efeitos negativos sobre o bem-estar4. Folhas de pontuação são usadas para determinar retrospectivamente a dor, o sofrimento, e o sofrimento causado por uma experiência e foco em mudanças visíveis no estado físico de cada animal (por exemplo, peso de corpo, peles, marcha). Embora, VIII do anexo da Directiva 2010/63 fornece exemplos de cada categoria de severidade, pesquisadores ainda falta ferramentas para estimar o grau de gravidade de um determinado procedimento usando cientificamente com base em dados.

A ausência de indicadores que mostram o bem-estar negativo não é a única maneira de determinar o estado do animal; a presença de indicadores apontando para bem-estar positivo é também importante5,6,7,8. Por exemplo, animais exibir comportamentos de luxo como a construção de galerias e ninho edifício comportamento apenas quando todas as suas necessidades essenciais sejam atendidas. Se o bem-estar é reduzido, comportamentos de luxo são os primeiros a recusar a5,7. Protocolos para ser utilizado na avaliação de bem-estar devem incluir indicadores apontando para o físico, fisiológico/bioquímicos e Estados psicológicos dos animais para avaliar o seu bem-estar em uma forma detalhada e abrangente9.

Dentro do contexto de requinte, um protocolo foi desenvolvido para atender a esses requisitos e avaliar os efeitos de um procedimento envolvendo anestesia geral sobre o bem-estar dos ratos10. Ao mesmo tempo, o objetivo era minimizar qualquer estresse adicional para permitir a fácil integração do protocolo em uma determinada experiência. O protocolo considera a escoar-se comportamento, comportamento de gaiola em casa como atividade, ingestão de alimentos e aninhamento e comportamento relacionados à ansiedade do traço. Além disso, inclui a escala de careta de Mouse (MGS) e a análise não-invasiva de metabólitos de corticosterona em fezes. O protocolo é projetado para facilitar a avaliação do bem-estar de uma forma científica e centrada no animal e para fornecer informações sobre o bem-estar que oferece suporte à classificação do grau de severidade. Além de papéis, pode fornecer informações úteis para a classificação de gravidade de um procedimento. Como o protocolo é fácil de realizar e não requer extenso equipamento, pode ser integrado em um experimento em andamento sem influenciar os resultados de um estudo. Note-se que a pesquisa Animal: relatórios no Vivo experimentos (chegada) directriz11 é para ser observado em todos os estudos que envolvem as experiências com animais, com o objetivo de melhorar a concepção, análise e emissão de relatórios.

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Protocol

O estudo foi realizado de acordo com as diretrizes estabelecidas pelo alemão Animal Welfare Act e foi aprovado pela autoridade do estado de Berlim ("Turismo für Gesundheit und Soziales", número de licença: G0053/15).

Nota: O principal objectivo do presente protocolo foi investigar o efeito da anestesia repetida em metabólitos de glicocorticoide. Um cálculo de tamanho de amostra foi realizado para determinar o número de animais a ser usado: n ≥ 2 × (s / µ1- µ2)2 × (zα + zβ)2. µ1- µ2 é a diferença entre meios de população no qual poder e amostra são feitos os cálculos de tamanho (α = 5%, β = 80%); zα = 1,96 e zβ = 0,84 são o quantiles da distribuição normal padrão. A Figura 1 ilustra a linha de tempo do presente protocolo. Se um parâmetro do protocolo mostra uma diferença com o nível de controle, o animal deve ser monitorado pròxima, e o parâmetro deve ser medido novamente após um período adequado. Por exemplo, se o comportamento de relacionados à ansiedade traço é aumentado, esse comportamento deve ser testado novamente uma semana depois, a fim de ajudar a determinar o período até a recuperação completa. Pontos de tempo e períodos definidos no presente protocolo podem ser adaptados para uso com outros procedimentos. Ao alterar os pontos de tempo, períodos de habituação devem ser mantidos conforme descrito no protocolo. Para reduzir os fatores que possam influenciar o comportamento de ratos, testes que exigem mais manipulação devem ser realizadas após testes que não perturbe o comportamento normal de ratos. A Figura 2 resume todos os testes do protocolo usando uma folha de Pontuação Resumo. A Figura 3 fornece escalas simplificadas do grau de bem-estar, que dão uma visão geral de como interpretar os resultados do teste.

1. habituating ratos para tratamento pelo experimentador

  1. Permitir que os ratos para se habituar ao centro animal pelo menos 2 semanas depois de terem sido obtido outra instalação ou fornecedor.
  2. Ratos em grupos da casa e mantê-las sob condições normais (temperatura de 22 ± 2 ° C, umidade relativa de 55 ± 10%) em um ciclo de luz: escuro de 12:12 h.
  3. Fornecer a todos os grupos com um túnel e algodão nestlets como padrão enriquecimento e providenciar comida e água ad libitum.
  4. Se habituar todos os ratos para o túnel e/ou Copa manipulação, pelo menos, uma semana antes do teste12.
    Nota: Apanhar ratos pela cauda pode induzir stress ou ansiedade, que por sua vez afeta o bem-estar e também tem um impacto sobre os resultados do presente protocolo12.

2. preparar a sala de testes comportamental e aparelhos

Nota: Fornece uma sala separada para testes, idealmente perto da sala onde os animais são mantidos. Transporte os ratos em jaulas em casa para o teste quarto pelo menos 60 min antes que o procedimento é realizado. Se possível, realizar todos os testes do presente protocolo no mesmo quarto teste onde o procedimento é realizado.

  1. Prepare uma gaiola de observação para testar Scelotes comportamento8 e para tirar as fotografias para uso no MGS13 (Figura 4).
    1. Use uma caixa de vidro com uma área de aproximadamente 220 mm × 290 mm e uma altura de 390 mm.
    2. Cobrir o chão da caixa com aproximadamente 0,5 cm de material de cama.
    3. Espalhe um punhado de fundamento utilizado material da gaiola em casa em cima do novo material de fundamento para reduzir o desconforto causado pelo novo ambiente.
    4. Fornece o alimento, o mesmo tipo que normalmente é fornecido como dieta e água.
      Nota: se possível, use garrafas de água, porque os ratos podem encher água tigelas com fundamento material.
  2. Preparar uma gaiola (tipo III: 420 mm × 260 mm × 150 mm) para o período de observação de 24 horas, para que os ratos estão alojados individualmente (Figura 5).
    Nota: Para minimizar a duração da habitação individual, coletar dados para o ninho, construção de comportamento, atividade de gaiola em casa, ingestão de alimentos e metabolitos corticosterona fecal (FCM) durante este período.
    1. Lugar novo fundamento material na gaiola (aproximadamente 0,5 cm de profundidade) e dispersão de um punhado de material de cama utilizado sem fezes da gaiola em casa em cima do novo material, a fim de reduzir o perigo.
    2. Fornece uma nestlet de algodão quadrado padronizado de um peso definido, como enriquecimento ambiental única (ver tabela de materiais)14.
      Nota: Nestlets comercial pode diferir em peso. Portanto, modificou o peso do nestlet descrito pelo diácono e usado 2,0 g em vez de 2,7 g14.
    3. Montar o sensor de infravermelho na parte superior da gaiola, quando usando um sensor infravermelho para medir a atividade de gaiola em casa (veja a tabela de materiais).
    4. Fornecer o alimento, o mesmo tipo que normalmente é fornecido como dieta, e água ad libitum.

3. Mouse careta escala

Nota: As fotografias para os MGS são tomadas na gaiola observação no tempo três pontos: (i) 2 dias antes do procedimento para registro de MGS basais, (ii) 30 min após o procedimento e (iii) 150 min após o procedimento. Quando o bem-estar é prejudicada, pontuações no the m.g. ' s aumentam. Se o golo de MGS aumento ainda é observados após 150 min, tira fotografias adicionais em um estágio posterior.

  1. Use uma câmera de alta definição para a fotografia.
  2. Delicadamente, transferir o mouse dentro da jaula de observação e permitir o mouse para se habituar ao novo ambiente pelo menos 30 min.
  3. Continuamente a demorar cerca de 30-40 fotografias para cada vez que apontam dentro de 1-2 min.
  4. Classificar todas as fotografias, selecionando as fotografias nítidas de frontais ou laterais e descartar fotos borradas ou fotografias que mostram rostos de rato a partir de outras perspectivas que vista frontal ou lateral.
  5. Selecione aleatoriamente uma fotografia de cada ponto de tempo, (ou seja, 2 dias antes do procedimento, 30 min após o procedimento e 150 min após o procedimento) para cada rato.
  6. Recorte as fotografias para exibir apenas a cabeça do rato, para que a posição do corpo não é visível,13.
  7. Criar um arquivo de planilha com uma folha para cada foto e adicionar uma tabela, incluindo as cinco unidades de ação facial de the m.g. ' s para cada folha.
    Nota: O arquivo contém fotografias de linha de base, bem como fotografias pós procedimento.
  8. Randomize a ordem das folhas.
  9. Apresentar o arquivo em uma tela de computador para três pessoas independentes, que foram previamente treinadas para usar o MGS desenvolvido por Langford et al e tê-los a marcar as unidades de ação facial usando uma escala de 3 pontos (0 = não presente, 1 = moderadamente presentes, 2 = obviamente presente).
    Nota: Pontuação baseia-se nos seguintes parâmetros13: Orbital de aperto ("estreitamento da área orbital, com uma pálpebra hermeticamente fechada ou um aperto de olho"); protuberância do nariz ("arredondado extensão de pele visível na ponte do nariz"); protuberância de bochecha ("convexa aparência do músculo da bochecha"); posição da orelha ("orelhas puxado distante e volta de sua posição de linha de base ou apresentando sulcos verticais que se formam devido às pontas das orelhas, sendo atraído de volta"); mudança dos whiskers ("movimento de bigodes da sua linha de base ou posição para trás, contra o rosto ou para frente, como se de pé na extremidade; bigodes podem também aglutinar-se").
  10. Analisar pontuações, como se segue (adaptado de Langford et al 13).
    1. Média de todas as unidades de ação facial para cada foto para gerar a pontuação de MGS.
      Nota: Se uma das unidades de ação facial não pode ser marcada, média as restantes unidades de ação facial.
    2. Subtrai a média para as fotografias de linha de base da média para o procedimento de postagem de fotografias obter uma pontuação de diferença MGS para cada rato.
    3. Teste para diferenças nas pontuações MGS diferença entre as pessoas (teste não paramétrico para amostras relacionadas).
      Nota: Se houver uma diferença significativa (p < 0,05), determine se a dezenas de todas as fotografias ou apenas partituras de algumas fotografias diferem entre as pessoas. Se este último for true, repeti a pontuação dessas fotografias. Caso contrário, as pessoas devem repetir o treinamento de MGS e então marcar as fotos novamente.
    4. Média o golo de diferença MGS obtido os marcadores diferentes para cada mouse, se não diferem significativamente os resultados de todas as pessoas.
    5. Use um teste estatístico não paramétrico para comparar as pontuações MGS diferença médias entre os grupos estudados.

4. burrowing comportamento8,15,16

  1. Prepare-se tocas colocando 140 pelotas de alimento do 2G ± normalmente fornecidas como dieta em um padrão opaco plástico garrafa de água (250 mL, comprimento 150 mm, diâmetro de 55 mm, 45 mm de diâmetro do gargalo)8.
    Nota: Como os ratos preferem tubos amplo, tocas com um diâmetro de 68 mm podem ser usadas conforme descrito pelo diácono16.
  2. A toca cheio de pelotas de alimento na gaiola em casa 5 dias antes do procedimento para aclimatação.
    Nota: A unidade de alimentos-distribuição regular na gaiola não deve ser esvaziada, mas também deve permanecer repleto de pelotas de alimento, como os ratos são usados para isso.
  3. Realizar o teste duas vezes, 2 dias antes do procedimento (linha de base); realizar o último procedimento 30 min post também.
    1. Deixe o mouse se habituar pelo menos 30 min para a gaiola de observação, onde foram tomadas fotografias para o MGS.
    2. Coloque a garrafa de água plástica com esferas de comida paralelas à parede traseira da gaiola observação.
    3. Pese de pelotas de alimento (g) permanecendo na toca após 2 h.
  4. Calcule o peso de pelotas de alimento retirado a toca por ratos em relação ao peso inicial (%).

5. 24-h período de observação

Nota: Os ratos estão alojados individualmente, conforme descrito no ponto 2.2. (Figura 5), por um período de 24 h, para medir alimentos ingestão, atividade de gaiola em casa, ninho de comportamento do edifício e níveis da FCM. A observação de 24 horas ocorre duas vezes: (i) 2 dias antes do procedimento para basais, (ii) no dia do procedimento.

  1. Ingestão de alimentos
    1. Pese os ratos em intervalos regulares (por exemplo, 2 dias antes da anestesia, imediatamente antes da anestesia, 2 dias após a anestesia e semanal, após a anestesia), a fim de avaliar as alterações no peso corporal (parte da folha de pontuação).
      Nota: O peso corporal é necessária para calcular a ingestão de alimentos por grama de peso corporal. Consumo de água também pode ser medido durante o período de observação de 24 horas. Se a ingestão de alimentos é reduzida, o bem-estar pode ser prejudicada.
    2. Determine o peso inicial da dieta padrão (gramas) fornecido na unidade de comida da gaiola (cerca de 100 g).
    3. Determine o peso da dieta alimentar padrão no final do período de observação de 24 horas.
    4. Varredura do lado da gaiola sob a unidade de alimentos cuidadosamente para derramamento de comida e adicionar qualquer pelotas de alimento extra encontradas para o peso de pelotas de alimento restante na unidade de alimentos.
    5. Calcule a ingestão de alimentos por unidade de peso de corpo.
  2. Atividade de gaiola em casa
    Nota: As instruções a seguir referem-se ao uso de um sensor infravermelho (ver tabela de materiais), mas atividade de gaiola em casa também pode ser avaliada com programas alternativos. Desvio de atividade de gaiola em casa de níveis de controle (por exemplo, hipoatividade, hiperatividade) pode ser um sinal de bem-estar prejudicada.
    1. Inicie o programa.
    2. Escolha um intervalo de amostra de 1 min e um tempo de aquisição de 24 h, significando que impulsos são registrados a cada minuto por 24 h.
      Nota: Se o experimentador entra na sala, várias vezes após a gravação, só usar dados de períodos, quando ratos não foram perturbados (ou seja, durante o período escuro).
    3. Resumir a intervalos de 10 min de impulsos.
    4. Calcule a área sob a curva de tempo (impulsos × min).
  3. Comportamento de construção de ninho
    Nota: Ninhos complexos e altos podem servir como um indicador de bem-estar.
    1. Coloque uma nestlet de algodão quadrado (ver Tabela de materiais) com um peso definido (por exemplo, 2,0 g) no meio da jaula.
    2. Marca o ninho em uma escala de 5 pontos (veja abaixo) de acordo com o Diácono14 na manhã seguinte, cerca de 2 h após a luz acende. Pese todas as partes nestlet ileso que são pelo menos 5% do peso inicial de nestlet. Marcar os ninhos como segue14
      1. Atribua Pontuação de "1" se 90% da nestlet intacto.
      2. Atribua o resultado de "2" se for 50-90% intacto.
      3. Atribuir pontuação "3" se 50-90% do nestlet é desfiado.
      4. Atribuir pontuação "4" se mais de 90% é desfiado mas ninho é plano, e inferior a 50% de sua circunferência é maior do que a altura do corpo do mouse quando enrolado.
      5. Atribuir pontuação "5" se mais de 90% nestlet é desfiado e ninho é alto, e mais de 50% de sua circunferência é maior do que a altura do corpo de um rato enrolado.
  4. Metabólitos de corticosterona fecal
    Nota: Aumentos da FCM acima do nível de controle refletem níveis de estresse agudo durante o período de 24 horas pós-anestésica.
    1. Coletar todos os chumbos fecais secos da gaiola usando fórceps no final do período de observação de 24 horas e eliminar molhadas pelotas contaminadas com urina.
    2. Extraia o FCM segundo Palme et al 17, como se segue.
      1. Amostras fecais secas a uma temperatura de 60-70 ° C.
      2. Homogeneizar as amostras fecais usando um almofariz.
      3. Agite uma alíquota de 0,05 g com 1 mL de metanol a 80% em um tubo de centrifugação por 30 min em um vórtice de multi.
      4. Centrifugar as amostras a 2500 x g, durante 15 min.
      5. Pipete 0,5 mL do sobrenadante para outro tubo de centrifugação.
      6. Armazenar amostras fecais (e extratos) com um mínimo de-18 ° C.
      7. Analise a FCM usando um 5α-pregnane-3b,11b,21-triol-20-one enzima imunoensaio (EIA)18,19 ou outro EIA totalmente validado.
    3. Calcule a taxa de variação percentual das concentrações de FCM em relação as concentrações de FCM de linha de base.

6. free paradigma exploratória

  1. Pegue a gaiola casa fora do lugar e coloque-o sobre uma superfície de tabela no final do período de observação de 24 horas.
  2. Coloque um top quadriculado gaiola (sem alimentos ou garrafas de água) na gaiola em um ângulo de 45° para o lado mais comprido da gaiola.
    Nota: Não destruir o ninho, que serve como um esconderijo para o mouse, mas coloque a parte superior da gaiola diagonalmente acima do ninho.
  3. Monitor ou vídeo-registro os ratos durante 10 minutos a uma distância de aproximadamente 1,5 m.
    1. Inicie o temporizador.
    2. Observe todas as vezes quando o mouse sobe até o topo da gaiola (com todas as quatro patas na parte superior da gaiola) ou deixa o topo da gaiola (com uma ou mais patas no chão gaiola).
      Nota: Alguns ratos podem subir até o topo da gaiola e deixá-lo a fim de caminhar ao longo da borda da gaiola. Alguns ratos também traseira na parte superior da gaiola. Trate estes casos como se os ratos ainda estavam na parte superior da gaiola.
  4. Avaliar parâmetros seguindo Bert et al 20.
    1. Analise a latência para primeira exploração (em segundos).
    2. Analise o número de explorações.
    3. Analise a duração total (em segundos) de exploração.
      Nota: Uma alta latência a primeira exploração, um baixo número de explorações e uma baixa duração total de exploração pode indicar níveis mais elevados de ansiedade traço.

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Representative Results

Este protocolo foi originalmente desenvolvido para avaliar o bem-estar de camundongos C57BL/6JRj, seguindo uma experiência única de isoflurano anestesia (uma sessão de 45 minutos de anestesia, n = 13 fêmeas) ou anestesia repetida isoflurano (seis sessões de 45min anestesia com 3-4 dias entre as sessões de anestesia, n = 13 fêmeas) comparado com o bem-estar dos ratos controle (n = 6 fêmeas)10, que recebeu sem anestesia, mas foram testados de acordo com as mesmas medidas. Avaliamos o impacto de uma experiência única de isoflurano anestesia e anestesia de isoflurano repetidas sobre o bem-estar de camundongos C57BL/6JRj comparado com ratos não tratados de controle. Aqui, resultados representativos de camundongos C57BL/6JRj fêmeas, incluindo alguns dados publicados anteriormente em et al . Hohlbaum 10, bem como resultados inéditos, são mostrados.

Análise estatística

Análise exploratório de dados e testes de normalidade foram realizadas para cada parâmetro. Diferenças entre os grupos de estudo (ou seja, controle, isoflurano única anestesia, repetida isoflurano anestesia foram analisados usando o teste respectivo, tal como consta das lendas de figura. Quando dados reuniu pressupostos de distribuição normal, 1-way ANOVA foi executada. Non-normalmente distribuídos os dados foram analisados usando o teste de Kruskal-Wallis-teste de diferenças foram consideradas significativas no p < 0,05.

Valores de linha de base

Valores de linha de base, coletados antes de efectuar o procedimento, são cruciais para determinar se os grupos de tratamento diferem no parâmetro respectivo. Conforme demonstrado na Figura 6, Figura 7, Figura 8, Figura 9 e Figura 10, basais de MGS a pontuação (p = 0,762, teste de Kruskal-Wallis), comportamentos de luxo como buraqueira (p = 0.896, teste de Kruskal-Wallis) e nidificação (p = 0,723, teste de Kruskal-Wallis), ingestão de alimentos (p = 0,398, 1-way ANOVA) e atividade de gaiola em casa (p = 0.208, teste de Kruskal-Wallis) não diferiu significativamente entre os grupos. Além disso, não há diferenças significativas nas concentrações de FCM de base foram encontradas (mediano, percentis intervalo entre colchetes [ng/50 mg]: controle: 123.01 (82,70-193.46); única anestesia: 118.31 (101.73-153.54); anestesia repetida: 129.55 (92.58-139.48)) (p = 0,904, teste de Kruskal-Wallis). Se ocorrerem diferenças nos níveis de base, podem ser calculados valores de delta.

Escala de careta de mouse

Quando as pontuações MGS médios são comparadas, significativos escores versus o controle foram encontrados após a experiência da anestesia (p = 0,001) e após a última sessão de anestesia de repetidas (p = 0.021) causou a 30 min após a última anestesia (figura 6A) . Em 150 min após a última anestesia, já não havia diferenças entre os grupos (p = 0.910).

Para ter em conta o fato de que o golo de MGS de base não é igual a 0 em todos os casos, a pontuação de diferença MGS foi calculada, conforme descrito no protocolo. Os dois uma única experiência da anestesia (p = 0,002) e anestesia repetida (p = 0,008) aumentou o golo de diferença MGS versus o controle em 30 min após a anestesia. A 150 min após a última anestesia, todos os mouses tinham retornado aos níveis de controle (p = 0.617) (Figura 6B)10.

Escoar-se comportamento

Repetiu a anestesia reduziu significativamente a percentagem do peso dos alimentos retirados a toca contra o controle de ratos de Pelotas (p = 0.036, Kruksal-Wallis-teste) (Figura 7)10.

Comportamento de construção de ninho

Não havia diferenças significativas nas pontuações ninho entre uma experiência única de anestesia, anestesia repetida e o controle (p = 0,240, Kruksal-Wallis-teste) (Figura 8)10.

Ingestão de alimentos

Em 1 dia após a última anestesia, ratos que sofreu repetida anestesia mostrou significativamente reduziram ingestão de alimentos em comparação com os ratos que tinham experimentado a única anestesia (p = 0,047, 1-way ANOVA). Em contraste, uma semana depois, os ratos que receberam repetiu a anestesia consumido significativamente mais comida do que controles (p = 0,012, 1-way ANOVA) ou ratos que tinham recebido uma única anestesia (p = 0,001, 1-way ANOVA) (Figura 9)10.

Atividade de gaiola em casa

Em 1 dia após a última anestesia, atividade da gaiola em casa durante o período escuro, indicada pela área sob a curva de atividade, não significativamente diferiram entre os ratos que receberam uma única anestesia, anestesia repetida ou tratamento controle (p = 0.498, Kruskal-Wallis-Test) (Figura 10)10.

Paradigma exploratória livre

Todos os mouses exploraram o topo da gaiola, quando o teste foi realizado. No entanto, 1 dia após a última anestesia, os ratos que receberam repetiu a anestesia (mediano, percentis intervalo entre colchetes [s]: 78.00 (55,00-89.00)) explorou o topo da gaiola significativamente mais tarde no tempo do que controles (31,00 (18,25-42.75); p = 0,009, Kruskal-Wallis-Test) e os ratos que receberam uma única anestesia (27,00 (21,00-45.50); p = 0,001, teste de Kruskal-Wallis), como anteriormente publicado10. A duração total de parâmetros de exploração (Figura 11A) e número de explorações (Figura 11B) são análogos para a latência para primeira exploração. Repetiu a anestesia reduziu significativamente o número de explorações versus controle (p = 0,023, teste de Kruskal-Wallis) e a duração total da exploração (p = 0.032, Kruskal-Wallis-teste) versus uma única anestesia em 1 dia após a última anestesia. 8 dias após a anestesia de última, todos os parâmetros, ou seja, latência a primeira exploração (controle: 27,50 (13.50-47.25); única anestesia: 18,00 (9,50-38,50); anestesia repetida: 20,00 (12,50-42.00); p = 0.722, teste de Kruskal-Wallis), número de explorações (p = 0,057), e duração da exploração total (p = 0.579), já não diferiram entre os grupos de estudo (Figura 11).

Metabólitos de corticosterona fecal

Para ter em conta os valores basais obtidas, a mudança percentual em relação a linha de base foi calculada e não houve diferença significativa entre os grupos foram encontrada (p = 0,119, teste de Kruskal-Wallis) (Figura 12)10.

Figure 1
Figura 1 : Tempo linha do protocolo. Campos de cores cinzento e brancos simbolizam a escuridão e a luz períodos de um dia, respectivamente. Dependendo do procedimento, este protocolo pode ser adaptado. "Habituação para a toca" significa que os ratos têm de ser aclimatada a usando a garrafa de água plástica como uma toca em sua gaiola em casa, antes que o teste burrowing pode ser realizado. B, o valor da linha de base; FCM, metabólitos de corticosterona fecal. Esta figura foi modificada de Hohlbaum et al . 10. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2 : Folha de Pontuação Resumo. Esta ficha inclui todos os testes e pode ser preenchida para cada mouse individual. Data e hora devem ser adicionados quando o teste é realizado. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3 : Escalas do grau de bem-estar. As escalas variam de "bem-estar diminuída" (verde) para "bem-estar prejudicada" (vermelho) e expresso o significado dos resultados dos testes de forma simplificada. Nesta fase do conhecimento sobre os indicadores de bem-estar, não conseguiremos uma declaração definitiva sobre o grau de bem-estar para cada teste, apenas uma declaração geral. MGS, escala de careta de Mouse. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4 : Gaiola observação. Esta gaiola é usada para o teste do comportamento de construção de galerias e a tirar fotografias a serem analisados de acordo com a escala de careta de Mouse (MGS). A frente da gaiola é clara e, consoante as cores de pele dos ratos, as outras três paredes devem ser coloridas ou preto ou branco para contrastar com os ratos. O chão da caixa de vidro é coberto com cerca de 0,5 cm de material de cama, incluindo usado do fundamento material da gaiola em casa. Água e comida padrão são fornecidos. Se possível, garrafas de água, ao invés de bacias devem ser usadas, porque os ratos podem preencher tigelas com fundamento material. Após um período de habituação de pelo menos 30 min, a toca é adicionada. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 5
Figura 5 : período de observação de 24-h. Para avaliar o ninho, construção de comportamento, atividade de gaiola em casa e ingestão de alimentos e para coletar amostras fecais de que para medir metabólitos corticosterona fecal (FCM), os ratos estão alojados individualmente para 24 h (gaiola tipo III: 420 mm × 260 mm × 150 mm; fundamento material cerca de 0,5 cm de profundidade com usado do fundamento material da gaiola casa espalhadas no topo, uma nestlet de algodão, água da torneira e padrão alimentar dieta ad libitum). Um sensor infravermelho é montado na parte superior da gaiola. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 6
Figura 6 : Rato careta escala (MGS). A caixa representa o intervalo interquartil (IQR), bordas de caixa são 25th e 75th quartil. Os bigodes representam valores que não são maiores do que 1.5 × IQR. Pontos são valores atípicos com valores entre 1,5-3,0 × IQR. Asteriscos coloridos são valores atípicos com valores maiores que 3.0 × IQR. (A) quer dizer MGS marcar. (B) quer dizer MGS diferença de pontuação. p valores foram calculados usando o teste de Kruskal-Wallis-teste: * p < 0,05; * * p < 0,01. Devido a uma avaria técnica (câmera, escala), quatro ratos no grupo de anestesia único tinham que ser excluídos das estatísticas. Esta figura foi modificada de Hohlbaum et al . 10. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 7
Figura 7 : Burrowing comportamento. A caixa representa o intervalo interquartil (IQR), bordas de caixa são 25th e 75th quartil. Os bigodes representam valores que não são maiores do que 1.5 × IQR. Asteriscos coloridos são valores atípicos com valores maiores que 3.0 × IQR. p valores foram calculados usando o teste de Kruskal-Wallis-teste: * p < 0,05. Devido a uma avaria técnica (câmera, escala), quatro ratos no grupo de anestesia único tinham que ser excluídos da análise estatística. Esta figura foi modificada de Hohlbaum et al . 10. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 8
Figura 8 : Ninho edifício comportamento. A caixa representa o intervalo interquartil (IQR), bordas de caixa são 25th e 75th quartil. Os bigodes representam valores que não são maiores do que 1.5 × IQR. Pontos são valores atípicos com valores entre 1,5-3,0 × IQR. p valores foram calculados usando o teste de Kruskal-Wallis-teste; dia d. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 9
Figura 9 : Ingestão de alimentos. Dados são média ± desvio-padrão. p valores foram calculados usando 1-way ANOVA (post-hoc Tukey-HSD): * p < 0,05; * * p < 0,01. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 10
Figura 10 : Principal atividade gaiola. A caixa representa o intervalo interquartil (IQR), bordas de caixa são 25th e 75th quartil. Os bigodes representam valores que não são maiores do que 1.5 × IQR. Pontos são valores atípicos com valores entre 1,5-3,0 × IQR. p valores foram calculados usando o teste de Kruskal-Wallis-teste clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 11
Figura 11 : Paradigma exploratória livre. A caixa representa o intervalo interquartil (IQR), bordas de caixa são 25th e 75th quartil. Os bigodes representam valores que não são maiores do que 1.5 × IQR. Pontos são valores atípicos com valores entre 1,5-3,0 × IQR. Asteriscos coloridos são valores atípicos com valores maiores que 3.0 × IQR. (A) duração total de exploração. (B) número de explorações. p valores foram calculados usando o teste de Kruskal-Wallis-teste: * p < 0,05. Esta figura foi modificada de Hohlbaum et al . 10. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 12
Figura 12 : Metabólitos de corticosterona fecal (FCM). A caixa representa o intervalo interquartil (IQR), bordas de caixa são 25th e 75th quartil. Os bigodes representam valores que não são maiores do que 1.5 × IQR. Asteriscos coloridos são valores atípicos com valores maiores que 3.0 × IQR. Níveis FCM foram medidos 2 dias antes e 1 dia pós procedimento. A mudança de porcentagem [%] das concentrações FCM em relação ao valor da respectiva linha de base foram calculados. Os dados foram analisados usando o teste de Kruskal-Wallis-teste clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Discussion

O protocolo foi originalmente desenvolvido para avaliar o bem-estar de camundongos C57BL/6JRj que recebeu uma única anestesia ou anestesia repetida de isoflurano. Os resultados confirmam que testes de comportamentos de luxo, bem como outras medidas (por exemplo, o paradigma exploratório livre, a MGS, ingestão de alimentos Scelotes) eram sensíveis métodos para avaliar o bem-estar. Isoflurano repetidas anestesia causou efeitos a curto prazo no comportamento de relacionados à ansiedade traço, MGS e comportamento burrowing. Além disso, isoflurano repetidas anestesia apareceu para influenciar a ingestão de alimentos10.

O paradigma exploratório livre indicado comportamento exploratório reduzido e, consequentemente, níveis mais altos de ansiedade traço nos ratos que foram anestesiados repetidamente comparado com ratos anestesiados de uma só vez e os controles. No entanto, ratos de todos os grupos exploraram a gaiola quadriculado top10,20. Ao investigar o comportamento relacionados à ansiedade, é importante distinguir entre traço e estado ansiedade21,22. Colocar o mouse em um ambiente desconhecido induz a ansiedade estado. Em contraste, o paradigma exploratório livre permite que os animais de permanecer em suas gaiolas para casa e, assim, investiga o traço de ansiedade.

A redução no comportamento exploratório entre ratos após anestesia repetida não pode ser explicada pela diminuição da atividade motora. Atividade de gaiola em casa durante o período escuro não diferiu significativamente entre os grupos estudados. Isto indica que ratos fisicamente já tinham recuperado da anestesia, quando o teste gratuito paradigma exploratório foi realizado.

O MGS na verdade foi desenvolvido para avaliar a dor, mas não há provas de que as expressões faciais também são alteradas pelo estresse e emoções positivas13,23. As fotografias dos rostos rato indicaram que ambos anestesia única e repetida de isoflurano aumentou pontuações no the m.g. ' s sobre a curto prazo no período pós-anestésico imediato. Como a pontuação de diferença MGS permaneceu abaixo de 1, o nível de estresse apareceu para ser suave10. Os resultados de acordo com observações recentes de Miller et al . 24 , 25 e mostrou que ratos retornados para controlar o nível 150 min pós anestesia10.

Comportamentos de luxo como burrowing e ninho edifício comportamento são espécie-específicos e podem servir como indicadores de bem-estar7 e boa saúde geral em ratos26. Os ratos só mostram comportamentos de luxo quando todas as suas necessidades essenciais sejam atendidas. Se o bem-estar é reduzido, comportamentos de luxo são os primeiros a ser prejudicada5,7. Estudos anteriores mostraram que burrowing e construção do ninho podem ser prejudicadas pela dor e o sofrimento6,8, mas há também evidências de que o hipocampo lesões podem afetar estes dois comportamentos15,27 , 28 , 29 , 30 , 31.

Comportamentos de luxo foram investigados no início do período pós-anestésica (escoar-se o comportamento) e pela manhã do dia seguinte (comportamento de construção de ninho). O teste burrowing comportamento desenvolvido por Deacon et al e adotado por Jirkof et al foi modificado no que diz respeito a aclimatação (Alojamento em grupo em vez de habitação individual) e a duração da medição comportamental (apenas 2 h em vez de 24 h) 8 , 15 , 16.

É notável que repetiu a anestesia reduzido comportamento burrowing, sugerindo que havia uma imparidade de bem-estar imediatamente pós anestesia10, que também foi relatado por Jirkof et al . 8. mas a manhã do dia seguinte, quando os ratos tiveram tido mais tempo para se recuperar da anestesia, os altos e complexos ninhos tinham construído indicaram que eles estavam experimentando bem-estar10. Estes resultados diferem dos relatórios anteriores que marcou os ninhos em um anterior tempo32. Portanto, pode ser útil adaptar o protocolo e marcar ninhos mais cedo na hora. No entanto, o ritmo circadiano do ninho edifício comportamento ainda deve ser considerado, como os ratos tendem a preparar seus ninhos no final da fase escura32.

Ingestão de alimentos diminuiu marginalmente 1 dia após a anestesia repetida, mas foi aumentado uma semana mais tarde. Como ratos não perdeu peso corporal (ver Hohlbaum et al 10) pode ocorrer algum tipo de mecanismo de compensação, e deficiência de bem-estar no que respeita à ingestão de alimentos deve ser classificada como suave10. Ingestão de alimentos fornece a introspecção do desconforto pós-operatório, o bem-estar e o apetite em camundongos, que pode ser prejudicada pela náusea pós-operatória26 e estresse pós-operatório27.

FCM confiável indicam estresse em ratos33,34,35. As concentrações máximas de FCM geralmente ocorrem 8-10 h após um estressor, mas dependem do tempo de trânsito intestinal18. Portanto, é fundamental também monitorar a atividade de gaiola em casa, como incluídas neste protocolo. Devido ao efeito de ritmo circadiano em excretados FCM18, é aconselhável coletar amostras fecais durante um período de 24 h. FCM concentrações refletido estresse agudo durante o período de 24 horas pós-anestésico. Como FCM os níveis variam de indivíduo para indivíduo, calculou-se a taxa de variação percentual dos níveis FCM em relação à linha de base. Os resultados FCM do presente inquérito indicaram que uma experiência de anestesia, nem anestesia repetida aumentou significativamente de atividade do eixo hipotálamo-hipófise-adrenal (HPA) eixo10.

Ao todo, os achados revelaram que repetiu isoflurano anestesia causou estresse leve a curto prazo e prejudicado bem-estar no início do período pós-anestésica ligeiramente mais do que uma experiência única de isoflurano anestesia10.

Um protocolo para avaliar o bem-estar não deve impor sofrimento adicional sobre os animais. Uma limitação do presente protocolo é que inclui habitação individual durante o período de observação de 24 horas, que é conhecida por aumentar o plasma corticosterona níveis36. No entanto, habitação individual é necessária recolher dados válidos para os indivíduos com respeito a atividade de gaiola em casa, ingestão de alimentos, comportamento de construção do ninho e níveis FCM. A duração da habitação individual foi minimizada por investigar esses quatro parâmetros ao mesmo tempo (ou seja, durante o período de observação de 24 horas). Para evitar os resultados sendo influenciados por habitação individual, controle de ratos sofreu os mesmos testes e seus resultados foram tidos em conta. Se existem métodos medir os parâmetros em um ambiente de grupo-habitação, eles devem ser usado (por exemplo,um sistema de análise automatizada de casa-gaiola para gaiola casa atividade37 e ingestão de alimentos). No entanto, os sistemas de análise automatizada de gaiola em casa requerem equipamento adicional, que pode não estar disponível. Em estudos com foco em grupos de animais ao invés de indivíduos, atividade de gaiola em casa, ingestão de alimentos, ninho comportamento do edifício, e níveis FCM também podem ser avaliados por um grupo de ratos. O mesmo se aplica ao paradigma da enciclopédia exploratório, que requer apenas os ratos a ser visivelmente marcado para que eles podem ser distinguidos. Se o bem-estar é reduzida em um grupo, todos os ratos do grupo devem ser verificados cuidadosamente (usando a folha de Pontuação e exame clínico) identificar o mouse ou ratos em causa. Mais observações no nível de grupo são necessários para determinar a sensibilidade dos valores do grupo.

Em matéria de refinamento, este protocolo pode ser adaptado para e integrado em curso estudos para avaliar o impacto de um procedimento em particular sobre o bem-estar dos ratos. Dependendo do projeto particular do procedimento e estudo, os testes mais adequados do presente protocolo devem ser escolhidos. Aqui, a construção de galerias e ninho construção teste, MGS, paradigma exploratória livre e medição de ingestão de alimentos parecem ser particularmente benéfico. Como o comportamento dos ratos segue ritmos circadianos38, é aconselhável realizar testes comportamentais em ratos de todos os grupos em um ponto de tempo definido. Os ratos são mais ativos pela manhã do que na tarde38. No entanto, se o design do estudo não permitir para o teste de manhã, o teste pode ser feito em outro momento. Também é importante garantir que cada único teste é realizado com os mesmos pontos de tempo para todos os grupos. Caso contrário, o impacto do ritmo circadiano dos parâmetros pode resultar em intraou diferenças intergrupais. Além disso, os ratos controle devem ser incluídos no estudo, para que os resultados dos ratos tratados e controle os ratos podem ser comparados. Ratos do controle devem ser testados no mesmo tempo como ratos tratados. Se o protocolo mostra que esse bem-estar é prejudicada, o procedimento deve ser refinado, e o protocolo repetido. Esta abordagem pode mostrar se os esforços para aperfeiçoar o procedimento foram eficazes.

O presente protocolo pode servir como uma ajuda geral para estimar o grau de severidade, causado por um procedimento. Portanto, ajuda a classificar a gravidade de um procedimento a nível científico e animal centrado. No entanto, o protocolo não fornece uma escala de classificação de um procedimento como leve, moderada ou grave. Para classificar a severidade de um procedimento, é necessário consultar os exemplos em anexo VIII da UE Directiva 2010/63.

Em conclusão, o presente protocolo oferece suporte a uma avaliação sistemática de bem-estar em ratos de forma científica, centrada no animal, seguindo procedimentos durante o qual a anestesia geral é usada.

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Disclosures

Os autores não têm nada para divulgar.

Acknowledgments

Graças a Sabine Jacobs para ajudar com a coleta de amostra, Edith Klobetz-Rassam para análise da FCM, PD Dr. med. vet. Henrique. Roswitha Merle para auxiliar com análise estatística e Wiebke Gentner para revisão do manuscrito. O estudo é parte da plataforma de pesquisa de Berlim-Brandemburgo BB3R (www.bb3r.de) e foi financiado pelo Ministério Federal alemão de educação e pesquisa (número de concessão: 031A262A) (www.bmbf.de/en/index.html).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Isofluran CP-Pharma Handelsgesellschaft mbH 1214
InfraMot - Sensore Units TSE Systems 302015-SENS
InfraMot - Control Units TSE Systems 302015-C/16
InfraMot - Software TSE Systems 302015-S
Nestlet N Ancare - Plexx NES3600
Camera EOS 350D Canon

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References

  1. 2010 EU. Directive 2010/63/EU. Official Journal of the European Union. , L276/33-L276/29 (2010).
  2. Russell, W. M. S., Burch, R. The principles of humane experimental technique. , London: Methuen. (1959).
  3. Morton, D. B., Griffiths, P. H. Guidelines on the recognition of pain, distress and discomfort in experimental animals and an hypothesis for assessment. Vet Rec. 116 (16), 431-436 (1985).
  4. Bugnon, P., Heimann, M., Thallmair, M. What the literature tells us about score sheet design. Lab Anim. 50 (6), 414-417 (2016).
  5. Boissy, A., et al. Assessment of positive emotions in animals to improve their welfare. Physiol Behav. 92 (3), 375-397 (2007).
  6. Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability. BMC Vet Res. 3, 16 (2007).
  7. Jirkof, P. Burrowing and nest building behavior as indicators of well-being in mice. J Neurosci Methods. 234, 139-146 (2014).
  8. Jirkof, P., et al. Burrowing behavior as an indicator of post-laparotomy pain in mice. Front Behav Neurosci. 4, 165 (2010).
  9. Hawkins, P., et al. A guide to defining and implementing protocols for the welfare assessment of laboratory animals: eleventh report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement. Lab Anim. 45 (1), 1-13 (2011).
  10. Hohlbaum, K., Bert, B., Dietze, S., Palme, R., Fink, H., Thöne-Reineke, C. Severity classification of repeated isoflurane anesthesia in C57BL/6JRj mice-Assessing the degree of distress. PLoS ONE. 12 (6), e0179588 (2017).
  11. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biol. 8 (6), e1000412 (2010).
  12. Hurst, J. L., West, R. S. Taming anxiety in laboratory mice. Nat Methods. 7 (10), 825-826 (2010).
  13. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7 (6), 447-449 (2010).
  14. Deacon, R. M. Assessing nest building in mice. Nat Protoc. 1 (3), 1117-1119 (2006).
  15. Deacon, R. M., Raley, J. M., Perry, V. H., Rawlins, J. N. Burrowing into prion disease. Neuroreport. 12 (9), 2053-2057 (2001).
  16. Deacon, R. M. Burrowing in rodents: a sensitive method for detecting behavioral dysfunction. Nat Protoc. 1 (1), 118-121 (2006).
  17. Palme, R., Touma, C., Arias, N., Dominchin, M. F., Lepschy, M. Steroid extraction: get the best out of faecal samples. Wien Tierarz Monats. 100 (9-10), 238-246 (2013).
  18. Touma, C., Palme, R., Sachser, N. Analyzing corticosterone metabolites in fecal samples of mice: a noninvasive technique to monitor stress hormones. Horm Behav. 45 (1), 10-22 (2004).
  19. Touma, C., Sachser, N., Mostl, E., Palme, R. Effects of sex and time of day on metabolism and excretion of corticosterone in urine and feces of mice. Gen Comp Endocrinol. 130 (3), 267-278 (2003).
  20. Bert, B., Schmidt, N., Voigt, J. P., Fink, H., Rex, A. Evaluation of cage leaving behaviour in rats as a free choice paradigm. J Pharmacol Toxicol Methods. 68 (2), 240-249 (2013).
  21. Lister, R. G. Ethologically-based animal models of anxiety disorders. Pharmacol Ther. 46 (3), 321-340 (1990).
  22. Belzung, C., Berton, F. Further pharmacological validation of the BALB/c neophobia in the free exploratory paradigm as an animal model of trait anxiety. Behav Pharmacol. 8 (6-7), 541-548 (1997).
  23. Finlayson, K., Lampe, J. F., Hintze, S., Wurbel, H., Melotti, L. Facial indicators of positive emotions in rats. PLoS ONE. 11 (11), e0166446 (2016).
  24. Miller, A., Kitson, G., Skalkoyannis, B., Leach, M. The effect of isoflurane anaesthesia and buprenorphine on the mouse grimace scale and behaviour in CBA and DBA/2 mice. Appl Anim Behav Sci. 172, 58-62 (2015).
  25. Miller, A. L., Golledge, H. D., Leach, M. C. The influence of isoflurane anaesthesia on the rat grimace scale. PLoS ONE. 11 (11), e0166652 (2016).
  26. Deacon, R. Assessing burrowing, nest construction, and hoarding in mice. J Vis Exp. (59), e2607 (2012).
  27. Felton, L. M., Cunningham, C., Rankine, E. L., Waters, S., Boche, D., Perry, V. H. MCP-1 and murine prion disease: separation of early behavioural dysfunction from overt clinical disease. Neurobiol Dis. 20 (2), 283-295 (2005).
  28. Deacon, R. M., Croucher, A., Rawlins, J. N. Hippocampal cytotoxic lesion effects on species-typical behaviours in mice. Behav Brain Res. 132 (2), 203-213 (2002).
  29. Filali, M., Lalonde, R., Rivest, S. Subchronic memantine administration on spatial learning, exploratory activity, and nest-building in an APP/PS1 mouse model of Alzheimer's disease. Neuropharmacology. 60 (6), 930-936 (2011).
  30. Guenther, K., Deacon, R. M., Perry, V. H., Rawlins, J. N. Early behavioural changes in scrapie-affected mice and the influence of dapsone. Eur J Neurosci. 14 (2), 401-409 (2001).
  31. Deacon, R. M., Reisel, D., Perry, V. H., Nicholas, J., Rawlins, P. Hippocampal scrapie infection impairs operant DRL performance in mice. Behav Brain Res. 157 (1), 99-105 (2005).
  32. Jirkof, P., et al. Assessment of postsurgical distress and pain in laboratory mice by nest complexity scoring. Lab Anim. 47 (3), 153-161 (2013).
  33. Atanasov, N. A., Sargent, J. L., Parmigiani, J. P., Palme, R., Diggs, H. E. Characterization of train-induced vibration and its effect on fecal corticosterone metabolites in mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (6), 737-744 (2015).
  34. Voigt, C. C., et al. Hormonal stress response of laboratory mice to conventional and minimally invasive bleeding techniques. Anim Welf. 22 (4), 449-455 (2013).
  35. Walker, M. K., et al. A less stressful alternative to oral gavage for pharmacological and toxicological studies in mice. Toxicol Appl Pharmacol. 260 (1), 65-69 (2012).
  36. Miyashita, T., et al. Social stress increases biopyrrins, oxidative metabolites of bilirubin, in mouse urine. Biochem Biophys Res Commun. 349 (2), 775-780 (2006).
  37. Bains, R. S., et al. Analysis of individual mouse activity in group housed animals of different inbred strains using a novel automated home cage analysis system. Front Behav Neurosci. 10 (106), (2016).
  38. Saibaba, P., Sales, G. D., Stodulski, G., Hau, J. Behaviour of rats in their home cages: daytime variations and effects of routine husbandry procedures analysed by time sampling techniques. Lab Anim. 30 (1), 13-21 (1996).

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