Summary
Descriviamo i metodi per sviluppare un modello sperimentale di indotta da dieta sindrome metabolica (MetS) in conigli utilizzando una dieta ad alta percentuale di grassi, alto-saccarosio. Animali hanno sviluppato l'obesità centrale, ipertensione lieve, pre-diabete e dislipidemia, così che riproducono i componenti principali dei MetS umano. Questo modello cronico permetterà acquisizione di meccanismi di fondo di conoscenza della progressione di malattia.
Abstract
Negli ultimi anni, l'obesità e sindrome metabolica (MetS) sono diventati un problema crescente per la salute pubblica e la pratica clinica, dato loro prevalenza aumentata a causa dell'aumento di malsane abitudini e stili di vita sedentari. Grazie a modelli animali, la ricerca di base può indagare i meccanismi alla base di processi patologici quali MetS. Qui, descriviamo i metodi utilizzati per sviluppare un modello di coniglio sperimentale di MetS indotta da dieta e sua valutazione. Dopo un periodo di acclimatazione, gli animali sono alimentati un alto contenuto di grassi (olio di cocco idrogenato di 10% e 5% lardo), alto-saccarosio (15% di saccarosio disciolto in acqua) dieta per 28 settimane. Durante questo periodo, diverse procedure sperimentali sono state effettuate per valutare i diversi componenti di MetS: morfologiche e misurazioni della pressione arteriosa, determinazione di tolleranza del glucosio e l'analisi di diversi markers plasmatici. Alla fine del periodo sperimentale, animali sviluppati l'obesità centrale, ipertensione lieve, pre-diabete e dislipidemia con HDL basso, alto LDL e un aumento dei livelli del trigliceride (TG), così che riproducono i componenti principali dei MetS umano. Questo modello cronico permette nuove prospettive per la comprensione dei meccanismi sottostanti nella progressione della malattia, l'individuazione di marcatori preclinici e clinici che consentono l'identificazione di pazienti a rischio, o anche il test di nuovo terapeutico approcci per il trattamento di questa patologia complessa.
Introduction
Obesità e sindrome metabolica (MetS) sono diventati un problema crescente per la salute pubblica e la pratica clinica, dato loro prevalenza aumentata a causa dell'aumento di stili di vita sedentari e malsano mangiare abitudini1. Esistono diverse definizioni di MetS, ma la maggior parte di loro lo descrivono come un cluster di alterazioni cardiovascolari e metaboliche come l'obesità addominale, ridotte HDL e colesterolo elevato di LDL, i trigliceridi elevati, intolleranza al glucosio e ipertensione2 ,3,4. La diagnosi richiede che tre di questi cinque criteri sono presenti.
A causa di modelli animali, la ricerca di base è stato in grado di studiare i meccanismi alla base di processi patologici quali MetS. Parecchi modelli animali sono stati utilizzati, ma è di fondamentale importanza che il modello di scelta riproduce le principali manifestazioni cliniche della patologia umana (Figura 1). Con questo obiettivo, sono stati sviluppati modelli animali considerati simili agli esseri umani, principalmente canino e suina, (Vedi Verkest5 e Zhang & Lerman6 per la revisione). Tuttavia, modelli canini non mostrano tutti i componenti di MetS, dato che lo sviluppo di aterosclerosi o iperglicemia nei cani attraverso la dieta è discutibile5. Suina modelli presentano la somiglianza più anatomica e fisiologica con gli esseri umani e offrono così significativo potere predittivo per delucidare i meccanismi alla base di MetS, ma la loro manutenzione e la complessità delle procedure sperimentali rendono l'uso di questo modello molto manodopera intensiva e costoso6.
D'altra parte, i modelli del roditore (topo e ratto), indotta da dieta spontanea e transgenici, sono stati ampiamente utilizzati in letteratura per lo studio dell'obesità, ipertensione e MetS e sue conseguenze patologiche in diversi organi e sistemi (Vedi Wong et al. 7 per la revisione). Anche se l'uso di questi modelli è più conveniente di Canino o suina, hanno importanti svantaggi. Infatti, a seconda del ceppo, gli animali sviluppano alcuni componenti dei MetS, mentre altri, come l'ipertensione, l'iperglicemia e il hyperinsulinemia sono assenti7. Inoltre, uno dei componenti principali dei MetS, l'obesità, in alcuni ceppi geneticamente modificati, non solo dipende da fattori connessi con la dieta, piuttosto è stato dimostrato che alcuni animali diventano obesi con l'assunzione di cibo normale o perfino ridotto8. Infine, topi e ratti mostrano una carenza naturale in proteina di trasferimento dell'estere del colesterile (CETP) e utilizzano HDL come i principali mezzi di trasporto del colesterolo, che li rende relativamente resistenti allo sviluppo di aterosclerosi. Si tratta di una differenza importante nel metabolismo dei lipidi con gli esseri umani, che esprimono CETP e trasportano il loro colesterolo principalmente in LDL9.
Al contrario, il coniglio di laboratorio rappresenta una fase intermedia tra l'animale più grande e modelli sperimentali del roditore. Così, il coniglio può essere presentato facilmente a diversi tipi di protocolli con requisiti minimi del personale e manutenzione, più facilmente manipolati in procedure sperimentali rispetto ai modelli animali più grandi. Inoltre, è stato segnalato che i conigli alimentati con una dieta ad alta percentuale di grassi hanno simili cambiamenti emodinamici e neuroumorali come esseri umani obesi8,10,11. Da notare, per quanto riguarda il metabolismo dei lipidi, il coniglio ha CETP abbondante nel plasma e loro profilo lipoproteico è LDL-ricco12, che è anche simile agli esseri umani. Inoltre, conigli sviluppano iperlipidemia abbastanza rapidamente dato che, come gli erbivori, sono molto sensibili al grasso dietetico13.
Figura 1: confronto dei modelli animali MetS. Vedi Verkest5, Zhang e Lerman6e Wong et al. 7 per la revisione. "
" indica un vantaggio e "
" indica una situazione di svantaggio. *controverso, dipende lo studio, *come rilevato fuori da Carroll et al. 8, alcuni ceppi geneticamente modificati diventano obesi indipendentemente dall'assunzione di cibo. CEPT: proteina di trasferimento dell'estere del colesterile. GTT: test di tolleranza al glucosio. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Per delucidare i meccanismi di base che sono alla base del rimodellamento patologico prodotto da MetS nei diversi organi e sistemi e per ottenere la comprensione di questa complessa patologia, la scelta di un modello sperimentale che riproduce i componenti principali del MetS umana è essenziale. Il coniglio può fornire molti vantaggi dati la sua somiglianza con la fisiologia umana e la convenienza di uso nei protocolli croniche e misurazioni. In questa linea, alcuni modelli di coniglio indotta da dieta utilizzando dieta ad alta percentuale di grassi e alto-saccarosio sono stati usati14,15,16,17,18,19 (tabella 1) e un caratterizzazione delle diverse componenti di MetS è di grande importanza quando si riferiscono un fenotipo con organo rimodellamento. Così, obiettivo principale di questo articolo è di descrivere i metodi per sviluppare un modello di MetS indotta da dieta in conigli che permette lo studio della relativa patofisiologia e impatto nel rimodellamento dell'organo.
| Studio | Dieta | Durata | Razza | Componenti di MetS | |||
| OB | HT | HG | DL | ||||
| Yin et al (2002)14 | · 10% di grassi | 24 settimane | · NZW maschio | |
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| · 37% di saccarosio | · 2 kg | ||||||
| Zhao et al (2007)15 | · 10% di grassi | 36 settimane | · JW maschio | |
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| · 30% di saccarosio | · 16 settimane | ||||||
| Helfestein et al (2011)16 | · 10% di grassi | 24 settimane | · NZW maschio | |
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| · 40% di saccarosio | · 12 settimane | ||||||
| · 0.5-0.1 colesterolo | |||||||
| Ning et al (2015)17 | · 10% di grassi | 8-16 settimane | · WHHL maschio | |
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| · 30% fruttosio * | · 12 settimane | ||||||
| Liu et al (2016)18 | · 10% di grassi | 48 settimane | · NZW maschio | |
- | |
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| · 30% di saccarosio | · 12 settimane | ||||||
| Arie-Mutis et al (2017)19 | · 15% di grassi | 28 settimane | · NZW maschio | |
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Tabella 1: MetS indotta da dieta coniglio modelli utilizzando dieta ad alta percentuale di grassi, alto-saccarosio. Il simbolo ""indica assenza,"" presenza, e "-" non valutato. * limitato. WHHL, Watanabe hiperlipidemic ereditabile conigli. JW, giapponese conigli bianchi. OB, obesità. HT, ipertensione. HG, iperglicemia. DL, dislipidemia.
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Protocol
Cura degli animali e i protocolli sperimentali utilizzati in questo studio rispettato UE direttiva 2010/63 sulla protezione degli animali utilizzati a fini scientifici e sono stati approvati dal comitato di uso (2015/VSC/pisello/00049) e istituti di cura degli animali.
Nota: Il protocollo è costituito dall'amministrazione cronica di una dieta ad alta percentuale di grassi, alto-saccarosio per 28 settimane e la valutazione dei componenti principali dei MetS. Abbiamo usato 11 conigli adulti maschio bianco di Nuova Zelanda (NZW) pesatura 4.39 ± 0,14 (s.d.) kg, che erano 20-22 settimane vecchie all'inizio del protocollo sperimentale. Essi sono stati ospitati in un ambiente con umidità (50 ± 5%) e ciclo di condizioni di temperatura (20 ± 1,5 ° C) controllata con una luce di 12 h. Le parole "chow" e la "dieta" può essere utilizzati indifferentemente nel passaggi del protocollo.
1. dieta amministrazione
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Ottenere o preparare diete
- Ottenere un commercialmente disponibili dieta grassa alta con olio di cocco idrogenato aggiunto (10%) e lardo (5%)19. Questa dieta fornirà 3,7 kcal·g-1.
- Preparare 5-15% soluzioni di saccarosio sciogliendo la quantità appropriata di saccarosio in acqua sterilizzata (ad es., 300 g di saccarosio per uso in magazzino di 2 L di una soluzione di saccarosio 15%). Una soluzione di 15% fornirà kcal·mL 0,6-1.
- Ottenere un commercialmente disponibili controllo dieta19, che fornisce 2,7 kcal·g-1.
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Acclimatare gli animali per 4 settimane
- Nutrono ogni animale nel gruppo di controllo 120g di dieta di controllo ogni giorno. Fornire acqua ad libitum.
- Nutrire gli animali in MetS chow 250g di gruppo a partire con un controllo di 50% e 50% grassi chow, aumentando progressivamente a chow grassi 100% entro la fine della settimana 4.
Nota: L'obiettivo sarebbe di ottenere: (i) controllo del 35% e 65% chow di grassi entro la fine della settimana 1; (ii) controllo il 25% e 75% chow di grassi entro la fine della settimana 2; (iii) 15% controllo e 85% chow grassi entro la fine della settimana 3. (iv) 100% chow grassi entro la fine della settimana 4. - Dare animali in MetS gruppo acqua con 5% di saccarosio all'inizio e aumentare la concentrazione di saccarosio al 15% entro la fine della settimana 4th .
- Registrare l'assunzione giornaliera di chow e saccarosio soluzione per calcolare l'apporto calorico secondo valori forniti in 1.1.1. e 1.1.2.
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Indurre il MetS (28 settimane)
- Nutri ogni animale nel gruppo di controllo 120g di controllo chow e acqua ad libitum al giorno.
- Nutrire gli animali nel gruppo di MetS 250 g di saccarosio di chow e 15% di grassi in acqua. Sostituire chow quotidianamente e la soluzione di saccarosio ogni terzo giorno.
- Pesare il restante chow e acqua al giorno per stimare l'assunzione quotidiana.
2. valutazione morfologica
- Misura peso corporeo degli animali su base settimanale.
- Misurare l'altezza, lunghezza, contorno addominalee lunghezza tibiae stimare BMI prima della somministrazione della dieta sperimentale ed alle settimane 14 e 28 in animali anestetizzati.
- Incannulare vena marginale dell'orecchio destro con un catetere monouso sterile (18-22 G) e iniettare propofol (mgkg 8-1) seguito da 1,5 mL di soluzione di NaCl 0,9%. Nel coniglio anestetizzato, eseguire le misure elencate nei passaggi successivi.
- Misurare l'altezza e la lunghezza. Mediante misurazione nastro, misurare e registrare la distanza dal naso al tallone in decubito laterale (lunghezza). Nella stessa posizione, prendere le distanze dallo acromion della spalla alla punta della zampa (altezza).
- Calcolare il Body mass index (BMI)20 come peso corporeo (kg) · [corpo lunghezza (m) × altezza (m)] -1.
- Posizionare il nastro di misurazione delicatamente intorno al contorno addominale e prendere una misura con l'animale in posizione supina.
- Misurare la lunghezza tibia dalla parte inferiore dell'articolazione del ginocchio all'inserzione del tendine di Achilles.
3. il digiuno glicemia e Test di tolleranza al glucosio endovenoso (IVGTT)
Nota: Si consiglia di iniziare le procedure la stessa ora del giorno (cioè, 2-15).
- Preparare una soluzione stock di glucosio (60%) con 60 g glucosio in 100 mL di soluzione di NaCl 0,9%.
- Veloce l'animale per 7 h (togliere cibo e mantenere acqua), quindi inserire il coniglio cosciente in un dispositivo di ritenuta in posizione prona. Preparare il misuratore di glucosio (inserire una nuova striscia nel misuratore) e prendere il primo campione dalla vena marginale dell'orecchio sinistro usando un bisturi per ottenere una goccia di sangue. Quindi toccare la goccia di sangue con i test strip e misura i livelli della glicemia utilizzando il misuratore di glucosio per determinare glycemia di digiuno.
- Incannulare vena marginale dell'orecchio destro con un catetere monouso (18-22 G) e iniettare un bolo di una soluzione di glucosio 60% (0,6 g·kg-1).
Nota: Per preparare il bolo, aggiungere 1 mL/kg dello stock del glucosio. - Prelevare campioni di sangue usando il lancet (una goccia di sangue) a 15, 30, 60, 90, 120 e 180 min dopo l'iniezione di glucosio e analizzarli con il misuratore di glucosio come in 3.2.
- Rimuovere il catetere monouso e pizzicare il sito di inserzione del catetere con una garza. Una volta che il sangue è coagulato, rimuovere la garza e controllare lo stato dell'animale.
4. pressione sanguigna
- Preparare il sistema di acquisizione, compresi un trasduttore di pressione, una siringa 10 mL con 0,9% NaCl, un rubinetto a tre vie, un amplificatore e un PC/laptop con il software di acquisizione (per la registrazione di pressione sanguigna).
- Impostare l'apparecchiatura. In primo luogo, posizionare il rubinetto a tre vie e la siringa nel trasduttore di pressione, tra il trasduttore e il catetere e collegare il trasduttore di pressione per l'amplificatore. Quindi collegare l'amplificatore al PC/laptop.
- Eseguire la calibrazione del trasduttore di pressione secondo le raccomandazioni del produttore.
- Metti l'animale cosciente in un dispositivo di ritenuta di coniglio in posizione prona. Scaldare l'orecchio prima di inserimento di una canula, poi applicare localmente un anestetico locale (2,5% lidocaina/prilocaina) nell'orecchio intorno al sito di inserimento. Picchiettare delicatamente la zona in cui viene eseguito il pacchetto vascolare di identificare facilmente l'arteria. Quindi inserire un catetere sterile (18-22 G) nell'arteria centrale orecchio sinistro. Allentare le restrizioni e permettere all'animale di stare tranquillo per 30 min.
- Registrare la pressione sanguigna continuamente per 20 min direttamente dal catetere arterioso, ponendo il trasduttore di pressione posizionato accanto all'animale a livello del cuore (frequenza di campionamento: 1 KHz, Vedi figura 5B).
Nota: Per mantenere la pressione sanguigna (BP) registrazione libero da interferenze di coagulazione del sangue (BP segnale perde ampiezza o scompare), occorre fare un'iniezione di NaCl (0,9%). Utilizzando il rubinetto a tre vie, chiudere il circuito che va dal trasduttore al catetere, aprire il circuito che va dalla siringa al catetere e iniettare 1-2 mL. Questo rimuoverà i coaguli di sangue che si possono formare nel catetere. Quindi, aprire il circuito tra il trasduttore e il catetere e continuare la registrazione una volta che il segnale è stato recuperato. - Una volta terminata la registrazione, rimuovere il catetere e pizzicare con una garza nel sito di inserzione del catetere per arrestare la perdita di sangue. Una volta che il sangue è coagulato, rimuovere la garza e controllare lo stato dell'animale.
5. plasma misure
Nota: Si consiglia di iniziare le procedure la stessa ora del giorno (cioè, 2-15).
- Veloce l'animale per 7 h (togliere cibo e mantenere acqua), quindi posizionare l'animale cosciente in un dispositivo di ritenuta in posizione prona e inserire un ago 21G nella vena marginale dell'orecchio sinistro. Una volta che il sangue comincia a gocciolare, eliminare la prima goccia e raccogliere i campioni di sangue in provette con EDTA fino al livello indicato nel tubo. Conservare i campioni su ghiaccio.
- Centrifugare i campioni di sangue a 1.500 x g, 15 min, 4 ° C. Dopo centrifugazione, il plasma usando una pipetta di aspirazione e preparare aliquote di 250 µ l.
- Analizzare i campioni freschi immediatamente. Parametri di controllo di base sono i seguenti: trigliceridi, colesterolo totale, HDL e LDL colesterolo.
Nota: I campioni analizzati non appena devono essere conservati immediatamente in un congelatore a-80 ° C. Se ti interessa analizzare da campioni di plasma di glucosio nel sangue, il test del glucosio nel sangue dovrebbe utilizzare i tubi con fluoruro di ossalato invece di EDTA.
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Representative Results
MetS rappresenta un mazzo delle anomalie metaboliche e cardiovascolari cui studio può essere facilitata mediante l'uso di modelli sperimentali. Infatti, per delucidare i meccanismi alla base del rimodellamento patologico prodotto da MetS, la scelta di un modello sperimentale che opportunamente assomiglia la condizione umana ed è adatto alla ricerca è di importanza cruciale. Qui, presentiamo i metodi per indurre MetS nel coniglio usando una dieta ad alta contenuto di grassi saturi e saccarosio e una caratterizzazione dettagliata per la sua valutazione. L'uso della dieta invece di un modello animale geneticamente modificato è di grande importanza poiché la dieta influenza il metabolismo al corpo intero19, così simile a molto attentamente ciò che accade in MetS umano. Abbiamo usato un fattoriale (modello misto) ANOVA con due fattori, uno misure ripetute o "all'interno" fattore (tempo: pre, settimana 14 e 28, a seconda dell'analisi) ed un fattore di "mezzo" (gruppo: controllo e MetS) per l'analisi statistica. Significato è stato accettato quando p < 0.05.
La dieta ad alta percentuale di grassi, alto-saccarosio è ben tollerata dagli animali. Un periodo di acclimatazione di 4 settimane è necessario per la corretta transizione dal regime precedente alimentazione alla dieta ad alta percentuale di grassi, alto-saccarosio. Animali nel gruppo di controllo sono alimentati il cibo 120 g, che ha dimostrato di essere appropriato per il mantenimento del coniglio adulto8. Conigli nel gruppo MetS aumentano progressivamente di peso fino alla fine del protocollo sperimentale (tabella 2). Gli animali dovrebbero guadagnare 50-100 g alla settimana. È importante che i conigli sono alloggiati singolarmente in gabbie con abbastanza spazio, luce e arricchimento ambientale (Figura 2), e viene eseguito un controllo giornaliero degli animali. Anche su base giornaliera, l'assunzione di cibo e bevande deve essere controllato e registrato, al fine di ottenere l'aumento di peso e rilevare possibili problemi di salute, dal momento che i conigli sono facilmente stressati e la risposta potrebbe essere di interrompere il consumo di nutrimento. Inoltre, poiché il pellet di grassi tendono ad essere molto instabile e perde consistenza molto facilmente, trasformando in polvere che conigli non mangiano, è di importanza critica per preparare le porzioni giornaliere di chow molto attentamente (Figura 2A). In Figura 3A, possiamo osservare il comportamento di apporto energetico e sue fluttuazioni, che vanno da 250 a 815 kCal nel gruppo MetS. In Figura 3B, è raffigurato il contributo relativo delle diverse fonti di energia (cibo e bevande). Ci sono periodi critici in settimane 14 e 28 perché, dato lo stress prodotto da procedure sperimentali, conigli potrebbero diminuire l'assunzione di cibo e acqua. La quantificazione quotidiana permette la rapida identificazione del problema, che può essere evitato mediante l'introduzione di controllo chow (controllo del 20% di grassi, 80%) e diminuendo la soluzione di saccarosio dal 15% al 10%, o addirittura il 5%, durante 2-3 giorni fino a animali recupera loro normale valori di assunzione. Animali anche sviluppato obesità centrale, come dimostra l'aumento di peso, perimetro addominale e BMI (tabella 2), che è strettamente correlato con i fattori di rischio che definiscono MetS3.
Figura 2: dieta amministrazione. Nel pannello A, controllare chow (in alto) e grassi chow (sotto) sono raffigurati, che mostra le differenze tra i due a causa i grassi aggiunti. Al fine di evitare la polvere che rende grassi pellet meno appetibile, è necessario utilizzare un filtro per separare polvere grassi pellet (pannello A, in basso). Nel pannello B, possiamo osservare i materiali necessari per rendere la soluzione potabile (a sinistra), e come è consigliabile fare una soluzione di riserva per distribuire nel distributore di acqua. Infine, il benessere degli animali è molto importante, e devono essere alloggiati singolarmente in gabbie (C) con sufficiente spazio e luce e, se possibile, arricchimento ambientale (cioè, piattaforme, giocattoli, ecc.). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: l'apporto energetico. L'evoluzione di assunzione settimanale durante le 28 settimane del periodo sperimentale è raffigurato nel pannello di controllo e MetS. L'assunzione relativa (in percentuale) di kCal da grassi chow e la soluzione a proposito di animali di MetS è mostrato nel pannello di controllo di B. (n = 5), MetS (n = 6). Barre di errore: SD. Modified da Arias-Mutis et al. 19 Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
| Pre-dieta | Settimana 14 | Settimana 28 | ||||
| Controllo | MetS | Controllo | MetS | Controllo | MetS | |
| Peso (Kg) | 4.35(0.15) | 4.43(0.14) | 4.49(0.12) | 5.42(0.17) | 4.51(0.13) | 5.75(0.6) |
| Lunghezza (cm) | 52.4(1.6) | 53.6(1.7) | 52.5(0.8) | 54.4(1.7) | 53.7(0.7) | 54.6(0.8) |
| Altezza (cm) | 25.9(0.7) | 25.5(1.1) | 25.9(2.2) | 26.1(5.3) | 26.0(1.0) | 26.1(1.5) |
| Anfossi. perimetro (cm) | 39.8(1.7) | 40.5(1.4) | 38.5(1.5) | 47.5(2.2) | 38.1(1.0) | 49.7(3.5) |
| Tibial lunghezza (cm) | 16.4(0.8) | 16.3(0.7) | 16.7(0.3) | 16.7(0.4) | 17.4(0.4) | 16.8(0.6) |
| BMI (Kg/m2) | 32.8(1.9) | 32.9(2.6) | 32.8(1.2) | 36.8(1.9) | 32.6(2.1) | 39.3(6.0) |
Tabella 2: caratteristiche morfologiche. Abbiamo trovato le differenze quando si confrontano controllo vs MetS alle settimane 14 e 28 a peso (effetto principale p = 0,003, η2 = 0.6; confronti a coppie a settimana 14 p < 0,001 e settimana 28 p < 0,001), perimetro addominale (effetto principale p < 0,001, η2 = 0,9 pairwise confronti a settimana 14 p < 0,001 e settimana 28 p < 0,001) e BMI (effetto principale p = 0,016, η2 = 0.5; confronti a coppie a settimana 14 p < 0,001 e settimana 28 p < 0,001). Controllo (n = 5) e MetS (n = 6). I valori sono espressi come media (SD). Per l'ultima volta da Arias-Mutis et al. 19.
Per quanto riguarda la glicemia a digiuno, la risposta per il IVGTT svolge un ruolo chiave nella caratterizzazione di glucosio omeostasi21. Osserviamo l'iperglicemia delicata alla settimana 14, che raggiunge un plateau e mantiene valori simili alla settimana 28 (Figura 4A). L'area sotto la curva (AUC) aumenta anche nel gruppo di MetS (Figura 4B). Anche se i valori di cut-off per identificare il diabete di tipo II in conigli basato su glicemia a digiuno non sono ancora stati riconosciuti19, con questo protocollo sperimentale, conigli sottoposti a 28 settimane di grassi, alto-saccarosio alimentazione sviluppato pre-diabete con glucosio a digiuno alterato e intolleranza al glucosio.
Figura 4: regolazione del glucosio di anima. I risultati di IVGTT in controllo e MetS animali alle settimane 14 e 28 sono mostrati nel pannello A. La quantificazione dell'area sotto la curva (AUC) da 0 a 180 min è raffigurata nel pannello B con una scatola e baffi trama. Questo parametro è aumentato di MetS animali nelle settimane 14 e 28 contro i comandi (effetto principale p = 0,001, η2 = 0.5; confronti a coppie a settimana 14 p = 0,001 e settimana 28 p = 0,002). Controllo (n = 5), MetS (n = 6). Per l'ultima volta da Arias-Mutis et al. 19 Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
L'ipertensione è strettamente e direttamente correlata alla gravità dell'obesità. Conigli ha alimentato una dieta ad alta percentuale di grassi, alto-saccarosio per 28 settimane hanno mostrate un aumento nella pressione sanguigna sistolica, diastolica e media già alla settimana 14 e questo aumento nella pressione sanguigna è mantenuta a settimana 28 (Figura 5 – E). Data la stretta relazione tra pressione sanguigna e BMI22, è di grande importanza per garantire che gli animali aumentano di peso progressivamente per ottenere un aumento significativo della pressione sanguigna.
Figura 5: modifiche della pressione sanguigna. Pannello A raffigura il catetere inserito nell'arteria auricolare. Di nota, dato che la vena e arteria auricolare attraversano la dentatura dell'orecchio molto da vicino, è di cruciale importanza per differenziarli. Prima di inserimento di una canula, si consiglia di scaldare l'orecchio e, previa anestesia topica, per toccare delicatamente la zona in cui viene eseguito il pacchetto vascolare. L'arteria ha una spessa parete vascolare e un colore più chiaro che la vena, e impulsi di sangue possono essere osservati. Pannello B Mostra la messa a punto sperimentale con il trasduttore di pressione, che è collegato ad un amplificatore e registra continuamente il segnale (registrazione BP). Pannelli C e D Visualizza scatola e baffi appezzamenti di pressione sanguigna sistolica e diastolica alla settimana 14 e 28 in entrambi i gruppi sperimentali. Pressione arteriosa media (MAP) è presentata nel pannello E. Abbiamo trovato le differenze quando si confrontano controllo vs MetS alle settimane 14 e 28 in sistolica (effetto principale p = 0,003, η2 = 0.4; confronti a coppie a settimana 14 p = 0,029 e settimana 28 p = 0,013), diastolica (effetto principale p = 0.027, η2 = 0.3; confronti a coppie a settimana 14 p = 0,036 e settimana 28 p = 0,001) e mappa (effetto principale p = 0,006, η2 = 0.4; confronti a coppie a settimana 14 p = 0,027 e settimana 28 p = 0,001). Controllo (n = 5), MetS (n = 6). Per l'ultima volta da Arias-Mutis et al. 19 Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Infine, per valutare lo sviluppo dei MetS, è necessaria una valutazione dei cambiamenti in indicatori biochimici del plasma. In questo modello cronico, abbiamo osservato un'alterazione nel profilo del lipido come presto come settimana 14, e questa alterazione è rimasta stabile fino alla settimana 28, senza ulteriori incrementi nelle differenze. Modifiche nel profilo del lipido del plasma sono caratterizzate da un aumento dei trigliceridi e LDL, una diminuzione in HDL, e nessun cambiamento in colesterolo totale in MetS animali contro i comandi sia a intervalli di tempo (settimane 14 e 28) (tabella 3).
| Settimana 14 | Settimana 28 | |||
| Controllo | MetS | Controllo | MetS | |
| Colesterolo totale (mg·dL-1) | 20.4(2.3) | 24.0(9.1) | 27.4(15.7) | 21.2(4.4) |
| HDL (mg·dL-1) | 9.1(4.2) | 4.3(1.7) | 11.2(4.2) | 5.1(2.9) |
| LDL (mg·dL-1) | 3.8(1.1) | 8.7(4.5) | 4.0(1.2) | 13.8(9.3) |
| Trigliceridi (mg·dL-1) | 71.2(58.8) | 118.0(40.7) | 30.2(11.4) | 76.8(28.2) |
Tabella 3: valutazione della biochimica del plasma. Abbiamo trovato le differenze quando si confrontano controllo vs MetS alle settimane 14 e 28 in HDL (effetto principale p = 0,008, η2 = 0.3; confronti a coppie a settimana 14 p = 0,006 e settimana 28 p = 0,037), LDL (effetto principale p = 0.040, η2 = 0.2; confronti a coppie a settimana 14 p = 0,02 8 e la settimana 28 p = 0,034) e trigliceridi (effetto principale p = 0,002, η2 = 0.4; confronti a coppie a settimana 14 p = 0,004 e settimana 28 p = 0,001). Controllo (n = 5) e MetS (n = 6). I valori sono espressi come media (SD). Per l'ultima volta da Arias-Mutis et al. 19
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Discussion
L'istituzione di un appropriato modello sperimentale in grado di fornire un metodo più coerenza e affidabile per studiare lo sviluppo dei MetS, e inoltre è necessario comprendere i meccanismi di base che sottendono gli organi e sistemi che ritocca. Qui, descriviamo i metodi utilizzati per sviluppare un modello sperimentale pertinente del MetS indotta da dieta e come valutare i componenti principali di questo mazzo delle anomalie metaboliche e cardiovascolari che caratterizzano questo modello: obesità centrale, ipertensione, l'intolleranza al glucosio e la dislipidemia con HDL basso, alto LDL e un aumento dei livelli di TG.
Un punto di forza del modello è la possibilità di studiare la condizione che precede la manifestazione clinica della patologia. Infatti, per quanto riguarda i cambiamenti metabolici, in 28 settimane gli animali non hanno sviluppato il diabete di tipo II ed erano in uno stato di prediabete (Figura 4). Similmente, gli indicatori biochimici del plasma hanno mostrato un'evidente alterazione nel profilo del lipido, con un aumento in LDL e TG, una diminuzione di HDL, ma nessun cambiamento in colesterolo totale (tabella 3), che è un fattore chiave nello sviluppo di aterosclerosi. Anche se possiamo osservare un aumento della sistolica, diastolica e mappa alla settimana 28 (Figura 5), questo può essere considerato ipertensione delicata. Nel complesso, gli effetti di tali marcatori metabolici e cardiovascolari sono modesti, ma questo modello è possibile attivare la ricerca sulla patologia di stato prima la manifesta (e nella maggior parte dei casi irreversibili), permettendo così l'identificazione di studi preclinici e clinici marcatori che potrebbero consentire l'individuazione dei pazienti a rischio.
Inoltre, a differenza di altri MetS modelli animali (topo, ratto e cane), modelli di conigli transgenici o spontanea possono sviluppare tutti i componenti dei MetS. Interessante, è stato segnalato che la combinazione delle diverse componenti di MetS può amplificare il rischio cardiovascolare. Infatti, il rimodellamento patologico prodotto da ipertensione è aggravato quando più componenti di MetS appaiono23. Questo modello sperimentale potrebbe consentire lo studio dei meccanismi di fondo, e l'effetto delle diverse componenti combinati. Inoltre, dato che la dieta influenza il metabolismo al corpo intero, l'uso di un modello di dieta-indotta ha significato importante, strettamente emulando ciò che accade in umano MetS19.
La resistenza ultima, ma non meno importante, è l'equilibrio tra la pertinenza e l'impatto sulla ricerca traslazionale e il costo economico. Da un lato troviamo la suina modelli, molto simili agli esseri umani, ma molto costoso in termini di tempo, risorse e costi economici. Da altro lato, abbiamo modelli di roditori, che sono facili da implementare con costi molto poco, ma hanno una potenza inferiore di generalizzazione. Il modello di coniglio rappresenta il punto di mezzo, come è abbastanza flessibile per diversi tipi di studi, evitando alcuni degli svantaggi di modelli animali di grandi dimensioni e Mostra i simili cambiamenti emodinamici e neuroumorali osservati in MetS umano8, 10,19.
Le seguenti limitazioni dei metodi descritti dovrebbero essere considerate. Per quanto riguarda l'obesità centrale e distribuzione del grasso corporeo, l'uso della risonanza magnetica sarebbe il gold standard, se disponibile, in caso contrario utilizzare la quantificazione del grasso viscerale alla fine di 28 settimane. Altri metodi non invasivi per studi longitudinali, come la tomografia computerizzata a raggi x, sarebbe più adeguata24. Abbiamo misurato la circonferenza addominale e BMI invece (tabella 2), che inoltre sono state usate in diversi studi su conigli come una misura dell'obesità centrale25,11,26. Misura lunghezza tibial potrebbe essere anche più preciso tramite ecografia o una radiografia della gamba. Al fine di stabilire se la causa di intolleranza al glucosio in questo modello cronico è l'insulino-resistenza o produzione in diminuzione dell'insulina, insulino-resistenza dovrebbe essere determinata mediante una prova di tolleranza dell'insulina o determinare i livelli di digiuno dell'insulina.
Infine, al fine di migliorare il modello, potrebbero adottare misure diverse. Abbiamo potuto probabilmente hanno ottenuto un più rapido aumento in glicemia con la combinazione di brevi periodi di iniezione allossana e l'alto contenuto di grassi, dieta saccarosio alta, ma poi il fenotipo potrebbe essere attribuito non solo alla dieta. Età potrebbe anche svolgere un ruolo importante, poiché abbiamo lavorato con giovani conigli adulti (4,5 mesi quando animali arrivati nelle strutture degli animali, 12,5-13 mesi di età entro la fine del protocollo sperimentale) e MetS spesso si verifica in età superiore età27. Purtroppo, conigli anziani non erano commercialmente disponibili. Sarebbe interessante testare questo modello negli animali più vecchi e osservare se il fenotipo è aggravato.
I metodi presentati qui per lo sviluppo di questo modello sperimentale di MetS nei conigli di laboratorio dovrebbero fornire un prezioso strumento per studi volti a delucidare i meccanismi di base che sono alla base del rimodellamento patologico prodotto da MetS nelle diverse organi e sistemi e per ottenere la comprensione di questa complessa patologia. Infine, poiché i conigli NZW sono animali sedentari, questo modello indotto da dieta può essere utile per studiare come i diversi componenti della patologia si evolvono in un modo simile che si verifica in MetS umano e potrebbe consentire nuove prospettive per la comprensione del meccanismi fisiopatologici coinvolti nella progressione della malattia, l'identificazione di marcatori preclinici e clinici per identificare i pazienti a rischio, o anche alla sperimentazione di nuovi approcci terapeutici per il trattamento di questa patologia complessa.
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Disclosures
Gli autori dichiarano di non avere nessun concorrenti interessi finanziari.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato supportato dalla Generalitat Valenciana (GV2015-062), Universitat de València (UV-INV-PRECOMP14-206372) a MZ, Generalitat Valenciana (PROMETEOII/2014/037) e Instituto de Salud Carlos III-FEDER fondi (CIBERCV CB16/11/0486) per FJC.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Veterinary scale | SOEHNLE | 7858 | Scale https://www.soehnle-professional.com/en/productgroup/details/103/veterinary-scale |
| Shovel for aluminum feed | COPELE | 10308 | Shovel for aluminum feed http://copele.com/es/herramientas/48-pala-para-pienso-de-aluminio.html |
| Balance | PCE Ibérica | PCE-TB 15 | Balance http://www.pce-iberica.es/medidor-detalles-tecnicos/balanzas/balanza-compacta-pce-bdm.htm |
| Strainer (20 cm diam.) | ZWILLING | 39643-020-0 | Strainer https://es.zwilling-shop.com/Menaje-del-hogar/Menaje-de-cocina/Menaje-especial/Accesorios/Colador-20-cm-ZWILLING-39643-020-0.html |
| Bowl | ZWILLING | 40850-751-0 | Scale https://www.soehnle-professional.com/en/productgroup/details/103/veterinary-scale |
| Funnel | BT Ingenieros | not available | Funnel http://www.bt-ingenieros.com/fluidos-y-combustibles/961-juego-de-4-embudos-de-plastico.html?gclid=EAIaIQobChMIuInui_y-1QIVASjTCh28Zwf-EAQYBSABEgK7xPD_BwE |
| Introcan Certo 22G blue | B Braun | 4251318 | Peripheral intravenous catheter http://www.bbraun-vetcare.es/producto/introcan- |
| Propofol Lipuro 10 mg/ml vial 20 ml | B Braun | 3544761VET | General intravenous anesthetic http://www.bbraun-vetcare.es/producto/propofol-lipuro-1- |
| FisioVet serum solution 500ml | B Braun | 472779 | Scale https://www.soehnle-professional.com/en/productgroup/details/103/veterinary-scale |
| Askina Film Vet 1,25cm x 5m | B Braun | OCT13501 | Plastic Plaster http://www.bbraun-vetcare.es/producto/askina-film-vet |
| Askina Film Vet 2,50cm x 5m | B Braun | OCT13502 | Plastic Plaster http://www.bbraun-vetcare.es/producto/askina-film-vet |
| Injekt siringe 10ml luer | B Braun | 4606108V | Injection-aspiration syringe of two single-use bodies http://www.bbraun-vetcare.es/producto/injekt- |
| Seca 201 | seca | seca 201 | Ergonomic tape for measuring perimeters https://www.seca.com/es_es/productos/todos-los-productos/detalles-del-producto/seca201.html#referred |
| Sterican 21Gx1" - 0,8x25mm verde | B Braun | 4657543 | Single Use Hypodermic Needle http://www.bbraun-vetcare.es/producto/agujas-hipodermicas-sterican- |
| CONTOURNEXT-Meter | BAYER | 84413470 | Blood glucose analysis system http://www.contournextstore.com/en/contour-next-meter-2 |
| CONTOUR NEXT test strips | BAYER | 83624788 | Blood glucose test strips http://www.contournextstore.com/en/contour-next-test-strips-100-ct-package |
| MICROLET NEXT LANCING DEVICE | BAYER | 6702 | Lancing device http://www.contournextstore.com/en/new-microlet-next-lancing-device |
| MICROLET 2 Colored Lancets | BAYER | 81264857 | Ultra-thin sterile lancet for capillary puncture http://www.contournextstore.com/en/microlet2-colored-lancets-100s |
| Injekt 20ml luer siringe | B Braun | 4606205V | Scale https://www.soehnle-professional.com/en/productgroup/details/103/veterinary-scale |
| Askina Mullkompressen 7,5x7,5cm - sterile | B Braun | 9031219N | Sterile gauze packets in envelopes http://www.bbraun-vetcare.es/producto/askina-mullkompressen-esteril |
| Emla lidocaine/prilocaine | AstraZeneca | not available | Local anesthetics https://www.astrazeneca.es/areas-terapeuticas/neurociencias.html |
| Introcan Certo 18G short | B Braun | 4251342 | Peripheral intravenous catheter http://www.bbraun-vetcare.es/producto/introcan- |
| Introcan Certo 20G | B Braun | 4251326 | Peripheral intravenous catheter http://www.bbraun-vetcare.es/producto/introcan- |
| Blood Pressure Transducers-MA1 72-4497 | Harvard Apparatus | 724497 | Transducer for monitoring blood pressure http://www.harvardapparatus.com/physiology/physiological-measurements/transducers/pressure-transducers/research-grade-pressure-transducers.html |
| PowerLab 2/26 | AD Instruments | ML826 | Amplifier https://www.adinstruments.com/products/powerlab |
| LabChart ver. 6 | AD Instruments | not available | Acquisition software https://www.adinstruments.com/products/labchart |
| Animal Bio Amp | AD Instruments | FE136 | Amplifier https://www.adinstruments.com/products/bio-amps#product-FE136 |
| K2EDTA 7.2mg | BD | 367861 | Blood collection tubes http://catalog.bd.com/nexus-ecat/getProductDetail?productId=367861 |
| Centrifuge | SciQuip | 2-16KL | Centrifuge http://www.sigma-centrifuges.co.uk/store/products/refrigerated-sigma-2-16k-centrifuge/ |
| Eppendorf Reference 2, 100 – 1000 μL | Eppendorf | 4920000083 | Pipette https://online-shop.eppendorf.es/ES-es/Pipeteo-44563/Pipetas-44564/Eppendorf-Reference2-PF-42806.html |
| Eppendorf Safe-Lock Tubes, 0.5 mL | Eppendorf | 30121023 | Tubes https://online-shop.eppendorf.es/ES-es/Puntas-tubos-y-placas-44512/Tubos-44515/Eppendorf-Safe-Lock-Tubes-PF-8863.html |
| NZW rabbits (16-18 weeks old) | Granja San Bernardo | not available | New Zealand White rabbits http://www.granjasanbernardo.com/en/welcome/ |
| Sucrose | Sigma | S0389-5KG | Sucrose for drinking solution http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/s0389?lang=es®ion=ES |
| Rabbit maintenance control diet | Ssniff | V2333-000 | Control diet http://www.ssniff.com/ |
| Rabbit high-fat diet | Ssniff | S9052-E020 | High-fat diet http://www.ssniff.com/ |
| Rabbit rack and drinker | Sodispan | not available | Rack for rabbits https://www.sodispan.com/jaulas-y-racks/racks-conejo-y-cobaya/ |
| Rabbit restrainer | Zoonlab | 3045601 | http://www.zoonlab.de/en/index.html |
References
- Cornier, M. A., Dabelea, D., Hernandez, T. L., Lindstrom, R. C., Steig, A. J., Stob, N. R., et al. The metabolic syndrome. Endocr rev. 29 (7), 777-822 (2008).
- Alberti, K. G., Zimmet, P., Shaw, J., Grundy, S. M. IDF Consensus Worldwide Definition of the Metabolic Syndrome. , Available from: https://www.idf.org/e-library/consensus-statements.html (2006).
- Alberti, K. G., Eckel, R. H., Grundy, S. M., Zimmet, P. Z., Cleeman, J. I., Donato, K. A., et al. Harmonizing the metabolic syndrome: a joint interim statement of the International Diabetes Federation Task Force on Epidemiology and Prevention; National Heart, Lung, and Blood Institute; American Heart Association; World Heart Federation; International Atherosclerosis Society; and International Association for the Study of Obesity. Circulation. 120 (16), 1640-1645 (2009).
- Grundy, S. M. Pre-diabetes, metabolic syndrome, and cardiovascular risk. JACC. 59 (7), 635-643 (2012).
- Verkest, K. R. Is the metabolic syndrome a useful clinical concept in dogs? A review of the evidence. Vet J. 199 (1), 24-30 (2014).
- Zhang, X., Lerman, L. O. Investigating the Metabolic Syndrome: Contributions of Swine Models. Toxicol Pathol. 44 (3), 358-366 (2016).
- Wong, S. K., Chin, K. Y., Suhaimi, F. H., Fairus, A., Ima-Nirwana, S. Animal models of metabolic syndrome: a review. Nutr Metab (Lond). 13, 65 (2016).
- Carroll, J. F., Dwyer, T. M., Grady, A. W., Reinhart, G. A., Montani, J. P., Cockrell, K., et al. Hypertension, cardiac hypertrophy, and neurohumoral activity in a new animal model of obesity. Am J Physiol. 271 (1 Pt 2), H373-H378 (1996).
- Grooth, G. J., Klerkx, A. H., Stroes, E. S., Stalenhoef, A. F., Kastelein, J. J., Kuivenhoven, J. A. A review of CETP and its relation to atherosclerosis. J Lipid Res. 45 (11), 1967-1974 (2004).
- Zarzoso, M., Mironov, S., Guerrero-Serna, G., Willis, B. C., Pandit, S. V. Ventricular remodelling in rabbits with sustained high-fat diet. Acta Physiol (Oxf). 211 (1), 36-47 (2014).
- Filippi, S., Vignozzi, L., Morelli, A., Chavalmane, A. K., Sarchielli, E., Fibbi, B., Saad, F., Sandner, P., Ruggiano, P., Vannelli, G. B., Mannucci, E., Maggi, M. Testosterone partially ameliorates metabolic profile and erectile responsiveness to PDE5 inhibitors in an animal model of male metabolic syndrome. J Sex Med. 6 (12), 3274-3288 (2009).
- Waqar, A. B., Koike, T., Yu, Y., Inoue, T., Aoki, T., Liu, E., et al. High-fat diet without excess calories induces metabolic disorders and enhances atherosclerosis in rabbits. Atherosclerosis. 213 (1), 148-155 (2010).
- Fan, J., Watanabe, T. Cholesterol-fed and transgenic rabbit models for the study of atherosclerosis. J Atheroscler Thromb. 7 (1), 26-32 (2000).
- Yin, W., Yuan, Z., Wang, Z., Yang, B., Yang, Y. A diet high in saturated fat and sucrose alters glucoregulation and induces aortic fatty streaks in New Zealand White rabbits. Int J Exp Diabetes Res. 3 (3), 179-184 (2002).
- Zhao, S., Chu, Y., Zhang, C., Lin, Y., Xu, K., Yang, P., et al. Diet-induced central obesity and insulin resistance in rabbits. J Anim Physiol Anim Nutr (Berl). 92 (1), 105-111 (2008).
- Helfenstein, T., Fonseca, F. A., Ihara, S. S., Bottos, J. M., Moreira, F. T., Pott, H. Jr, et al. Impaired glucose tolerance plus hyperlipidaemia induced by diet promotes retina microaneurysms in New Zealand rabbits. Int J Exp Pathol. 92 (1), 40-49 (2011).
- Ning, B., Wang, X., Yu, Y., Waqar, A. B., Yu, Q., Koike, T., et al. High-fructose and high-fat diet-induced insulin resistance enhances atherosclerosis in Watanabe heritable hyperlipidemic rabbits. Nutr Metab (Lond). 12, 30 (2015).
- Liu, Y., Li, B., Li, M., Yu, Y., Wang, Z., Chen, S. Improvement of cardiac dysfunction by bilateral surgical renal denervation in animals with diabetes induced by high fructose and high fat diet. Diabetes Res Clin Pract. 115, 140-149 (2016).
- Arias-Mutis, O. J., Marrachelli, V. G., Ruiz-Saurí, A., Alberola, A., Morales, J. M., Such-Miquel, L., Monleon, D., Chorro, F. J., Such, L., Zarzoso, M. Development and characterization of an experimental model of diet-induced metabolic syndrome in rabbit. PLoS One. 12 (5), e0178315 (2017).
- Nelson, R. W., Himsel, C. A., Feldman, E. C., Bottoms, G. D. Glucose tolerance and insulin response in normal-weight and obese cats. Am J Vet Res. 51 (9), 1357-1362 (1990).
- Staup, M., Aoyagi, G., Bayless, T., Wang, Y., Chng, K. Characterization of Metabolic Status in Nonhuman Primates with the Intravenous Glucose Tolerance Test. J Vis Exp. (117), e52895 (2016).
- Hall, J. E., do Carmo, J. M., da Silva, A. A., Wang, Z., Hall, M. E. Obesity-induced hypertension: interaction of neurohumoral and renal mechanisms. Circ Res. 116 (6), 991-1006 (2015).
- Linz, D., Hohl, M., Mahfoud, F., Reil, J. C., Linz, W., Hübschle, T., Juretschke, H. P., Neumann-Häflin, C., Rütten, H., Böhm, M. Cardiac remodeling and myocardial dysfunction in obese spontaneously hypertensive rats. J Transl Med. 10 (10), 187 (2012).
- Sasser, T. A., Chapman, S. E., Li, S., Hudson, C., Orton, S. P., Diener, J. M., Gammon, S. T., Correcher, C., Leevy, W. M. Segmentation and measurement of fat volumes in murine obesity models using X-ray computed tomography. J Vis Exp. (62), e3680 (2012).
- Kawai, T., Ito, T., Ohwada, K., Mera, Y., Matsushita, M., Tomoike, H. Hereditary postprandial hypertriglyceridemic rabbit exhibits insulin resistance and central obesity: a novel model of metabolic syndrome. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 26 (12), 2752-2757 (2006).
- Shiomi, M., Kobayashi, T., Kuniyoshi, N., Yamada, S., Ito, T. Myocardial infarction-prone Watanabe heritable hyperlipidemic rabbits with mesenteric fat accumulation are a novel animal model for metabolic syndrome. Pathobiology. 79 (6), 329-338 (2012).
- Hildrum, B., Mykletun, A., Hole, T., Midthjell, K., Dahl, A. A. Age-specific prevalence of the metabolic syndrome defined by the International Diabetes Federation and the National Cholesterol Education Program: The Norwegian HUNT 2 study. BMC Public Health. 7, 220 (2007).
