Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Neuroscience

Стереотаксической хирургии для генетических манипуляций в полосатой клеток мозга новорожденных мыши

doi: 10.3791/57270 Published: July 10, 2018

Summary

Мы описываем протокол стереотаксической хирургии с домашним головы Исправлена устройством для microinjecting реагенты в стриатума мозги новорожденных мыши. Эта техника позволяет генетические манипуляции в нейрональных клеток конкретных областей мозга новорожденных мыши.

Abstract

Многие гены выражены в эмбриональных мозги, и некоторые из них постоянно выражаются в мозге после рождения. Для такой настойчиво выраженное генов они могут функционировать для регулирования процесса развития и/или физиологических функций в мозге новорожденных. Расследовать нейробиологических функций конкретных генов в головном мозге, важно для инактивации генов в головном мозге. Здесь мы описания простой стереотаксического метода для инактивации экспрессии генов в стриатума трансгенных мышей на новорожденных времени windows. AAV-eGFP-Cre вирусы были microinjected в Полосатое тело Ai14 репортер генов мышей на послеродовой день (P) 2 по стереотаксической хирургии. Экспрессия генов tdTomato репортер был обнаружен в стриатума P14, предполагая, что успешный Cre-loxP при посредничестве рекомбинации ДНК в клетках AAV-преобразованы полосатой. Мы далее подтвержден этот метод microinjecting AAV-eGFP-Cre вирусов в P2Foxp2fl/fl мышей. Двойной маркировки GFP и Foxp2 показал, что GFP-положительных клеток не хватало Foxp2 иммунореактивности в P9 стриатума, предлагая потери Foxp2 белка в клетках полосатой AAV-eGFP-Cre преобразованы. Взятые вместе, эти результаты демонстрируют эффективных генетических удаления stereotaxically microinjected AAV-eGFP-Cre вирусами в конкретных нейрональных популяций в мозге новорожденных floxed трансгенных мышей. В заключение наша стереотаксического техника обеспечивает легкий и простой платформу для генетических манипуляций в мозге новорожденных мыши. Этот метод может использоваться не только для удаления генов в конкретных регионах неонатальная мозги, но он также может использоваться для вставки фармакологических препаратов, нейронов трассировщиков, генетически модифицированных Оптогенетика и chemogenetics белки, показатели активности нейронов и другие реагенты в стриатума мозги новорожденных мыши.

Introduction

Современные исследования структуры и функции мозга обычно требуют генетические манипуляции специфических генов в нейрональных клеток. Зонда функции различных генов, трансгенных мышей, перевозящих мутантные аллели, включая регулярно созданы Выбивное и забивные аллелей. Стереотаксической хирургии для взрослых грызунов является стандартным методом для локально доставки наркотиков, вирусы, Трейсеры и другие реагенты для конкретных регионов грызунов мозги1,2. Применяя стереотаксической хирургии трансгенных мышей позволяет генетически манипулировать функции гена и активности нейронов в конкретных нейрональных популяций головного мозга мыши. Манипуляция определенного типа клеток обеспечивает мощный подход к расшифровать нейрональных функций в сложных нейронных цепей мозга3,4,5.

Нейронные развития нервной системы начинается на ранних эмбриональных стадиях, и процессов развития продолжать после рождения до периода несовершеннолетних. Послеродовой период созревания нервной системы включает в себя точные синаптической проводки нейронных цепей, которая необходима для физиологических и когнитивных функций мозга6. Таким образом изучение развития события, возникающие в windows неонатальной время важное значение не только для понимания нейронных нормального развития, но она также может обеспечить понимание патогенеза психомоторного развития и нервно-психических расстройств7 ,8. Хотя методы стереотаксической хирургии для взрослых грызунов легко доступны2,9, несколько протоколов доступны в Интернете для стереотаксической хирургии новорожденных мышей10,11. В самом деле стереотаксического микроинъекций реагентов в мозги новорожденных мыши щенков трудны, потому что глава новорожденным щенком слишком хрупкой, чтобы быть исправлена в стандартной стереотаксического аппарата. Тем не менее применение стереотаксической хирургии трансгенных мышей возможно для новорожденных мышей12. Здесь мы опишем простой метод с домашним установки для выполнения стереотаксической хирургии в мыши новорожденных щенков. Мы показываем, что этот метод позволяет условно удалять floxed гены, microinjecting рекомбиназа AAV-выражая Cre ДНК в стриатума репортер генов мышей и условно floxed трансгенных мышей. Этот метод применяется также для доставки реагентов в неонатальной стриатума мышей дикого типа.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Животных протоколы, описанные здесь были одобрены животное уход и использование комитетов национального Yang Ming-университета.

1. Подготовка держателя для новорожденных щенков в стереотаксического аппарата

  1. Сделать головы лоток: нарезать форму, которая подходит глава новорожденных щенков, удалив 1/5 по стенкам трубы в нижней части пластиковых пробирок 1.5 мл (15 мм).
  2. Возьмите коробку наконечник пипетки с правильный размер, который подходит с пьедесталом стереотаксического аппарата и снимите верхнюю крышку. Аффикс головы лоток, подготовленные на этапе 1.1 и ткани внедрения кассеты на базе наконечник лотка с горячей плавления клей. Высота внедрения кассеты ткани — 7 мм, которая используется для поддержки шеи и тела щенка в положении головы исправлена.
  3. Место всей установки в стандартный стереотаксического аппарата.

2. Подготовка 30G инъекций иглы из нержавеющей стали

  1. Предварительно чистые иглы шприца 30 G путем замачивания их в хлороформе на 3 дня.
  2. Используйте корнцанг тщательно и медленно вытащить иглу из его полипропиленовые хаб в химические вытяжки.
  3. Вымойте иглы с абсолютного этанола для 20 мин, затем 70% этанол полоскания для 3 × 10 мин на шейкер на 50 об/мин. Пусть воздух иглы сухой и хранить очищенную иглы в чистое поле при комнатной температуре (RT) до использования.

3. Подготовьте адаптер для микроинъекции труб

  1. Подключите микролитр шприц для инъекционной иглой 30G с PE10 полиэтиленовые трубки (PE10 трубки). Подготовьте PE20 полиэтиленовых труб (труба PE20) адаптер для преодоление инъекционной иглы и шприца микролитр. Использование адаптера необходимо, потому что диаметр PE10 трубы гораздо меньше, чем в иглу шприца микролитр 26G.
  2. Подготовка трубки для шприца микролитр: Подключите предварительно очищенных инъекционной иглой 30 G с 5 см PE20 трубки и уплотнение junction с мгновенными клей. Этот адаптер трубки многоразового использования.
    Примечание: Если игла шприца микроинъекции 30G, подготовка (шаг 3.1) и использования (шаг 3.3) Этот адаптер не является необходимым.
  3. Подключите адаптер трубки (подготовленных на шаге 3.1) с помощью шприца микролитр (10 мкл).
  4. Подключите один конец трубки PE10 (не более 60 см) на иглой 30G адаптер трубки PE20. Смонтируйте новый инъекционной иглой 30G на другой конец трубки PE10.

4. Загрузите микроинъекции трубу с газобетона дистиллированной воды, краситель и вирусы

  1. Выньте поршень шприца микролитр. Используйте 25G шприц для загрузки микролитр шприц и его связанных PE трубки газобетона дистиллированной водой для удаления воздуха из шланга.
  2. Место поршень обратно в микролитр шприц и толкать поршень до 2 мкл останков дистиллированной воды в бочке. Не позволяйте объем дистиллированной воды, становится меньше, чем 2 мкл.
  3. Смонтируйте тщательно микролитр шприца микро потока скорость шприцевой насос.
  4. Пипетка небольших количествах 0,1% быстро зеленый краситель (подготовлен в 0,9% физиологического раствора и отфильтрованы с 0,22 мкм фильтром) и вирус жидкостей на кусок парафина.
  5. Вывести небольшое количество воздуха, чтобы сделать видимым воздушный пузырь на стыке между инъекционной иглой 30G и PE10 трубки, после загрузки 0,7 мкл отфильтрованных быстро зеленый в трубку для тестирования потока жидкости в трубке микроинъекции.
  6. Снять еще небольшое количество воздуха, чтобы сделать второй воздушный пузырь, следуют загрузки вирус жидкости в трубке микроинъекции.
  7. Установите и закрепите микроинъекции иглой 30G в руку стереотаксического аппарата.

5. анестезия при гипотермии новорожденных мышей

  1. Поместите щенка в рукава латексные перчатки и погрузить его в колотым льдом до шеи за 5 мин.
  2. Щепотка щенка ноги с щипцами, чтобы убедиться, что ответа вывод своих ног.
  3. Поместите щенка с латексной перчатке рукава в головы лоток и положить некоторые дробленый лед вокруг латекса втулку, чтобы держать его холодной для анестезии гипотермии.
  4. Примените мазь ветеринар на глаза щенка чтобы предотвратить сухость во время под наркозом, если это возможно.

6. микроинъекции

  1. Подготовьте стерильные хирургии, вытирая стереотаксического инструмента тщательно с 70% этиловом спирте. Стерилизации хирургических инструментов, погружая их в 70% этиловом спирте.
  2. Вымыть голову щенка с 70% этиловом спирте. Найдите лямбда ориентир на черепе и Марк лямбда-выражения с маркером. Цель кончик иглы для лямбда-выражения и установите передний задний (AP) и медиальной боковой (мл) координаты как ноль.
  3. Перемещение руки инъекции на целевой сайт по X и Y координат целевого сайта. Для стриатума послеродовой день (P) 2 щенят, координаты являются: AP, 2,4 мм впереди лямбда-выражения; МЛ, ±1, 0 мм бокового от средней линии; спинной вентральный (DV), −1.7 мм от черепа. Отметьте положение быстро зеленый краситель в PE10 трубу с ручкой.
  4. Сбить инъекционной иглой 30G медленно проникать через кожу и черепа, а затем принести вверх кончик иглы, до тех пор, пока он останавливается на поверхности черепа. Задайте координаты DV как ноль.
  5. Сбить инъекционной иглой 30G медленно, пока достигнет DV координат целевого сайта. Подождите 1 мин позволить возобновить свою нормальную форму паренхимы. Запустите программу микроинъекции (100 nL/мин).
  6. Убедитесь, что Марк быстро зеленый краситель движется в PE трубки, чтобы убедиться, что вирус Жидкость впрыскивается в мозг.
  7. Подождите 1 мин после прекращения микроинъекции, а затем медленно и постепенно воспитывать иглу в 1/2 высоты DV глубины в течение 30 s. После 30 сек, медленно снять иглу из головы щенка.
  8. Повторите шаг 6.2 до 6,7 до завершения микроинъекций всех целевых сайтов.

7. послеоперационные восстановления щенка

  1. Теплый вверх щенка на 20 мин в инкубаторе 33 ° C. Проверка восстановления щенка от гипотермии анестезии каждые 5 мин до тех пор, пока щенок сознание достаточно для поддержания грудной recumbency.
  2. Возвращение щенка плотины после того, как щенок полностью выздоровел.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Для первого набора эксперимента, мы microinjected 200 nL AAV9.hSynapsin.HI.eGFP-Cre.WPRE.SV40 вирусов (ААВ eGFP-Cre, 1/10 разрежения в Дульбекко фосфатный буфер) которые выражают рекомбиназа Cre ДНК сливается с GFP в P2 стриатума Ai14 мышей. Ai14 мышей Экспресс tdTomato Репортер ген после удаления Cre опосредованной бокам loxP (floxed) остановки кассеты (Рисунок 2F). Мозги были собраны на P14 за иммуноокрашивания GFP и tdTomato. Многие AAV преобразованы GFP-положительных клеток были подарок на протяжении стриатума (рисунок 2A, C), указывающее обширные инфекции полосатой клеток вирусами AAV-eGFP-Cre. Подобные обширные выражение tdTomato был также найден в стриатума (Рисунок 2Б, C). При микроскопическом исследовании в большом увеличении, мы обнаружили, что почти все GFP-положительных клеток полосатой совместно выразили tdTomato Репортер ген (рисунок 2A'-C'). Кроме того tdTomato сигналы были обнаружены предположительно аксона терминалах в Глобус бледного (Рисунок 2D) и сетчатая Парс substantia nigra (Рисунок 2E), целевых регионах стрионигральная и striatopallidal проекции нейронов 13. Эти результаты свидетельствуют успешный Cre-loxP при посредничестве рекомбинации ДНК, вызванных AAV-опосредованной выражение Cre активности в неонатальной полосатой нейронов.

Для второго набора эксперимента, мы microinjected 50 nL AAV-eGFP-Cre вирусов в стриатума Foxp2fl/fl мышей, перевозящих loxP бокам Foxp2 аллелей в P2 (рис. 3A- C, F) и собирают мозга в P9. Не Foxp2+; Клетки двойной меченых GFP+ были найдены в Полосатое тело, т.е., отсутствовал Foxp2 белка GFP-положительных клеток (Рисунок 3А'-C'). В экспериментах управления Foxp2+; Клетки двойной меченых GFP+ присутствовали в стриатума Foxp2fl/fl мышей с AAV-eGFP управления вирусов (рис. 3D) и Полосатое тело от гетерозиготных Foxp2fl / + мышей с AAV-eGFP-Cre вирусы (Рисунок 3E). Эти результаты показывают, что Foxp2 гена в AAV-eGFP-Cre преобразованы клеток новорожденных стриатума специально удаляется.

В совокупности результаты AAV-eGFP-Cre; Ai14 и AAV-eGFP-Cre; Foxp2fl/fl мышей, методика стереотаксической неонатальной хирургии, который мы разработали поддается условно удалять генов в конкретных регионах мозга новорожденных мыши.

Figure 1
Рисунок 1. Стереотаксического аппарата и домашние головы фиксированный держатель для новорожденных мышей. (A) стереотаксического инъекции система состоит из следующих устройств: i. шприцевый насос (контроллер); II. шприцевый насос (привода); III. микролитр шприц (10 мкл); IV. PE20 адаптер трубки; v. PE10 труба; VI. 30G инъекционной иглы; VII. стереотаксического аппарата; VIII. Пипетка советы коробка преобразован платформы для новорожденных щенков; XI: дробленый лед. (B) высота ткани внедрения кассеты составляет около 7 мм. Кнопка 1,5 мл пластиковых пробирок находится около 15 мм длиной. (C) мыши голова крепится в домашней держатель для головы исправлена. Стрелка показывает лямбда ориентир в голове новорожденных мышей. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Figure 2
Рисунок 2. Выражение tdTomato в стриатума P14 Ai14 мышей после AAV-eGFP-Cre опосредованной рекомбинации ДНК Cre-loxP. AAV-eGFP-Cre вирусы были sterotaxically вводят в P2 стриатума Ai14 мышей. Мозг был проанализирован на P14. (A) многие GFP-положительных клеток присутствуют во всем стриатума (Str). (B) многие tdTomato положительных клеток, также присутствуют в стриатума. (C) объединенного изображения показывают обширные Сопредседатель локализации GFP и tdTomato в стриатума. Конфокальный изображения в штучной упаковке регионов в A-C отображаются с высоким увеличением в A'-C', соответственно. Все GFP-положительных клеток (зеленый) совместно Экспресс tdTomato (красный) в стриатума. (D, E) TdTomato сигналы обнаруживаются в целевых регионах полосатой проекции нейронов, включая Глобус бледного (GP; D) и substantia nigra Парс reticulata (SNr; E). (F) схематические чертежи AAV-eGFP КРР и Ai14 трансгенных конструкций. CTX: коры; Сентябрь: перегородки; HIPP: Гиппокампа; МБ: мозга. Линейки в A (для A-C), 200 мкм; A' (для A'-C'), 10 мкм; D (D и E), 100 мкм. пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Figure 3
На рисунке 3. Условного удаления Foxp2 гена в неонатальной стриатума, intrastriatal injecions вирусов AAV-eGFP-Cre. Intrastriatal инъекции AAV-eGFP-Cre вирусов были исполнены в P2 Foxp2fl/fl (A-C') и Foxp2fl / +(E) мышах. Мозги были проанализированы в P9. (A-C) GFP-положительных клеток (A, C, зеленый) отсутствие иммунореактивности Foxp2 (B, C, красный) в стриатума Foxp2fl/fl мышей с AAV-eGFP-Cre вирусов. Штучной упаковке регионов в A-C показываются на большом увеличении в A'-C', соответственно. (D) полосатой клетки совместно Экспресс GFP и Foxp2 присутствуют в Полосатое тело, который был впрыснут AAV-eGFP управления вирусами. (E) GFP-положительных клеток совместно Экспресс Foxp2 (стрелок) присутствуют в Полосатое тело из Foxp2fl / + мышей с AAV-eGFP-Cre вирусов. (F) схематические чертежи AAV-eGFP-Cre вирус и Foxp2fl/fl трансгенных мышей. Линейки в A (для A-C), 200 мкм; A' (для A'-C', D и E), 20 мкм. пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

В настоящем исследовании мы демонстрируем простой и надежный стереотаксического метода для инъекций AAV вирусов в стриатума мозги новорожденных мыши. Мы microinjected AAV-eGFP-Cre вирусов в Полосатое тело Ai14 репортер мышей на P2 и затем проанализировать выражение гена репортера на P14. Мы нашли, что AAV преобразованы GFP-положительных клеток на протяжении стриатума на rostrocaudal уровне. Кроме того почти все GFP-положительных клеток совместно выразили tdTomato Репортер ген в полосатой клеток, предложив успешным рекомбинации ДНК Cre-loxP индуцированных AAV-опосредованной выражение Cre деятельности. Мы также подтверждается эффективность этого подхода микроинъекций AAV-eGFP КРР в стриатума Foxp2fl/fl мышей в точке P2. Двойной маркировки показал, что многие AAVs преобразованы GFP-положительных клеток не хватало Foxp2 иммунореактивности в P9 стриатума, предлагая успешно условного удаления Foxp2 гена в неонатальной стриатума. Тома microinjected AAVs соотносятся с размер мозга зараженных областей. С 200 nL закачанного объема, GFP-положительных клеток были найдены широко во всем новорожденным Полосатое тело, и в коре, прилегающих к Стриатума также присутствовали некоторые рассеянные GFP-положительных клеток. С 50 nL закачанного объема, GFP-положительных клеток были локально ограниченных для новорожденных стриатума. Таким образом титрования томов вводят AAVs имеет важное значение для оптимального трансдукции нейрональных популяций в регионах конкретных мозга. Кроме того скорость передачи определяется титр вирусных подготовки. Вполне возможно, что точные типы ориентации конкретных клеток достигается за счет использования трансгенных мышей с различными промоутеров.

Есть несколько хирургические советы для успешных инъекций AAVs мозга заинтересованных регионов. Во-первых из-за малого размера мыши детенышей и трудности в обеспечении положение мыши головы с руками во время операции, трудно выполнять стереотаксической хирургии новорожденных мышей10. Хотя предыдущее исследование продемонстрировало неонатальной стереотаксической хирургии, но он требует двух человек для выполнения микроинъекции во время операции11. Мы преодолели эти проблемы путем разработки на заказ головы Исправлена устройство, которое можно закрепить головку щенка во время хирургии головного мозга. Всей процедуры могут выполняться одним лицом. Размеры мозга новорожденных мышей разнообразны благодаря генетическими различиями, матери и ребенка и возраст щенков. Преимуществом нашего домашнего устройства является, что он позволяет нежный но обеспеченных фиксации головы неонатальной мышь, которая необходима для выполнения высокой точности стереотаксической хирургии. Во-вторых из-за эластичность мягкой кожи и тонкие стенки черепа, кожный разрез следуют черепа, бурение в голову трудно выполнить в новорожденных щенков. Чтобы преодолеть эту проблему, необходимо сделать прокол кожи и черепа с кончик иглы до снижения иглу для целевых мозга регионе. В-третьих важно проверить поток видимых красителя в PE трубки, чтобы убедиться, что микроинъекции в прогрессии во время инъекции. Если краска не двигаться в PE трубки, усилия следует снимать проблемы проблемы, включая возможные утечки жидкости в трубе и забиты иглы. Обратите внимание, что этот метод применим для новорожденных щенков, чьи лямбда видны через кожу до P5. Для щенков старше P5 он может понадобиться разрез в коже, чтобы разоблачить лямбда-выражения. Обратите внимание, что свет освещение на P4 и P5 мыши головы может помочь найти ориентир лямбда. Хотя мы не выполнили эту технику стереотаксической хирургии новорожденных крыс, мы предполагаем, что методика применима для потомства крыс с некоторыми изменениями.

Начала и максимальное выражение вирусов, перевозящих экспрессии генов занять несколько дней или недель после инъекции в мозги14,15. В настоящем исследовании мы обнаружили, что AAV-eGFP-Cre вирусов опосредованной рекомбинации ДНК Cre-loxP в неонатальной полосатой нейронов произошло 8 дней после вирусных трансдукции в кратчайшие сроки. Предыдущего исследования сообщил, что активность Репортер AAV-опосредованной Cre зависимые могут быть обнаружены в обонятельные луковицы мыши новорожденных детенышей 3 дней после инъекции массовых AAVs15в кратчайшие сроки. Вполне можно предположить, что раннее начало AAV-опосредованной генетической активности является преимуществом для изучения развития событий, которые постоянно происходят в постнатальном мозге.

В резюме неонатальной стереотаксического технику, которую мы разработали не только для условно удалять генов в регионах конкретных мозга, но это также поддаются фармакологических реагентов и нейрональных Трейсеры в регионах конкретные мозга новорожденных мышей. Хотя мы только микроинъекций в неонатальной стриатума в настоящем исследовании, в принципе, наши стереотаксического неонатальной хирургии может применяться в целевых регионах конкретных мозга Если координаты конкретных регионов в неонатальной мозги доступны. Учитывая изменчивость численности новорожденных мыши мозги с генетическими различиями на разных этапах, важно эмпирически определить точные координаты целевых сайтов следователями. Наконец Стереотаксическая микроинъекций AAVs, выражая генетически модифицированных optogenetic3 и chemogenetic белки4 и активности нейронов индикаторы5 в регионах конкретные мозга, один может изучить роль нейронов деятельность на постнатальное развитие мозга в резолюции клеток конкретного типа и замыкания уровнях.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторы не имеют ничего сообщать.

Acknowledgments

Эта работа была поддержана Министерством науки и технологии предоставляет MOST104-2311-B-010-010-MY3, MOST106-2321-B-010-012, национальных научно-исследовательских институтов здравоохранения грант НПУ-EX106-10429NI и Рекомендуемые области исследований центра программы грантов от Министерство образования через мозг научно-исследовательский центр, Национальный университет Yang Ming в Тайване, и докторантура стипендий предоставляет MOST106-2811-B-010-031 (S.-клуба), MOST105-2811-B-010-036 и MOST106-2811-B-010-030 (H.-ю.к.).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
30G PrecisionGlide Needle Becton Dickinson REF 305106
Chloroform JT Baker 9180-03
Hamilton MICROLITER Syringe Hamilton  80300 30G needle fit for PE10 tube; 26G needle needs a PE20 adaptor
Polyethylene tubing PE20 Becton Dickinson 427406
Polyethylene tubing PE10 Becton Dickinson 427401
Micro Flow Rate Syringe Pump Longer Precision Pump Co. TJ-2A (Controller) and L0107-2A (Drive Unit)
25G syringe Becton Dickinson REF 302105
Fast green Sigma-Aldrich F-7252 0.1%
Standard Stereotaxic Instruments RWD Life Science 68037 Without using 68030 Mouse/Neonatal Rat Adaptor
Anti-FOXP2 antibody Abcam ab16046 Rabbit polyclonal to FOXP2, 1:4,000
Anti-RFP antibody Abcam ab65856 Mouse monoclonal to RFP, 1:1,000
BX63 microscope Olympus BX63
LSM 880 confocal microscope Zeiss LSM 880
Goat anti-rabbit conjugated Alexa fluor594 Jackson lmmunoReserch Laboratories Inc. 111-585-003
AAV9.hSynapsin.HI.eGFP-Cre.WPRE.SV40 Penn Vector Core AV-9-PV1848 Lot # CS0987, 5.506x1013 (GC/mL)
AAV9.chicken actin-eGFP AAV core, Institute of Biomedical Sciences, Academia Sinica, Taiwan N/A 1x1014 (GC/ml)
B6.Cg-Gt(ROSA)26Sortm14(CAG-tdTomato)Hze/J The Jackson Labtorary  007914 Ai14
B6(Cg)-Foxp2tm1.1Sfis/CfreJ The Jackson Labtorary  026259 Foxp2fl/fl
Dulbecco’s phosphate buffered saline Corning cellgro 21-030-CVR

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Athos, J., Storm, D. R. High precision stereotaxic surgery in mice. Current Protocols in Neuroscience. Suppl ement 14. Appendix 4, Wiley Online Library A.4A.1-A.4A.9 (2001).
  2. Cetin, A., Komai, S., Eliava, M., Seeburg, P. H., Osten, P. Stereotaxic gene delivery in the rodent brain. Nat. Protoc. 1, (6), 3166-3173 (2006).
  3. Tye, K. M., Deisseroth, K. Optogenetic investigation of neural circuits underlying brain disease in animal models. Nat. Rev. Neurosci. 13, (4), 251-266 (2012).
  4. Roth, B. L. DREADDs for neuroscientists. Neuron. 89, (4), 683-694 (2016).
  5. Knopfel, T. Genetically encoded optical indicators for the analysis of neuronal circuits. Nat. Rev. Neurosci. 13, (10), 687-700 (2012).
  6. Tau, G. Z., Peterson, B. S. Normal development of brain circuits. Neuropsychopharmacol. 35, (1), 147-168 (2010).
  7. Mitchell, K. J. The genetics of neurodevelopmental disease. Curr. Opin. Neurobiol. 21, (1), 197-203 (2011).
  8. Sahin, M., Sur, M. Genes, circuits, and precision therapies for autism and related neurodevelopmental disorders. Science. 350, (6263), (2015).
  9. Schierberl, K. C., Rajadhyaksha, A. M. Stereotaxic microinjection of viral vectors expressing Cre recombinase to study the role of target genes in cocaine conditioned place preference. J. Vis. Exp. (77), e50600 (2013).
  10. Mathon, B., et al. Increasing the effectiveness of intracerebral injections in adult and neonatal mice: a neurosurgical point of view. Neurosci. Bull. 31, (6), 685-696 (2015).
  11. Davidson, S., Truong, H., Nakagawa, Y., Giesler, G. J. Jr A microinjection technique for targeting regions of embryonic and neonatal mouse brain in vivo. Brain Res. 1307, 43-52 (2010).
  12. Chen, Y. C., et al. Foxp2 controls synaptic wiring of corticostriatal circuits and vocal communication by opposing Mef2c. Nat. Neurosci. 19, (11), 1513-1522 (2016).
  13. Gerfen, C. R. The neostriatal mosaic: multiple levels of compartmental organization in the basal ganglia. Annu. Rev. Neurosci. 15, 285-320 (1992).
  14. Karra, D., Dahm, R. Transfection techniques for neuronal cells. J. Neurosci. 30, (18), 6171-6177 (2010).
  15. Cheetham, C. E., Grier, B. D., Belluscio, L. Bulk regional viral injection in neonatal mice enables structural and functional interrogation of defined neuronal populations throughout targeted brain areas. Front. Neural Circuit. 9, 72 (2015).
Стереотаксической хирургии для генетических манипуляций в полосатой клеток мозга новорожденных мыши
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Chen, S. Y., Kuo, H. Y., Liu, F. C. Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains. J. Vis. Exp. (137), e57270, doi:10.3791/57270 (2018).More

Chen, S. Y., Kuo, H. Y., Liu, F. C. Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains. J. Vis. Exp. (137), e57270, doi:10.3791/57270 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter