Summary
Vi beskriver ett protokoll för stereotaxic kirurgi med en hemmagjord huvud-fast anordning för microinjecting reagens i striatum av neonatal mus hjärnor. Denna teknik tillåter genmanipulation i neuronala celler i vissa regioner av neonatal mus hjärnor.
Abstract
Många gener uttrycks i embryonala hjärnor, och några av dem uttrycks kontinuerligt i hjärnan efter födseln. För sådana ständigt uttryckt gener, kan de fungera för att reglera den utvecklingsprocess och/eller fysiologisk funktion i neonatal hjärnor. För att undersöka neurobiologiska funktionerna av specifika gener i hjärnan, är det nödvändigt att inaktivera gener i hjärnan. Här, beskriver vi en enkel stereotaxic metod för att inaktivera genuttryck i striatum hos transgena möss på neonatal tidsfönster. AAV-andra-Cre virus var microinjected i striatum Ai14 reporter gen möss vid postnatal dag (P) 2 av stereotaxic hjärnkirurgi. TdTomato reporter genuttrycket upptäcktes i P14 striatum, vilket tyder på en lyckad Cre-loxP medierad DNA-rekombination i AAV-sensorik striatum celler. Vi valideras ytterligare denna teknik av microinjecting AAV-andra-Cre virus i P2Foxp2fl/fl möss. Dubbel märkning av god Jordbrukarsed och Foxp2 visade att GFP-positiva celler saknade Foxp2 immunoreaktivitet i P9 striatum, vilket tyder på förlusten av Foxp2 protein i AAV-andra-Cre sensorik striatum celler. Sammantaget visar dessa resultaten en effektiv genetiska radering av stereotaxically microinjected AAV-andra-Cre virus i neuronala specifika populationer i neonatal hjärnor av floxed transgena möss. Sammanfattningsvis, ger vår stereotaxic teknik en lätt och enkel plattform för genmanipulation i neonatal mus hjärnor. Tekniken kan inte endast användas till att ta bort gener i specifika regioner i neonatal hjärnor, men det kan också användas för att injicera farmakologiska läkemedel, neuronala spårämnen, genetiskt modifierade optogenetik och chemogenetics proteiner, neuronal aktivitet indikatorer och övriga reagenserna i striatum av neonatal mus hjärnor.
Introduction
Moderna studier av struktur och funktion av hjärnan kräver vanligtvis genmanipulation av specifika gener i neuronala celler. För att undersöka funktionerna av olika gener, transgena möss bär muterade alleler, inklusive har knockout och inpressning alleler rutinmässigt genererats. Stereotaxic hjärnkirurgi för vuxna gnagare är en standardmetod att leverera lokalt droger, virus, spårämnen och andra reagenser till specifika regioner i gnagare hjärnor1,2. Tillämpa den stereotaxic hjärnkirurgi på transgena möss tillåter en att genetiskt manipulera geners funktion och neuronal aktivitet i specifika neuronala populationer av mus hjärnan. Cell typspecifika manipulation ger en kraftfull metod för att dechiffrera neuronala funktioner i komplexa neurala kretsar av hjärnan3,4,5.
Neural utveckling av nervsystemet börjar vid tidiga embryonala stadier och utvecklingsprocesser fortsätta efter födseln tills juvenil period. Postnatal mognad av nervsystemet innehåller den exakta synaptic ledningar av neurala kretsar, vilket är viktigt för fysiologiska och kognitiva funktioner i hjärnan6. Därför studerar utvecklande händelser som inträffar i neonatal tidsfönster är viktigt inte bara för att förstå normala neural utveckling, men det kan också ge insikter i patogenesen av neurologiska och neuropsykiatriska störningar7 ,8. Även om metoderna för stereotaxic hjärnkirurgi för vuxna gnagare är lättillgängliga2,9, finns några protokoll på internet för stereotaxic hjärnkirurgi neonatala möss10,11. I själva verket är stereotaxic microinjections av reagenser i hjärnan hos nyfödda musungar svårt, eftersom chefen för neonatal pup är alltför bräcklig skall fastställas i den standard stereotaxic apparaten. Tillämpningen av stereotaxic hjärnkirurgi på transgena möss är dock möjligt för neonatala möss12. Här, beskriver vi en enkel metod med en hemmagjord inställning att utföra stereotaxic hjärnkirurgi i nyfödda musungar. Vi visar att denna teknik gör att man kan radera villkorligt floxed gener genom microinjecting AAV-uttryckande Cre DNA recombinase i striatum reporter gen möss och villkorligt floxed transgena möss. Denna teknik gäller även att leverera reagenser i neonatal striatum av vildtyp möss.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
De animaliska protokoll som beskrivs här har godkänts av djur vård och användning kommittéer av nationella Yang-Ming universitet.
1. beredning av innehavaren för neonatala valpar i den Stereotaxic apparaten
- Gör huvudet facket: skär botten av ett 1,5 mL centrifugrör (15 mm lång) i den form som passar huvudet av neonatala valpar genom att ta bort 1/5 av väggen i röret.
- Ta en pipett tip box med rätt storlek som passar med sockeln av stereotaxic apparater, och ta bort den övre luckan. Anbringa huvud facket upprättats i steg 1.1 och en vävnad inbäddning kassett på basen av tip bricka med hot-smältande självhäftande. Höjden av vävnad inbäddning kassetten är 7 mm, som används för att stödja pup hals och kropp i huvudet-fast position.
- Placera hela installationen i en standard stereotaxic apparatur.
2. beredning av rostfritt stål 30G injektionsnålar
- Före rena 30 G spruta nålar genom att blötlägga dem i kloroform i 3 dagar.
- Använd tången för att försiktigt och långsamt dra ut nålen från dess polypropylen navet i en kemisk huva.
- Tvätta nålar med absolut etanol under 20 minuter följt av 70% etanol sköljningar för 3 × 10 min på en shaker vid 50 rpm. Låt nålar luften torr och förvara de rengjorda kanyler i en ren låda vid rumstemperatur (RT) fram till användning.
3. Förbered en Adapter för Mikroskop slangar
- Anslut sprutan mikroliter till en 30G injektionsnål med ett PE10 polyeten rör (PE10 tub). Förbereda en PE20 polyeten slangen (PE20 tub) adapter för överbrygga injektionsnålen och mikroliter sprutan. Användning av nättillsatsen är nödvändigt, eftersom diametern på PE10 tube är mycket mindre än kanylen 26G mikroliter.
- Förbereda slangen för mikroliter sprutan: Anslut pre rengjorda 30 G injektionsnålen med 5 cm av PE20 röret och försegla korsningen med omedelbar lim. Denna slang adapter är återanvändbara.
Obs: Om nålen på Mikroskop spruta 30G, förberedelse (steg 3.1) och användning (steg 3.3) av denna adapter är inte nödvändigt. - Anslut slangar adapter (bereddes i steg 3.1) med en mikroliter spruta (10 µL).
- Anslut ena änden av PE10 tube (längre än 60 cm) på 30G nål PE20 slangar adaptern. Montera en ny 30G injektionsnål till den andra änden på PE10 röret.
4. Ladda Mikroskop röret med Ånghärdad destillerat vatten, färgämne och virus
- Ta bort den mikroliter sprutkolven. Använd en 25G spruta för att ladda mikroliter sprutan och dess anslutna PE-röret med Ånghärdad destillerat vatten för att avlägsna luft från slangen.
- Placera kolven tillbaka till mikroliter sprutan och tryck in kolven tills 2 µL destillerat vatten kvar i pipan. Låt inte mängden destillerat vatten bli lägre än 2 µL.
- Montera försiktigt mikroliter sprutan på mikro flöde klassar sprutpumpen.
- Pipettera små mängder av 0,1% snabb grön dye (beredd i 0,9% saltlösning och filtreras med 0,22 µm filter) och virus vätskor till en bit av parafilm.
- Ta en liten mängd luft för att synliggöra en luftbubbla i korsningen mellan 30G injektionsnål och PE10 tube följt av laddar 0.7 µL av filtrerade snabb grön i röret att testa flödet av vätskor i Mikroskop slangen.
- Återkalla en annan liten mängd luft att göra en andra luftbubbla följt av lastning virus vätskorna i Mikroskop slangen.
- Bifoga och säkra 30G Mikroskop nålen på armen av stereotaxic apparatur.
5. anestesi av neonatala möss av hypotermi
- Placera pup i en latexhandske hylsa och fördjupa det i krossad is upp till halsen i 5 min.
- Nypa pup's fötter med pincett så att inget uttag svar av fötter.
- Placera pup med latexhandske hylsa i huvudet facket och Lägg lite krossad is runt latex hylsan att hålla det kallt för hypotermi anestesi.
- Applicera vet salva på pup's ögon att förhindra torrhet medan under narkos om möjligt.
6. Mikroskop
- Förbereda sterila kirurgi genom att torka det stereotaxic instrumentet noga med 70% etanol. Sterilisera Kirurgiska instrumentet genom att doppa dem i 70% etanol.
- Skrubba pup's huvud med 70% etanol. Lokalisera den landmark lambda på skallen och markera lambda med en tuschpenna. Sikta nålens spets till lambda, och den främre-bakre (AP) och medialt-lateralt (ML) koordinater som noll.
- Flytta injektion armen till målwebbplatsen enligt X och Y koordinater på målwebbplatsen. För striatum av postnatal dag (P) 2 valpar, koordinaterna är: AP, + 2,4 mm främre lambda; ML, ±1.0 mm laterala från mittlinjen; Dorsal-ventrala (DV), −1.7 mm från skallen. Markera positionen för snabb grön dye i PE10 röret med en penna.
- Få ner 30G injektionsnålen långsamt tränga in genom huden och skalle, och sedan ta upp nålspetsen tills den stannar på ytan av skallen. Ange den DV koordinaten som noll.
- Få ner 30G injektionsnålen långsamt tills den når DV koordinaten på målwebbplatsen. Vänta 1 min att tillåta parenkymet återupptar sin normala form. Kör programmet Mikroskop (100 nL/min).
- Se till att märket på snabb grön dye är rörliga i PE röret att säkerställa virus vätskan sprutas in i hjärnan.
- Vänta i 1 min efter avslutandet av Mikroskop och sedan långsamt och gradvis ta upp nålen till 1/2 höjd av DV djup inom 30 s. Efter 30 s, långsamt dra ut injektionsnålen från pup's huvud.
- Upprepa steg 6,2 till 6,7 tills microinjections av alla riktade platser är klara.
7. postoperativ återhämtning av Pup
- Värm upp pup för 20 min i en 33 ° C inkubator. Kontrollera återvinning av pup från hypotermi anestesi varje 5 min tills pup har återfått tillräcklig medvetande för att upprätthålla sternala koordinationsrubbning.
- Tillbaka pup till dammen efter pup är helt återställd.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
För den första uppsättningen av experiment, vi microinjected 200 nL AAV9.hSynapsin.HI.eGFP-Cre.WPRE.SV40 virus (AAV-andra-Cre, 1/10 spädning i Dulbeccos fosfatbuffrad saltlösning) som uttrycker den Cre DNA recombinase smält med god Jordbrukarsed i P2 striatum av Ai14 möss. Ai14 möss express tdTomato reporter gen på Cre-medierad radering av loxP-flankerad (floxed) STOP kassett (figur 2F). Hjärnor skördades på P14 för immunfärgning av god Jordbrukarsed och tdTomato. Många AAV sensorik GFP-positiva celler var närvarande under hela striatum (figur 2A, C), vilket indikerar en omfattande infektion i striatum celler av AAV-andra-Cre virus. Liknande omfattande uttryck av tdTomato hittades också i striatum (figur 2B, C). Vid mikroskopisk undersökning vid hög förstoring, hittade vi att nästan alla GFP-positiv striatum celler tillsammans uttryckte den tdTomato reporter gen (figur 2A'-C'). Dessutom upptäcktes tdTomato signaler i förmodligen axon terminaler i den globus pallidus (figur 2D) och den substantia nigra pars reticulata (figur 2E), Regionkommittén mål av striatonigral och striatopallidal projektion nervceller 13. dessa resultat tyder på en lyckad Cre-loxP medierad DNA-rekombination inducerad av AAV-medierade uttryck av Cre aktivitet i neonatal striatum nervceller.
För den andra uppsättningen av experiment, vi microinjected 50 nL AAV-andra-Cre virus i striatum av Foxp2fl/fl möss bära loxP-flankerad Foxp2 alleler på P2figur 3A- C, F, och skördas hjärnan på P9. Ingen Foxp2+; GFP+ dubbel-märkt celler hittades i striatum, dvs., Foxp2 protein var frånvarande i GFP-positiva celler (figur 3A'-C'). I kontroll experiment, Foxp2+; GFP+ dubbel-märkt celler var närvarande i striatum av Foxp2fl/fl möss med AAV-andra kontroll virus (figur 3D) och i striatum av heterozygot Foxp2fl / + möss med AAV-andra-Cre virus (figur 3E). Dessa resultat indikerar att Foxp2 genen specifikt tas bort i AAV-andra-Cre sensorik celler av neonatal striatum.
Sammantagna resultatet av AAV-andra-Cre; Ai14 och AAV-andra-Cre; Foxp2fl/fl möss, tekniken att stereotaxic neonatal hjärnkirurgi som vi utvecklat är mottaglig för villkorligt radera gener i specifika regioner i neonatal mus hjärnor.
Figur 1. Stereotaxic apparater och hemmagjord huvud-fasta hållare för neonatala möss. (A) stereotaxic injektionsystemet består av följande enheter: i. sprutpumpen (controller); II. sprutpumpen (drev); III. mikroliter spruta (10 µL); IV. PE20 slang adapter; v. PE10 röret; Vi. 30G injektionsnål; VII. stereotaxic apparater; VIII. en pipett tips ruta konverteras plattform för neonatala valpar; XI: krossad is. (B) höjden av vävnad inbäddning kassetten är ca 7 mm. Knappen i 1,5 mL centrifugrör är ca 15 mm lång. (C) mus huvudet är säkrad i hemmagjord huvud-fast hållaren. Pilen anger det landmark lambda i huvudet av neonatala möss. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2. Uttryck för tdTomato i striatum P14 Ai14 möss efter AAV-andra-Cre medierad Cre-loxP DNA-rekombination. AAV-andra-Cre virus var sterotaxically injiceras i P2 striatum av Ai14 möss. Hjärnan analyserades på P14. (A) många GFP-positiva celler är närvarande under hela striatum (Str). (B) många tdTomato-positiva celler är också närvarande i striatum. (C) de sammanslagna bilderna visar en omfattande samtidig lokalisering av god Jordbrukarsed och tdTomato i striatum. Confocal bilder av A-C boxed regioner visas vid hög förstoring i A'-C', respektive. Alla GFP-positiva celler (grön) express Co tdTomato (röd) i striatum. (D, E) TdTomato signalerna upptäcks i målregionerna av striatum projektion nervceller, inklusive den globus pallidus (GP; (D) och substantia nigra pars reticulata (SNr; (E). (F) schematiska ritningar av AAV-andra-Cre och Ai14 transgena konstruktioner. CTX: cortex; Sep: septum; Hipp: Hippocampus; MB: mellanhjärnan. Skalstapeln i A (för A-C), 200 µm; A' (för '-C'), 10 µm; D (för D och E), 100 µm. vänligen klicka här för att visa en större version av denna siffra.
Figur 3. Villkorliga radering av Foxp2 -genen i neonatal striatum av intrastriatal injecions av AAV-andra-Cre virus. Intrastriatal injektioner av AAV-andra-Cre virus utfördes i P2 Foxp2fl/fl (A-C') och Foxp2fl / +(E) möss. Hjärnor analyserades på P9. (A-C) GFP-positiva celler (A, C, grön) saknar Foxp2 immunoreaktivitet (B, C, röd) i striatum av Foxp2fl/fl möss med AAV-andra-Cre virus. Boxed regionerna i A-C visas vid hög förstoring i A'-C', respektive. (D) striatum celler samtidig express GFP och FOXP2-genen finns i striatum som injicerades med AAV-andra kontroll virus. (E) GFP-positiva celler samarbeta express FOXP2-genen (pilspetsar) är närvarande i striatum av Foxp2fl / + möss med AAV-andra-Cre virus. (F) schematiska ritningar av AAV-andra-Cre virus och Foxp2fl/fl transgena möss. Skalstapeln i A (för A-C), 200 µm; A' (för '-C', D och E), 20 µm. vänligen klicka här för att visa en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
I den aktuella studien visar vi en enkel och tillförlitlig stereotaxic metod för att injicera AAV virus i striatum av neonatal mus hjärnor. Vi microinjected AAV-andra-Cre virus i striatum Ai14 reporter möss på P2 och sedan analyseras reporter genuttryck vid P14. Vi hittade AAV sensorik GFP-positiva celler i hela striatum på rostrocaudal nivåer. Dessutom uttryckte nästan alla GFP-positiva celler tillsammans den tdTomato reporter gen i striatum celler, vilket tyder på en lyckad Cre-loxP DNA-rekombination inducerad av AAV-medierade uttryck av Cre aktivitet. Vi bekräftat effekten av detta tillvägagångssätt av microinjections av AAV-andra-Cre i striatum Foxp2fl/fl mössen på P2. Dubbel märkning visade att många AAVs-sensorik GFP-positiva celler saknade Foxp2 immunoreaktivitet i P9 striatum, vilket tyder på en framgångsrikt villkorlig borttagning av Foxp2 -genen i neonatal striatum. Volymerna av microinjected AAVs är korrelerade med storleken på de infekterade hjärnregioner. Med 200 nL av den injicerade volymen, GFP-positiva celler hittades i stor utsträckning i hela neonatal striatum, och några spridda GFP-positiva celler var också närvarande i cortex anslutning till striatum. Med 50 nL av den injicerade volymen, GFP-positiva celler var lokalt begränsade till neonatal striatum. Det är därför viktigt för optimal transduktion neuronala befolkningen i delar av hjärnan titreringen volymerna av injicerade AAVs. Dessutom bestäms transduktion också av antikroppnivåns på viral förberedelse. Det är tänkbart att exakt inriktning specifika celltyper kan uppnås med hjälp av transgena möss med olika initiativtagare.
I området i närheten finns det flera kirurgiska tips för framgångsrika injicera AAVs till de berörda hjärnregioner. Först, på grund av små musungar och svårigheten att säkra positionen för mus huvudet med händerna under kirurgi, är det svårt att utföra stereotaxic hjärnkirurgi neonatala möss10. Även om en tidigare studie visat neonatal stereotaxic kirurgi, men det krävs två personer att utföra Mikroskop under kirurgi11. Vi har övervunnit dessa problem genom att utveckla en skräddarsydd huvud-fast enhet som ordentligt kan säkra pup huvudet under hjärnkirurgi. De hela kan utföras av en enda person. Hjärnans storlek neonatala möss är varierande på grund av olika genetiska bakgrunder, mödravård och tiderna av pups. En fördel med vår hemmagjord enhet är att det tillåter en skonsam men säker fixering av neonatal mus huvud, vilket är nödvändigt för att utföra hög precision stereotaxic hjärnkirurgi. Andra på grund av den mjuka huden elasticitet och den tunna väggen av skallen är huden snitt följt av skallen borrning i huvudet det svårt att utföra i neonatal pups. För att lösa detta problem, är det nödvändigt att göra en punktering av huden och skallen med en nålspetsen före sänka injektionsnålen riktad hjärnan regionen. För det tredje är det viktigt att kontrollera flödet av synliga färgämne i PE röret för att kontrollera Mikroskop är i progression under injektionen. Om färgen inte rör i PE röret, insatser bör vidtas för att problem skjuta de problem, inklusive ett möjligt läckage av vätska i slangen och tilltäppta injektionsnålar. Observera att denna metod gäller de neonatala valpar vars lambda är synliga genom huden innan P5. För valpar som är äldre än P5, kan det behöva ett snitt i huden för att exponera lambda. Observera att tända bromsljus på P4 och P5 mus huvuden kan hjälpa till att leta upp det landmark lambda. Även om vi inte har utfört denna teknik av stereotaxic kirurgi hos neonatala råttor, antar vi att tekniken är tillämplig råttungar med några ändringar.
Uppkomsten och maximal uttryck för virus bär genuttryck ta flera dagar eller veckor efter injektioner till hjärnor14,15. I föreliggande studie fann vi att AAV-andra-Cre virus-medierad Cre-loxP DNA-rekombination i neonatal striatum nervceller inträffat så tidigt som 8 dagar efter viral transduktion. Den föregående studien har rapporterat att AAV-medierad Cre-beroende reporter aktivitet kan upptäckas i luktbulben av nyfödda musungar så tidigt som 3 dagar efter bulk injektion av AAVs15. Det är tänkbart att den tidig debuten av AAV-medierad genaktiviteten är en fördel för att studera utvecklande händelser som ständigt inträffar i postnatal hjärnor.
Sammanfattningsvis, neonatal stereotaxic tekniken som vi utvecklat är inte bara för villkorligt radera gener i delar av hjärnan, men det är också mottagliga för injicera farmakologiska reagenser och neuronala spårämnen till delar av hjärnan hos nyfödda möss. Även om vi bara gjort microinjections till neonatal striatum i den aktuella studien, i princip, kan våra stereotaxic neonatal hjärnkirurgi tillämpas på mål delar av hjärnan om koordinaterna för specifika regioner i neonatal hjärnor finns tillgängliga. Med tanke på variationen i storleken på neonatal mus hjärnor med olika genetiska bakgrunder i olika skeden, är det viktigt att empiriskt fastställa de exakta koordinaterna för riktade webbplatser av utredarna. Slutligen, av stereotaxic microinjections av AAVs uttrycker genetiskt modifierade optogenetic3 och chemogenetic proteiner4 och neuronal aktivitet indikatorer5 till delar av hjärnan, kan man utforska rollen av neuronala aktiviteten på den postnatala utvecklingen av hjärnan med cell typ - och krets-specifika nivåer upplösning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har något att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöds av ministeriet för vetenskap och teknik ger MOST104-2311-B-010-010-MY3, MOST106-2321-B-010-012, hälsa nationella forskningsinstituten bevilja NHRI-EX106-10429NI och utvalda områden Center forskningsprogrammet bidrag från Undervisningsministeriet genom hjärnan Research Center, National Yang-Ming University i Taiwan, och postdoktorsstipendium bidrag MOST106-2811-B-010-031 (S.-YC), MOST105-2811-B-010-036 och MOST106-2811-B-010-030 (H.-Y.K.).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 30G PrecisionGlide Needle | Becton Dickinson | REF 305106 | |
| Chloroform | JT Baker | 9180-03 | |
| Hamilton MICROLITER Syringe | Hamilton | 80300 | 30G needle fit for PE10 tube; 26G needle needs a PE20 adaptor |
| Polyethylene tubing PE20 | Becton Dickinson | 427406 | |
| Polyethylene tubing PE10 | Becton Dickinson | 427401 | |
| Micro Flow Rate Syringe Pump | Longer Precision Pump Co. | TJ-2A (Controller) and L0107-2A (Drive Unit) | |
| 25G syringe | Becton Dickinson | REF 302105 | |
| Fast green | Sigma-Aldrich | F-7252 | 0.1% |
| Standard Stereotaxic Instruments | RWD Life Science | 68037 | Without using 68030 Mouse/Neonatal Rat Adaptor |
| Anti-FOXP2 antibody | Abcam | ab16046 | Rabbit polyclonal to FOXP2, 1:4,000 |
| Anti-RFP antibody | Abcam | ab65856 | Mouse monoclonal to RFP, 1:1,000 |
| BX63 microscope | Olympus | BX63 | |
| LSM 880 confocal microscope | Zeiss | LSM 880 | |
| Goat anti-rabbit conjugated Alexa fluor594 | Jackson lmmunoReserch Laboratories Inc. | 111-585-003 | |
| AAV9.hSynapsin.HI.eGFP-Cre.WPRE.SV40 | Penn Vector Core | AV-9-PV1848 | Lot # CS0987, 5.506x1013 (GC/mL) |
| AAV9.chicken actin-eGFP | AAV core, Institute of Biomedical Sciences, Academia Sinica, Taiwan | N/A | 1x1014 (GC/ml) |
| B6.Cg-Gt(ROSA)26Sortm14(CAG-tdTomato)Hze/J | The Jackson Labtorary | 007914 | Ai14 |
| B6(Cg)-Foxp2tm1.1Sfis/CfreJ | The Jackson Labtorary | 026259 | Foxp2fl/fl |
| Dulbecco’s phosphate buffered saline | Corning cellgro | 21-030-CVR |
References
- Athos, J., Storm, D. R. High precision stereotaxic surgery in mice. Current Protocols in Neuroscience. , Suppl ement 14. Appendix 4, Wiley Online Library A.4A.1-A.4A.9 (2001).
- Cetin, A., Komai, S., Eliava, M., Seeburg, P. H., Osten, P. Stereotaxic gene delivery in the rodent brain. Nat. Protoc. 1 (6), 3166-3173 (2006).
- Tye, K. M., Deisseroth, K. Optogenetic investigation of neural circuits underlying brain disease in animal models. Nat. Rev. Neurosci. 13 (4), 251-266 (2012).
- Roth, B. L. DREADDs for neuroscientists. Neuron. 89 (4), 683-694 (2016).
- Knopfel, T. Genetically encoded optical indicators for the analysis of neuronal circuits. Nat. Rev. Neurosci. 13 (10), 687-700 (2012).
- Tau, G. Z., Peterson, B. S. Normal development of brain circuits. Neuropsychopharmacol. 35 (1), 147-168 (2010).
- Mitchell, K. J. The genetics of neurodevelopmental disease. Curr. Opin. Neurobiol. 21 (1), 197-203 (2011).
- Sahin, M., Sur, M. Genes, circuits, and precision therapies for autism and related neurodevelopmental disorders. Science. 350 (6263), (2015).
- Schierberl, K. C., Rajadhyaksha, A. M. Stereotaxic microinjection of viral vectors expressing Cre recombinase to study the role of target genes in cocaine conditioned place preference. J. Vis. Exp. (77), e50600 (2013).
- Mathon, B., et al. Increasing the effectiveness of intracerebral injections in adult and neonatal mice: a neurosurgical point of view. Neurosci. Bull. 31 (6), 685-696 (2015).
- Davidson, S., Truong, H., Nakagawa, Y., Giesler, G. J. Jr A microinjection technique for targeting regions of embryonic and neonatal mouse brain in vivo. Brain Res. 1307, 43-52 (2010).
- Chen, Y. C., et al. Foxp2 controls synaptic wiring of corticostriatal circuits and vocal communication by opposing Mef2c. Nat. Neurosci. 19 (11), 1513-1522 (2016).
- Gerfen, C. R. The neostriatal mosaic: multiple levels of compartmental organization in the basal ganglia. Annu. Rev. Neurosci. 15, 285-320 (1992).
- Karra, D., Dahm, R. Transfection techniques for neuronal cells. J. Neurosci. 30 (18), 6171-6177 (2010).
- Cheetham, C. E., Grier, B. D., Belluscio, L. Bulk regional viral injection in neonatal mice enables structural and functional interrogation of defined neuronal populations throughout targeted brain areas. Front. Neural Circuit. 9, 72 (2015).
