Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Cancer Research

Dubbla effekter av melanom Cell-derived faktorer på benmärgen adipocyter differentiering

Published: August 23, 2018 doi: 10.3791/57329

Summary

Här presenterar vi en pålitlig och enkel tvådimensionell (2D) coculture system för att studera interaktionen mellan tumörceller och benmärgen adipocyter, som avslöjar en dubbla melanom cell-derived faktorer påverkar de benmärgen adipocyter differentiering och utgör också en klassisk metod för mekanistiska studier av skelettmetastaser.

Abstract

Överhörning mellan benmärgen adipocyter och tumörceller kan spela en avgörande roll i processen för skelettmetastaser. Det finns en mängd metoder för att studera betydande överhörning; en tvådimensionell transwell system för coculture är dock fortfarande en klassisk, pålitlig, och enkelt sätt för överhörning studien. Här presenterar vi ett detaljerat protokoll som visar coculture av benmärgen adipocyter och melanomceller. Dock kan ett sådant coculture system inte bara bidra till studiet av cell signal transductions av cancerceller som induceras av benmärgen adipocyter, men också till framtiden mekanistisk studie av skelettmetastaser som kan avslöja nya terapeutiska mål för ben metastas.

Introduction

Skelettmetastaser är utbrett bland patienter med avancerad cancer, men en botande behandling är fortfarande inte tillgänglig. Utöver specialiserade på lagra energi som fett, kan adipocyter stödja tumörtillväxt och metastas i benmärgen och andra organ1,2,3,4,5,6. Dessutom spelar adipocyter en viktig roll i regleringen av cancer cellbiologi7,8,9,10 metabolism4,11,12 ,13,14,15,16, så väl som i ben metastaser1,4,12. I benmärgen nisch, kan adipocyter också påverka den biologiska beteenden cancer celler4,6,17. Samspelet mellan benmärgen adipocyter och cancerceller med osteotropism är väsentliga för förståelsen av skelettmetastaser. Lite är dock känt.

Baserat på nuvarande studier, tillämpas olika metoder adipocyter, inklusive två - eller tredimensionella (2/3D) och ex vivo kulturer17,18,19,20,21. Nyligen, Herroon et al. utformat en ny 3D-kultur-metod att studera interaktioner mellan benmärgen adipocyter och cancer celler22. Även om den 3D coculture är optimal för att imitera fysiologiska interaktioner mellan adipocyter och cancer celler i vivo, det lider av dålig reproducerbarhet22,23. I jämförelse med ett 2D coculture system föreskriva ett 3D coculture system olika cellulära fenotyper, såsom cell morfologi21,22,24,25,26. Dessutom, ex vivo kultur isolerade spongiöst ben vävnad fragment kan leda till en robust utväxt av adipocyter från odlade benmärg celler17.

I motsats till dessa tidigare modeller förblir 2D cell kultur modellen dock en klassisk, tillförlitlig och enkel teknik för snabbt Skanna kandidat molekyler och de fenotyper som ändrats i adipocyter eller cancer celler in vitro-1, 4,6,12,15,27. För att bättre förstå överhörning mellan benmärgen adipocyter och melanomceller, ger vi ett detaljerat protokoll för ett 2D coculture system av benmärgen adipocyter med melanomceller.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Obs: Alla celler som används i detta protokoll ska vara odlade i minst tre generationer efter upptining från frusna lager celler.

1. skörda melanom Cell-derived faktorer

  1. Förberedelser
    1. Få B16F10 celler och en mus melanom cell fodrar.
      Obs: För detta protokoll erhölls en mus melanom cell fodrar från stamceller Bank av den kinesiska vetenskapsakademin.
    2. Gör en komplett medium för B16F10 cellkulturen (100 mL). Använd Dulbeccos modifierade örnens medium (DMEM) kompletteras med 10% fetalt bovint serum (FBS), 50 U/mL penicillin och 50 µg/mL streptomycin.
    3. Göra ett serumfritt medium för svält av B16F10 celler (50 mL). Använd DMEM medium utan FBS, 50 U/mL av penicillin och 50 µg/mL streptomycin.
  2. Laga melanom-villkorade medium (CM)
    1. Utsäde 2.0 x 105 B16F10 celler i ett 100 mm fat med 10 mL 10% FBS DMEM. Sedan Inkubera cellerna i en 37 ° C inkubator i en atmosfär av 5% CO2 för 24 h.
    2. När cellerna når ca 80% av sammanflödet, bort odlingsmediet, tvätta cellerna två gånger med 5 mL fosfatbuffrad koksaltlösning (PBS) (1 x, pH 7,4) och ersätta mediet med en 10 mL serumfritt medium för svält.
    3. Återgå cellerna till inkubatorn för 18 – 24 h.
    4. Efter svält, samla de luftkonditionerade mediet (CM) med en pipett och överföra den till en färsk 50 mL centrifugrör.
      Obs: Luftkonditionerade mediet är supernatanten av B16F10 cellkulturer. Kontrollera B16F10 cellerna är i gott skick innan du samlar in CM.
    5. Centrifugera CM för 5 min vid 1 000 x g vid 4 ° C.
    6. Pipettera supernatanten och överföra den till en färsk sterilt rör eller flaska.
      Obs: Undvik att pipettering av pelleten på botten av röret.
    7. Ta bort cellfragment, filtrera CM genom passering genom en spruta-anslutna 0,45 µm filter ovanpå en steril flaska eller tub.
      Obs: 0,22 µm filter är optimala för filtrering i CM.
    8. Lagra filtrerade supernatanten vid-20 ° C fram till användning.
      Obs: Det är bäst att inte lagra supernatanten vid-20 ° C i mer än en månad. Alternativt, lagra CM vid-80 ° C under längre tidsperioder för differentiering av fettceller.

2. induktion av benmärgen adipocyter av melanom Cell-derived faktorer

  1. Förberedelser
    1. Gör 100 mL adipogena induktion medium28. Använd en komplett DMEM kompletteras med insulin, 0,5 mM 3-isobutyl-1-methylxanthine och 1 µM dexametason 5 µg/mL. Lagra det upp till två veckor vid 4 ° C.
    2. Bereda 100 mL adipogena underhåll medium. Använda en komplett DMEM eller blandas med 50% melanom CM kompletteras med 5 µg/mL av insulin.
    3. Göra en olja röd O stamlösning. Lös 30 mg olja röd O pulver i 10 mL isopropanol (≥ 99,5%) och blanda dem väl av vortex.
      Obs: Förvara den till 1 år vid 4 ° C.
    4. Göra en olja röd O fungerande lösning. I dragskåp, späd olja röd O stamlösning (från steg 2.1.3) med avjoniserat vatten i förhållandet 3:2. Inkubera blandningen för 15 min i rumstemperatur och filtrera den genom ett 0,22 µm filter före användning.
      Obs: Använd endast färska arbetslösning inom 2 h.
  2. Fettceller differentiering
    1. Kultur en stromal cell linje 14F1.1 från mus benmärgen29 i en 60 mm skålen med en komplett DMEM på 80% konfluens i en 37 ° C inkubator i en atmosfär av 5% CO2.
      Obs: Ersätt alternativt 14F1.1 med primära benmärg-derived mesenkymala celler30.
    2. Trypsinize cellerna med 1,5 mL av en 0,25% trypsin lösning i en inkubator för 1 – 2 min.
    3. Tillsätt 5 mL 10% FBS medium till cellerna och räkna den cell nummer med ett glas hemocytometer; justera sedan cell densiteten till ca 1 – 2 x 105/ml.
    4. Utsäde 5 x 104 14F1.1 celler per brunn i en 24-well platta med 0,5 mL av adipogena induktion medium. Efter två dagars inkubation når cellerna ca 90% av sammanflödet.
      Obs: Detta steg är mycket kritisk. Benmärgens stromaceller kan inte förmås att adipocyter utan ett adipogena induktion medium.
    5. Ta bort induktion medium och tvätta cellerna två gånger med 1 mL PBS varje gång.
    6. Ändra till 1 mL adipogena underhåll medium och fortsätta att odla cellerna tills fettceller mognad.
      Obs: Under ett mikroskop, adipocyter ser ut som små eller stora såpbubblor och är mycket lätt att känna igen. Vanligtvis är är mogen adipocyter närvarande på den 6: e eller 8: e dagen.
    7. Bets de mogna adipocyter med Oil Red O eller samla adipocyter för en kvantitativ polymerasen kedjar reaktion (qPCR) analys.
  3. Fettceller färgning
    1. Tvätta den differentierade 14F1.1 celler 2 x med PBS och fixa dem i 3,7% formaldehyd för 1 h.
    2. Skölj cellerna i 60% isopropanol och låt dem torka helt.
    3. Tillsätt 0,2 mL olja röd O arbetslösning till brunnarna och inkubera det vid rumstemperatur för 0.5 till 2 h.
    4. Tvätta cellerna med vatten för att avlägsna de obundna färgämnena.
    5. Foto de färgade adipocyter under ett ljusmikroskop.

3. coculture av benmärgen adipocyter med melanomceller

  1. Förberedelser
    1. Förbereda mogna ben märg adipocyter: framkalla de 14F1.1 cellerna i mogen BM adipocyter i 24 brunnar med adipogena induktion medlet för 2 dagar, och sedan behålla dem på adipogena underhåll medellång ytterligare 6 – 8 dagar.
    2. Förbereda B16F10 cellerna: odla B16F10 cellerna i 60 mm rätter med 5 mL DMEM medium.
    3. Fukta membran skäret (e.g. transwell): Tillsätt 150 µL FBS-fri DMEM medium i 0,4 µm porstorlek membran skären och doppa dem vid brunnarna av 24 brunnar fyllda med 500 µL av FBS-fri DMEM medium.
  2. Coculture inställning
    1. Långsamt pipett av medlet av varje insats.
      Obs: Inte förstör membranet när du tar bort medlet.
    2. Frö B16F10 celler (0/103/105/106) i den 0,4 µm porstorlek infogar från steg 3.2.1.
    3. Ersätt adipogena underhåll mediet i brunnarna med de mogna benmärgen adipocyter från steg 3.1.1. med 600 µL av komplett DMEM medium.
    4. Överföra skären fylld med B16F10 celler (från steg 3.2.2) vid brunnarna med de mogna benmärgen adipocyter (från steg 3.2.3) för coculture experiment.
    5. Inkubera i cocultures vid 37 ° C och 5% CO2 i 2 dagar.
    6. Efter 48 h för inkubation, ta bort skär av coculture och sedan tvätta adipocyter 2 x med 500 µL 1 x PBS.
      Obs: Samla alternativt B16F10 cellerna i skären för analys om det behövs.
    7. Bets av adipocyter med Oil Red O arbetslösning eller samla adipocyter för qPCR-analys.
      Obs: Se färgning proceduren i steg 2,3.
    8. Foto de färgade adipocyter under ett ljusmikroskop.

4. qPCR analys av fettceller-specifika genen signaturen

  1. Tillsätt 0,5 mL av ready-to-use RNA isolering reagens per brunn i en 24-well platta som mogna fettceller är redo att upptäcka.
  2. Följ ett standardprotokoll för den RNA-extraktionen och cDNA syntes31.
  3. Använd primer för 18S och GAPDH som kontroll, och CEBPα/β, PPARγ, FABP4, leptin, Pref-1 eller adiponectin för fettceller-specifik gen signaturen (tabell 1).
  4. Kör följande reaktion i en termocykel: 95 ° C under 20 s, följt av 40 cykler av 95 ° C för 1 s och 60 ° C för 20 s.
  5. Använd metodenΔΔCt 2för att beräkna luckan ändras32.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

I benmärgen, adipocyter kan visas i tumör mikromiljö1,13,33,34,35 i ett tidigt skede för att stödja tumör progression genom lösliga faktorer eller Aktivera osteoclastogenesis6,12,36, särskilt i samband med fetma6,12 eller åldrande37. Våra tidigare studier1 har noterat att antalet benmärgen fettceller förändras dramatiskt under den tidiga fasen av melanom metastaser till ben1. Faktiskt belopp av adipocyter ackumuleras i området tumör och stödja tumör cellernas tillväxt i benmärgen när mössen matas med en fettrik kost6, vilket tyder på att benmärgen adipocyter kan spela en betydande roll i benmetastaser märg nisch37. Dynamiska överhörning av tumörceller och benmärgen fettceller är dock fortfarande oklart. Därför var vi dedikerade till att ta itu med problemet av 2D coculture systemet av benmärgsceller fettceller och melanom.

Tumör-derived faktorer främjar differentiering av benmärgen adipocyter:
Figur 1 en representerar ett typiskt arbetsflöde för att inducera benmärgen adipocyter med tumör-villkorade medium (TCM). Ett representativt experiment visar 14F1.1 celler, klädd som enstaka celler på en densitet på 5 x 104 celler per brunn i närvaro av en adipogena induktion medium i de första två dagarna och sedan bibehölls inom adipogena underhåll mediet (med eller utan TCM) för 6 – 8 dagar. Mogna fettceller innehåller lipid droppar; Därför kan de differentierade adipocyter lätt identifieras av olja röd O färgning (figur 1b) och kvantifieras av qPCR med en fettceller-specifik gen signatur (figur 1c).

Överbelastning av melanomceller inducerar de differentiering i benmärgen adipocyter:
Tumörceller kan ändra miljön att överleva, särskilt under hypoxisk villkor1,4,6. För att efterlikna en tumör-börda sekundär effekt på en benmärg fettceller, utfört vi 2D coculture systemet med en fortsatt ökning av melanom cell nummer i övre skären (figur 2en). Figur 2b visar att lipid lagring i adipocyter är frihetsberövad i större utsträckning på den högsta tätheten av melanomceller (106 celler per brunn) jämfört med förlusten på den lägsta frekvensen av melanomceller (103 celler / väl). Figur 2 c presenterar en gen profilering av dessa fettceller i adipocyter i coculture. Jämfört med coculture med den lägsta densiteten av melanomceller, pref-1 nivå ökade uppenbarligen, och uttrycket av Leptin, adiponectin, FABP4, CEBPβ och PPARγ minskade, vilket tyder på att den tumör-börda sekundär effekten kan hänföras till de differentiering processen i adipocyter. Dessutom kunde en överbelastning av tumörceller inducerar nekros i adipocyter38.

Sammanfattningsvis observerat vi en motsatt melanom cell-driven effekt på benmärgen adipocyter av lösliga faktorer. Motsatt effekt på benmärgen adipocyter är av stort intresse, vilket tyder på att benmärgen adipocyter är dynamiska regulatorer av cellen tumör metastasera till benmärgen.

Figure 1
Figur 1 : Tumör-derived faktorer främjar en fettceller differentiering. (en) i denna panel visas en schematisk bild av den experimentella inställningen som använder 14F1.1 cellinjer och ett melanom-derived luftkonditionerade medium. (b) i denna panel visas avbildning av en differentierad benmärgen fettceller. (c) denna panel visar analysen av en fettceller-specifik gen signatur av qPCR. TCM = tumör-villkorade medium. qPCR: kvantitativa polymeras-kedjereaktion. Skalstapeln = 50 µm. Denna siffra har ändrats från Wang et al. 1. vänligen klicka här för att visa en större version av denna siffra. 

Figure 2
Figur 2 : Tumör-börda effekter på fettceller. (en) i denna panel visas en schematisk bild av den experimentella inställningen: en coculture av 14F1.1 cellinjer och melanomceller. (b) i denna panel visas avbildning av en benmärg fettceller i coculture systemet. (c) i denna panel visas en gen profilering av adipocyter av qPCR. qPCR: kvantitativa polymeras-kedjereaktion. Skalstapeln = 50 µm. Denna siffra har ändrats från Wang et al. 1. vänligen klicka här för att visa en större version av denna siffra. 

Grundfärger
Gen namn Vidarebefordra sekvens (5' till 3') Omvänd sekvens (5' till 3')
PPARΓ CTGATGCACTGCCTATGAGC GGGTCAGCTCTTGTGAATGG
CEBPΑ AAG AGC CGC GAC AAG GC GTC AGC TCC AGC ACC TTG TG
CEBPΒ CAACCTGGAGACGCAGCACAAG GCTTGAACAAGTTCCGCAGGGT
FABP4 TGAAATCACCGCAGACGACAGG GCTTGTCACCATCTCGTTTTCTC
Leptin ATC-TGA AGC AAG CCA TCA GC CCA GTC ACC AGA GGT CAA GC
PREF-1 GACACTCGAAGCTCACCTGG GGAAGGCTGGGACGGGAAAT
Adiponectin GCG ATA KATT ATA AGC GGC TTC T GCA GGC ATC-CCA GGA CAT C

Tabell 1: Tabell över primers används för qPCR.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Cocultures med skär har använts att studera cell-till-cell interaktioner. Systemets 2D coculture är ett effektivt sätt att observera hur de två delar överhörning i vitro, som vi här visade två olika cancer cell-driven effekter på benmärgen adipocyter. Många laboratorier har utnyttjat denna metod för att undersöka överhörning mellan adipocyter och cancer celler6,12,27,39.

I allmänhet är därför ett 2D coculture den bästa okomplicerad metoden till cell-till-cell överhörning studien. Men när det gäller att förbereda en odifferentierad cell fodrar för vidare forskning, finns det några unika utmaningar. I protokollet som beskrivs här, är hälsa och funktionell status av benmärgens stromaceller cellen mycket kritisk för adipocyter differentiering. Protokollet kan ändras för att ersätta de 14F1.1 cellerna med primära benmärgen mesenkymala stamceller. Dessutom är före inkubering av 14F1.1 celler i adipogena induktion medium för flera dagar ett annat viktigt steg. Utan detta före inkubering, misslyckas benmärgens stromaceller cellerna differentieras till adipocyter, som har upptäckts i vår och andras studier40. Dessa fenomen också förklara varför vissa liknande protokoll kan resultera i olika eller till och med motsatta effekter och betona vikten av sådana ett lätt, repeterbara och detaljerade protokoll för överhörning studien av tumörceller och benmärgen adipocyter.

Även om det 2D coculture kan förlora några kritiska information jämfört med 3D eller ex vivo kulturer, det är fortfarande lätt att vara standardiserade, övervakas och så småningom manipuleras för ytterligare användning20,21,41. En framtida tillämpning av tekniken kan besluta hur en osteoblast ändras när det är cocultured med cancerceller.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har inget att deklarera.

Acknowledgments

Vi tackar Dov Zipori (The Weizmann Institute of Science, Rehovot, Israel) Vänligen för att ge oss murina benmärgens stromaceller cellen linje 14F1.1. Denna studie stöddes av bidrag från kinesiska National Natural Science Foundation (nr 81771729) och Yongchuan sjukhus av Chongqing medicinska universitetet (Nos. YJQN201330; YJZQN201527).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
DMEM Invitrogen Inc. 11965092
Fetal Bovine Serum Invitrogen Inc. 16000–044
Phosphate Buffered Saline Invitrogen Inc. 14190-144
Insulin Sigma-Aldrich 91077C
3-isobutyl-1-methyl-xanthine Sigma-Aldrich I5879
Dexamethasone Sigma-Aldrich D4902
Oil Red o Sigma-Aldrich O0625
24-well plate Corning CLS3527
Transwell insert Millipore MCHT24H48
Penicillin/Streptomycin Invitrogen 15140-122
isopropanol Sigma-Aldrich I9516
0.25% trypsin Thermo Scientific 25200056
hemocytometer Bio-Rad 1450016
Culture incubator Thermo Scientific
50 mL falcon Corning CLS430828
Clean Bench Thermo Scientific -
Microscopy Olympus -
200 μL pipet tips BeyoGold FTIP620
1,000 mL pipet tips BeyoGold FTIP628

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wang, J., et al. Adipogenic niches for melanoma cell colonization and growth in bone marrow. Laboratory Investigation. 97 (6), 737-745 (2017).
  2. Trotter, T. N., et al. Adipocyte-Lineage Cells Support Growth and Dissemination of Multiple Myeloma in Bone. The American Journal of Pathology. 186 (11), 3054-3063 (2016).
  3. Morris, E. V., Edwards, C. M. The role of bone marrow adipocytes in bone metastasis. Journal of Bone Oncology. 5 (3), 121-123 (2016).
  4. Diedrich, J. D., et al. Bone marrow adipocytes promote the Warburg phenotype in metastatic prostate tumors via HIF-1alpha activation. Oncotarget. 7 (40), 64854-64877 (2016).
  5. Chkourko Gusky, H., Diedrich, J., MacDougald, O. A., Podgorski, I. Omentum and bone marrow: how adipocyte-rich organs create tumour microenvironments conducive for metastatic progression. Obesity Reviews. 17 (11), 1015-1029 (2016).
  6. Chen, G. L., et al. High fat diet increases melanoma cell growth in the bone marrow by inducing osteopontin and interleukin 6. Oncotarget. 7 (18), 26653-26669 (2016).
  7. Balaban, S., et al. Adipocyte lipolysis links obesity to breast cancer growth: adipocyte-derived fatty acids drive breast cancer cell proliferation and migration. Cancer & Metabolism. 5, 1 (2017).
  8. Huang, C. K., et al. Adipocytes promote malignant growth of breast tumours with monocarboxylate transporter 2 expression via beta-hydroxybutyrate. Nature Communications. 8, 14706 (2017).
  9. Wang, Y. Y., et al. Mammary adipocytes stimulate breast cancer invasion through metabolic remodeling of tumor cells. JCI Insight. 2 (4), 87489 (2017).
  10. Wang, C., Gao, C., Meng, K., Qiao, H., Wang, Y. Human adipocytes stimulate invasion of breast cancer MCF-7 cells by secreting IGFBP-2. PLoS One. 10 (3), 0119348 (2015).
  11. Nieman, K. M., et al. Adipocytes promote ovarian cancer metastasis and provide energy for rapid tumor growth. Nature Medicine. 17 (11), 1498-1503 (2011).
  12. Herroon, M. K., et al. Bone marrow adipocytes promote tumor growth in bone via FABP4-dependent mechanisms. Oncotarget. 4 (11), 2108-2123 (2013).
  13. Tabe, Y., et al. Bone Marrow Adipocytes Facilitate Fatty Acid Oxidation Activating AMPK and a Transcriptional Network Supporting Survival of Acute Monocytic Leukemia Cells. Cancer Research. 77 (6), 1453-1464 (2017).
  14. Wen, Y. A., et al. Adipocytes activate mitochondrial fatty acid oxidation and autophagy to promote tumor growth in colon cancer. Cell Death & Differentiation. 8 (2), 2593 (2017).
  15. Liu, Z., et al. Mature adipocytes in bone marrow protect myeloma cells against chemotherapy through autophagy activation. Oncotarget. 6 (33), 34329-34341 (2015).
  16. Ye, H., et al. Leukemic Stem Cells Evade Chemotherapy by Metabolic Adaptation to an Adipose Tissue Niche. Cell Stem Cell. 19 (1), 23-37 (2016).
  17. Templeton, Z. S., et al. Breast Cancer Cell Colonization of the Human Bone Marrow Adipose Tissue Niche. Neoplasia. 17 (12), 849-861 (2015).
  18. Daquinag, A. C., Souza, G. R., Kolonin, M. G. Adipose tissue engineering in three-dimensional levitation tissue culture system based on magnetic nanoparticles. Tissue Engineering Part C: Methods. 19 (5), 336-344 (2013).
  19. Emont, M. P., et al. Using a 3D Culture System to Differentiate Visceral Adipocytes In Vitro. Endocrinology. 156 (12), 4761-4768 (2015).
  20. Katt, M. E., Placone, A. L., Wong, A. D., Xu, Z. S., Searson, P. C. In Vitro Tumor Models: Advantages, Disadvantages, Variables, and Selecting the Right Platform. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 4, 12 (2016).
  21. Edmondson, R., Broglie, J. J., Adcock, A. F., Yang, L. Three-dimensional cell culture systems and their applications in drug discovery and cell-based biosensors. ASSAY and Drug Development Technologies. 12 (4), 207-218 (2014).
  22. Herroon, M. K., Diedrich, J. D., Podgorski, I. New 3D-Culture Approaches to Study Interactions of Bone Marrow Adipocytes with Metastatic Prostate Cancer Cells. Frontiers in Endocrinology (Lausanne). 7, 84 (2016).
  23. Lee, J. M., et al. A three-dimensional microenvironment alters protein expression and chemosensitivity of epithelial ovarian cancer cells in vitro. Laboratory Investigation. 93 (5), 528-542 (2013).
  24. Imamura, Y., et al. Comparison of 2D- and 3D-culture models as drug-testing platforms in breast cancer. Oncology Reports. 33 (4), 1837-1843 (2015).
  25. Birgersdotter, A., Sandberg, R., Ernberg, I. Gene expression perturbation in vitro--a growing case for three-dimensional (3D) culture systems. Seminars in Cancer Biology. 15 (5), 405-412 (2005).
  26. Wang, W., et al. 3D spheroid culture system on micropatterned substrates for improved differentiation efficiency of multipotent mesenchymal stem cells. Biomaterials. 30 (14), 2705-2715 (2009).
  27. Dirat, B., et al. Cancer-associated adipocytes exhibit an activated phenotype and contribute to breast cancer invasion. Cancer Research. 71 (7), 2455-2465 (2011).
  28. Scott, M. A., Nguyen, V. T., Levi, B., James, A. W. Current methods of adipogenic differentiation of mesenchymal stem cells. Stem Cells and Development. 20 (10), 1793-1804 (2011).
  29. Zipori, D., Toledo, J., von der Mark, K. Phenotypic heterogeneity among stromal cell lines from mouse bone marrow disclosed in their extracellular matrix composition and interactions with normal and leukemic cells. Blood. 66 (2), 447-455 (1985).
  30. Maridas, D. E., Rendina-Ruedy, E., Le, P. T., Rosen, C. J. Isolation, Culture, and Differentiation of Bone Marrow Stromal Cells and Osteoclast Progenitors from Mice. Journal of Visualized Experiments. (131), e56750 (2018).
  31. Iguchi, T., Niino, N., Tamai, S., Sakurai, K., Mori, K. Absolute Quantification of Plasma MicroRNA Levels in Cynomolgus Monkeys, Using Quantitative Real-time Reverse Transcription PCR. Journal of Visualized Experiments. (132), e56850 (2018).
  32. Bozec, A., Hannemann, N. Mechanism of Regulation of Adipocyte Numbers in Adult Organisms Through Differentiation and Apoptosis Homeostasis. Journal of Visualized Experiments. (112), e53822 (2016).
  33. Shafat, M. S., et al. Leukemic blasts program bone marrow adipocytes to generate a protumoral microenvironment. Blood. 129 (10), 1320-1332 (2017).
  34. Gazi, E., et al. Direct evidence of lipid translocation between adipocytes and prostate cancer cells with imaging FTIR microspectroscopy. The Journal of Lipid Research. 48 (8), 1846-1856 (2007).
  35. Brown, M. D., et al. Influence of omega-6 PUFA arachidonic acid and bone marrow adipocytes on metastatic spread from prostate cancer. British Journal of Cancer. 102 (2), 403-413 (2010).
  36. Hardaway, A. L., Herroon, M. K., Rajagurubandara, E., Podgorski, I. Marrow adipocyte-derived CXCL1 and CXCL2 contribute to osteolysis in metastatic prostate cancer. Clinical & Experimental Metastasis. 32 (4), 353-368 (2015).
  37. Aebi, M. Spinal metastasis in the elderly. European Spine Journal. 12, Suppl 2 202-213 (2003).
  38. Wagner, M., Bjerkvig, R., Wiig, H., Dudley, A. C. Loss of adipocyte specification and necrosis augment tumor-associated inflammation. Adipocyte. 2 (3), 176-183 (2013).
  39. Bochet, L., et al. Cancer-associated adipocytes promotes breast tumor radioresistance. Biochemical and Biophysical Research Communications. 411 (1), 102-106 (2011).
  40. Hirano, T., et al. Enhancement of adipogenesis induction by conditioned media obtained from cancer cells. Cancer Letters. 268 (2), 286-294 (2008).
  41. Gordeev, A. A., Chetverina, H. V., Chetverin, A. B. Planar arrangement of eukaryotic cells in merged hydrogels combines the advantages of 3-D and 2-D cultures. Biotechniques. 52 (5), 325-331 (2012).

Tags

Cancerforskning fråga 138 benmärgen fettceller skelettmetastaser melanom coculture differentiering membran infoga
Dubbla effekter av melanom Cell-derived faktorer på benmärgen adipocyter differentiering
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Wang, J., Wen, J., Chen, X. X.,More

Wang, J., Wen, J., Chen, X. X., Chen, G. L. Dual Effects of Melanoma Cell-derived Factors on Bone Marrow Adipocytes Differentiation. J. Vis. Exp. (138), e57329, doi:10.3791/57329 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter