Summary
Hier präsentieren wir Ihnen eine geänderte Elektrospinnen Methode PCL vascular Grafts mit dicken Fasern und große Poren zu fabrizieren, und beschreiben ein Protokoll, um die in Vivo -Leistung in einem Rattenmodell der bauchschlagader Ersatz zu bewerten.
Abstract
Hier präsentieren wir ein Protokoll, um makroporöse PCL Gefäßprothese zu fabrizieren und beschreiben eine Auswertung Protokoll mithilfe von einem Rattenmodell der bauchschlagader Ersatz. Die Electrospun vascular Grafts besitzen oft relativ kleine Poren, die Zelle eindringen in die Transplantate zu begrenzen und behindert die Regeneration und Remodellierung der Neo-Arterien. In dieser Studie wurden PCL vascular Grafts mit dickeren Fasern (5 – 6 µm) und größere Poren (~ 30 µm) mit einer modifizierten Verarbeitungstechnik hergestellt. Das Langzeitverhalten des Transplantats wurde durch die Implantation in einem Rattenmodell Bauchaorta bewertet. Ultraschall-Analyse zeigte, dass die Transplantate patent ohne Aneurysma oder Stenose auch nach 12 Monaten der Implantation auftreten blieb. Makroporösen Struktur verbessert die Zelle Einwachsen und so gefördert Gewebe regeneriert nach 3 Monaten. Noch wichtiger ist, gab es keine Anzeichen von nachteiligen Umbau, z. B. Verkalkungen innerhalb der Transplantat Wand nach 12 Monaten. Electrospun PCL vascular Grafts mit modifizierten makroporösen Verarbeitung halten Sie daher, mögliche eine Arterie Ersatz für langfristige Implantation.
Introduction
Vaskuläre Transplantate aus synthetischen Polymeren hergestellt werden allgemein in Klinik für die Therapie von Herz-Kreislauf-Erkrankungen (CVDs) eingesetzt. Leider, bei kleinem Durchmesser vascular Grafts (D < 6 mm) gibt es keine erfolgreiche Produkte aufgrund der niedrigen Durchgängigkeit, ausgelöst durch reduzierte Blut Strömungsgeschwindigkeit, führt oft zu Thrombose und der Intima-Hyperplasie Komplikationen-1.
Gewebe-Engineering bietet eine alternative Strategie zur langfristigen Durchgängigkeit und Homöostase basierend auf einem Gerüst-geführte vaskuläre Regeneration und Wiederaufbau zu realisieren. Im Detail, die Gefäßprothese als dreidimensionale Vorlage könnte bieten mechanische Unterstützung und strukturelle Führung während der Regeneration der Aderhaut und Einfluss zelluläre Funktionen, einschließlich der Zelladhäsion, Migration, Verbreitung, und Sekretion der extrazellulären Matrix2. Bisher wurden verschiedene synthetische Polymere für Anwendungen in der Aderhaut Technik bewertet. Unter dieser Polymere ist poly(ε-caprolactone) (PCL) Aufgrund guter Handy-Kompatibilität und langsamer Abbau von mehreren Monaten bis hin zu zwei Jahren3intensiv untersucht worden. In einer Ratte Aorta Modell4,5,6, PCL vaskulären Transplantate durch Elektrospinnen verarbeitet ausgestellt hervorragende strukturelle Integrität und Durchgängigkeit, sowie möglichst kontinuierlich erhöhten ZELLINVASION und Neovaskularisation in der Transplantat Wand für bis zu 6 Monaten. Jedoch unerwünschte Gewebe Umbau, einschließlich Regression von Zellen und Kapillaren und Verkalkung, auch beobachtet an längeren Zeitpunkten bis zu 18 Monaten.
Cellularization von der Gefäßprothese ist ein Schlüsselfaktor Bestimmung der Geweberegeneration und7umformt. Elektrospinnen, wurde als eine vielseitige Technik allgemein für die Zubereitung von vaskulären Grafts mit Nano-faserige Struktur8eingesetzt. Leider führt die relativ kleine Porenstruktur oft zu unzureichend Zelle eindringen in die Electrospun Gefäßprothese, die die nachfolgenden Geweberegeneration begrenzt. Um dieses Problem zu beheben, haben verschiedene Techniken versucht, Erhöhung der Porengröße und insgesamt Porosität, einschließlich das Salz/Polymer Auslaugung9,10, Änderung der Kollektor Apparat, Nachbehandlung durch Laserstrahlung11 , etc.. In der Tat ist die Struktur der Electrospun Transplantate (einschließlich Faserdurchmesser, Porengröße und Porosität) in engem Zusammenhang mit der Verarbeitung Bedingungen12,13. Während Elektrospinnen kann der Faserdurchmesser leicht durch Veränderung der Parameter, wie die Konzentration der Polymerlösung, Durchfluss, Spannung, usw.gesteuert werden. 14 , 15, und daher haben die Porengröße und Porosität entsprechend erhöht worden.
Wir berichteten vor kurzem eine modifizierte PCL Electrospun Transplantat mit makroporösen Struktur (Fasern mit Durchmesser von 5 bis 7 µm und Poren von 30-40 µm). In Vivo Implantation durch den Ersatz der bauchschlagader Ratte zeigten hohe Rate der Durchgängigkeit, sowie gute Endothelialization und glatten Muskulatur Regeneration bei 3 Monate nach der Operation16. Noch wichtiger ist, konnte keine negativen Gewebe Umbau einschließlich Verkalkung und Zelle Regression auch nach einem Jahr der Implantation beobachtet werden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Die Verwendung von Versuchstieren wurde genehmigt durch das Tier Experimente ethischen Ausschuss der Nankai-Universität und durchgeführt in Übereinstimmung mit der Anleitung zur Pflege und Verwendung von Labortieren.
(1) die Herstellung von Electrospun PCL Grafts
Hinweis: Hier wurde eine Elektrospinnen-Technik eingesetzt, um vaskuläre Transplantate zu fabrizieren.
- PCL-Lösungen von 25 Gew.-% bis 10 Gew.-%, durch Auflösen von PCL in einer Mischung aus Methanol und Chloroform, bzw. vorbereiten (1:5-Volumen-Verhältnis), bei Raumtemperatur (RT) für 12 h.
- Laden Sie die PCL-Lösung in ein 10 mL Glasspritze.
- Legen Sie die Spritze mit einer 21-G-Nadel.
- Die Sammlung Instrument den Edelstahl-Dorn (2 mm Durchmesser, 25 cm Länge) auflegen.
- Für dickere Fasern Transplantate zu verwenden, die PCL-Lösung von 25 Gew.-%, Arbeitsabstand von 17 cm von der Spitze der Nadel an Sammler, Durchfluss von 8 mL/h, und Spannung von 11 kV als die Elektrospinnen Parameter. Für dünnere Faser Transplantate, verwenden die PCL-Lösung von 10 Gew.-%, Arbeitsabstand von 20 cm von der Nadelspitze an Sammler, einer Durchflussmenge von 2 mL/h, und Spannung von 18 kV als die Elektrospinnen Parameter.
- Sicherstellen Sie, dass die gewonnenen Grafts im Vakuum über Nacht, das restliche Lösungsmittel entfernen platziert sind. Alle Instrumente vor dem Eingriff zu sterilisieren und aseptischen Technik im gesamten pflegen.
- Desinfizieren Sie vor der Implantation die Transplantate durch Eintauchen in 10 mL von 75 % Ethanol für 30 min und sie dann über Nacht mit UV-Licht aussetzen.
- Faser und Pore größenmessungen: Berechnung der durchschnittlichen Faserdurchmesser mit ImageJ-Software basierend auf Rasterelektronenmikroskopie (SEM) Bilder scannen.
- Mechanische Prüfung von Gerüsten:
- Geschnitten Sie die röhrenförmigen Gerüste in Abschnitte 3 mm in der Länge mit einer Rasierklinge. Messen Sie die Stärke von Gerüsten mit einem Mikrometer.
- Legen Sie die röhrenförmigen Gerüste auf einem Zugversuch Rechner mit einer Tragfähigkeit von 100 N.
- Klemmen Sie die Gerüste mit einer 1 mm zwischen Klemme Distanz und ziehen längs mit einer Rate von 10 mm/min bis zum Bruch. Messen Sie die Zugfestigkeit und Bruchdehnung ultimative. Berechnen des Elastizitätsmoduls aus der ersten linearen Region (bis zu 5 % Dehnung) der Spannungs-Dehnungs-Kurve.
(2) Bauchaorta Implantation Rattenmodell
Hinweis: Alle Materialien und Instrumente in der Chirurgie sind steril. Während der Operation stellen Sie sicher, dass der Betreiber trägt eine Gaze Maske und sterile Handschuhe um Infektionen zu vermeiden. Stellen Sie sicher, dass die Raumtemperatur bei 27-30 ° C, die tierischen Körper Temperatur gehalten wird. Richtlinien Sie lokale IACUC zur Analgesie.
- Verwenden Sie männliche Sprague-Dawley Ratten mit einem Gewicht von 240-270 g als Empfänger der Gefäßprothese. Stellen Sie sicher, dass die Ratte 24 h vor der Operation gefastet hat. Die fastenden Ratten für 24 h soll leer der Kot im Darm-Trakt ausreichend, damit der Bediener Horizont erweitern.
- Die Ratte in den Nacken fassen und halten Sie ihren Kopf nach unten, Springe Nadel in die Bauchhöhle des Unterleibs. Induzieren Sie die Ratte für die Anästhesie mit Chloral Hydrate (330 mg/kg) durch eine intraperitoneale Injektion.
- Bestätigen Sie angemessene Anesthetization, indem sichergestellt wird, dass die Ratte Muskeln und stetige Atmung entspannt hat. Legen Sie die Ratte unter dem Operationsmikroskop in Rückenlage.
- Gelten Sie Vaseline Augenheilkunde Tierarzt Salbe auf die Augen, Trockenheit während der Narkose zu verhindern. Antikoagulation (100 UI/kg) Rute Vene Injektion vor der Operation mit heparinisierten physiologischer Kochsalzlösung (50 UI/mL) verwalten.
- Das Fell in der vorderen Bauchwand mit einer Rasierklinge rasieren Sie ab, und reinigen Sie die Haut mit Jod-Lösung und medizinischem Alkohollösung.
- Führen Sie einen Mittellinie Laparotomie Schnitt mit chirurgische Scheren und sorgen dafür, dass der Schnitt ca. 4-5 cm lang ist und dann setzen die Bauchhöhle.
- Einfahren Sie und wickeln Sie den Darm mit Gaze bevorzugt mit Salzlösung befeuchtet.
- Die Bauchaorta sorgfältig zu sezieren.
- Identifizieren Sie und verbinden Sie alle kleine Äste mit 9-0 Monofilament Nylon Nähte.
- Klemmen Sie den isolierten Abschnitt (bis zu 1 cm Länge) der Aorta mit zwei vaskulären Schellen. Die Aorta kann eingespannten für 20-30 Minuten bleiben.
- Transekt bauchschlagader zwischen zwei Klemmen mit Mikro-Schere, um die Anastomosen Websites zu erstellen.
- Spülen Sie die beiden Enden der Aorta mit heparinisierten Kochsalzlösung (50 UI/mL) um das restliche Blut zu entfernen.
- Die Adventitia mit Mikro-Schere abziehen.
- Anastomosieren Sie das Transplantat mit 2 mm Innendurchmesser und 1 cm in der Länge, die Ratte bauchschlagader mit einem 8er-Naht-Muster mit 9-0 Monofilament Nylon Nähte.
- Zuerst konstruieren Sie vier Anastomosen entsprechend der Reihenfolge der 9, 3, 12 und 06:00-Positionen an der proximalen Seite zu, dann anastomosieren Sie die Schnittkanten in 4 Maschen zwischen zwei Nähte. Nach Beendigung der proximalen Naht, Naht der distalen Seite nach der gleichen Methode.
Hinweis: Jeder Stich ist erforderlich, um sicherzustellen, dass die systemeigene Seite leicht in das Transplantat eingebettet ist. - Die distalen Klammer um das Blut zu fließen in das Transplantat zu ermöglichen, dann entfernen Sie die proximale Klemme.
- Drücken Sie die Fadenenden zu stoppen die Blutung ein steriler Wattebausch oder einem kleinen Gaze Schwamm. Drücken Sie für ca. 3 min bis Blutstillung.
- Den Darm in die Bauchhöhle zurück.
- Spülen Sie die Bauchhöhle mit warmer physiologischer Kochsalzlösung mit Gentamicin (320 U/mL).
- Die Bauchdecke mit einer 3: 0-Nylon-Naht in der Muskeln und Haut Schicht bzw. vernähen.
- Die Ratte in einem sauberen und trockenen Käfig legen Sie und ein Heizkissen unter den Käfig zu tierischen Körpertemperatur aufrechtzuerhalten; dann warten Sie, bis die Ratte aus der Narkose zu erholen. Kümmern Sie sich um das Tier, bis es ausreichend Bewusstsein zur Aufrechterhaltung der sternalen liegen wiedererlangt hat.
- Nachdem er das Bewusstsein wiedererlangt, setzen Sie die Ratte in einem einzigen Käfig mit Futter und Wasser. Gelten Sie Jod auf die Wunde zur Vorbeugung von Infektionen nach der Operation. Die Ratte, die Gesellschaft anderer Tiere zurück, bis es vollständig erholt hat.
- Ratten nach institutionellen Richtlinien zu vorgegebenen Zeitpunkten einschläfern.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Die PCL-Transplantate wurden auf 3 Monate und 12 Monate postoperativ explantiert und analysiert durch histologische Standardtechniken für Hämatoxylin und Eosin (H & E), Masson trichrome, Verhoeff-van Gieson (VVG), Von Kossa und Immunfluoreszenz-Färbung für α-SMA, MYH, vWF und Elastin. Die histologische Bilder wurden mit einem aufrechten Mikroskop und die Immunfluoreszenz-Bilder wurden mit einem Fluoreszenzpräparate Mikroskop.
Alle Daten wurden geäußert, da ± SD bedeuten Eine zweiseitige gepaart Student t-Test wurde verwendet, um die Unterschiede zu vergleichen. Ein Wert von p < 0,05 wurde als statistisch signifikant zu sein.
Neuartige Electrospun PCL Grafts mit optimierter Struktur, d. h. dickeren Fasern und größere Poren, wurden in dieser Studie erfolgreich hergestellt. REM-Bilder gezeigt, dass die gemittelten Faserdurchmesser fast 8mal dicker in der modifizierten Grafts (Abbildung 1A) als in der konventionellen war ein (Abbildung 1 b) (5,59 ± 0,67 versus 0,69 µm ± 0,54). Infolgedessen war die durchschnittliche Porengröße deutlich gesteigert werden, von ~ 4,66 µm in dünner-Faser Transplantat zu ~ 40.88 µm in der dickeren-Faser ein. Querschnitte zeigten homogene Faserverteilung innerhalb der Wand der röhrenförmigen Grafts in dicker-Faser (Abbildung 1–F) und dünner-Faser-Gruppen (Abbildung 1–ich). Die Wandstärke wurde über 400-500 µm. Die mechanischen Eigenschaften von Transplantaten zeichneten sich durch Zugversuche, und die typische Spannungs-Dehnungs-Kurven in Abbildung 1gezeigt wurden. Die mechanischen Eigenschaften der beiden Transplantate wurden offenbar anders in Bezug auf Dehnung. Der entsprechende Wert von dicker-Faser Grafts war etwa 3 mal höher als die Verdünner-Faser-Transplantate, was auf die verbesserte Zähigkeit.
Die vorbereiteten vaskulären Grafts (Innendurchmesser von 2,0 mm) und Länge von 1 cm (Abb. 2A) wurden eingesetzt, um ein Segment der native Bauchaorta bei Ratte (Abb. 2 b) zu ersetzen. Zu vorgegebenen Zeitpunkten wurde die Durchgängigkeit der implantierten Transplantate durch Ultraschall untersucht. Ergebnisse zeigten, dass die meisten der Grafts patent (Abbildung 2). Darüber hinaus war die Geschwindigkeit des Blutflusses ähnlich zwischen Transplantat und angrenzenden native Blutgefäße nach 12 Monaten. Explantierten Transplantate erhalten gute Morphologie ohne Aneurysma (Abb. 2D) und keine Stenose oder Thromben konnten auf der luminalen Oberfläche (Abb. 2E) beobachtet werden.
Geweberegeneration und ECM-Sekretion nach 3 Monaten wurden weiter durch Histologie Analysen bewertet. H & E Färbung zeigte, dass eine Schicht von Neo-Gewebe auf das Lumen des Transplantats (Abbildung 3-H) gebildet wurde. Darüber hinaus vWF Färbung zeigen, dass die luminalen Oberfläche neu gebildeten Endothel (Abbildung 3A), ähnlich dem der native Aorta (Abb. 3 b) vollständig abgedeckt wurde. In der Zwischenzeit wurden mehrere Schichten von MYH-positiven Zellen entlang Umfangsrichtung, unter Angabe der Regeneration von vaskulären Medien (Abbildung 3–D) organisiert. Extrazelluläre Matrix Synthese wurde von Masson und VVG Färbung, bzw. beobachtet. Eine erhebliche Menge an Kollagen und Elastin faserige konnte innerhalb der Prothese (Abbildung 3I–J, K–L), beobachtet werden, eine wichtige Rolle im Kreislauf Erneuerung und Umbau spielt. Immunfluoreszenz-Färbung ergab ferner, dass die Struktur des Elastins umlaufend in einem Muster wie das in der nativen Arterie (Abbildung 3E–F) ausgerichtet wurde.
Darüber hinaus die regenerierte Gewebe einschließlich Endothel und glatten Muskulatur aufrechterhalten integriert und nicht nach 12 Monaten der Implantation (Abbildung 4A–C) zurückbilden. Noch wichtiger ist, gab es keine Anzeichen für Verkalkung innerhalb der Transplantat Wand basierend auf der Von Kossa Färbung (Abbildung 4).
Abbildung 1 : Die Struktur und die mechanischen Eigenschaften des Transplantats PCL. REM-Bilder des Electrospun Matten PCL mit dickeren Fasern (A) und dünnere Fasern (B). Querschnitte von dicker-Faser röhrenförmigen Transplantate (D–F) und dünner-Faser-Transplantate (G–ich). (C) zeigt die repräsentative Stamm-Spannungsverlauf. Diese Zahlen wurden von Zhao, Et Al. modifiziert 16 Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 2 : Implantation von vaskulären Transplantate in einem Rattenmodell Bauchaorta. Electrospun PCL Gefäßprothese von 1 cm in der Länge (A) wurde chirurgisch zwischengeschaltete in der bauchschlagader bei Ratte (B). Das Ultraschallbild zeigte, dass das Transplantat patent in Vivo nach 1 Jahr (C). Stereomicroscopic Bilder zeigen, dass das Transplantat gut integriert mit angrenzenden native Aorta ohne Aneurysma (D war) und die luminalen Oberfläche sauber und frei von Thrombus (E ist). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 3 : Geweberegeneration und Ablagerung von ECM in der explantierten Grafts nach 3 Monaten im Vergleich zu nativen Aorta. Schnittbilder der regenerierten Transplantate (A, Cund E) und native Arterie (B, Dund F) waren Immunostained, die Endothelzellen, glatten Muskelzellen und Elastin zu erkennen. H & E Färbung zeigt die Geweberegeneration in der explantierten Grafts (G) im Vergleich zu nativen Aorta (H). Masson die Färbung offenbarten, dass die Anwesenheit von Kollagen in der explantierten Transplantate (ich) und native Aorta (J). VVG Färbung zeigte die Anwesenheit von Elastin in der explantierten Transplantate (K) und native Aorta (L). Diese Zahlen wurden von Zhao, Et Al. modifiziert 16 Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 4 : Histologischen Untersuchung der explantierten Grafts nach 12 Monaten. (A) H & E Färbung zeigte die Geweberegeneration in der explantierten Grafts. (B) Endothel war Immunostained von vWF-Antikörper. (C) glatte Muskulatur war Immunostained von α-SMA Antikörper. (D) Verkalkung wurde von Von Kossa Färbung bewertet. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Zelle Infiltration ist entscheidend für die Erneuerung und Umbau der Gefäßprothese in Vivo16. Begrenzte Zelle eindringen bezieht sich oft auf die relativ kleinen Poren des Transplantats, die die Migration von Zellen in der Transplantat Wand behindern. Um dieses Problem zu beheben, entwickelten wir eine modifizierte Methode um Electrospun PCL vascular Grafts mit großen Porenstruktur vorzubereiten. Im einzelnen stiegen die Porengröße mit der Zunahme der Dicke Faser, die leicht von den Verarbeitungsparametern gesteuert werden konnte. Die Ergebnisse zeigten, dass die Wirtszellen leicht in die Wand dieses makroporöse Transplantat nach in-Vivo Implantation infiltrieren könnte und die zellularität auf einem relativ hohen Niveau ohne offensichtliche Zelle Regression auf 12 Monate nach der Operation blieb.
Native Arterie besteht im Wesentlichen aus drei Schichten, das heißt, Endothel, Tunica Media und Adventitia. Endothel, spielt als Anti-thrombogene Schnittstelle, eine entscheidende Rolle bei der Aufrechterhaltung der langfristigen Durchgängigkeit des Blutgefäßes. Volle Endothelialization auf das Transplantat wurde in unserer Studie nach 3 Monaten beobachtet. Darüber hinaus sind die Tunica Media, bestehend aus mehreren Schichten von glatten Muskelzellen sehr wichtig in regulierende Funktion der Blutgefäße und die entsprechende mechanischen Eigenschaften der Arterie. Die vorliegende Studie ergab, dass die Electrospun PCL mit Dick-Faser Transplantate und große Poren deutlich die Regeneration der funktionalen Tunica Media verbessert. Außerdem ist die Struktur der regenerierten glatten Muskulatur ähnlich wie die native Tunica Media. Immunfluoreszenz-Färbung zeigte mehrere Zellschichten MYH+ innerhalb von Elastin Netzwerk, reflektiert des kontraktilen Phänotyps der glatten Muskelzellen umlaufend verteilt. Mehr wichtiger ist, regeneriert Gewebe (Endothel und glatte Muskulatur) intakt gehalten und es gab keine nachteiligen Umbau auch nach 12 Monaten durch das Ungleichgewicht zwischen ECM Synthese und Degradation.
Verkalkung ist nach wie vor ein großes Problem mit Herz-Kreislauf-Implantate, vor allem in der Gefäßprothese verbunden. Vaskulären glatten Muskelzellen (VSMCs) verlieren ihre ursprüngliche Phänotyp und Trans-Differenzierung in Osteochondrogenic Richtung, was zu ektopische Mineralisierung während des Prozesses der Gefäßverkalkung zu erleben. Unsere Studie zeigte, dass es kein Kalzium Ablagerung, die innerhalb der Graft-Wand auch nach 12 Monaten der Implantation. Die Hauptgründe für die gehemmte Verkalkung in den Makro-poröse Gefäßprothese gehören: (1) die Struktur des Makro-poröse Transplantats fördert den Stoffwechsel, wie z. B. Ionenaustausch zwischen Zellen und Blut; (2) die körperliche Signale der Transplantat-Struktur konnte regulieren oder hemmen die Differenzierung der VSMC in der Osteoblasten-1, (3) gute Zelle eindringen in den großen Poren fördert die Sekretion von ECM und hemmt deren Abbau, der auslöst Verkalkung17und (4) normal oder funktionelle VSMCs haben ein Potential, das Kalzium Ablagerung18zu verhindern.
Zusammenfassend lässt sich sagen bietet die langfristige Bewertung der Makro-poröse Electrospun PCL vaskulären Transplantate in die Bauchaorta Rattenmodell wichtige Einblicke in mögliche Herausforderungen der abbaubaren vascular Grafts, die folgende Forschungsfragen leiten werden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Die Autoren haben keine finanziellen widerstreitenden Interessen.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde von NSFC Projekte (81522023, 81530059, 91639113, 81772000, 81371699 und 81401534) finanziell unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Poly(ε-caprolactone) (PCL) pellets (Mn=80,000) | Sigma | 704067 | |
| Methanol | Tianjin Chemical Reagent Company | 1060 | |
| Alcohol | Tianjin Chemical Reagent Company | 1083 | |
| Chloroform | Tianjin Chemical Reagent Company | A1007 | |
| Sucrose | Tianjin Fengchuan Company | 2296 | |
| Triton X-100 | Alfa Aesar | A16046 | |
| Sprague Dawley rats | Laboratory Animal Center of the Academy of Military Medical Sciences | ||
| Normal saline | Hebei Tiancheng Pharmaceutical company | ||
| Chloral hydrate | Tianjin Ruijinte chemical company | 2223 | |
| Heparin sodium Injection | Tianjin Biochem Pharmaceutical company | ||
| Gentamycin Sulfate Injection | Jiangsu Lianshui Pharmaceutical company | ||
| Mouse anti-α-SMA primary antibody | Abcam | ab7817 | |
| Mouse anti-smooth MYH primary antibody | Abcam | ab683 | |
| Rabbit polyclonal anti-rat elastin antibody | Abcam | ab23748 | |
| Rabbit anti-von Willebrand factor primary antibody | Abcam | ab6994 | |
| Goat anti-mouse IgG (Alexa Fluor 488) | Invitrogen | ab150117 | |
| Goat anti-rabbit IgG (Alexa Fluor 488) | Invitrogen | ab150077 | |
| 5% normal goat serum | Zhongshan Golden bridge | ZLI9022 | |
| Hematoxylin and eosin (H&E) | Beijing leagene biotech | DH0006 | |
| Masson's trichrome | Beijing leagene biotech | DC0032 | |
| Verhoeff-van Gieson (VVG) | Beijing leagene biotech | DC0059 | |
| Von Kossa | Beijing leagene biotech | DS0003 | |
| Surgical sutures needles with thread,3-0 silk | Shanghai Jinhuan medical supplies company | G3002b | |
| Surgical sutures needles with thread,9-0 silk | Shanghai Jinhuan medical supplies company | H901 |
References
- Coombs, K. E., Leonard, A. T., Rush, M. N., Santistevan, D. A., Hedberg-Dirk, E. L. Isolated effect of material stiffness on valvular interstitial cell differentiation. J Biomed Mater Res A. 105 (1), 51-61 (2017).
- Zhang, L., et al. A sandwich tubular scaffold derived from chitosan for blood vessel tissue engineering. J Biomed Mater Res A. 77 (2), 277-284 (2006).
- Thottappillil, N., Nair, P. D. Scaffolds in vascular regeneration: current status. Vasc Health Risk Manag. 11, 79-91 (2015).
- Pektok, E., et al. Degradation and healing characteristics of small-diameter poly (e-caprolactone) vascular grafts in the rat systemic arterial circulation. Circulation. 118 (24), 2563-2570 (2008).
- Innocente, F., et al. Paclitaxel-eluting biodegradable synthetic vascular prostheses: a step towards reduction of neointima formation? Circulation. 120 (11 Suppl), S37-S45 (2009).
- de Valence, S., et al. Advantages of bilayered vascular grafts for surgical applicability and tissue regeneration. Acta Biomater. 8 (11), 3914-3920 (2012).
- Assmann, A., et al. Acceleration of autologous in vivo recellularization of decellularized aortic conduits by fibronectin surface coating. Biomaterials. 34 (25), 6015-6026 (2013).
- Hasan, A., et al. Electrospun scaffolds for tissue engineering of vascular grafts. Acta Biomater. 10 (1), 11-25 (2014).
- Baker, B. M., et al. The potential to improve cell infiltration in composite fiber-aligned electrospun scaffolds by the selective removal of sacrificial fibers. Biomaterials. 29 (15), 2348-2358 (2008).
- Wang, K., et al. Creation of macropores in electrospun silk fibroin scaffolds using sacrificial PEO-microparticles to enhance cellular infiltration. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 101 (12), 3474-3481 (2013).
- Lee, B. L. P., et al. Femtosecond laser ablation enhances cell infiltration into three-dimensional electrospun scaffolds. Acta Biomaterialia. 8 (7), 2648-2658 (2012).
- Rnjak-Kovacina, J., Weiss, A. S. Increasing the pore size of electrospun scaffolds. Tissue Eng Part B Rev. 17 (5), 365-372 (2011).
- Zhong, S., Zhang, Y., Lim, C. T. Fabrication of large pores in electrospun nanofibrous scaffolds for cellular infiltration: a review. Tissue Eng Part B Rev. 18 (2), 77-87 (2012).
- Pham, Q. P., Sharma, U., Mikos, A. G. Electrospun poly(epsilon-caprolactone) microfiber and multilayer nanofiber/microfiber scaffolds: characterization of scaffolds and measurement of cellular infiltration. Biomacromolecules. 7 (10), 2796-2805 (2006).
- Rnjak-Kovacina, J., et al. Tailoring the porosity and pore size of electrospun synthetic human elastin scaffolds for dermal tissue engineering. Biomaterials. 32 (28), 6729-6736 (2011).
- Wang, Z., et al. The effect of thick fibers and large pores of electrospun poly(epsilon-caprolactone) vascular grafts on macrophage polarization and arterial regeneration. Biomaterials. 35 (22), 5700-5710 (2014).
- Hutcheson, J. D., et al. Genesis and growth of extracellular-vesicle-derived microcalcification in atherosclerotic plaques. Nat Mater. 15 (3), 335-343 (2016).
- Tara, S., et al. Well-organized neointima of large-pore poly(L-lactic acid) vascular graft coated with poly(L-lactic-co-epsilon-caprolactone) prevents calcific deposition compared to small-pore electrospun poly(L-lactic acid) graft in a mouse aortic implantation model. Atherosclerosis. 237 (2), 684-691 (2014).
