Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Biology

Labor Aufzucht von stabil fliegen und andere moosigen Diptera

Published: August 3, 2018 doi: 10.3791/57341

Summary

Ein Verfahren zur Aufzucht stabil fliegt (Stomoxys Calcitrans) präsentiert. Das Verfahren nutzt lokal verfügbare Materialien für Diät-Komponenten, Geräte und Materialien.

Abstract

Stabilere fliegen, Stomoxys Calcitrans, sind ernsthafte Schädlinge von Tieren, Menschen, Haus- und Wildtiere weltweit. Während der letzten 20 + Jahre führten Änderungen im landwirtschaftlichen Praktiken schwere Ausbrüche von stabil fliegen in mehreren Ländern. Diese Ausbrüche gestört Tierproduktion und menschlichen Erholung führt öffentliche Forderungen zur Erhöhung der Anstrengungen in Forschung und Management für diesen Schädling. Eine einfache und kostengünstige Verfahren zur Aufzucht stabiler Flies für Laborstudien wird vorgestellt. Das Verfahren nutzt lokal verfügbaren Ernährung Komponenten, Geräte und Materialien. Das Verfahren kann für die Aufzucht von anderen moosigen Flies einschließlich Gesicht Fliege (Musca Autumnalis), Horn-Fly (Haematobia Irritans) und Stubenfliege (Musca Domestica) angepasst werden. Das Verfahren erzeugt stabil fliegen Puparia von durchschnittlich 12,5 mg und ~ 35 % Ei zum Erwachsenen überleben. Ca. 3000 fliegen werden in jeder Pfanne hergestellt.

Introduction

Stabilere fliegen, Stomoxys Calcitrans (L.), sind Hematophagous fliegen, deren schmerzhafte Bisse der Beweidung Verhalten der Tiere zu stören, Schmerzen verursachen und Begleiter Tiere leiden und menschlichen Freizeitaktivitäten weltweit zu stören. Unreife stabilere fliegen entwickeln sich in Gärung vegetativen übrigens oft mit tierischen Abfällen kontaminiert. Veränderten Anbaumethoden und Kulturen haben schwere Ausbrüche von stabil fliegen in Ernterückstände, Gemüse in Australien1, Zuckerrohr in Brasilien2und Ananas in Costa Rica3produziert. Obwohl nur 14 stabilere fliegen pro Tier die wirtschaftlichen Schwelle4 gelten, wurden Beobachtungen von mehr als 2.000 fliegen pro Tier während den letzten Ausbrüche5vorgenommen. Solche Werte bei Befall Host Produktivität beinahe auf null reduzieren und können dazu führen, dass Mortalität6. Als Folge agronomisch verbundenen Ausbrüche stabilere fliegen erhalten erneuertes Interesse und Nachfrage nach Labor Kolonien drastisch angestiegen.

Für alle Holometamorphic Insekten erhalten stabilere fliegen alle Nährstoffe für das Wachstum in der unreifen oder larvalen Phase erforderlich. Daher ist ein wichtiger Bestandteil einer Aufzucht System die Larven Nahrung oder das Substrat. Stabile Fliegenlarven entwickeln in einer Vielzahl von Substraten in Feld7 eingehalten worden und sie sind abhängig von der mikrobiellen Gemeinschaft der Substrat-8,-9. Natürliche Larven Substrate bestehen hauptsächlich zerlegen oder vegetative Materialien oft verunreinigt mit stickstoffhaltige Abfälle vergären.

Für Labor Aufzucht bestehen stabile Fliege Larven Substrate in der Regel aus einer vegetativen Material und einer zusätzlichen Stickstoff-Quelle. Für stabile Fliege Larven Diäten wurden zahlreiche Materialien verwendet. Die ersten Larven Diäten imitiert natürliche Substrate und gärenden Hafer Stroh und Pferd oder eine Kuh dung10,11enthalten. Kohlenhydratquellen zählen Weizen Kleie12,13,14, Luzerne Mahlzeit12,13,14 und eine kommerzielle Formulierung von chemischen Spezialitäten entwickelt Hersteller Association (CSMA, 33 % Weizenkleie, 27 % Alfalfa-Meal, 40 % Bierhefe Granulat)13,14,15,16. Stickstoff-Quellen gehören Hefe Aussetzung12, Fischmehl und Ammonium Bicarbonat17. Inerte Füllstoffe Materialien gehören oft Diäten einschließlich Hafer Rümpfe12, Bagasse13, Vermiculit16, Hackschnitzel13,18 und gebeizte Erdnuss Rümpfe14.

Ein primäres Ziel der Aufzucht von Labor ist, ein Produkt zu produzieren, die als physiologisch ähnlich "Wildtyp" wie möglich, so dass Laborexperimente Ergebnisse reflektieren diejenigen Bereich Bevölkerung bringt. Dies erfordert, dass in der Züchtung und Selektion minimiert werden weiterhin genetische Vielfalt und Ernährung Ressourcen werden vergleichbar mit denen im Feld. Sekundäre Ziele sind, Arbeit und Kosten zu minimieren. Ein Hauptbestandteil der Minimierung der Kosten ist die Verwendung von lokal verfügbaren Ernährung Komponenten. Die stabile Fliege Aufzucht vorgestellte System wurde entwickelt, um diese Ziele zu erreichen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Eizellenentnahme (Abbildung 1)

  1. Bereiten Sie egging Tasse, platzieren Sie ein Ende des Tuches in ~ 500-mL-Becherglas gefüllt mit Warmwasser (~ 40 ° C). Überschneiden sich die Seiten des Cups und mit einem Gummiband befestigen. Falten Sie das lose Ende des Tuches, zurück über den oberen Rand der Tasse.
  2. Ort, an dem egging Cup im Käfig von 8 – 10 Tage alten fliegen für ~ 2 h. trächtige Weibchen stabil fliegt wird auf dem Stoff oviposit.
  3. Käfig und spülen Sie Eier aus dem egging Tuch egging Tasse in einer kleinen Pfanne mit Squeeze Waschflasche entfernen.

2. bereiten Sie Larven Aufzucht Pan

  1. Medium (Mengen für 1 Aufzucht Pfanne) vorbereiten
    1. Kombinieren Sie, Weizenkleie (500 g), Holzspäne (200 g) und Fischmehl (115 g) in 10 L Plastikschale Pfanne und mischen Sie gut.
    2. Wasser (~ 25 ° C, 1600 mL) Ammonium Bicarbonat (50 g) hinzu und vermischen Sie, bis aufgelöst.
    3. Fügen Sie Wasserlösung trockenen Zutaten zu mischen, um kein unbenetzte Material zu gewährleisten. Level Medium in Pfanne aber nicht komprimieren.
  2. Stabile fliegeneier hinzufügen
    1. Machen Sie die Länge der Wanne einer flache Furche in Medium.
    2. 1 mL der stabilen fliegeneier (~ 8.000 Eier) in Furche mit Ei Pipette (Abbildung 2) einzahlen.
      Hinweis: Ei Pipette gemacht durch Schneiden einer Kunststoff abgestufte Pipette am gewünschten Punkt einfügen 100 mesh Bildschirm und klebenden Pipette wieder zusammen.
    3. Decken Sie die Eier mit einer dünnen Schicht des Mediums um Austrocknung zu verhindern.
    4. Decken Sie die Pfanne mit Kissenbezug, schließen Sie mit einem Gummiband und Label. Stellen Sie Pfannen im Larvenstadium Zimmer (23 ± 2 ° C, 30 – 50 % RH und 12:12 [L:D] h Photoperiode).
      Hinweis: Larvalentwicklung dauert 10 – 14 Tage ab dem Zeitpunkt der Eiablage.

(3) pupal Verarbeitung, Larven bewegen an den Rand des Mediums 7 – 9 Tage nach der Eiablage und Pupariate von 13 oder 14 Tage

  1. Kugel Puparia, befindet sich in erster Linie an den Rändern der Pfanne unter der Kruste, die bildet auf der Oberfläche des Mediums, heraus und in eine saubere Pfanne gelegt.
  2. Füllen Sie Pfanne, mit Puparia, ½ bis ¾ voll Wasser. Unterteilen Sie Klumpen von Puparia und Medium. Weizen Kleie und Protein Komponenten des Mediums sinken bei Puparia > 1 Tag alten Float19.
  3. Entfernen Sie schwimmenden Materialien, Puparia und einige mittelkomponenten mit einem Sieb und Waschen durch eine Reihe von Siebe (#5, #7, #12 und #20) verbleibenden Medium entfernen. #12-Sieb sammelt die Puparia und die #20 hält festen Abfälle in den Abfluss gelangen. Puparia zwischen Siebe mit einer Küchenspüle Sprayer zu waschen.
  4. Spülen Sie mit Puparia, das #12 Sieb in einen sauberen Topf. Füllen Sie die Schale zu ½ voll Wasser. Schwimmende Puparia in ein Sieb Gießen und überschüssiges Wasser abtropfen lassen.
  5. Transfer Puparia zum Trocknen Bildschirm mit Fan entwässert und lassen Sie trocknen (Abbildung 3).

4. pupal Regal, eine Alternative Methode zum Sammeln von Puparia ist mit einem Pupal Regal18

Hinweis: Das Regal ist aus einem Stück Kunststoff Schnitt vom Ende eines 10 L Schüssel Pan (10,2 cm hoch x 10,2 cm breit x 31,9 cm lang) gemacht.

  1. Bereiten Sie Medium, wie unter 2.1 beschrieben. Konus Medium in Pfanne von ~2.5 cm tief auf einem Ende bis ~7.5 cm tief auf der anderen.
  2. Stellen Sie Regal auf Medium im flachen Ende der Aufzucht Pfanne und Klebeband zu verhindern, dass Larven kriechen neben dem Regal (Abbildung 4).
    1. Schwamm (~14.5 x 9,0 x 4,5 cm3, regenerierte Zellulose) zu sättigen und wickeln Sie es in Wasser getränkten Tuch (30,5 x 42 cm2, Baumwolle) und Platz auf dem Regal ca. ein halbes Zoll vom Medium.
  3. Fügen Sie Eier hinzu, wie in 2.2 beschrieben und wie zuvor Verfahren.
    1. Pfannen täglich zu überprüfen, um sicherzustellen, dass der Schwamm feucht bleibt.
  4. Spülen Puparia aus dem Regal, Schwamm und Tuch in eine saubere Schüssel schwenken und 14 Tage nach der Eiablage in Sieb Gießen.

5. Qualitätskontrolle

  1. Wiegen Sie alle die Puparia, in Pfanne (total wt.) produziert.
  2. 100 Puparia zu isolieren, wiegen und in einem 9 cm Petrischale gelegt.
  3. Graf und Sex Erwachsene ~ 5 – 8 Tage später zur Entstehung Rate und Geschlechterverhältnis zu bestimmen. Speichern Sie Petrischalen mit aufgetauchte Erwachsene in einem Gefrierschrank für die Inventur zu einem späteren Zeitpunkt bei Bedarf. Fliegen sind durch die Form ihrer Augen und Breite der Fronto-Orbitale Platte20 oder Genitalien unter geringer Vergrößerung geschlechtlich.
  4. Rekord Gesamtgewicht, Gewicht 100 Puparia und Anzahl der aufgetauchten erwachsenen Männchen und Weibchen.

6. Vorbereitung Blut

  1. Sammeln Sie frisches Rinderblut aus einer lokalen Schlachthof in 19 L Eimer mit 70 g Natriumcitrat tribasic Dihydrat in 500 mL Wasser. Unter Rühren kräftig für 5 – 10 min Blut und zurück ins Labor.
  2. Stamm Blut durch ein Sieb entfernen Blutgerinnsel und aufgeteilt in 2 L Container, Label mit dem Datum der Kollektion und Shop in einem Gefrierschrank (-20 ° C).
  3. Entfernen Sie Behälter aus Gefrierfach und in den Kühlschrank stellen benötigt 2 Tage vor. Blut kann für ~ 2 Wochen einmal aufgetaut und in der Tiefkühltruhe gelagert werden, bis zu 1 Jahr verwendet werden.

(7) Erwachsenen Wartung

  1. Bereiten Sie Käfige, Linie Käfig unten mit Metzgerei Papier um die Reinigung zu erleichtern.
  2. 50 g trocken stabil fliegen Puppen (~ 3.500) in jedem Käfig zu platzieren. Erwachsene Eclose wenige Stunden bis wenige Tage nach der pupal Verarbeitung.
  3. Ort ein frisches Blut getränkt feminine Serviette auf jeder Käfig für die Fütterung. Beginnen Sie innerhalb von 24 h von Erwachsenen bewegungsapparate Fütterung und wiederholen Sie täglich bis einen Tag vor der Eiablage (9 – 10 Tage nach Entstehung).
  4. Nach der Eiablage (Abschnitt 1) Käfig in Gefrierschrank für 4 – 8 h und dann durch Entfernen des Papiers, Frass von den Seiten und den Boden mit heißem Wasser spülen und alle Oberflächen mit Waschmittel und Chlorbleiche Scheuern reinigen. Käfige mit heißem Wasser abspülen und trocknen lassen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Larven-Pupariate 10-14 Tage und Erwachsene entstehen 14 – 16 Tage nach der Eiablage. Generationszeit, Ei, Ei, ist ~ 24 Tage. Aufzucht Daten für Mai 2013 bis Januar 2017 mit drei verschiedenen Füllstoffe und zwei Kolonien sind in Abbildung 5dargestellt. Cottonwood gab die beste Ausbeute, 3867 ±1442 (Equation ± Standardabweichung) Puppen mit einem Gewicht von 12,5 ±1.6 mg mit 74 ±19 % bewegungsapparate produzieren 2.872 ±1294 Erwachsenen fliegt für die etablierten Labor-Kolonie. Geschlechtverhältnis war leicht in Richtung Weibchen 0.97:1 (männlich: weiblich, 77.141 fliegen von 1.184 Pfannen geschlechtlich) voreingenommen. Ei zum Erwachsenen überleben beträgt ca. 36 %. Leider sind Cottonwood Späne zu zwingen uns zu einer kiefernspäne verwenden häufig schwieriger geworden. Obwohl Produktion mit Kiefer niedriger, ~ 1.700 Erwachsene pro Pfanne, Größe ist etwas größer, 13 mg.

Pupal Regal Methode, etwa 85 % der Larven zu migrieren, auf dem Regal, die Puparia sind sauberer und die meisten des Mediums gesammelt auf dem Regal ist leicht durch Flotation zu entfernen. Diese Methode kann auch verwendet werden, um die Rate der Larvalentwicklung zu überwachen, beim Vergleich von Aufzuchtmethoden. Der Nachteil ist, dass die Töpfe täglich überwacht werden müssen, um sicherzustellen, dass die Schwämme feucht bleiben.

Die aktuelle Kosten für mittelkomponenten ist $ 1,17/Pan oder $ 0,39/1.000 stabil fliegt (Tabelle 1).

Komponente Menge Kosten/Pan
Weizenkleie 500 g $0,35
Holz-Späne 200 g $0,06
Fischmehl 115 g $0,27
Wasser (≈25 ° C) 1600 mL
Ammonium Bicarbonat 50 g $0,48

Tabelle 1: stabil fliegen Larven Diät. Trockene Zutaten ohne Ammonium Bicarbonat zu kombinieren und mischen. Wasser Ammonium Bicarbonat hinzu und vermischen Sie, bis aufgelöst. Fügen Sie Ammonium Bicarbonat Lösung trockenen Zutaten und mischen, um kein unbenetzte Material zu gewährleisten. Menge für eine Pfanne.

Figure 1
Abbildung 1: Materialien für das Sammeln von stabilen fliegeneier. Egging Tasse, drücken Sie die Waschflasche und kleinen Pfanne für den Empfang von Eiern. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Figure 2
Abbildung 2: Eier auf vorbereitete Medium Pan angewendet wird Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Figure 3
Abbildung 3: Vorrichtung zur Trocknung von Puparia eingesetzt. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Figure 4
Abbildung 4: Larven Aufzucht Pfanne mit pupal Regal. Beachten Sie die Anhäufung von Puparia oben auf und um das Tuch. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Figure 5
Abbildung 5: Zusammenfassung der Aufzucht Daten. Mittlere Anzahl der Puparia pro Pan (A), Puparia Gewicht (B) und Anzahl der Erwachsenen pro Topf (C) für stabile Fly Aufzucht ab Mai 2013 bis Januar 2017 mit drei Füllstoffe, Cottonwood Späne, kiefernspäne und Vermiculit und zwei Kolonien . Die Lab-Kolonie hat seit etwa 10 Jahren kontinuierlich in unserem Labor aufgezogen wurden. Die PL-Kolonie wurde von den wilden fliegen gesammelt in einer Molkerei in Lancaster Co., NE, USA im Herbst 2014 hergestellt. Fehlerbalken darzustellen Standardabweichungen. N steht für die Anzahl der Pfannen, auf denen die Daten beruhen. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Stabilere fliegen finden Sie in einer Vielzahl von Substraten in der Natur zu entwickeln und in vielen Arten von Medien im Labor gezüchtet werden können. Wir haben Holzspäne und Vermiculit als Füllstoff-Agenten verwendet. Vermiculit hat gut funktioniert, aber Trennung Puparia von der Aufzucht Medium schwer gemacht und war teuer (~$0.60/pan). Möglicherweise lag wegen der zusätzlichen strenge Puparia vom Medium zu trennen, bewegungsapparate auch mit Vermiculit, 57 % vs. 75 % für Holzspäne. Cottonwood Späne waren vergleichbar mit Vermiculit, aber manchmal schwer zu beschaffen. Die wichtigsten Komponenten scheinen zu vegetativen oder Zellulose Material zu gären und pflegen eine "offene" oder gut gelüfteten Mittel- und ammoniakalischen Stickstoff21,22. Stabile Fliegenlarven sind im reinen Dung, lieber Alter Kot gemischt mit pflanzlichem Material nicht gefunden. Mit diesen Gedanken im Verstand können die Aufzucht hier beschriebenen Vorgehensweisen lokal verfügbaren Materialien entwickeln kostengünstige Verfahren zur Aufzucht stabiler Flies angepasst.

Fliegen mit diesen Methoden aufgezogen sind vergleichbar mit Feld gesammelt fliegen. Flügellänge korreliert mit stabil fliegen Körper Gewicht23. Da die Flügel des wilden fliegen häufig ausgefranst sind, verwenden wir die Länge der Zelle Bandscheiben-Medial als Indikator für die Flügellänge. Durchschnittliche Länge der Bandscheiben-Medial Zelle von 249 fliegen mit dieser Methode aufgezogen war 2,49 ±0.15 mm (Bereich 1.96-2,81) während die von 3.713 fliegen auf Klebefallen gesammelt in den Jahren 2011 und 2012 in der Nähe von Ithaca, NE 2.52 ±0.21 mm (Bereich 1,80 – 3,58) (unveröffentlicht Daten). Gewicht des Puparia aufgezogen, mit dieser Methode ist höher als für den vorherigen Aufzucht Protokolle14,24 und überleben, Ei bis zum Erwachsenen, ist höher als die 5 % in das Feld25beobachtet.

Ähnliche Methoden können verwendet werden, für die Aufzucht von anderen moosigen Flies einschließlich Gesicht fliegen, Horn fliegen und Stubenfliegen. Gesicht fliegen und Horn Fliege Larven erfordern eine frische bovine Dung Medium. Haus fliegen Medium besteht aus 470 g Kalb Futter, 500 g Weizenkleie und 1.600 mL Wasser (~ 25 ° C). Wie stabil fliegen Horn Fly Erwachsene ernähren sich von Blut. Gesicht, fliegen und Stubenfliege Erwachsene eine Trockenmischung aus Milchpulver und Zucker zugeführt werden können. Gesicht, fliegen und Stubenfliege Erwachsene brauchen auch eine Quelle des Wassers. Wir verwenden 100 mL-Plastikflaschen mit einem dental Docht durch den Deckel.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Acknowledgments

Wir möchten danken Anthony Weinhold und den zahlreichen Studenten, die bei uns über die Jahre für den technischen Support sowie Vorschläge zur Verbesserung unserer Insekt Aufzucht Verfahren gearbeitet haben.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Diamalt Premier Malt Products, Inc., Saddle Brook, NJ 2540
CSMA Fly media Purina Animal Nutrition, Arden Hills, MN 5S6Z
Thin Maxi Pad The Tranzonic Co., Cleveland, OH, USA 5001M
Calf Manna MannaPro, Chesterfield, MO, USA Manna Pro
Ammonium Bicarbonate Spectrum Chemical Manufacturing Corp, Gardena, CA A1125
Wheat bran, Coarse Siemer Milling Company, Teutopolis, IL
Wood shavings Tractor Supply Company, Brentwood, TN 502770699
Fishmeal Consumer Supply Distributing, North Sioux City, SD F1550
Adult cages All Aluminum Window Company, Lincoln, Ne Custom 45 × 45 × 45 cm, 18 × 16 mesh aluminum screen, stockinette access
9 × 28 cm black cotton cloth Robert Kaufman Fabrics, Los Angeles, CA K040-114 Egging cloth
10 L plastic dish pans Rubbermaid, Saratoga Springs, NY FG2951ARWHT Larval pans
Stockinette, Cotton, 12 inch x 25 yard roll Tex-Care Medical Company, Burlington, NC 91311-225

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Cook, D. F., Dadour, I. R., Keals, N. J. Stable fly, house fly (Diptera: Muscidae), and other nuisance fly development in poultry litter associated with horticultural crop production. J. Econ. Entomol. 92 (6), 1352-1357 (1999).
  2. Dominghetti, T. F., de Barros, A. T., Soares, C. O., Cançado, P. H. Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) outbreaks: current situation and future outlook with emphasis on Brazil. Rev. Bras. Parasitol. Vet. 24 (4), 387-395 (2015).
  3. Solórzano, J. -A., Guilles, J., Bravo, O., Vargas, C., Gomez-Bonilla, Y., Bingham, G., Taylor, D. B. Biology and trapping of stable flies (Diptera: Muscidae) developing in pineapple residues (Ananas comosus) in Costa Rica. J. Insect Sci. 15 (1), 145 (2015).
  4. Berry, I. L., Stage, D. A., Campbell, J. B. Populations and economic impacts of stable flies on cattle. Trans. Am. Soc. Agric. Eng. 26, 873-877 (1983).
  5. Taylor, D. B. Area-wide management of stable flies. Area-wide management of insect pests. Vreysen, J., Hendrichs, R., Cardoso Pereira, R. , in press (2017).
  6. Bishopp, F. C. The stable fly (Stomoxys calcitrans L.), an important live stock pest. J.Econ. Entomol. 6 (1), 112-126 (1913).
  7. Hogsette, J. A., Ruff, J. P., Jones, C. J. Stable fly biology and control in northwest Florida. J. Agric. Entomol. 4 (1), 1-11 (1987).
  8. Lysyk, T., Kalischuk-Tymensen, L., Selinger, L., Lancaster, R., Wever, L., Cheng, K. Rearing stable fly larvae (Diptera: Muscidae) on an egg yolk medium. J. Med. Entomol. 38, 382-388 (1999).
  9. Romero, A., Broce, A., Zurek, L. Role of bacteria in the oviposition behaviour and larval development of stable flies. Med. Vet. Entomol. 20, 115-121 (2006).
  10. Glaser, R. W. Rearing flies for experimental purposes with biological notes. J. Econ. Entomol. 17 (4), 486-496 (1924).
  11. Melvin, R. Physiological studies on the effect of flies and fly sprays on cattle. J. Econ. Entomol. 25 (6), 1151-1164 (1932).
  12. Doty, A. E. Convenient method of rearing the stable fly. J. Econ. Entomol. 30 (2), 367-369 (1937).
  13. Bridges, A. C., Spates, G. E. Larval medium for the stable fly Stomoxys calcitrans (L.). Southwest. Entomol. 8 (1), 6-10 (1983).
  14. Hogsette, J. A. New diets for production of house flies and stable flies (Diptera: Muscidae) in the laboratory. J. Econ. Entomol. 85 (6), 2291-2294 (1992).
  15. McGregor, W. S., Dreiss, J. M. Rearing stable flies in the laboratory. J. Econ. Entomol. 48 (3), 327-328 (1955).
  16. Goodhue, L. D., Cantrel, K. E. The use of vermiculite in medium for stable fly larvae. J. Econ. Entomol. 51 (2), 250 (1958).
  17. Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. Augmenting laboratory rearing of stable fly (Diptera: Muscidae) larvae with ammoniacal salts. J. Insect Sci. 17 (1), 1-6 (2017).
  18. Berkebile, D. R., Weinhold, A. P., Taylor, D. B. A new method for collecting clean stable fly (Diptera:Muscidae) pupae of known age. Southwest. Entomol. 34 (4), 469-476 (2009).
  19. Champlain, R. A., Fisk, F. W., Dowdy, A. C. Some improvements in rearing stable flies. J. Econ. Entomol. 47 (5), 940-941 (1954).
  20. Zumpt, F. The stomoxyine biting flies of the world. , Gustav Fischer Verlag. Stuttgart. (1973).
  21. Wienhold, B. J., Taylor, D. B. Substrate properties of stable fly (Diptera: Muscidae) developmental sites associated with round bale hay feeding sites in eastern Nebraska. Environ. Entomol. 41 (2), 213-221 (2012).
  22. Friesen, K., Berkebile, D. R., Wienhold, B. J., Durso, L., Zhu, J., Taylor, D. B. Environmental parameters associated with stable fly (Diptera: Muscidae) development at hay feeding sites. Environ. Entomol. 45 (3), 570-576 (2016).
  23. Albuquerque, T. A., Zurek, L. Temporal changes in the bacterial community of animal feces and their correlation with stable fly oviposition, larval development, and adult fitness. Front. Microbiol. 5 (590), 1-9 (2014).
  24. Bailey, D. L., Whitfield, T. L., LaBrecque, G. C. Laboratory biology and techniques for mass producing the stable fly, Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae). J. Med. Entomol. 12 (2), 189-193 (1975).
  25. Smith, J. P., Hall, R. D., Thomas, G. D. Field studies on mortality of the immature stages of the stable fly (Diptera: Muscidae). Environ. Entomol. 14 (6), 881-890 (1985).

Tags

Biologie Ausgabe 138 Erziehung Stomoxys Calcitrans Musca Domestica Diptera Muscidae Fly
Labor Aufzucht von stabil fliegen und andere moosigen Diptera
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu,More

Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera. J. Vis. Exp. (138), e57341, doi:10.3791/57341 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter