Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Optogenetic medrivning af hippocampus Theta svingninger i opfører sig mus

Published: June 29, 2018 doi: 10.3791/57349
Automatic Translation
1,2, 2,3, 1,2
1Systems Neurophysiology Research Group, Institute of Clinical Neuroscience and Medical Psychology, Medical Faculty, Heinrich Heine University Düsseldorf, 2Behavioural Neurodynamics Group, Leibniz Institute for Molecular Pharmacology (FMP)/ NeuroCure Cluster of Excellence, 3Neuronal Circuits and Behavior Research Group, Max Planck Institute for Metabolism Research

Summary

Vi beskriver brugen af optogenetics og elektrofysiologiske optagelser til selektiv manipulationer af hippocampus theta svingninger (5-10 Hz) i opfører mus. Effekten af rytme medrivning overvåges ved hjælp af lokale felt potentiale. En kombination af opto- og en hæmning adresser den efferente udlæsning af hippocampus synkronisering.

Abstract

Omfattende data om relationer af neurale netværk svingninger til adfærd og organisation af neuronal decharge på tværs af hjerneregioner kræver nye værktøjer til selektivt manipulere hjernen rytmer. Her beskriver vi en tilgang, der kombinerer projektion-specifikke optogenetics med ekstracellulære Elektrofysiologi til high-fidelity kontrol af hippocampus theta svingninger (5-10 Hz) i opfører mus. Optogenetic medrivning specificitet opnås ved at målrette channelrhodopsin-2 (ChR2) til GABAergic befolkningen af mediale septal celler, afgørende involveret i generation af hippocampus theta svingninger, og en lokal synkroniseret aktivering af en delmængde af hæmmende septal afferenter i hippocampus. Effekten af kontrolelementet optogenetic rytme er verificeret ved en samtidig overvågning af de lokale felt potentielle (LFP) på tværs af lamina af området CA1 og/eller neuronal decharge. Ved hjælp af denne let gennemførlige forberedelse viser vi effekten af forskellige optogenetic stimulation protokoller for induktion af theta svingninger og manipulation af deres hyppighed og regelmæssighed. Endelig, en kombination af kontrolelementet theta rytme med projektion-specifik hæmning adresser udlæsning af særlige aspekter af hippocampus synkroniseringen af efferente regioner.

Introduction

Neuronal aktivitet i pattedyr er koordineret af netværk svingninger, der bistår informationsoverførslen inden for og mellem hjernen regioner1,2,3,4. Hjernen rytmer omfatter svingninger spænder fra meget langsom (< 0,8 Hz) op til ultrahurtig (> 200 Hz) frekvenser. En stor mængde af beviser understøtter inddragelse af netværk svingninger i forskellige hjernefunktioner, herunder kognition5,6,7,8,9,10 , medfødte adfærd11,12 samt neuropsykiatriske lidelser som Parkinsons sygdom og epilepsi13,14,15. Selektiv og tidsligt præcise metoder til eksperimentelle manipulation af netværk svingninger er derfor afgørende for udviklingen af fysiologisk plausible modeller af synkronisering og for at etablere årsagssammenhænge med adfærd.

Netværkssynkronisering er medieret af forskellige biologiske substrater og processer, spænder fra molekylære identitet af ionkanaler og deres kinetik til Neuromodulationsbehandling af ophidselse og netværk connectivity. Den biologiske udformning af rytme generatorer16 er blevet afsløret for mange hjernen rytmer, forskellige aspekter afhvilke (, frequency, amplitude)er ofte forårsaget af dynamikken i forskellige celletyper og netværk. For eksempel, er hæmmende interneurons rettet mod somata af principal celler de vigtigste aktører på tværs af frekvensbånd og hjernen regioner17,18, herunder theta19,20, gamma20 , 21, og ripple (140-200 Hz)22 svingninger. Til gengæld er fase synkronisering af Fjern celler sikret af robust feed-forward signalering af pyramideformet celler, som nulstiller affyring af interneurons. En afgørende parameter for svingninger, den synkroniserede neuronal indbyggertal, er nært beslægtet med den målte LFP svingning amplitude og mindst for hurtige svingninger, afhænger det ophidsende drev på interneurons2. Derimod langsommere svingninger, som delta og theta rytmer, der genereres af langtrækkende tilbagevendende sløjfer, dannet af cortico-thalamic23,24 og hippocampus-mediale septal fremskrivninger25, 26,27, henholdsvis. Svingninger i sådanne kredsløb er tilvejebragt gennem interaktioner signal propagation forsinkelser, overgearet svar og deres hyppighed præference i deltagende celler28,29,30, 31 , 32. hæmmende fremskrivninger fra GABAergic parvalbumin (PV)-positive celler i de mediale septum (MS) til interneurons i hippocampus25,33, parahippocampal regioner og entorhinal cortex26 er afgørende for generation af theta svingninger i den mediale tindingelappen. Således kan fysiologiske mekanismer af netværk svingninger og neuronal synkronisering manipuleres ved hjælp af optogenetics med en real-time præcision.

Celle typespecifikke optogenetic manipulationer er blevet anvendt til undersøgelser af hippocampus og kortikale svingninger i vitro34,35,36,37,38 og in vivo30,39,40,41,42,43,44,45, herunder funktionelle undersøgelser af gamma5,12,36,46,47,48,49,50, 51,52 og ripple svingninger40,53,54 og søvn spindler55,56. For nylig udtrykte vi et Cre-afhængige ChR2 virus i MS, en vigtig region for generation af hippocampus theta rytme, af PV-Cre mus. Bruger dette præparat, blev funktioner af hippocampus theta svingninger (hyppighed og tidsmæssige stabilitet) kontrolleret af optogenetic stimulation af hæmmende fremskrivninger af MS i hippocampus11. Desuden vakte theta-frekvens optogenetic stimulation af hæmmende septo-hippocampus fremskrivninger theta rytme under vågen immobilitet. Optogenetically medrives theta rytme vises egenskaberne for spontan theta svingninger i musen på LFP og neuronal aktivitetsniveauer.

Nøglefunktioner af denne protokol omfatter: (1) udnyttelse af en hæmmende pathway, som er fysiologisk kritisk for spontan theta svingninger samtidig undgå uspecifik effekter på Hippocampus ophidselse; (2) cytoskeletale, dvs, projektion-specifik stimulation til at minimere en direkte indflydelse på ikke-hippocampus MS efferents; (3) lokale theta-rytmisk lys stimulation, at sikre en minimal direkte indblanding med theta-rytmisk septo-hippocampus dynamik og en global bilaterale medrivning af theta svingninger; (4) parametrisk kontrol af theta svingninger hyppighed og regelmæssighed; og (5) kvantificering af medrivning troskab med høj tidsmæssige opløsning ved hjælp af LFP aktivere kvantitative kausalitet analyse i opfører dyr. Da dette præparat udnytter hovedsagelig en kendt rollen som den septo-hippocampus disinhibition i theta generation25,30, det giver mulighed for robust kontrol over flere parametre af theta svingninger i opfører mus. Studier hvor andre mindre undersøgte veje og celletyper af septo-hippocampus kredsløb blev manipuleret38,39,47,49,50,51 , 52 , 53 , 54 , 55 , 56 , 57 , 58 afsløre yderligere mekanismer af theta rytme.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

PV-Cre knock-i mandlige mus59, 10-25 uger gammel, blev anvendt. Mus var opstaldet under standardbetingelser i det animalske facilitet og holdt på en 12-timers lys/mørke cyklus. Alle procedurer er udført i overensstemmelse med nationale og internationale retningslinjer, og blev godkendt af de lokale sundhedsmyndigheder (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz, Nordrhein-Westfalen).

1. viral injektion

  1. Følg biologiske sikkerhed retningslinjer60under hele proceduren. Bære en laboratoriekittel, en kirurgisk maske, en hairnet og to par handsker.
  2. Skære rør med en steril skalpel eller en saks til ca 1 m længde, indsætte det i sprøjten indehaveren blok af pumpen, og ordne det.
    1. Fyld slangen helt med silicium olie ved hjælp af sprøjten.
    2. Kontrollere, om luftbobler vises i slangen. Hvis luftbobler overholdes, refill slangesættet igen med olie.
    3. Fix stemplet til pusher blok.
    4. Langsomt forhånd pusher mod sprøjte indehaveren blok indtil spidsen af stemplet rører slangen.
    5. Indsæt spidsen af stemplet i slangen og automatisk flytte pusher blok frem ved en langsom hastighed ved at vælge "Infuse" i den befale rude og en lav infusion sats (fx, 500 nL/min), indtil den når sprøjten indehaveren blok.
  3. Forberede injektion nål (34G).
    1. Fjern nålen hub med et klart snit ved hjælp af en præcision boremaskine/kværn tilsluttet en skæring disk. Hvis det er nødvendigt, skal du bruge en nål til at fjerne metal rester fra frisk snitfladen.
    2. Tråd kapillær slanger (3-4 cm længde) gennem nålen.
    3. Lim nål til slangen med superlim.
    4. Tilsluttes enden af slangen, der forbinder til mikrosprøjte pumpe injektion nålen.
  4. Tillægge indehaveren af stereotaxisk nålen.
  5. Trække luft, indtil en luftboble i den gennemsigtige tube ovenfor nålen er synlige.
  6. Bedøver mus med 1,5-3% isofluran i ilt. Vent ca. 2-3 min., derefter bekræfte, at musen er fuldt bedøvede ved at vurdere sine svar på en tå knivspids. Hele operationen overvåge dyrets vejrtrækning og justere isofluran koncentration, hvis det kræves.
  7. Placere musen i stereotactic rammen ved hjælp af ikke-traumatisk øre indehavere.
  8. Beskyt øjnene af musen med en lipid gel.
  9. Injicere 0,1 mL lidokain intradermalt under hovedet huden ved hjælp af en 0,01-1 mL sprøjte og en 26G injektion kanyle.
  10. Barbering og desinficere med musen hovedet ved hjælp af ethanol løsning. Derefter skiftevis tre gange 2% klorhexidin med ethanol desinficere operationsstedet.
  11. Udføre en midterlinjen indsnit ved hjælp af fine og skarpe saks går fra bagsiden af ørerne til niveauet af øjnene, så bregma og lambda er synlige.
  12. Rengør kraniet ved at påføre ca 50 µL af NaCl ved hjælp af en sprøjte og tør med en papir serviet og en luft pust.
  13. Placer musen hovedet ved at justere dorso-ventrale niveau af næse klemme, således at bregma og lambda er på den samme dorso-ventrale niveau (± 0,3 mm).
  14. Bor et hul over MS (AP 0,98 og L 0,5 mm i forhold til bregma).
  15. På dette tidspunkt, afrim en alikvot af virus (skal indeholde mindst 2 µL af AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdTomato.WPRESV40) for ca. 5 min. ved stuetemperatur (RT).
  16. Der centrifugeres alikvot på ca 4.000 x g på RT for 1 min.
  17. Pipette 2 µL af virus på et stykke af Parafilm; bruge den tidligere beskyttede side.
  18. Dykke spidsen af injektion nålen i væsken og forsigtigt trække på omkring 500 nL/min under iagttagelse af niveauet af væsken. For at forhindre luft sugning, stoppe tilbagetrækning før i virus helt tages. Justere Udbetal ifølge løsning viskositet; hurtigere kan lette tilbagetrækning af en virus med højere viskositet.
  19. Ren nål med en papir serviet.
  20. Kontroller at virussen er indeholdt i røret og virus og olie er adskilt af en luftboble. Markere niveauet af virus på røret for at kontrollere, om virus med held infunderes under injektionen.
  21. Placer nålen ovenfor kraniotomi og langsomt indsætte det ind i hjernen på den første injektion point (AP 0,98, L 0,5, V-5.2, 5,5 ° lateral).
  22. Injicere 450 nL af virus med en hastighed på 100-150 nL/min. vente i 10 min. omhyggeligt flytte nål op 0,1 mm og vente en anden 5 min.
    1. Flytte nålen til det andet punkt, injektion (AP 0,98, L 0,5, V-4.6) og injiceres en anden 450 nL på 100-150 nL/min.
    2. Vente igen på 10 min før du flytter nålen op 0,1 mm. vent en anden 5 min før du fjerner nålen.
  23. Sutur snit med silke sort flettet sutur ved hjælp af square knob. Varm dyret med en rød lampe til at fremskynde inddrivelsen. Administrere antibiotika (0,3 mL Erycinum (1:4 i sterile NaCl)) og carprofen i.p. dagligt 2-3 dage efter operationen.
  24. Skære rør over mark, angives niveauet for virus. Røret kan bruges til yderligere injektioner. Forberede en frisk injektion nålen før hver injektion.
    Bemærk: Denne operation tager ca 1-1,5 h. Dyret vågner typisk indenfor 5 min efter operationen. Vent mindst tid på 6 uger for tilstrækkelig cytoskeletale udtryk, men ikke mere end 5 måneder før stereotactic implantations, som udtrykket niveauer begynder at falde ca. 6 måneder efter virus injektion.

2. fremstilling af optiske fibre (figur 1A)

  1. Bruge multimode optiske fiber (105 µm core, glas beklædt med silica core, 0,22 NA). Strip 125 µm beklædning af fiber kerne ved hjælp af en mikro-stripper, mens fiber er stadig knyttet til fiber rullen.
  2. Skære fibrene til en længde på ca 2-3 cm ved hjælp af en diamant kniv.
  3. Indsæt fiber i en zirconia keramiske stick Doppsko (ID: 126 µm). Cirka 0,5-1 mm optisk fiber bør stikker op fra den konvekse side af Doppsko.
  4. Ved hjælp af en nål, Påfør en dråbe af epoxy lim. til begge ender af Doppsko, men ikke på siderne af Doppsko. Alternativt, brug superlim.
  5. Tillad lim til at tørre i mindst 30 min.
  6. Polsk den konvekse side af Doppsko ved hjælp af diamant lappemaskiner fiber polering film (3 µm gryn).
  7. Teste troskab af let overføre ved hjælp af en optisk wattmeteret.
    1. Bølgelængden på wattmeteret til samme bølgelængde som laser bliver brugt.
    2. Placer patch ledning med spidsen mod midten af sensoren. Tænd for laser og Læs lyseffekt fra wattmeteret. Optage værdien.
    3. Tilslut den optiske fiber til patch kabel via en parring ærme og Placer den med spidsen af fiber mod midten af sensoren. Tænd for laser og Læs lyseffekt fra wattmeteret. Optage værdien.
    4. Beregne overførselshastigheden: opdele den anden værdi af den første værdi. Hvis overførselshastigheden er under 0,5, kassere fiber, ellers bruger det til implantation.
    5. Teste overførselshastigheden for hver fiber før implantation.
    6. I senere eksperimenter, justere lysintensitet output af laser til overførselshastighed på den optiske fiber: Indstil lyseffekten fra patch ledning tip til 5-15 divideret med overførselshastigheden til at opnå en endelig lyseffekt fra fiber spidsen af 5-15 mW.
      Bemærk: Se også ref. 61 til fremstilling af optiske fibre.

3. forberedelse af wolfram Wire Arrays for LFP optagelser (figur 1B)

  1. Lim flere (for eksempel 6) 100 µm silica tube guider parallelt med den klistrede side af et stykke tape. Klip et stykke, ca 4-6 mm for én ledning matrix forsamling.
  2. Tråd formvar-isolerede 45 µm wolfram ledninger igennem guide rør med pincet.
  3. Strip seks emalje-isolerede fine kobber limning ledninger (ca. 5 mm lange) og en grundstødning wire (ca 2-3 cm lang) ved hjælp af en skalpel til at skrabe væk isolering i begge ender. Lodde dem til nanoconnector stifter.
  4. Tilslut hver limning ledning til en wolfram tråd ved hjælp af en dråbe af sølv ledende maling, henholdsvis. Lad tørre i mindst 30 min.
  5. Anvende et minimum af cement til at dække ledningerne. Gælde ikke cement på wolfram ledninger, som vil blive indsat i hjernevæv eller på den øverste del af nanoconnector. Lad cementen tørre i mindst 30 min.
  6. Udføre en kantede cut (5-20°) af wolfram ledningerne ved hjælp af stump rustfrit stål saks aktivere pålidelig implantation af ledningerne nedenfor eller ovenfor zonen ventrally støder op til stratum pyramidale, hvor theta amplitude er for lav til vurdering af den medrivning troskab.
  7. Deinsulate spids (ca. 2 mm) af jordledningen ved hjælp af en skalpel til at skrabe væk isolering. Behandle det med flux og presolder.
  8. Check potentielle cross-samtaler mellem elektroderne ved hjælp af en digital multimeter. For at gøre det, tilsluttes stikbenene multimeter, der skal indstilles til modstand måling mode. Check parvise kombinationer af kanaler; en læsning på multimeter under 5 MΩ angiver betydelig cross-talk.
  9. Kontrollere impedans på hver wire elektrode i saltvand ved hjælp af en impedans meter. Typiske impedans værdier er under 100 kΩ.
  10. At lette implantation, lim en optisk fiber til wire array, så spidsen af fibrene er på niveau med den korteste wire og fiber tip er i tæt nærhed, men ikke røre wolfram ledninger. Hold vinklen af fiber, så lille som muligt for at forhindre vævsskade under implantation.
    Bemærk: Se også ref. 62 for fabrikation af wolfram wire arrays.

4. stereotaxisk Implantations

  1. Udføre præparater, som beskrevet i trin 1,6-1.13.
  2. Fjerne bindevæv fra toppen af kraniet og skubbe ned halsen musklerne grundigt af ca. 2 mm til at forhindre muskel artefakter under optagelsen.
  3. Ren kraniet ved hjælp af en bomuld-spids applikator og saltvand, og bore 4 huller (2 i front) og 2 over lillehjernen, 0,8 mm diameter for at placere knogle rustfrit stål skruer (00-96 x 1/16) til jorden og stabilisering af implantatet (figur 1 d). Placer jorden skruen, tilsluttet en kobbertråd (ca 2-3 cm længde) over lillehjernen.
  4. Dække jorden-skruen helt med cement til at forhindre muskel artefakter under de elektrofysiologiske optagelser. Opbygge en cement ring forbinder alle skruer (figur 1E).
  5. Udføre en kraniotomi implantation side (Hippocampus, AP-1.94, L 1.4, V 1,4 i forhold til bregma). Anvende ca 5 µL sterilt NaCl på overfladen af hjernevæv.
  6. Langsomt sænke wire array ved hjælp af stereotaxis i kraniotomi. For unitær optagelser, implantat en silikone sonde i stedet for en wire array63; for at forhindre optoelectric lys artefakter, implantat den optiske fiber separat i hippocampus med fiber spidsen ikke direkte ud mod sonden (figur 1 c -jeg). Undersøgelse af koordineringen af medrivning mellem hjernehalvdele, implantat en ekstra optisk fiber i de kontralaterale hippocampus CA1 område.
  7. Anvende ca 5 µL af varme flydende voks/paraffin olie, forvarmes ved 70 ° C, med en sprøjte over webstedet implantation at beskytte hjernevæv.
  8. Anvend cement omkring matrixen wire og dækker kraniet med cement.
  9. Påfør en dråbe af flux at presoldered jorden/reference wire og presoldered kablet sluttet til jorden skruen ved hjælp af for eksempel en nål, og sammensmelte ledningerne ved hjælp af en lodning maskine.
  10. Dække den hele jordledningen med cement.
  11. Administrere 0,3 mL Erycinum (1:4 i sterile NaCl) og carprofen (5mg/mL) i.p. efter operationen og til mindst to dage efter. Musen typisk vågner op inden for 15 min efter kirurgi. Varm dyret med en rød lampe til at fremskynde inddrivelsen.
  12. Overvåge vægten af musen dagligt for den første uge efter operationen, eller indtil vægten er stabil. Vægttab bør ikke overstige 10 vægtprocent af musen indspillede før operationen. For at fremskynde stabilisering af vægt, levere mus med anti-afholdsmand næring og kondenseret mælk i løbet af de første dage efter operationen.
  13. Hvis du vil optage hippocampus cellulære aktivitet under medrivning, implantat en silikone sonde i hippocampus (AP-1.94, L 1.4, V 1, med efterfølgende sænkning) som beskrevet i ref. 62 (figur 1 c -jeg). Implantat den optiske fiber i hippocampus på AP -3 L 1.4, V 1,6, 39 ° caudale-rostralt. Implantat en ekstra optisk fiber i MS (AP +0.98, L 1, V 3.9, 15 ° lateral), hvis stimulation af celle somata ønskes.

5. Optogenetic Stimulation og elektrofysiologiske dataopsamling

  1. Habituate musen til optagelse setup (f.eks., 15 min sessioner, 1-2 møder om dagen i 3 dage). Undersøge dyrets adfærd inden du starter med de første eksperimenter. Hvis musen bevæger sig i salen, at udforske miljøet, sniffing, udfører rearings, etc., begynde de første eksperimenterende session.
  2. Placere musen i et velkendt kammer i mangel af andre dyr i samme rum.
  3. Vedhæfte en LED til hoved-scene ved hjælp af selvklæbende tape til at spore dyrets stilling. Sørg for, at LED-lys er fanget af kameraet i hele perioden at dyret er at udforske optagelse salen før du starter eksperimenterne. Optage i mørke for at spore LED-lys. Placer et kamera over optagelse kammer.
  4. Kontrollere lyseffekt fra patch ledning. Anslå lyseffekt fra fiber spidsen efter forbindelsen afhængigt af overførselshastigheden af fiber implanteret. Sikre at lyseffekt fra spidsen af fiber er mellem 5-15 mW, aktivere pålidelig medrivning.
  5. Tilslut headstage forforstærker til kronisk implanterede stikket. Tilslut fiberoptisk patch ledning til den kronisk implanterede hippocampus fiber til optogenetic stimulation eksperimenter. I kontrol lys stimulation eksperimenter, tilsluttes den optiske fiber en dummy Doppsko er koblet til headsettet.
  6. Placere musen i optagelse kammer.
  7. Åbn softwaren til at styre stimulus generatoren til at generere stimulation-protokollen.
  8. Vælg den kanal, der styrer 473 nm DPSS laser. I den første række Angiv 3.000 mV (1. kolonne), tid 30 ms (2. kolonne), værdien 0 mV (3. kolonne), tid 112 ms (4. kolonne), række gentage 840 og gruppe gentage 1, for at generere en protokol for 2 min af 7 Hz stimulation med 30 ms lang impulser. Justere varigheden i 4th kolonne og række række gentagelser, hvis stimulation på en anden frekvens eller en anden varighed er påkrævet. I den anden række Vælg 0 mW (1. kolonne), tid 500 Hansen (2. kolonne), række Gentag 1 og gruppe gentager 1, for at sikre, at laseren er bliver slukket efter stimulation protokol er afsluttet.
  9. Klik på "fil > Gem som" og Gem filen med et navn.
  10. Forsikre at stimulator TTL output udløser laser er forbundet med Digital Lynx analog input bord at synkronisere erhvervelse af elektrofysiologiske og optogenetic data.
  11. Alternativt, parametrisk regulerer variation af theta svingning frekvens, anvende tog af lysimpulser på varierende mellem puls intervaller, med perioder efter en Gauss-fordeling. Ændre spredning mellem puls intervaller for forskellige protokoller, fxfra trin 3.2 til 15.1 ms2. Anvende disse protokoller for at generere theta epoker med forskellige variation af theta frekvens (figur 6).
  12. Åbn softwaren til optagelse system. Klik på "ACQ" til at erhverve og "REC" for at registrere. Vente før indledningen af lys stimulering til at registrere baseline adfærd (f.eks., 2 min til at hente baseline hastighed eller 30 min til at udtrække felterne Oprindelig plan sted).
  13. Åbn softwaren til at styre stimulus generatoren. Klik på "File > Open" og vælg filen protokollen af valg. Klik på "Download og Start" for at starte den lys stimulation.
    Bemærk: Eksperimentet kan blive undersøgt, og stimulering i gang via fjernbetjeningen; Dette udelukker tilstedeværelsen af eksperimentatoren indflydelse på dyrets adfærd. Afhængig af målet med undersøgelsen kan stimulation indledt og afbrudt under specifikke adfærd.

6. en kombineret tilgang til Optogenetic medrivning og projektion-specifik hæmning af hippocampus Output

  1. Express ChR2 i MS GABAergic celler af PV-Cre mus, som beskrevet i afsnit 1.
  2. Derudover indsprøjtes i alt 2,4 µL af CamKIIα afhænger af halorhodopsin (eNpHR3.0, AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH) i begge dorsale hippocampus hjernehalvdele (AP-1.7; L ± 1,05; V-2.05 og -1,4 mm; AP-1.7; L ± 1,7; V-2.05 og -1,55 mm; AP-2.3; L ± 1,5; V-2.2 og -1,3 mm; AP-2.3; L ± 2.2; V-1.65 og -2,45 mm).
  3. Tillad 6 uger udtryk tid.
  4. Implantat en wolfram wire array med optisk fiber i regionen hippocampus CA1, som beskrevet i afsnit 4. Derudover implantat bilateralt optiske fibre i den laterale septum (LS, AP 0,1, L 0,25, V-2.25 mm, og AP 0,5, L -0,3, V-2.7 mm).
  5. Udføre optogenetic theta medrivning eksperimenter som beskrevet i trin 5.4 5.5.
    1. For samtidige hæmning af hippocampus output til LS, generere en protokol stimulus generation: fx, triggeren udbrud af outputkanalen tilsluttet 593 nm DPSS laser 15 s med en konstant puls varede i alt 45 s, før udløser pulser output til 473 nm DPSS laser.
    2. Tilslut begge fibre i LS via patchkabler ved hjælp af en multimode fiber optic kobling til en 593 nm DPSS laser.
    3. Starte optagelsen og hente og udløse protokol for at styre stimulus generation.

7. databehandling

  1. Konvertere de elektrofysiologiske signaler og position tracking data med neurofysiologiske Data (ND) Manager til .dat og .pos formater, henholdsvis64.
  2. Få LFP ved filtrering af low-pass og ned-prøvetagning af wide-band signal til 1,250 Hz ved hjælp af ND Manager66.
  3. Vælg kanalen med maksimal amplitude af theta svingninger (bruger Neuroscope)19i hver optagelse.
  4. Opdage tidsstempler laserpulser og stimulation epoker med en tærskel afsløring algoritme (ved hjælp af MATLAB funktion findpeaks.m eller lignende)11.
  5. For at importere en multi-kanal data analyse software .dat fil, klik på "File > Import", Vælg "binære filer" som datatype og vælg .dat-fil. I indstillingsdialogen, angive det korrekte antal kanaler og en samplingfrekvens på 1,250 Hz, klik på "ok" og Gem som .smr fil. Plot magt spectra ved at vælge "Analyse > nye resultatet Se > PowerSpectrum". I indstillingerne, Vælg kanalen med den højeste theta amplitude og 16.384 FFT størrelse, klik på "Ny", definere som "Start time" i begyndelsen af stimulation epoken og som "Sluttidspunkt" slutningen af stimulation epoke, og klik på "Processen".
  6. Beregne medrivning troskab som forholdet mellem den kumulative spektral effekttæthed (PSD) i frekvensområdet optogenetic stimulation (stimulation frekvens ± 0,5 Hz), at den kumulative PSD i theta (5-12 Hz) bandet med den multitaper metode (NW = 3, vinduesstørrelse 8,192) for 10 s epoker (fx, toolkit < http://chronux.org/>).
  7. Udelukke optagelse epoker hvor den dominerende PSD peak er ≤ 5 Hz fra analyse (ikke-theta epoker, ved hjælp af MATLAB funktion find.m).
  8. Plot raster LFP magt Spectra for alle registrerede epoker ifølge den beregnede medrivning fidelity (ved hjælp af MATLAB funktioner sortrows.m og pcolor.m). Indlæse magt spectra og medrivning troskab ved at klikke på "File > Open", gemmes variabel i. Type effekt = sortrows(In,1); pcolor(Power(:,2:end)).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Målretning af ChR2 GABAergic celler i MS som beskrevet i afsnit 1 er illustreret i figur 2A. Optogenetic stimulation af axoner af MS GABAergic celler i den dorsale hippocampus via en optisk fiber, der er implanteret over området CA1 medriver theta svingninger på hyppigheden af stimulus i ipsilaterale (figur 2B) samt kontralaterale halvkugle (figur 2 c). Theta svingninger kan være mere eller mindre effektivt medrives af optogenetic stimulation (figur 3A), effekten af som blev beregnet for hver optagelse epoke som en relativ theta LFP magt omkring stimulation frekvens, dvs. medrivning fidelity (figur 3B). Medrivning troskab over 0,3, dvs.højere end i de spontane lys-off optagelser, der blev observeret i cirka 80% af optagelse epoker. Optostimulation på ikke-theta frekvenser var mindre effektiv (figur 3 c).

Eksplicit dvs, parametrisk manipulation af theta svingninger frekvens er ledsaget af emergent ændringer af theta regelmæssighed: den tidsmæssige rigtighed amplitude og frekvens af theta svingninger blev øget i løbet epoker med høj medrivning troskab. Stabiliteten i svingninger kan også reguleres parametrisk ved at anvende tog af lysimpulser, perioder som følge Gaussisk distributioner med forskellige dispersioner (figur 4).

Optogenetic kontrol over svingninger frekvensen elimineres korrelationen mellem theta frekvens og hastighed, i samråd med frekvens kontrol via MS efter stigende afferenter under bevægelse (figur 5A). Optostimulation induceret også theta svingninger under stilstand (figur 5B). Præferentielle fyring faser registreret i området CA1 i formodede pyramideformet celler og interneurons var uændret i forhold til optogenetically medrives theta svingning i forhold til spontan theta (figur 6).

At studere bidrag af hippocampus til den laterale septum pathway i theta-medieret regulering af locomotion, vi optogenetically hæmmes denne vej. Halorhodopsin (eNpHR3.0) var bilateralt udtrykt i hippocampus pyramideformet celler (figur 7A), mens ChR2 var udtrykt i MS GABAergic celler som ovenfor og theta svingninger var optogenetically medrives (figur 7B). Theta medrivning reduceret variation af kører hastighed men ikke Hvornår hippocampus til LS pathway blev hæmmet (figur 7C).

Figure 1
Fig. 1: Illustration af optiske fibre, elektroder og kirurgi. (A) Illustration af en optisk fiber. (B) Illustration af en wire array limet til en optisk fiber til optagelse af hippocampus LFP under medrivning af hippocampus theta svingninger. (C) til registrering af den hippocampus cellulære aktivitet, en silikone sonden er monteret på en microdrive. (D) Miniature skruer er placeret på kraniet. Kobber ledninger er presoldered på jorden og reference skrue før positionering dem over lillehjernen. (E) Cement er anvendt til at dække og forbinde skruerne. Den øverste blå cirkel angiver, hvor kraniotomi blev udført til implantation af silikone sonden. Lavere blå cirkel angiver, hvor kraniotomi blev udført til implantation af den optiske fiber i hippocampus. (F) en optisk fiber er implanteret i en caudale-rostralt vinkel at målrette CA1 hippocampus området. En anden fiber kan implanteres i den mediale septum, hvis stimulation af celle somata ønskes (valgfrit). (G) silikone sonden er sænket til lige over CA1 hippocampus området. (H) grænser microdrive og stik er cementeret implantat og jorden, og reference ledninger er loddet. (jeg) kobber mesh er konstrueret til at omgive implantatet og fungere som et Faraday bur. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 2
Figur 2: forberedelse til optogenetic hippocampus theta medrivning. (A) ChR2 var udtrykt i PV+ mediale septal celler i PV-Cre mus (øvre ordning). Lyse fluorescens i MS (1, 2) bekræfter vellykket konstruktion udtryk i somata. MS fibre projekt via fornix (f) og fimbria (fi) til hippocampus (3-6); ACA: forreste commissure; forreste del. HDB: kernen i den horisontale led af diagonal bandet; Eller: stratum oriens. Den optiske fiber til optogenetic stimulation med blåt lys er implanteret over den pyramideformede lag af hippocampus området CA1 (lavere ordning). Skalere barer: 500 µm (billeder 1, 3, 4) og 50 µm (billeder 2, 5, 6). (B) hippocampus LFP under spontan theta svingninger (venstre) og 7 Hz (i midten) eller 10 Hz (højre) optogenetic medrivning. Blå striber indikerer tidsvinduer lys anvendelsesområde. Bemærk den fase reset af lys puls angivet med en pil. Bemærk gamma konvolutter under spontan og indblandede theta, en indikator for fysiologiske theta rytme. Fase vending mellem stratum oriens (str. eller.) og stratum radiatum (str. rad.) opretholdes også under medrivning. (C) medrivning er pålidelige under ipsilaterale (øvre parceller) samt kontralaterale (lavere parceller) optogenetic stimulation. Ordninger illustrerer positioner af fibre i henseende til elektroder positioner. Eksempel LFP spor under theta og anvendelsen af lysimpulser er vist i midten. På de ret, magt spektre af hippocampus LFP under ipsi- og kontralaterale stimulation farvekodede efter stimulation frekvens. Dette tal er blevet ændret fra ref. 11. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 3
Figur 3: troskab af optogenetic hippocampus theta medrivning. (A) eksempel hippocampus LFP spor under lav og høj medrivning troskab. (B) Power spektrale tætheder af 10 s epoker i spontan theta, med rækker bestilt efter førende theta frekvens (venstre), og under 7 Hz (i midten) og 10 Hz (højre) optogenetic stimulation, med rækker bestilt efter medrivning troskab. Respektive eksempel magt spektre (angivet med en pil) er afbildet ovenfor. Bemærk pålidelige medrivning troskab på tværs af epoker. Til højre vises den kumulative sandsynlighed medrivning troskab for theta frekvenser. (C) medrivning kræver theta rytmisk stimulation. Hippocampus netværksaktivitet kan være med held indblandet, benytter frekvenser mellem 6-12 Hz. Ved lavere frekvenser (f.eks.2 eller 4 Hz) eller højere frekvenser (f.eks., 20 Hz) medrivning er ikke pålidelig. Dette tal er blevet ændret fra ref. 11. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 4
Figur 4: parametrisk manipulation af theta svingninger regelmæssighed. (A) Stimulation blev anvendt på forskellige frekvenser inden for theta vifte med en gennemsnitlig frekvens på 7,8 Hz følge en Gaussisk distribution. Standardafvigelse mellem puls intervaller blev øget på tværs af protokoller fra σ = 3.19 til σ = 15.09. I alt blev 11 protokoller genereret og anvendt, hver med en samlet varighed på stimulation epoke i 1 min. Af dem, sandsynlighedsfordeling af 5 protokoller er vist til venstre på figuren. De spektrale effekttætheder inden for et interval på 1-14 Hz af hippocampus LFP under anvendelse af de respektive protokoller er afbildet midt i figuren. Sandsynlighederne for theta perioderne under anvendelse af de respektive protokoller er illustreret til højre. (B) afvigelse af den anvendte Inter puls intervaller bestemmes variansen af samtidige theta periode (Pearson's r = 0,94, p = 0.0002). (C) forholdet mellem theta amplitude variation og indbyrdes puls interval (Pearson's r = 0,61, p = 0,08). Dette tal er blevet ændret fra ref. 70. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 5
Figur 5: Optogenetic theta rytmiske medrivning bestemmer hippocampus LFP under opførsel. (A) Optogenetic stimulation frekvens bestemmes theta hyppighed under bevægelse. Dermed hastighed-relaterede afferenter indflydelse ikke på Hippocampus theta frekvens, og som følge heraf hastighed korreleret ikke med theta frekvens (blå), som det er i løbet af spontan theta (sort). Data præsenteres som betyder ± s.e.m. (B) under rolige vågenhed, hippocampus theta kan være fremkaldt i mangel af bevægelse. Hippocampus LFP spor før og under vellykket medrivning er vist ovenfor, og eksempel hastighed spor registreres under medrivning er vist nedenfor (de røde spor svarer til hippocampus LFP sporingen afbildet ovenfor). Blå striber markerer tidsvinduer af lys stimulation impulser. Dette tal er blevet ændret fra ref. 11. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 6
Figur 6: hippocampus cellulære aktivitet under theta medrivning. (A) cellulære aktivitet blev indspillet ved hjælp af silikone sonder (ordning). Enkelt interneurons og pyramideformet celler blev isoleret og identificeret i henhold til deres respektive bølgeform. Vist her er den gennemsnitlige bølgeform (i midten) og auto-correlogram af en eksempel isolerede pyramideformet celler. (B) foretrukne decharge fase af pyramideformet celler (Pyr) var ikke anderledes under spontan (i sort, n = 29 neuroner) og optogenetically medrives (i blå, n = 30) theta (p = 0,79). (C) vises her er auto-correlogram (venstre) og privilegerede fyring fase af en fast-fyring interneuron under spontan og optogenetically medrives theta. Under den tilsvarende hippocampus LFP rytme i løbet af spontan (venstre) og indblandede (højre) theta. (D) foretrukne decharge fase af fast-fyring interneurons var ikke anderledes i løbet af spontan (i sort) og optogenetically medrives (i blå, n = 28 neuroner) theta (p = 0,97). Gennemsnitlige auto-correlogram er vist til venstre. (E) gennemsnitlige auto-correlogram str. oriens celler. (F) foretrukne decharge fase af str. oriens interneurons var ikke anderledes i løbet af spontan (sort) og optogenetically indblandede (blå, n = 10 neuroner) theta (p = 0,56). Histogrammer af foretrukne decharge faser er vist til højre. (G) gennemsnitlige fyring priser ikke var påvirket af theta medrivning i pyramideformet celler (p = 0,98), fast-fyring interneurons (p = 0,96) eller str. oriens interneurons (p = 0,85). Dette tal er blevet ændret fra ref. 11. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 7
Figur 7: kombination af hippocampus theta medrivning og optogenetic hæmning af den hippocampus subkortikale output gennem LS. (A) eNpHR3.0 (halorhodopsin) blev udtrykt i hippocampus pyramideformet celler (øvre ordning). Vellykket udtryk for konstruktionen blev bekræftet af lyse fluorescens i somata i hippocampus (øverste billeder) og axoner i LS (lavere billeder). Optiske fibre blev implanteret bilateralt over LS (lavere ordning). Skalere barer: 500 µm (billeder til venstre), 50 µm (billeder til højre). (B) hippocampus theta er med held medrives under hæmning af hippocampus til LS pathway. Her vist er spektrale effekttætheder for 9 Hz blå lys stimulering under output hæmning. (C) hæmning af større hippocampus subkortikale output pathway forhindrer virkningerne af hippocampus theta medrivning på hastighed. Her vist er faldet i hastighed variation på optogenetic medrivning (hvid bar med blå grænser), med er fraværende ved samtidige hæmning af hippocampus til LS vej (gul bjælke med blå kanter). Respektive gennemsnitlige baseline hastighed er vist til venstre. Dette tal er blevet ændret fra ref. 11. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Her fremlagde vi et almindeligt tilgængelige metode til entrain og fremkalde hippocampus theta svingninger i de opfører dyr. Denne tilgang kan være nyttig for studier af theta rytme funktioner i informationsbehandling og adfærd. Kritiske aspekter af denne metode omfatter: (1) valg af opsin og målretning af ChR2 til axoner af MS-celler i hippocampus, (2) robust optisk og elektriske funktioner af implanterede optisk fiber-wire array forsamlinger til at sikre kontinuerlig stimulering og LFP optagelse i opfører sig mus, (3) anvendelsen af en optimal mængde af lys på theta frekvenser, (4) post hoc kvantificering af medrivning troskab og (5) kontrol af optoelectrical artefakter.

Det vigtigste forbehold af det første punkt er en sikker virus injektion besparende medialt placeret venøse plexus. Suboptimal kirurgisk udførelsen af dette skridt kan mindske succesraten for injektioner og potentielt udsætte købet af resultater. Kinetik af en opsin bør overvejes, ChR2 (aktivering tid: 2 ms, inaktivering tid: 9 ms65). Det andet punkt kræver kontrol af lys transmission troskab og impedans af optagelse elektroder før implantation, og normalt nyder godt af rettidig fabrikation af yderligere implantater.

Den tredje overvejelse er fælles for optogenetics med henblik på store skala kredsløb manipulationer, og involverer lyskilder og optisk sammenkoblinger, der leverer via et 100 µm fiber lys magt i hjernen hos 5-15 mW. For hver mus og før hver optagelse, kan en test optagelse udføres for at indstille lys-output til den optimale intensitet for eksperimentet. Lyseffekten bør være stor nok til at aktivere et tilstrækkeligt antal fremskrivninger at give pålidelige medrivning af theta svingninger, men ikke for højt, for at forhindre termisk fremkaldte svar og vævsskader.

Den videre aspekt angår synkroniseringen af lyspulser og LFP data, opnåede med den højeste præcision ved stikprøver begge datatyper via den samme annonce converter. Synkroniseret tidsstempler er navnlig påkrævet for andre potentielle applikationer med henblik på studier af neuronal decharge og LFP. Medrivning effekten kan variere mellem og inden for stimulation epoker; Dette højst sandsynligt sker på grund af rhythmicity indblanding af optogenetic stimulation med iboende - og/eller sensoriske drevet signaler, på grund af flere generatorer af theta rytme16,66,67, 68. kvantificering af den øjeblikkelige troskab i denne yderst dynamiske optogenetic manipulation69 er derfor meget nyttigt for kausal inferens, dvs., for at afsløre forhold mellem en effekt størrelsesorden (f.eks. , ændring i adfærd) og den momentane effekten af optogenetic kontrol af udvalgte synkronisering aspekter. Vigtigst af alt, de flere svingning parametre kan påvirkes af optogenetic stimulation, f.eks., medrivning formidler ikke kun frekvens låsning, men også en mere regelmæssig amplitude af theta svingninger11.

For det femte er optogenetic stimulation ofte forbundet med optoelectrical artefakter, fremkaldte i metal elektroderne af photoelectrochemical effekten. Deres grad afhænger elektrode materiale, nærhed af elektrode tip til den optiske fiber, og lys magt. I eksperimenter beskrevet her, optoelectrical artefakter kan undgås ved at øge afstanden mellem fiber og optagelse elektrode, lukke positionering af som ikke er afgørende for theta svingning overvågning. Optoelectrical artefakter vise konsekvent figur i tid og mellem kanaler og, derfor, under spike sortering de grupperes typisk i en særskilt klynge og ikke overlapper med indspillede neuroner70. På samme tid, er en lille brøkdel af handling potentialer, bølgeformer som er ændret af artefakter, ikke grupperet efter sortering algoritmer med andre pigge, affyret af en neuron. Laminar LFP profiler fremstillet ved hjælp af forskellige elektrode konfigurationer, herunder wire arrays (figur 2B) og lineær silikone sonder, aktiverer en klar differentiering af artefakter og sande LFP mønstre, baserede på den konstante fase af den tidligere og fysiologiske laminar fase forskydninger af sidstnævnte. Baseline optagelser før stimulation aktiverer udforskning af karakteristiske theta funktioner som typisk laminar fase profiler.

Optogenetic kontrol af theta svingninger fører til theta medrivning i alle lag af hippocampus CA1 laget og endda kontralaterale medrivning. Dette bør tages til konto hvis et eksperiment er rettet mod en lokal stimulation (hvis virkningerne af en stimulering af en begrænset delregionen eller en delpopulation har til formål at undersøges). På den anden side den rumligt begrænset stimulation af hippocampus fremskrivninger af MS PV+ celler præsenteres her giver mulighed for en mindre deterministiske manipulation af theta svingninger, dvs, medrivning, end ikke somatiske optogenetic stimulation af MS PV+ celler for nylig anvendt i bedøvet mus71. Den sidstnævnte somatiske stimulation konsekvent resulterer i frekvenser af hippocampus svingning op til 40 Hz og dermed repræsenterer drejer sig om en yderst pålidelig rytmiske pacing. Derimod den cytoskeletale stimulation præsenteres her er effektiv fortrinsvis i frekvensbåndet theta (figur 3 c), og derfor er mere ligner medrivning, eventuelt via Kuramoto overgang72, dvs., arbejder på frekvenser tæt på dem, findes på stimulation indsættende spontan theta svingninger.

Mens optogenetic forberedelse beskrevet her giver mulighed for manipulation af theta svingning funktioner, somatiske optogenetic hæmning af MS hæmmende neuroner er blevet anvendt for effektiv hæmning af theta svingninger under REM-søvn73. Integration af de to teknikker, der anvender optogenetic aktuatorer for modsatrettede kontrol af neuronal ophidselse (f.eks., 12) kan potentielt aktiverer tovejs kontrol af theta rytme i det samme dyr for yderligere undersøgelser af kausale forbindelser mellem netværk svingninger og forskellige aspekter af adfærd.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ikke noget at oplyse.

Acknowledgments

Vi vil gerne takke Maria Gorbati ekspert hjælp til dataanalyse og Jennifer Kupferman for kommentarer på manuskriptet. Dette arbejde blev støttet af Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; Exc 257 NeuroCure, TK og AP; Prioriterede Program 1665, 1799/1-1(2), Heisenberg program, 1799/2-1, AP), tysk-israelske grundlaget for videnskabelig forskning og udvikling (GIF; Jeg-1326-421.13/2015, TK) og Human Frontier Science Program (HFSP; RGY0076/2012, TK).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
PV-Cre mice The Jackson Laboratory B6;129P2-Pvalbtm1(cre)Arbr/J
Name Company Catalog Number Comments
Surgery
Stereotaxis David Kopf Instruments, Tujunga, CA, USA Model 963 Ultra Precise Small Animal Stereotaxic Instrument
Drill bits, 0.8 mm Bijoutil, Allschwil, Switzerland 49080HM
0.01-1 ml syringe Braun, Melsungen, Germany 9161406V
Sterican cannulas Braun 26 G, 0.45x25 mm BL/LB
Fine and sharp scissors Fine Science Tools Inc., Vancouver, Canada 14060-09
Forceps Fine Science Tools Inc. 11210-10 Dumont AA - Epoxy Coated Forceps
Blunt stainless steel scissors Fine Science Tools Inc. 14018-14
Soldering station Weller Tools GmbH, Besigheim, Germany WSD 81
Erythromycin Rotexmedica GmbH, Trittau, Germany PZN: 10823932 1g Powder for Solution for Infusion
Name Company Catalog Number Comments
Optogenetics
Hamilton pump PHD Ultra, Harvard Apparatus, Holliston, MA, USA model 703008 PHD Ultra Syringe Pump with push/pull mechanism
Hamilton 5 µL Syringe, 26 gauge PHD Ultra, Harvard Apparatus Model 75 RN SYR
Hamilton 5 µL Plunger PHD Ultra, Harvard Apparatus Model 75 RN SYR
Tubing Fisher Scientific, Pittsburgh, USA PE 20 Inner diameter 0.38 mm (.015"), Outer diameter 1.09 mm (.043")
Sterican cannulas Braun, Melsungen, Germany 27 G, 25x0.40 mm, blunt
Precision drill/grinder Proxxon, Wecker, Luxemburg fbs 240/e
Cutting disks Proxxon NO 28812
Cre dependent channelrhodopsin Penn Vector Core, Philadelphia, PA, USA AV-1-18917P Contruct name: AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdTomato, titer: 1.42x1013 vg/ml
Cam kinase dependent halorhodopsin Penn Vector Core AV-1-26971P Construct name: eNpHR3.0, AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH, titer: 2.08_1012 vg/ml
Multimode optic fiber ThorLabs, Dachau, Germany FG105LCA 0.22 NA, Low-OH, Ø105 µm Core, 400 - 2400 nm
Ceramic stick ferrule Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA CFLC126 Ceramic LC MM Ferrule, ID 126um
Polishing paper Thorlabs LF3D 6" x 6" Diamond Lapping (Polishing) Sheet
Power meter Thorlabs PM100D Compact Power and Energy Meter Console, Digital 4" LCD
Multimode fiber optic coupler Thorlabs FCMM50-50A-FC 1x2 MM Coupler, 50:50 Split Ratio, 50 µm GI Fibers, FC/PC
Fiberoptic patch cord Thorlabs FG105LCA CUSTOM-MUC custom made, 3 m long, with protective tubing, Tubing: FT030, Connector 1: FC/PC, Connector 2: 1.25mm (LC) Ceramic Ferrule
Sleeve Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA ADAL1 Ceramic Split Mating Sleeve for Ø1.25 mm (LC/PC) Ferrules
473 nm DPSS laser Laserglow Technologies, Toronto, ON, Canada R471005FX LRS-0473 Series
593 nm DPSS laser Laserglow Technologies R591005FX LRS-0594 Series
MC_Stimulus II Multichannel Systems, Reutlingen, Germany STG 4004
Impedance conditioning module Neural microTargeting worldwide, Bowdoin, USA ICM
Name Company Catalog Number Comments
Electrophysiology
Tungsten wires California Fine Wire Company, Grover Beach, CA, USA CFW0010954 40 µm, 99.95%
Capillary tubing Optronics 1068150020 ID: 100.4 µm
Omnetics nanoconnector Omnetics Connector Corporation, Minneapolis, USA A79038-001
Screws Bilaney, Düsseldorf, Germany 00-96x1/16 stainless-steel
Silicone probe NeuroNexus Technologies, Ann Arbor, MI, USA B32
Headstage Neuralynx, Bozeman, Montana USA HS-8 miniature headstage unity gain preamplifiers
Silver conductive paint Conrad electronics, Germany 530042
Liquid flux Felder GMBH Löttechnik, Oberhausen, Germany Lötöl ST DIN EN 29454.1, 3.2.2.A (F-SW 11)
LED Neuralynx HS-LED-Red-omni-10V
Name Company Catalog Number Comments
Software
MATLAB Mathworks, Natick, MA, USA
MC_Stimulus software Multichannel, Systems
Neurophysiological Data Manager NDManager, http://neurosuite.sourceforge.net
Klusters http://neurosuite.sourceforge.net, Hazan et al., 2006
Software of the recording system Neuralynx Cheetah https://neuralynx.com/software/cheetah
Multi-channel data analysis software Cambridge Electronic Design Limited, Cambridge, GB Spike2

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Salinas, E., Sejnowski, T. J. Correlated neuronal activity and the flow of neural information. Nat Rev Neurosci. 2 (8), 539-550 (2001).
  2. Buzsaki, G., Wang, X. J. Mechanisms of gamma oscillations. Annu Rev Neurosci. 35, 203-225 (2012).
  3. Cannon, J., et al. Neurosystems: brain rhythms and cognitive processing. Eur J Neurosci. 39 (5), 705-719 (2014).
  4. Fries, P. Neuronal gamma-band synchronization as a fundamental process in cortical computation. Annu Rev Neurosci. 32, 209-224 (2009).
  5. Cardin, J. A., et al. Driving fast-spiking cells induces gamma rhythm and controls sensory responses. Nature. 459 (7247), 663-667 (2009).
  6. Colgin, L. L., et al. Frequency of gamma oscillations routes flow of information in the hippocampus. Nature. 462 (7271), 353-357 (2009).
  7. Csicsvari, J., Jamieson, B., Wise, K. D., Buzsaki, G. Mechanisms of gamma oscillations in the hippocampus of the behaving rat. Neuron. 37 (2), 311-322 (2003).
  8. Gray, C. M., Singer, W. Stimulus-specific neuronal oscillations in orientation columns of cat visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 86 (5), 1698-1702 (1989).
  9. Lisman, J. E., Jensen, O. The theta-gamma neural code. Neuron. 77 (6), 1002-1016 (2013).
  10. Sirota, A., et al. Entrainment of neocortical neurons and gamma oscillations by the hippocampal theta rhythm. Neuron. 60 (4), 683-697 (2008).
  11. Bender, F., et al. Theta oscillations regulate the speed of locomotion via a hippocampus to lateral septum pathway. Nat Commun. 6, 8521 (2015).
  12. Carus-Cadavieco, M., et al. Gamma oscillations organize top-down signalling to hypothalamus and enable food seeking. Nature. 542 (7640), 232-236 (2017).
  13. Bragin, A., Engel, J., Wilson, C. L., Fried, I., Buzsaki, G. High-frequency oscillations in human brain. Hippocampus. 9 (2), 137-142 (1999).
  14. Wang, J., et al. High-frequency oscillations in Parkinson's disease: spatial distribution and clinical relevance. Mov Disord. 29 (10), 1265-1272 (2014).
  15. Hammond, C., Bergman, H., Brown, P. Pathological synchronization in Parkinson's disease: networks, models and treatments. Trends Neurosci. 30 (7), 357-364 (2007).
  16. Buzsaki, G. Theta oscillations in the hippocampus. Neuron. 33 (3), 325-340 (2002).
  17. Gulyas, A. I., et al. Hippocampal pyramidal cells excite inhibitory neurons through a single release site. Nature. 366 (6456), 683-687 (1993).
  18. Buhl, E. H., et al. Physiological properties of anatomically identified axo-axonic cells in the rat hippocampus. J Neurophysiol. 71 (4), 1289-1307 (1994).
  19. Wulff, P., et al. Hippocampal theta rhythm and its coupling with gamma oscillations require fast inhibition onto parvalbumin-positive interneurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (9), 3561-3566 (2009).
  20. Korotkova, T., Fuchs, E. C., Ponomarenko, A., von Engelhardt, J., Monyer, H. NMDA receptor ablation on parvalbumin-positive interneurons impairs hippocampal synchrony, spatial representations, and working memory. Neuron. 68 (3), 557-569 (2010).
  21. Buhl, D. L., Harris, K. D., Hormuzdi, S. G., Monyer, H., Buzsaki, G. Selective impairment of hippocampal gamma oscillations in connexin-36 knock-out mouse in vivo. J Neurosci. 23 (3), 1013-1018 (2003).
  22. Racz, A., Ponomarenko, A. A., Fuchs, E. C., Monyer, H. Augmented hippocampal ripple oscillations in mice with reduced fast excitation onto parvalbumin-positive cells. J Neurosci. 29 (8), 2563-2568 (2009).
  23. Contreras, D., Steriade, M. Cellular basis of EEG slow rhythms: a study of dynamic corticothalamic relationships. J Neurosci. 15 (1 Pt 2), 604-622 (1995).
  24. Herrera, C. G., et al. Hypothalamic feedforward inhibition of thalamocortical network controls arousal and consciousness. Nat Neurosci. 19 (2), 290-298 (2016).
  25. Freund, T. F., Antal, M. GABA-containing neurons in the septum control inhibitory interneurons in the hippocampus. Nature. 336 (6195), 170-173 (1988).
  26. Unal, G., Joshi, A., Viney, T. J., Kis, V., Somogyi, P. Synaptic Targets of Medial Septal Projections in the Hippocampus and Extrahippocampal Cortices of the Mouse. J Neurosci. 35 (48), 15812-15826 (2015).
  27. Hangya, B., Borhegyi, Z., Szilagyi, N., Freund, T. F., Varga, V. GABAergic neurons of the medial septum lead the hippocampal network during theta activity. J Neurosci. 29 (25), 8094-8102 (2009).
  28. Bartho, P., et al. Ongoing network state controls the length of sleep spindles via inhibitory activity. Neuron. 82 (6), 1367-1379 (2014).
  29. Giocomo, L. M., et al. Grid cells use HCN1 channels for spatial scaling. Cell. 147 (5), 1159-1170 (2011).
  30. Stark, E., et al. Inhibition-induced theta resonance in cortical circuits. Neuron. 80 (5), 1263-1276 (2013).
  31. Crandall, S. R., Cruikshank, S. J., Connors, B. W. A corticothalamic switch: controlling the thalamus with dynamic synapses. Neuron. 86 (3), 768-782 (2015).
  32. Steriade, M., McCormick, D. A., Sejnowski, T. J. Thalamocortical oscillations in the sleeping and aroused brain. Science. 262 (5134), 679-685 (1993).
  33. Joshi, A., Salib, M., Viney, T. J., Dupret, D., Somogyi, P. Behavior-Dependent Activity and Synaptic Organization of Septo-hippocampal GABAergic Neurons Selectively Targeting the Hippocampal CA3 Area. Neuron. , (2017).
  34. Schlingloff, D., Kali, S., Freund, T. F., Hajos, N., Gulyas, A. I. Mechanisms of sharp wave initiation and ripple generation. J Neurosci. 34 (34), 11385-11398 (2014).
  35. Craig, M. T., McBain, C. J. Fast gamma oscillations are generated intrinsically in CA1 without the involvement of fast-spiking basket cells. J Neurosci. 35 (8), 3616-3624 (2015).
  36. Pastoll, H., Solanka, L., van Rossum, M. C., Nolan, M. F. Feedback inhibition enables theta-nested gamma oscillations and grid firing fields. Neuron. 77 (1), 141-154 (2013).
  37. Akam, T., Oren, I., Mantoan, L., Ferenczi, E., Kullmann, D. M. Oscillatory dynamics in the hippocampus support dentate gyrus-CA3 coupling. Nat Neurosci. 15 (5), 763-768 (2012).
  38. Mattis, J., et al. Frequency-dependent, cell type-divergent signaling in the hippocamposeptal projection. J Neurosci. 34 (35), 11769-11780 (2014).
  39. Vandecasteele, M., et al. Optogenetic activation of septal cholinergic neurons suppresses sharp wave ripples and enhances theta oscillations in the hippocampus. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (37), 13535-13540 (2014).
  40. Stark, E., et al. Pyramidal cell-interneuron interactions underlie hippocampal ripple oscillations. Neuron. 83 (2), 467-480 (2014).
  41. Blumberg, B. J., et al. Efficacy of nonselective optogenetic control of the medial septum over hippocampal oscillations: the influence of speed and implications for cognitive enhancement. Physiol Rep. 4 (23), (2016).
  42. Courtin, J., et al. Prefrontal parvalbumin interneurons shape neuronal activity to drive fear expression. Nature. 505 (7481), 92-96 (2014).
  43. Nagode, D. A., Tang, A. H., Yang, K., Alger, B. E. Optogenetic identification of an intrinsic cholinergically driven inhibitory oscillator sensitive to cannabinoids and opioids in hippocampal CA1. J Physiol. 592 (1), 103-123 (2014).
  44. Bitzenhofer, S. H., et al. Layer-specific optogenetic activation of pyramidal neurons causes beta-gamma entrainment of neonatal networks. Nat Commun. 8, 14563 (2017).
  45. Kondabolu, K., et al. Striatal cholinergic interneurons generate beta and gamma oscillations in the corticostriatal circuit and produce motor deficits. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (22), E3159-E3168 (2016).
  46. Sohal, V. S., Zhang, F., Yizhar, O., Deisseroth, K. Parvalbumin neurons and gamma rhythms enhance cortical circuit performance. Nature. 459 (7247), 698-702 (2009).
  47. Pina-Crespo, J. C., et al. High-frequency hippocampal oscillations activated by optogenetic stimulation of transplanted human ESC-derived neurons. J Neurosci. 32 (45), 15837-15842 (2012).
  48. Iaccarino, H. F., et al. Gamma frequency entrainment attenuates amyloid load and modifies microglia. Nature. 540 (7632), 230-235 (2016).
  49. Kim, H., Ahrlund-Richter, S., Wang, X., Deisseroth, K., Carlen, M. Prefrontal Parvalbumin Neurons in Control of Attention. Cell. 164 (1-2), 208-218 (2016).
  50. Lu, Y., et al. Optogenetically induced spatiotemporal gamma oscillations and neuronal spiking activity in primate motor cortex. J Neurophysiol. 113 (10), 3574-3587 (2015).
  51. Kim, T., et al. Cortically projecting basal forebrain parvalbumin neurons regulate cortical gamma band oscillations. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (11), 3535-3540 (2015).
  52. Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. Gamma-range synchronization of fast-spiking interneurons can enhance detection of tactile stimuli. Nat Neurosci. 17 (10), 1371-1379 (2014).
  53. Gan, J., Weng, S. M., Pernia-Andrade, A. J., Csicsvari, J., Jonas, P. Phase-Locked Inhibition, but Not Excitation, Underlies Hippocampal Ripple Oscillations in Awake Mice In. Neuron. 93 (2), 308-314 (2017).
  54. van de Ven, G. M., Trouche, S., McNamara, C. G., Allen, K., Dupret, D. Hippocampal Offline Reactivation Consolidates Recently Formed Cell Assembly Patterns during Sharp Wave-Ripples. Neuron. 92 (5), 968-974 (2016).
  55. Kim, A., et al. Optogenetically induced sleep spindle rhythms alter sleep architectures in mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (50), 20673-20678 (2012).
  56. Latchoumane, C. V., Ngo, H. V., Born, J., Shin, H. S. Thalamic Spindles Promote Memory Formation during Sleep through Triple Phase-Locking of Cortical, Thalamic, and Hippocampal Rhythms. Neuron. 95 (2), 424-435 (2017).
  57. Robinson, J., et al. Optogenetic Activation of Septal Glutamatergic Neurons Drive Hippocampal Theta Rhythms. J Neurosci. 36 (10), 3016-3023 (2016).
  58. Fuhrmann, F., et al. Locomotion, Theta Oscillations, and the Speed-Correlated Firing of Hippocampal Neurons Are Controlled by a Medial Septal Glutamatergic Circuit. Neuron. 86 (5), 1253-1264 (2015).
  59. Hippenmeyer, S., et al. A developmental switch in the response of DRG neurons to ETS transcription factor signaling. PLoS Biol. 3 (5), e159 (2005).
  60. Resendez, S. L., et al. Visualization of cortical, subcortical and deep brain neural circuit dynamics during naturalistic mammalian behavior with head-mounted microscopes and chronically implanted lenses. Nat Protoc. 11 (3), 566-597 (2016).
  61. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  62. Buzsaki, G., et al. Multisite recording of brain field potentials and unit activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 28 (3), 209-217 (1989).
  63. Vandecasteele, M., et al. Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents. J Vis Exp. (61), e3568 (2012).
  64. Hazan, L., Zugaro, M., Buzsaki, G. Klusters, NeuroScope, NDManager: a free software suite for neurophysiological data processing and visualization. J Neurosci Methods. 155 (2), 207-216 (2006).
  65. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat Neurosci. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  66. Korotkova, T., et al. Reconciling the different faces of hippocampal theta: The role of theta oscillations in cognitive, emotional and innate behaviors. Neurosci Biobehav Rev. , (2017).
  67. Vertes, R. P., Hoover, W. B., Viana Di Prisco, G. Theta rhythm of the hippocampus: subcortical control and functional significance. Behav Cogn Neurosci Rev. 3 (3), 173-200 (2004).
  68. Hasselmo, M. E., Hay, J., Ilyn, M., Gorchetchnikov, A. Neuromodulation, theta rhythm and rat spatial navigation. Neural Netw. 15 (4-6), 689-707 (2002).
  69. Witt, A., et al. Controlling the oscillation phase through precisely timed closed-loop optogenetic stimulation: a computational study. Front Neural Circuits. 7, 49 (2013).
  70. Korotkova, T., Ponomarenko, A. In Vivo Neuropharmacology and Neurophysiology. , Springer Science. Series Neuromethods (2017).
  71. Dannenberg, H., et al. Synergy of direct and indirect cholinergic septo-hippocampal pathways coordinates firing in hippocampal networks. J Neurosci. 35 (22), 8394-8410 (2015).
  72. Pikovsky, A., Rosenblum, M., Kurths, J. Synchronization: A universal concept in nonlinear sciences. 70, American Journal of Physics. (2002).
  73. Boyce, R., Glasgow, S. D., Williams, S., Adamantidis, A. Causal evidence for the role of REM sleep theta rhythm in contextual memory consolidation. Science. 352 (6287), 812-816 (2016).

Tags

Neurovidenskab sag 136 Optogenetics elektrofysiologiske optagelser i vivo adfærd theta svingning hippocampus pyramideformet celler interneurons septum locomotion farmakogenetik
Optogenetic medrivning af hippocampus Theta svingninger i opfører sig mus
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Bender, F., Korotkova, T.,… More

Bender, F., Korotkova, T., Ponomarenko, A. Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice. J. Vis. Exp. (136), e57349, doi:10.3791/57349 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter