Summary
Здесь мы опишем процедуру canalostomy, которая позволяет местных лекарств в внутренний уши взрослых и новорожденных мышей через полукружных канала с минимальным ущербом для функции слуха и вестибулярного аппарата. Этот метод может использоваться для инокуляции вирусных векторов, Фармацевтика и малых молекул в мыши внутреннего уха.
Abstract
Локальная доставка лекарственных препаратов во внутреннее ухо является перспективным терапия для заболевания внутреннего уха. Инъекции через полукружных каналов (canalostomy) было показано, быть полезным подходом для местных лекарств в внутреннего уха. Цель этой статьи – описать в деталях, хирургические методы, участвующих в canalostomy взрослых и новорожденных мышей. Как свидетельствует быстро зеленый краситель и аденоассоциированный вирус серотипа 8 с зеленого флуоресцентного белка гена, canalostomy способствовало широкое распространение вводят реагентов в улитки и вестибулярные конец органов с минимальным ущербом для слуха и вестибулярной функции. Операция была успешно внедрена в взрослых и новорожденных мышей; действительно несколько операций могут выполняться при необходимости. В заключение canalostomy это эффективный и безопасный подход к доставки лекарств в внутренний уши взрослых и новорожденных мышей и могут быть использованы для лечения заболеваний человека внутреннего уха в будущем.
Introduction
Нейросенсорная слуха потери и вестибулярной дисфункции затрагивают значительное число пациентов и тесно связанные с внутреннего уха расстройства. Поставка лекарственных средств в внутреннего уха показывает обещание для лечения расстройств внутреннего уха. Местных или системных подход может использоваться для доставки наркотиков в внутреннего уха. Некоторые заболевания внутреннего уха успешно лечатся системных медикаментов, таких как идиопатический внезапной потери слуха, которая обычно рассматривается с системными стероидами1. Кроме того Ленц et al. показал, что Системное администрирование антисмысловых олигонуклеотидов смог улучшить слух и сбалансированности функций в Ush1c мутант мыши модель2. Однако большая часть внутреннего уха заболевания не лечатся эффективно системных медикаментов из-за крови лабиринт барьер, который ограничивает доступ наркотиков на внутреннее ухо3,4. В отличие от локальных доставки стратегии можно лечить заболевания внутреннего уха более эффективно. Действительно внутреннего уха потенциально является идеальной мишенью для местных лекарств; она заполнена жидкостью, которая облегчает распространение наркотиков после одного сайт диффузии или инъекции, и это довольно изолированы от соседних органов, который ограничивает побочные эффекты5,6.
Местные наркотиков доставки стратегии включают в себя методы intratympanic и intralabyrinthine. Эффективность intratympanic маршрут в значительной степени полагается на проницаемость наркотиков через круглое окно мембраны (РВМ) и время пребывания препарата на RWM3,4,,78. Таким образом это не подходит для доставки наркотиков или реагенты, которые не могут проникнуть RWM. Intralabyrinthine методы включают вакцинацию наркотиков непосредственно во внутреннее ухо, что приводит к высокой дозе и широкого распространения. Однако intralabyrinthine методы требуют деликатных хирургических операций и инвазивных, ведущих к повреждению внутреннего уха функции. В настоящее время intralabyrinthine инъекции наркотиков используется только в исследованиях на животных, как не было продемонстрировано достаточно безопасными для использования в людей9. Таким образом хирургические процедуры должны быть упрощены, и снижает риск травмы перевести intralabyrinthine подходов в клинику.
Несколько intralabyrinthine подходы были оценены в животных путем инъекции через RWM5,10,11 и в scala СМИ12,13,14, Литавры Скала 15 , 16, Скала прихожую17, полукружных каналов16,18,,1920и endolymphatic мешок21. Каждый из этих подходов имеет свои преимущества и недостатки6. Доставка через РВМ-атравматической новорожденных мышей5,22. Однако мягкий слуха наблюдается у взрослых мышей после RWM инъекции23, возможно из-за среднего уха выпота после хирургии24. Скала СМИ инъекция, которая включает инъекции реагент непосредственно в endolymphatic пространство, содержащее сенсорные эпителия, достигает высокой реагент концентрация в целевом конце органов12,14, 25 , 26. Однако этот подход требует сложной процедурой и приводит к значительным высота порога слуха если позднее послеродовой день 5 (P5)25,27, который ограничивает его применение.
По сравнению с вышеупомянутыми intralabyrinthine подходов, canalostomy вызывает минимальное повреждение внутреннего уха, особенно взрослых мышей16,18,28,29,30, который является важное значение для оценки защитные эффекты и трансляционная аспекты. Кроме того грызунов, полукружных каналов расположены за пределами буллы, который облегчает хирургических процедур и избежать нарушения среднего уха во время операции. В клинике хирургии полукружных канала используются для неразрешимыми Доброкачественные пароксизмальная Позиционные vertigo31,,3233, предлагая клинические возможности canalostomy. Поскольку он был впервые описан Кавамото и др. 16 в 2001 году canalostomy был использован для доставки различных реагентов, таких как вирусных векторов, siRNA, стволовых клеток и аминогликозидов, в мышиных внутреннего уха18,19,28,29 ,34,35,,3637. Прививка аденоассоциированный вирус (AAV) векторов в canalostomy включить гиперэкспрессия экзогенных генов в эпителии чувств и первичный нейронов улитки и вестибулярные конец органов18,28, 29,30. Whirlin терапия гена, canalostomy восстанавливает функцию баланс и улучшает слух в мышиной модели человеческого Usher синдром19, предполагая, что это canalostomy полезно для исследования генной терапии для генетических cochleovestibular заболеваний. Трансплантации мезенхимальных стволовых клеток в canalostomy приводит к реорганизации улитковый фиброциты и восстановления слуха в мышиной модели острого Нейросенсорная слуха потери35. Кроме того canalostomy может использоваться для представления аминогликозидов в внутреннего уха установить вестибулярного поражения18,34,38, и многократные инъекции могут быть выполнены, если требуется18 , 34.
В настоящей статье мы расскажем, в деталях, canalostomy методы в взрослых и новорожденных мышей. Мы прививку различных реагентов, включая фаст зеленый краситель и AAV серотип 8 (AAV8), вместе с зеленого флуоресцентного белка (ГПУП) ген (AAV8-GFP) и стрептомицин, в мыши внутреннего уха оценить непосредственные и отдаленные результаты после canalostomy.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все процедуры и животных операции были проведены согласно руководящим принципам использования Комитета медицинский университет китайской столицы и уход животных.
1. устройство препараты
- Чтобы сделать инъекции канюля (рис. 1а), подключите полиимида труб (внутренний диаметр 114.3 мкм, наружный диаметр 139,7 мкм, длина ~ 3 см) для труб из полиэтилена (внутренний диаметр 280 мкм, наружный диаметр 640 мкм, длина ~ 40 см). С помощью суперклей, уплотнение соединения с приложениями, по крайней мере три. Стерилизуйте инъекции канюля с окисью этилена.
Примечание: При герметизации труб, предотвратить суперклея полиимида труб, что может привести к блокированию канюли. Печать труб по крайней мере три раза, потому что газовой стерилизации может привести к утечке в месте соединения. - Иглой 30 G, Подключите конец полиэтиленовые трубки к 1 шприц cc, содержащие нормальное saline. Заполните канюлю с физиологическим путем инъекций с 1-cc шприц для проверки любой утечки или блокирование на связь между полиимида труб и полиэтиленовых труб.
Примечание: Если есть утечка или блокирование соединения, катетер не может использоваться в следующих процедурах. - Эвакуировать 10 мкл микро шприц с физиологическим и подключить его к вышеупомянутых иглой 30 G с канюля инъекций. Установите микро шприц на микроинъекции насоса (рис. 1B). Значение скорости впрыска до 0.5 мкл/мин и объема в 1 мкл для быстрого зеленый краситель и AAV8-GFP, или 2 мкл для стрептомицина.
Примечание: Рекомендуется диапазон скорости впрыска 0.1−0.5 мкл/мин, и рекомендуемый объем впрыска является 0.5−2 мкл. - Тянуть обратно микро шприц в 1 мкл и извлечь инъекции реагента. Воздушный зазор будет форма между физиологическим и вводят реагента (рис. 1 c).
- При необходимости обозначить положение границы газ жидкость на полиэтиленовые трубки, используя маркер ручка. Это может использоваться для мониторинга расхода реагента во время инъекции.
2. Canalostomy у взрослых мышей
- Анестезировать взрослой мыши (женский, FVB/N, 5 к 6 - неделя) внутрибрюшинной инъекцией кетамина HCl (120 мг/кг) и ксилазина HCl (7 мг/кг). Ждать 5−10 мин, до тех пор, пока животное проявляет никакого ответа на болезненные стимулы (мыс щепотка рефлекс). Поместите животное на разогретой электрические площадку после анестезии. Анальгетик, мелоксикам (1 мг/кг), был применен подкожно до операции.
- Обложка глаза животного с глазную мазь. Брить левой после аурикулярных региона с электрическим животных машинку и дезинфекции кожи в три раза с 75% этанола.
- Поместите животное на разогретой электрические панели. Установите температуру электрической колодки ~ 37° c. Место животного в правой боковой позиции для облегчения операции на левом ухе.
- Сделайте пост аурикулярных разрез 1-1,5 cm ~ 3 мм от левой заушные паз (рис. 2A).
- Позиционирование заднего канала (СМБ) и боковых полукружных канала (LSC): когда корень Пинна (полужирный точка в Рисунок 2B) определяется как происхождение и плоскостью, параллельной calvarium как 3-9 часов, СМБ и LSC обычно являются расположен ~ 3 мм из корня Пинна между 2 и 3 часов (рис. 2B).
- Тупо рассечь мышцы, охватывающих височной кости с микро пинцет подвергать СМБ и LSC, чьи поля ясно видны как темные полосы в височной кости (рис. 2 c). Центр помощи Lexmark находится в приблизительно 30°, угол с плоскостью, параллельной calvarium и PSC вертикальные LSC (рис. 2 c). Собрать небольшой кусок мышцы с микро щипцы и дайте ему высохнуть. В следующем шаге эта мышца будет использоваться для уплотнения отверстие.
Примечание: Избегайте чрезмерного разрывов тканей к минимуму повреждения мышц. Избегайте повреждения прилегающих судна, когда разоблачение PSC (Рисунок 2D). - Сделайте небольшое отверстие в средней части PSC, с помощью иглы 26 G (Рисунок 2D). Утечки жидкости через отверстие указывает успешного проникновения костные стенки СМБ. Увеличьте отверстие для соответствующего размера, немного больше, чем диаметр трубы водоплавающих.
Примечание: Дрель и увеличить отверстие осторожно и постепенно во избежание разрушения СМБ. - Очистите выпота, окружающих отверстие с помощью ватного PSC.
- Аккуратно вставьте кончик трубки полиимида в ПСГ к коммуне голени до глубины 1−2 мм (рис. 2е). Начало впрыска, нажав на кнопку «run» на насосе.
- После инъекции ждать ~ 2 мин, чтобы позволить реагент для распространения. Трим небольшой кусок мышцы собраны в шаге 2.6 с микро ножницы. Затем удалить канюлю инъекций и немедленно место мышцы в отверстие в СПК.
Примечание: Проверьте любой жидкости утечка из отверстия после подключения для обеспечения что отверстие полностью опечатаны. - Возвращает разделенных мышц и подкожной ткани. Шов надрез с помощью швов 5-0. Продезинфицируйте регионе разрез с повидон йод.
Примечание: Все выше хирургические процедуры занимают около 25 мин. - Поместите животное на площадку электрические, разогретую до ~ 37 ° C. Место животного в правой боковой позиции для восстановления.
- Выполнения измерений ответ (ABR) слухового ствола мозга и плавание тесты через одну неделю после операции18.
- При необходимости, выполните повторные инъекции в другой области PSC или LSC.
3. Canalostomy у новорожденных мышей
- Использование гипотермии стимулировать и поддерживать седации новорожденных мышей (FVB/N) на послеродовых дней 1-2 (P1-2). Место щенка на кровать пленочных обернуть дробленого льда для ~ 4 мин. Далее Положите щенка на платформе льдом. Дезинфекция операционного поля три раза с 75% этанола.
Примечание: Убедитесь, что глава щенка из льда. Выполните все операции с щенком на платформе льдом. - Следующие шаги различаются для новорожденных по сравнению с взрослых мышей.
- Сделать Задний ушной складке ~ 3 мм заушной разрез от ~ 2 мм (рис. 3A -B).
- Аккуратно сделайте отверстие в мягкой PSC, с помощью иглы 26 G. Вставьте канюлю в СПК без расширения открытия (рис. 3 c -E).
- После инъекции используйте кусок мышцы покрытия, а не вилкой, открытие как последний может привести к разрушению мягких PSC (Рисунок 3F).
- Закройте кожи с помощью швов 6-0.
- Выполнения измерений ABR и плавание тесты на P3030.
- Родительский каннибализм является общей проблемой после неонатальной хирургии. Следующие шаги снижают вероятность родительского каннибализм.
- Очистки крови, окружающих разрез с алкоголем салфетки после операции.
- Убедитесь, что перед его возвращением на дамбу новорожденным может свободно перемещаться.
- Мазок новорожденных с грязной кровати от матери клетке и место, где новорожденных обратно в середине мусор.
- Любой, которые не проходят хирургии должны получать аналогичные заушной разрез и шовный материал.
- Отделить мужчин от разведения клетке.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Быстро зеленый краситель вводили PSC взрослых и новорожденных мышей для оценки его немедленного распространения во внутреннем ухе. Краска была обнаружена всей улитки, прихожую и полукружных каналов сразу после операции (Рисунок 4).
Чтобы оценить безопасность и эффективность canalostomy для доставки генов внутреннего уха, AAV8-GFP вводили внутреннего уха взрослых и новорожденных мышей. Все животные выставляются нормальной ABR порогов и плавание тестов после AAV8-GFP инъекций18,30. Immunohistology показал, что, в эпителии Слуховая сенсорная, внутренние волосковые клетки (дивидедов) и несколько внешних волосковых клеток (OHCs) хода базальной, показал надежную GFP выражение30. В эпителии вестибулярной сенсорной экспрессия гена GFP был обнаружен в utricle, мешочки и ампулы-30. Вестибулярные волосковых клеток (рис. 5) и вспомогательные клетки были преобразованы с высокая эффективность18,30.
Настой стрептомицина, canalostomy вызывает тяжелые волосы ячейка потерь в utricle18,34,38. Чтобы проверить возможности множественные инъекции через canalostomy, мышей были даны стрептомицина через LSC, после 7 дней спустя AAV8-GFP суспензий через PSC. Также этот эксперимент был предназначен для оценки характеристик трансдукции AAV8-ГФП в пораженного utricle, который был полезен для исследования терапии гена в поврежденных внутреннего уха после потери HC18. Зелёный флуоресцентный белок был распространен пораженного utricle (рис. 6). Многочисленные GFP-положительных клеток были отрицательными для миозин VIIA, указав, что они были преобразованы СКС. Несколько HCs (миозин VIIa положительных клеток) с незрелыми волосы связок также выразил GFP.
Рисунок 1: Подготовка устройства. (A) полиимидные труб, (i) и полиэтиленовые трубки (ii) являются запечатанными сделать инъекции канюля (iii). (B) канюлю подключены к 10-мкл микро шприц с иглой 30 G, а затем устанавливаются на насос. Стрелка указывает кончик канюли. (C) инъекции реагента и нормальное saline разделены воздушным зазором. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 2: Canalostomy взрослых мышей. (A) после аурикулярных разрез (стрелка). (B) подвергаются мышцы, охватывающих височной кости. Если мы определяем корень Пинна (жирный точка) как происхождение и плоскостью параллельно calvarium как 3/9 часов, задняя полукружных канала (СМБ) и боковых полукружных канала (LSC) обычно расположены в регионе между 2 и 3 часа (пентаграммы) , ~ 3 мм от начала координат. Вставка: нижний увеличение изображения ориентации. Пунктирная линия указывает плоскости calvarium. (C) СМБ и LSC являются открытыми (пунктирные линии). Вставка: Центр помощи Lexmark находится в приблизительно 30°, угол с плоскостью, параллельной calvarium и PSC вертикальные LSC. (D) в ПСГ делается маленькое отверстие. (E) кончик канюлю вставляется в СПК, и вводят реагент. (F) отверстие опечатаны с небольшой кусок мышцы. Линейки в A-5 мм, что в B 1 мм (B для B-F), что в врезные для B-1 см, и это в врезные для C 5 мм. пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 3: Canalostomy в неонатальной мыши. (A) после аурикулярных разрез (стрелка). (B) подвергаются мышцы, охватывающих височной кости, и задняя полукружных канала (PSC) — ~ 2 мм от корня Пинна (жирный точка) в 2-3 часов (пентаграммы). Ориентация идентично поведению взрослых мышей (рис. 2B). (C) PSC и боковых полукружных канала (LSC) являются подвергаются (пунктирные линии). (D) в ПСГ делается небольшое отверстие. (E канюля вставляется в СПК. (F) небольшой кусок мышцы используется для покрытия открытия после инъекции. Масштаб баров в A и B врезные 5 мм, что в B-1 мм, и что в C 1 мм (C C-F). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 4: стерео микроскопических изображений внутренний уши взрослого (A-A') и новорожденных мышей (B-B') осуществляется быстро зеленый краситель через canalostomy. Образцы были собраны сразу же после операции. (A и B) Экстракраниальных поверхности. (A' и B') Внутричерепное поверхность. Быстро зеленый краситель распространяет по всей улитки, прихожую и полукружных каналов. Масштаб гистограммы являются 1 мм (A' для A-A «и B для B-B»). PSC, задняя полукружных канала. LSC, бокового канала. SSC, Улучшенный полукружных канала. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 5: представитель конфокальный изображения всего монтирует улитки (A-A») и utricle (B-B») взрослых мышей, подготовил 30 дней после инъекции AAV8-GFP через canalostomy. С антителами GFP (зеленый) и миозина VIIa (красный) и витражи образцы. (A-A») GFP выражается в самых внутренние волосковые клетки (IHC). (B-B») В фокальной плоскости кутикулярного пластины utricle многочисленные клетки волос Экспресс GFP (стрелки). GFP, Зеленый флуоресцирующий белок. OHC, внешние клетки волос. Масштаб гистограммы являются 25 мкм (A» для A-A», B «для B-B»). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 6: представитель конфокальный изображения травмированных utricle получены через 30 дней после инъекции AAV8-GFP через canalostomy. Взрослый мыши был инъекции стрептомицина через боковые полукружных канала и 7 дней спустя вводят с AAV8-GFP через задний полукружных канала. GFP (зеленый), миозин VIIa (красный) и актина (синий). Стрелки указывают представитель вспомогательные клетки преобразованы с AAV8-GFP (GFP +/ миозин VIIa клетки), и стрелки указывают представитель клетки волос, преобразованы с AAV8-GFP (GFP +/ миозин VIIa + клеток) с пачками незрелых волос. Линейки-20 мкм (D для A-D). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
В этом исследовании мы показали, что доставки лекарств, canalostomy привели к широкое распространение реагента на протяжении улитки и вестибулярные конец органов. Как метод доставки генов внутреннего уха canalostomy привели к экспрессия гена GFP в ушах внутренняя взрослых и новорожденных мышей с минимальным ущербом для функции слуха и вестибулярного аппарата. Кроме того несколько инъекции могут быть легко выполнены в то же самое животное.
Один из самых сильных canalostomy является, что он вызывает минимальный ущерб функции внутреннего уха, особенно в взрослых мышей16,18,28,29,,30, который имеет большое значение для Оценка защитные эффекты и трансляционная аспекты. Несколько групп использовали canalostomy для предоставления различных реагентов, таких как вирусных векторов, siRNA, стволовых клеток и аминогликозидов, в мышиных внутреннего уха18,19,28,29, 34,35,,3637. В текущем исследовании мы описали, шаг за шагом, подробные хирургические методы canalostomy в взрослых и новорожденных мышей. По сравнению с предыдущими исследованиями, наше исследование предоставляет дополнительные сведения о позиционировании полукружных каналов, которая является ключевой процедурой для успешной операции. Как показано на рисунке 2B и C, PSC и СОП были обычно расположен ~ 3 мм из корня Пинна на 2-3 часов. Центр помощи Lexmark был в приблизительно 30°, угол с плоскостью, параллельной calvarium, и PSC был вертикальный LSC. Кроме того мы упростили хирургические процедуры и сократить хирургические время около 25 мин с сопоставимые результаты29.
Во время canalostomy крайне важно, чтобы избежать утечки на месте инъекции и закупорки канюли. Перед переключением на насосе, важно обеспечить что кончик канюлю вставляется в полукружных канала и что катетер не согнуты или заблокирован. Сухие мышцы рекомендуется для использования при запечатывании в отверстие в полукружных канала взрослых мышей, потому что, при наличии полукружных канала жидкости, он расширяется и вилки отверстие (см. шаги 2.6 и 2.10). Потому, что стены полукружных канала новорожденных мышей, мягких и хрупких, открытие должны быть запечатаны покрытие с автогенный мышц или медицинского клея30. Мы также удалить канюлю без покрытия открытия с мышц; Результаты показали сопоставимых AAV трансдукции эффективности внутреннего уха (данные не показаны), указав, что открытие в PSC новорожденных мышей был закрыт удовлетворительно.
Еще одним преимуществом canalostomy является возможность нескольких процедур, который позволяет приложениям повторяющихся же или различных реагентов (рис. 6). Потому что фиброзных и грануляционной ткани часто встречаются в предыдущих хирургических сайтов и полукружных канала может быть препятствовали после хирургии34, то рекомендуется выполнять инъекции во время повторных операций в другой области боковой и/или задней полукружных каналов18.
Основным ограничением canalostomy является трудность в определении ли инъекции канюля вставляется в perilymphatic или endolymphatic пространство. После отправления аденовирусных векторов в внутреннего уха16 через canalostomy наиболее transduced клетки были расположены в perilymphatic пространстве, предполагая, что инъекции, вероятно, в этой области. Низкомолекулярных соединений (например, Аав, стрептомицина и siRNA) можно пройти через барьер между перилимфе и эндолимфы и достичь сенсорные эпителия после инъекции в perilymphatic или endolymphatic пространства18,19 ,34. Однако после инъекции в перилимфе, реагенты могут оставаться в perilymphatic пространстве, если они не могут проникнуть барьер между перилимфе и эндолимфы16,,3940. Таким образом проницаемость вводят реагентов следует рассматривать перед использованием canalostomy.
В заключение canalostomy приводит широкое распределение реагентов в улитки и вестибюль с минимальным нарушением функции слуха и вестибулярного аппарата. Операции легко реализуется в взрослых и новорожденных мышей, и несколько процедуры могут быть выполнены, если требуется. Canalostomy таким образом, эффективный и безопасный подход для доставки лекарств в внутреннего уха грызунов и в будущем, может клинически использоваться для лечения заболеваний человека cochleovestibular.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Отсутствие конфликта интересов объявляются.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана Фонд национального естественных наук Китая (Грант номера 81570912, 81771016, 81100717).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Polymide Tubing | A-M Systems | 823400 | |
| Polyethylene Tubing | Scientific Commodities Inc. | BB31695-PE/1 | |
| 10μl Microsyringe | Hamilton Company | 80001 | |
| Xylazine HCL | Sigma-Aldrich Co. Llc. | X-1251 | |
| Operating Miroscope | Carl Zeiss Optical LLC. | Pico | |
| Micro Forceps | Dumont Dumostar | 10576 | |
| Fast-green Dye | Sigma-Aldrich Co. Llc. | F7252 | |
| AAV8-GFP | BioMiao Biological Technology Co. Ltd (Beijing, China) | 20161101 | Titer: 2×10e12 vg/mL |
| Streptomycin Sulfate | Sigma-Aldrich Co. Llc. | S9137 | |
| Microinjection Pump | Stoelting Co. | 789100S | |
| Electric Pad | Pet Fun | 11072931136 | |
| 1 cc Syringe | Mishawa Medical Industries Ltd. (Shanghai, China) | 2011-3151258 | |
| Ketamine HCL | Gutian Pharmaceutical Co., Ltd. (Fujian, China) | H35020148 | |
| Electric Animal Clipper | Codos Electrical Appliances Co., Ltd. (Guangdong, China) | CP-8000 | |
| Cotton Pellet | Yatai Healthcare Ltd. (Henan, China) | Yu-2008-1640081 | |
| Suture | Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd. (Shanghai, China) | Hu-2013-2650207 | |
| Eye Ointment | Beijing Shuangji Pharmaceutical Ltd. (Beijng China) | H11021270 |
References
- Stachler, R. J., et al. Clinical practice guideline: sudden hearing loss. Otolaryngol Head Neck Surg. 146 (3 Suppl), S1-S35 (2012).
- Lentz, J. J., et al. Rescue of hearing and vestibular function by antisense oligonucleotides in a mouse model of human deafness. Nat Med. 19 (3), 345-350 (2013).
- Rivera, T., Sanz, L., Camarero, G., Varela-Nieto, I. Drug delivery to the inner ear: strategies and their therapeutic implications for sensorineural hearing loss. Curr Drug Deliv. 9 (3), 231-242 (2012).
- El Kechai, N., et al. Recent advances in local drug delivery to the inner ear. Int J Pharm. 494 (1), 83-101 (2015).
- Akil, O., Rouse, S. L., Chan, D. K., Lustig, L. R. Surgical method for virally mediated gene delivery to the mouse inner ear through the round window membrane. J Vis Exp. (97), e52187 (2015).
- Ahmed, H., Shubina-Oleinik, O., Holt, J. R. Emerging Gene Therapies for Genetic Hearing Loss. J Assoc Res Otolaryngol. 18 (5), 649-670 (2017).
- Murillo-Cuesta, S., et al. A Comparative Study of Drug Delivery Methods Targeted to the Mouse Inner Ear: Bullostomy Versus Transtympanic Injection. J Vis Exp. (121), e54951 (2017).
- Stevens, S. M., Brown, L. N., Ezell, P. C., Lang, H. The Mouse Round-window Approach for Ototoxic Agent Delivery: A Rapid and Reliable Technique for Inducing Cochlear Cell Degeneration. J Vis Exp. (105), e53131 (2015).
- Salt, A. N., Plontke, S. K. Principles of local drug delivery to the inner ear. Audiol Neurootol. 14 (6), 350-360 (2009).
- Akil, O., et al. Restoration of hearing in the VGLUT3 knockout mouse using virally mediated gene therapy. Neuron. 75 (2), 283-293 (2012).
- Pan, B., et al. Gene therapy restores auditory and vestibular function in a mouse model of Usher syndrome type 1c. Nat Biotechnol. 35 (3), 264-272 (2017).
- Kilpatrick, L. A., et al. Adeno-associated virus-mediated gene delivery into the scala media of the normal and deafened adult mouse ear. Gene Ther. 18 (6), 569-578 (2011).
- Izumikawa, M., et al. Auditory hair cell replacement and hearing improvement by Atoh1 gene therapy in deaf mammals. Nat Med. 11 (3), 271-276 (2005).
- Chang, Q., et al. Virally mediated Kcnq1 gene replacement therapy in the immature scala media restores hearing in a mouse model of human Jervell and Lange-Nielsen deafness syndrome. EMBO Mol Med. 7 (8), 1077-1086 (2015).
- Chen, Z., Mikulec, A. A., McKenna, M. J., Sewell, W. F., Kujawa, S. G. A method for intracochlear drug delivery in the mouse. J Neurosci Methods. 150 (1), 67-73 (2006).
- Kawamoto, K., Oh, S. H., Kanzaki, S., Brown, N., Raphael, Y. The functional and structural outcome of inner ear gene transfer via the vestibular and cochlear fluids in mice. Mol Ther. 4 (6), 575-585 (2001).
- Bowers, W. J., et al. Neurotrophin-3 transduction attenuates cisplatin spiral ganglion neuron ototoxicity in the cochlea. Mol Ther. 6 (1), 12-18 (2002).
- Wang, G. P., et al. Adeno-associated virus-mediated gene transfer targeting normal and traumatized mouse utricle. Gene Ther. 21 (11), 958-966 (2014).
- Isgrig, K., et al. Therapy Restores Balance and Auditory Functions in a Mouse Model of Usher Syndrome. Mol Ther. 25 (3), 780-791 (2017).
- Gassner, D., Durham, D., Pfannenstiel, S. C., Brough, D. E., Staecker, H. Canalostomy as a surgical approach for cochlear gene therapy in the rat. Anat Rec (Hoboken). 295 (11), 1830-1836 (2012).
- Yamasoba, T., Yagi, M., Roessler, B. J., Miller, J. M., Raphael, Y. Inner ear transgene expression after adenoviral vector inoculation in the endolymphatic sac. Hum Gene Ther. 10 (5), 769-774 (1999).
- Xia, L., Yin, S., Wang, J. Inner ear gene transfection in neonatal mice using adeno-associated viral vector: a comparison of two approaches. PLoS One. 7 (8), e43218 (2012).
- Chien, W. W., McDougald, D. S., Roy, S., Fitzgerald, T. S., Cunningham, L. L. Cochlear gene transfer mediated by adeno-associated virus: Comparison of two surgical approaches. Laryngoscope. 125 (11), 2557-2564 (2015).
- Zhu, B. Z., Saleh, J., Isgrig, K. T., Cunningham, L. L., Chien, W. W. Hearing Loss after Round Window Surgery in Mice Is due to Middle Ear Effusion. Audiol Neurootol. 21 (6), 356-364 (2017).
- Wang, Y., et al. Early postnatal virus inoculation into the scala media achieved extensive expression of exogenous green fluorescent protein in the inner ear and preserved auditory brainstem response thresholds. J Gene Med. 15 (3-4), 123-133 (2013).
- Lee, M. Y., et al. Survival of human embryonic stem cells implanted in the guinea pig auditory epithelium. Sci Rep. 7, 46058 (2017).
- Ishimoto, S., Kawamoto, K., Kanzaki, S., Raphael, Y. Gene transfer into supporting cells of the organ of Corti. Hear Res. 173 (1-2), 187-197 (2002).
- Okada, H., et al. Gene transfer targeting mouse vestibule using adenovirus and adeno-associated virus vectors. Otol Neurotol. 33 (4), 655-659 (2012).
- Suzuki, J., Hashimoto, K., Xiao, R., Vandenberghe, L. H., Liberman, M. C. Cochlear gene therapy with ancestral AAV in adult mice: complete transduction of inner hair cells without cochlear dysfunction. Sci Rep. 7, 45524 (2017).
- Guo, J. Y., et al. Cochleovestibular gene transfer in neonatal mice by canalostomy. Neuroreport. 28 (11), 682-688 (2017).
- Beyea, J. A., Agrawal, S. K., Parnes, L. S. Transmastoid semicircular canal occlusion: a safe and highly effective treatment for benign paroxysmal positional vertigo and superior canal dehiscence. Laryngoscope. 122 (8), 1862-1866 (2012).
- Naples, J. G., Eisen, M. D. The History and Evolution of Surgery on the Vestibular Labyrinth. Otolaryngol Head Neck Surg. 155 (5), 816-819 (2016).
- Hamilton, L., Keh, S., Spielmann, P. M., Hussain, S. S. How we do it: locating the posterior semicircular canal in occlusion surgery for refractory benign paroxysmal positional vertigo: a cadaveric temporal bone study. Clinical Otolaryngology. 41 (2), 190-193 (2016).
- Jung, J. Y., et al. siRNA targeting Hes5 augments hair cell regeneration in aminoglycoside-damaged mouse utricle. Mol Ther. 21 (4), 834-841 (2013).
- Kamiya, K., et al. Mesenchymal stem cell transplantation accelerates hearing recovery through the repair of injured cochlear fibrocytes. Am J Pathol. 171 (1), 214-226 (2007).
- Pfannenstiel, S. C., Praetorius, M., Plinkert, P. K., Brough, D. E., Staecker, H. Bcl-2 gene therapy prevents aminoglycoside-induced degeneration of auditory and vestibular hair cells. Audiol Neurootol. 14 (4), 254-266 (2009).
- Kawamoto, K., Izumikawa, M., Beyer, L. A., Atkin, G. M., Raphael, Y. Spontaneous hair cell regeneration in the mouse utricle following gentamicin ototoxicity. Hear Res. 247 (1), 17-26 (2009).
- Wang, G. P., et al. Notch signaling and Atoh1 expression during hair cell regeneration in the mouse utricle. Hear Res. 267 (1-2), 61-70 (2010).
- Pietola, L., et al. HOX-GFP and WOX-GFP lentivirus vectors for inner ear gene transfer. Acta Otolaryngol. 128 (6), 613-620 (2008).
- Han, J. J., et al. Transgene expression in the guinea pig cochlea mediated by a lentivirus-derived gene transfer vector. Hum Gene Ther. 10 (11), 1867-1873 (1999).
