Summary
Obstrucciones intestinales son una obstrucción parcial o completa del intestino que puede causar dolor abdominal severo, náuseas, vómitos y evitando el paso de las heces. Este procedimiento para crear tiene obstrucciones parciales intestinal en ratones es confiable en el estudio de los mecanismos de crecimiento celular patológico y la muerte en el intestino.
Abstract
Obstrucciones intestinales, que impiden o bloquean el movimiento peristáltico, pueden ser causadas por adherencias abdominales y más gastrointestinales (GI) enfermedades incluyendo crecimientos tumorales. Sin embargo, el celular mecanismos de remodelación involucrado en, y causada por, obstrucciones intestinales son poco conocidas. Se han desarrollado varios modelos animales de obstrucciones intestinales, pero el modelo de ratón es más coste/tiempo eficaz. El modelo de ratón utiliza la implantación quirúrgica de una obstrucción intestinal parcial (PO) que tiene una alta tasa de mortalidad si no se realiza correctamente. Además, ratones recibiendo cirugía PO no desarrollan hipertrofia si un bloqueo apropiado se utiliza o no correctamente colocado. Aquí, describimos un protocolo detallado para la cirugía PO que produce obstrucciones intestinales fiables y reproducibles con una tasa de mortalidad muy baja. Este protocolo utiliza un anillo de silicona colocado quirúrgicamente que rodea el íleo que bloquea parcialmente la circulación digestiva en el intestino. La obstrucción parcial hace que el intestino se dilatan debido a la interrupción de circulación digestiva. La dilatación del intestino induce la hipertrofia del músculo liso en el lado oral del anillo que desarrolla progresivamente durante 2 semanas hasta que provoca la muerte. El modelo de ratón PO quirúrgico ofrece un modelo en vivo de hipertrófico tejido intestinal útil para el estudio de los cambios patológicos de las células intestinales incluyendo células del músculo liso (SMC), células intersticiales de Cajal (ICC), PDGFRα+, neuronales y células durante el desarrollo de la obstrucción intestinal.
Introduction
Obstrucciones intestinales son una obstrucción parcial o completa en el intestino pequeño o grande que impide que alimentos digeridos, líquidos y gases en movimiento a través de los intestinos1. Debido a la obstrucción, la obstrucción induce las paredes intestinales para ser espesada, estrechamiento de la luz2. La obstrucción intestinal puede ocurrir como resultado de cirugías abdominales o pélvicas que causan formación de tejido de adherencias abdominales o de trastornos GI como enfermedades inflamatorias del intestino (enfermedad de Crohn), diverticulitis, hernia, vólvulo, estenosis, invaginación intestinal, estreñimiento, impactación fecal, seudo-obstrucción, tumores y cánceres de3,4,5. Obstrucciones intestinales en estos casos a menudo conducen a la hipertrofia de los muscularis de tunica de los intestino6.
PO de la luz induce distensión intestinal y aumenta el espesor de la capa de músculo liso alrededor de la obstrucción en respuesta a la necesidad de seguir peristaltismo funcional7,8,9,10, 11,12,13. Modelos animales de PO intestinal se han desarrollado para estudiar la hipertrofia del músculo liso en ratones7ratas10, conejillos de Indias11, perros12y gatos13 que constantemente desarrollan hipertrofia similar dentro de la capas del músculo intestinal.
Un modelo de ratón de PO intestinal es la manera más rentable para generar y estudiar obstrucciones intestinales en vivo. Obstrucciones de intestino delgado se llevan a cabo en ratones mediante el uso de un anillo de silicona que se coloca quirúrgicamente alrededor del íleo. El PO los ratones mostraron un incremento temprano en el número de células (hiperplasia) y un aumento en espesor de la capa del músculo (hipertrofia) después PO cirugía8,15. SMC son las principales células plásticas que están creciendo dentro de las capas musculares lisas en respuesta a las condiciones hipertrófica14, sino otras células como los ICC PDGFRα+ células y que están estrechamente asociados con SMC, también se repobló. Hemos divulgado previamente que los ratones PO desarrollan hipertrofia en el intestino delgado, en que SMC son dedifferentiated en células PDGFRα+ que son altamente proliferativas7,15,16. Por el contrario, ICC se degeneró y perdió dentro de las capas de músculo liso hipertrofiado durante el desarrollo de obsruction intestinal7. Otro beneficio importante del modelo PO es su capacidad para inducir cambios en el sistema nervioso entérico y propagación de patrones motores neurogénicos. La importante propagación de patrón motor neurogénica en el intestino de ratón es el migrar motor complejo (MMC), que es neurogénica y no requiere de ICC o de las ondas eléctricas lentas17. El modelo PO puede proporcionar penetraciones claras en cómo MMCs y los nervios entéricos son remodelados por obstrucción parcial.
Aquí, proponemos un protocolo murino para la cirugía PO intestinal usando un anillo de silicona. Ratones que recibieron cirugía PO confiablemente producen hipertrofia en las muscularis de tunica del intestino. Dentro de músculo hipertrófico, SMC, ICC, PDGFRα+y células neuronales son remodeladas dramáticamente.
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Protocol
El siguiente protocolo ha sido aprobado por el institucional cuidado Animal y el Comité uso (IACUC) en la Universidad de Nevada Reno (UNR) los recursos y cumple con todas las éticas con respecto al uso de animales de investigación.
1. los animales.
- Obtener ratones C57BL/6 de maduro (4-6 semanas de edad) entre 20-30 g. casa de la colonia de ratones de laboratorio en un centro de animales centralizado en UNR los recursos.
2. parcial obstrucción cirugía
Nota: Las cirugías se realizan en una sala dedicada a procedimientos quirúrgicos. Todos los instrumentos quirúrgicos son autoclave antes de la cirugía. Guantes y batas quirúrgicas estériles deben llevarse por todo el personal en la sala quirúrgica en todo momento.
- Preparación para el ratón quirúrgico
- Compruebe el sistema de anestesia para asegurar el suministro de oxígeno e isoflurano es adecuada para el procedimiento. Encienda el suministro de oxígeno. Encienda el medidor de caudal de gas y ajustar a 500-1000 mL/min lugar el animal en la sala de inducción y la parte superior del sello.
- Encienda el vaporizador de isoflurano al 5% y controlar al animal hasta que se convierte en decúbito. Cambiar el sistema de anestesia para el cono de nariz.
- Limpie la cámara de inducción de cualquier resto de gas con oxígeno, luego abra la línea de la cámara de inducción manteniendo la línea del cono de nariz.
- Retire el animal de la cámara y coloque cuidadosamente la pomada oftálmica en los ojos del animal.
- Coloque el cono de nariz en una almohadilla caliente precalentada cuando gas sigue fluyendo.
- Cambiar el flujo de oxígeno a 100-200 mL/min, con 2-3% de isoflurano. Si el animal empieza a moverse, gentlyrestrain el animal con el cono de nariz en hasta completamente anestesiados otra vez.
- Controlar la respiración y la respuesta a la estimulación durante el procedimiento y ajuste el porcentaje de isoflurano (2-5%) según sea necesario. Nivel de anestesia animal es supervisado por la falta de reflejo de pellizco del dedo del pie antes de realiza la cirugía.
- Inyecte analgésicos (buprenorfina, 1 μg/g de peso corporal) por vía intraperitoneal de la zona de la incisión.
- Aplicar loción de eliminación de pelo en el abdomen utilizando un hisopo de algodón limpio. Que la loción se siente durante 3-5 min en ratón, luego eliminar el vello utilizando hisopos de Gasa y algodón. Repita este paso hasta que se ha eliminado todo el pelo del abdomen del ratón.
- Limpiar la piel con etanol al 70% usando torundas de Gasa y algodón. Aplique solución swabsticks o povidona yodada para limpiar el abdomen.
- Cirugía de la obstrucción parcial
- Cubra el sitio quirúrgico con papel estéril 25 x 50 cm con 2,5 x 2,5 cm en el centro para el área de cirugía. Asegure el cobertor al animal colocando tiras estériles en los límites de la apertura y la piel.
- Hacer una incisión abdominal de cm ~3.0 longitudinalmente con bisturí hoja nº 15, asegurando que sólo la piel es incidida y evitar el corte en la capa de musculoperitoneal en este momento.
- Utilizando pinzas y tijeras quirúrgicas, cuidadosamente separe la piel de la capa de musculoperitoneal sin causar ninguna incisión a la capa de musculoperitoneal. Después de que las capas se han separado lo suficiente (aproximadamente 1 cm x 4 cm), identificar la linea alba en la capa de musculoperitoneal y corte ~ 2 cm a lo largo de la linea alba para exponer la cavidad intraperitoneal utilizando micro-pinzas y tijeras.
- Cuidadosamente Localice e identifique el ciego. Despacio y con cuidado retire el ciego de la cavidad intraperitoneal con micro-pinzas, trayendo el colon proximal y el ileon con el ciego fuera sobre el cobertor esterilizado. Inmediatamente humedecer el tejido intestinal con una gasa empapada salina estéril 0,9% y mantener tejidos expuestos humedecido en todo momento mientras estén fuera de la cavidad abdominal.
- Localice e identifique el mesenterio entre el íleon y el colon proximal. Hacer una incisión (~ 1 cm) paralela a y justo debajo, el íleo, en el mesentery y evite cortar cualquier vasculatura.
- Toma un anillo de silicona autoclave (6 mm de longitud, 4 mm de diámetro exterior, diámetro interior de 3,5 mm). Cortar longitudinalmente para abrir el tubo y abrir el anillo con micro pinzas.
- Inserte un extremo del anillo abierto a través de la incisión en el tejido del mesenterio. Devolver el anillo a una forma de anillo terminado poniendo un extremo en contacto con otro, con el íleon rodeado por el anillo.
- Asegurar que el anillo de silicona rodea completamente el íleo y cerrar el anillo con la sutura cuidadosamente vuelva a colocar el intestino en la cavidad intraperitoneal.
- Cierre de la cirugía
- Realizar una simple sutura continua en la capa de musculoperitoneal a lo largo de la linea alba para cerrar el musculoperitoneal la herida con una sutura absorbible. Una vez finalizada la sutura, limpiar cualquier sangrado con una gasa empapada salina estéril 0,9%.
- Para cerrar completamente la herida con una sutura de nylon separadas, realizar una sutura continua simple en la piel.
- Ambas suturas cuando hayan terminado, limpie la herida con nuevo swabstick o povidona yodada.
- Inyectar por vía intraperitoneal antibióticos (gentamicina, 150 μL por ratón basado en el peso corporal de 20-30 g).
- Después de la terminación del procedimiento, apagar el vaporizador de isoflurano y dejar que el animal respirar sólo fluye oxígeno hasta que empezar ganando consciencia.
- Una vez que el animal está despierto, colocar al animal en un área de recuperación separado con soporte térmico hasta que se recuperó completamente.
3. posterior a la operación observación.
- Después de la terminación de la cirugía, mueva los animales a una incubadora en una sala de recuperación donde se regulación la temperatura y la humedad. Monitorear los animales después de la operación cada 15 minutos durante la primera hora después cada 30 min para la segunda hora mientras los animales están en la incubadora.
- Tan pronto como la observación prescrita esté completa, mueva los animales a su jaula individual y controlarlos diariamente para indicaciones clínicas del dolor18y para asegurar que la herida está sanando correctamente sin signos de complicaciones ( dehiscencia) presente.
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Representative Results
Obstrucción parcial (PO) fue quirúrgicamente inducida en ratones de un mes de edad colocando un anillo de silicona alrededor del íleo cerca el esfínter ileocecal. Este anillo creado una obstrucción parcial en el íleo. Operaciones simuladas (tan) se realizaron sin un anillo de edad/sexo emparejado ratones y estos ratones no mostraron síntomas similares a los encontrados en ratones de PO. Ratones se recuperaron rápidamente de cirugía PO dentro de unas horas. No demostraron ninguna cambios conductuales evidentes o debilidad durante la primera semana, pero después de la primera semana, progresivamente comenzó a mostrar signos de PO: un abdomen dilatado y la producción de pellets fecales más pequeño y menos. Ratones de PO fueron sacrificados en 8 y 13 días post-PO la cirugía junto con SO ratones de control. El intestino fue parcialmente lleno y distendido en la cirugía de post-PO 8 días y completamente lleno y distendido en la cirugía de post-PO de 13 días, en comparación con el control tan ratones (figura 1A). Formación de pellets fecales en el colon de ratones de cirugía de post-PO de días de 8 y 13 se redujo en comparación con los ratones de control SO (figura 1B). Tejido ileal que era justo aguas arriba del ring fue disecada y el músculo liso se analizó por hematoxilina y eosina (H & E) tinción. La capa de músculo liso fue hipertrofiada en la cirugía de post-PO 8 días y más hipertrofiada en la cirugía de post-PO de 13 días (figura 2). También observamos cambios en SMC, ICC, PDGFRα+y células neuronales dentro de la muscularis de tunica en ratones PO mediante inmunoquímica. Cada celda fue etiquetado con marcadores específicos del tipo de la célula: MYH11 (SMC), KIT (ICC), PDGFRA (células PDGFRα+ ) y PGP9.5 (células neuronales). SMC se encuentran dentro de tres capas de tejido: músculo longitudinal (LM), músculo circular (CM) y la muscular de la mucosa (MM) en el íleon. SMC progresivamente fueron creciendo a tasas rápidas en las tres capas en 8 y 13 días post-PO la cirugía (figura 3). En cuanto a CICE, sus subpoblaciones se encuentran en el plexo muscular profundo (DMP), región mientérico (MY) y región de subserosal (SS). Sin embargo, ICC-DMP, ICC-mi y ICC-SS fueron degeneradas en las capas intra/intermuscular (figura 3). Similar a las subpoblaciones de ICC, subpoblaciones de células PDGFRα+ (PαC) se encuentran en el DMP, MY y SS. En los ratones de PO, DMP PαC, mi PαC y PαC-SS fueron remodeladas dinámicamente dentro de las capas intermuscular de ratones PO: crecían en la cirugía de 8 días post-PO y degeneró en la cirugía de post-PO de 13 días (figura 3). Por último, plexo mientérico (MP), plexo submucoso (SP), neuronas subserosal (SS) y las neuronas entéricas motoras (REM) se perdieron significativamente en las regiones inter/intramuscular de ratones PO en 8 y 13 días post-PO la cirugía (figura 3).
Figura 1. Obstrucción parcial intestinal inducida quirúrgicamente en un modelo murino. PO fue inducido por la cirugía PO. Ratones de un mes de edad fueron anestesiados, su abdomen fue abierto por una incisión, se colocó un anillo de silicona que rodea el íleo y la apertura fue cerrada por la sutura. Ratones que experimentaron la cirugía pudieron recuperar 8 ó 13 días. Edad y sexo emparejado para que ratones funcionaron encendido de la misma manera como ratones PO excepto no hubo ninguna colocación de un anillo. (A) bruto imágenes del tracto gastrointestinal en ratones que experimentaron la PO o cirugía SO. Imágenes de ratones en 8 y 13 días después de la cirugía (B) TGI disecado de los ratones de A. intestino delgado aguas arriba del anillo se distiende en la cirugía de post-PO 8 y 13 días y pelotillas fecales en el colon fueron también menores en dos de 8 y 13 día post-PO cirugía como en comparación con ratones de cirugía post-SO de 13 días por el anillo de silicona parcialmente obstructiva. Barras de escala son 0,5 cm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2. Capa de músculo liso cambió en el modelo murino quirúrgico. Representante de H & E tinción de secciones ileales de PO intestinal, tan y no ratones de operación (NO). Músculo liso (SM) y capas mucosa (Mu) son más gruesas en los ratones de PO en la cirugía de post-PO 8 y 13 días de los SO y NO ratones. Son barras de escala 50 μm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3. Remodelación celular dinámica en la hipertrofia del músculo liso inducida por la obstrucción parcial intestinal. Representante de láser confocal de barrido de imágenes de secciones ileales hipertróficas, de PO, así y no hay ratones. Immunohistochemically coloración con los anticuerpos (rojo) de MYH11 (SMC), KIT (ICC), PDGFRA (células PDGFRα+ ) o PGP9.5 (NC; células neuronales), co teñido con DAPI (azul). SMC en la muscularis de la mucosa (MM), músculo circular (CM) y capas musculares longitudinales (LM), así como las células PDGFRα+ del plexo muscular profundo (DMP), región mientérico (MY) y región de subserosal (SS) fueron creciendo en íleon hipertrófica en 8 y 13 días post-PO fueron degeneradas cirugía mientras ICC en DMP y mi SS, plexo mientérico (MP), plexo submucoso (SP), subserosal NC (SS) y las neuronas entéricas motoras (REM). Son barras de escala 50 μm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4. Resultados de anillos de silicona que son demasiado grandes, demasiado pequeños o fuera de lugar en el colon. (A) No hipertrofia de músculo liso se convierte en el íleo si el anillo es demasiado grande como para causar la obstrucción. El anillo de poca a ninguna obstrucción del íleon. (B) isquemia Intestinal se desarrolla en el íleon si el anillo es demasiado pequeño. El anillo hace una obstrucción casi completa del íleon, que puede dañar el tejido y llevar a la muerte temprana antes de que se desarrolla la hipertrofia. (C) hipertrofia de músculo liso se convirtió en el colon debido a un anillo extraviado. El anillo en el colon se trasladó por lumenal contenido (heces), que daña la vasculatura del mesenterio y provocaba hemorragia masiva en el colon. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Hemos demostrado que ratones recibiendo la cirugía PO intestinal consistente y reproducible desarrollan hipertrofia del músculo liso intestinal, que imita a la obstrucción intestinal humana. Cirugía de obstrucción intestinal ha sido desarrollado para diferentes animales, incluyendo ratones7,10de ratas, conejillos de Indias11, perro12 y gatos13. El modelo de ratón de la obstrucción intestinal tiene tiempo, costo, tamaño y ventajas fenotípicas sobre otros modelos de animales más grandes. El desarrollo de la hipertrofia en ratones o ratas toma solamente 10-14 días10, comparado con el 2-4 semanas en conejillos de Indias, perros y gatos11,12,13. Costo de compra y mantenimiento de ratones también es una enorme ventaja financiera en comparación con otros modelos. Además, los ratones son pequeños y fáciles de manejar para la cirugía de PO. Lo más importante, ratones recibiendo cirugía PO extensivamente y progresivamente desarrollan hipertrofia en el intestino mientras que otros animales más grandes desarrollan crecimiento menos extenso.
Hay varios factores claves a considerar cuando se intenta producir hipertrofia confiable a través de cirugía intestinal de PO. Varios grupos de investigación han utilizado anillos de varios tamaños y colocó un anillo en diversos lugares a lo largo del intestino para crear obstrucciones parciales7,9,10,11,12, 13,14. Sin embargo, un anillo de silicona de tamaño óptimo debe utilizarse para ratones como un anillo más grande crea poca o ninguna obstrucción en el íleo donde hipertrofia nunca, o sólo parcialmente desarrollado (Figura 4A). Por el contrario, cuando un anillo era demasiado pequeño, creado cerca obstrucción completa del íleon que inducida por isquemia intestinal o daña la mucosa causando sepsis, llevando a la muerte temprana dentro de una semana (Figura 4B). Utilizamos un anillo de silicona de un tamaño específico (6 mm de longitud, 4 mm de diámetro exterior, diámetro interior de 3,5 mm) en ratones de un mes de edad (Tabla de materiales). Diferentes tamaños de los anillos deben probados y utilizados para los ratones de diferentes tamaños para crear la obstrucción óptima en el íleo. Otro factor clave es la ubicación del anillo en el intestino. El íleon, cerca de la válvula ileocecal, es el mejor lugar para colocar el anillo para producir robusta obstrucciones parciales. Otras regiones, como el yeyuno o diferentes regiones del íleo de válvula ileocecal, han tenido un anillo similar a fin de inducir hipertrofia7. Sin embargo, debido a la superficie serosal del intestino ser altamente lubricado por el líquido peritoneal, un anillo colocado en estas partes del intestino fácilmente se mueve debido a la fuerza contráctil del intestino empuja la materia fecal a través de. Cuando el anillo se empuja hacia abajo la longitud del intestino, cortar arterias mesentéricas inervadas en la región de mientérico del intestino, causando hemorragias. Cuando un anillo se inserta en el extremo del íleon al lado de la válvula ileocecal, es físicamente impedido moverse más por la naturaleza voluminosa del intestino ciego. El ciego puede ser fácilmente ubicado y sacar el abdomen en la cirugía con el fin de localizar la región de la válvula ileocecal, el ciego se conecta con el íleon y el colon proximal. El íleon y el colon conectado en el ciego parecen bastante similares y un anillo accidentalmente puede ser colocado en el colon proximal en lugar de íleo. Cuando un anillo fue extraviado en el colon proximal, según lo también visto en el yeyuno, el anillo fue empujado hacia abajo y daña las arterias mesentéricas, provocando extensas hemorragias (figura 4). Para evitar este extravío, el íleo debe siempre correctamente situado e identificado antes de que el anillo se pone en su lugar. El íleo funciona en el centro del ciego, mientras que el colon funciona en un lado de la bolsa de ciego.
Este protocolo de cirugía PO se considera como una cirugía mayor para los ratones. Todos los instrumentos quirúrgicos y materiales deben ser esterilizados antes del uso, y la cirugía debe realizarse en el limpio entorno de un quirófano dedicado para minimizar la contaminación, que puede llevar a infección e inflamación en los ratones. Además, un medicamento para el dolor se deberá a los ratones después de la cirugía. Hemos optado por utilizar una versión de liberación lenta de buprenorfina, que es eficaz hasta 7-8 h22. Además, después de la cirugía, los ratones tienen dificultad para masticar y tragar alimentos sólidos. Para cirugía después de 5 días, los ratones deben ser proporcionados de comida blanda (dieta sólida con un poco de agua agregado para ablandar el alimento) y cambió a la dieta sólida normal después de 5 días.
Nuestra cirugía PO intestinal proporciona un modelo de hipertrofia en vivo para la obstrucción intestinal en que SMC, ICC, y células PDGFRα+ anormalmente son remodeladas. Este modelo de PO es también ideal para entender cómo las neuronas entéricas son modificadas por PO y cómo son afectadas las principales actividades de motor en el intestino pequeño y grande de23. Estas células pueden ser dinámicamente remodeladas en condiciones patológicas, así como en condiciones cultivadas15,16. Observamos que estas células en ratones SO se comportaban un poco diferente que los ratones normales sin funcionamiento (figura 2 y figura 3). La obstrucción intestinal la mayoría de los seres humanos se produce por adherencias abdominales desarrolladas después de la cirugía, conduciendo a músculo liso hipertrofia3,4,5,21. Después de la cirugía SO, también encontramos que SMC, ICC y PDGFRα+ las células eran ligeramente hipertróficas en el intestino, comparado con NO (figura 3), lo que sugiere que la cirugía sí mismo puede inducir la hipertrofia del músculo liso intestinal. Si este es el caso, por lo que la cirugía no es un control negativo completo para cirugía PO. NO así como SO se debe utilizar como una comparación a intestino PO.
En Resumen, hemos encontrado un costo/tiempo eficaces, confiable y repetible PO protocolo quirúrgico en los ratones que robusta genera obstrucciones intestinales. Durante el desarrollo de la obstrucción, SMC, ICC, PDGFRα+, así como las células neuronales son remodeladas dinámicamente dentro de varias capas de tejido y locales. Este modelo de obstrucción en vivo ofrece nuevas perspectivas sobre el conocimiento de cambios fenotípicos como ocurren en obstrucción del intestino a nivel celular.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Los autores desean dar las gracias a Benjamin J Weigler, D.V.M., pH.d. y Walt Mandeville, D.V.M. (recursos animales y Campus asistir a médico veterinario, Universidad de Nevada, Reno) por su excelente servicio de animal suministrado a los ratones, así como su asesoramiento en procedimientos quirúrgicos.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Surgical drape | Medical and veterinary supplies | SMS40 | 40”X100 yards |
| Underpad, econ, pro plus | Medical and veterinary supplies | MSC281224 | 17x24” |
| Iris scissors | Braintree scientific, Inc | SC-i-130 | |
| Iris scissors | Vantage | V95-304 | |
| Dumont electronic & jeweler tweezers | Dumont | 98-180-3 | |
| Braided absorbable suture | Covidien polysorb | SL-5687G | 5-0, polyglactin |
| Nylon non-absorbable mono filament | AD surgical | S-N618R13 | 6-0, nylon |
| Surgical blade | Dynarex | No.15 | |
| Needle holder | Jacobson microvascular | 36-1342TC | 8.5 inch |
| Scalpel handle | Flinn scientific | AB1049 | |
| Microsurgical scissor | WPI | 503305 | |
| Petrolatum ophthalmic ointment | Puralube VET | 3.5 g | |
| Fluriso (isoflurane) | Vetone | V1 502017 | 250 ml |
| Steri-strip reinforced skin closure | 3M | R1547 | |
| Surgical gloves | Medline | MSG2270 | |
| Ear loop face mask | The safety zone | RS700 | |
| Avant gauze non-woven sponges | Caring | PRM25444 | |
| Surgical cup | Admiral craft OYC-2 | 725-A42 | 2.5 oz |
| Swabstick | ChloraPrep | 260103 | 2% w/v Chlorhexidine Gluconate (CHG) and 70% v/v Isopropyl Alcohol (IPA) |
| Cotton tipped applicator | Puritan | 806-WC | |
| Buprenorphine | Zoo pharm | BZ8069317 | 1 mg/ml |
| Gentamycin sulfate | Vetone | G-6336-04 | 100 mg/ml |
| Fast acting gel cream remover | Veet | 8111002 | |
| Syringe | AHS | AH01T2516 | 1 ml with needle |
| Silicon ring | VWR | 60985-720 | 6 mm in length, 4 mm exterior diameter, 3.5 mm interior diameter |
| C57BL/6 mice | The Jackson Laboratory | 4-6 weeks old |
References
- Millat, B., Guillon, F. Physiopathology and principles of intensive care in intestinal obstructions. Rev Prat. 43, 667-672 (1993).
- Tonelli, P. New developments in Crohn's disease: solution of doctrinal mysteries and reinstatement as a surgically treatable disease. 1. The process is not a form of enteritis but lymphedema contaminated by intestinal contents. Chir Ital. 52, 109-121 (2000).
- Limsrivilai, J. Meta-analytic Bayesian model for differentiating intestinal tuberculosis from Crohn's disease. Am J Gastroenterol. 112, 415-427 (2017).
- Dvorak, D., Adamova, Z., Bar, T., Slovacek, R. Internal hernia as a cause of small bowel obstruction. Rozhl Chir. 96, 34-36 (2017).
- Massani, M., Capovilla, G., Ruffolo, C., Bassi, N. Gastrointestinal stromal tumour (GIST) presenting as a strangulated inguinal hernia with small bowel obstruction. BMJ Case Rep. , (2007).
- Chen, J., Chen, H., Sanders, M., Perrino, B. A. Regulation of SRF/CArG-dependent gene transcription during chronic partial obstruction of murine small intestine. Neurogastroenterol Motil. 20, 829-842 (2008).
- Chang, I. Y., et al. Loss of interstitial cells of Cajal and development of electrical dysfunction in murine small bowel obstruction. J Physiol. 536 (Pt 2), 555-568 (2001).
- Liu, D. H., et al. Voltage dependent potassium channel remodeling in murine intestinal smooth muscle hypertrophy induced by partial obstruction. PLoS One. 9 (2), e86109 (2014).
- Guo, X., et al. Down-regulation of hydrogen sulfide biosynthesis accompanies murine interstitial cells of Cajal dysfunction in partial ileal obstruction. PLoS One. 7, e48249 (2012).
- Yang, J., Zhao, J., Chen, P., Nakaguchi, T., Grundy, D., Gregersen, H. Interdependency between mechanical parameters and afferent nerve discharge in hypertrophic intestine of rats. Am J Physiol-Gastr L. 310, G376-G386 (2016).
- Zhao, J., Liao, D., Yang, J., Gregersen, H. Biomechanical remodeling of obstructed guinea pig jejunum. J Biomech. 43, 1322-1329 (2010).
- Bowen, E. J., et al. Duodenal Brunner's glade adenoma causing chronic small intestinal obstruction in a dog. J Small Anim Pract. 53, 136-139 (2012).
- Bettini, G., et al. Hypertrophy of intestinal smooth muscle in cats. Res Vet Sci. 75, 43-53 (2003).
- Macdonald, J. A. Smooth muscle phenotypic plasticity in mechanical obstruction of the small intestine. J Neurogastroenterol Motil. 20, 737-740 (2008).
- Ha, S. E., et al. Transcriptome analysis of PDGFRα+ Cells identifies T-types Ca2+ channel CACNA1G as a new pathological marker for PDGFRα+ cell hyperplasia. PLoS One. 12, e0182265 (2017).
- Park, C., et al. Serum response factor is essential for prenatal gastrointestinal smooth muscle development and maintenance of differentiated phenotype. J Neurogastroenterol Motil. 21, 589-602 (2015).
- Spencer, N. J., Sanders, K. M., Smith, T. K. Migrating motor complexes do not require electrical slow waves in the mouse small intestine. J Physiol. 553, 881-893 (2003).
- Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7, 447-449 (2010).
- Terez, S. D., Notari, L., Sun, R., Zhao, A. Mechanisms of smooth muscle responses to inflammation. Neurogastroenterol Motil. 24, 802-811 (2012).
- Chen, W., et al. Smooth muscle hyperplasia/hypertrophy is the most prominent histological change in Crohn's fibrostenosing bowel strictures: A semiquantitative analysis by using a novel histological grading scheme. J Crohns Colitis. 11, 92-104 (2017).
- Huizinga, J. D., Chen, J. H. Interstitial Cells of Cajal: Update on Basic and Clinical Science. Curr Gastroenterol Rep. 16, 363 (2014).
- Jirkof, P., Touvieille, A., Cinelli, P., Arras, M. Buprenorphine for pain relief in mice: repeated injections vs sustained-release depot formulation. Lab Animal. 49, 177-187 (2015).
- Spencer, N. J., Dinning, P. J., Brookes, S. J., Costa, M. Insights into the mechanisms underlying colonic motor patterns. J Physiol. 594, 4099-4116 (2016).
