Summary
Intraspinal Injektion von Rekombinase abhängigen recombinant Adeno-assoziierte Virus (rAAV) kann verwendet werden, um jeden genetisch gekennzeichneten Zelltyp im Rückenmark zu manipulieren. Hier beschreiben wir, wie Neuronen im Hinterhorn des Rückenmarks lumbale transduzieren. Diese Technik ermöglicht funktionale Verhör des Subtyps manipulierten Neuron.
Abstract
Gezielte Manipulation der Wirbelsäule neuronalen Subpopulationen wurde vor allem durch zwei unterschiedliche Methoden erreicht: 1) intersektionale Genetik, wobei doppelte oder dreifache transgenen Mäusen erzeugt sind, um selektiv Ausdruck eines Reporters oder Effektor zu erreichen gen (z.B.aus der Rosa26-Locus) in der gewünschten spinale Bevölkerung. (2) Intraspinal Injektion von Cre-abhängige recombinant Adeno-assoziierte Virus (rAAV); Hier werden das Rückenmark von Mäusen auszudrücken Cre-Rekombinase in die gewünschte neuronalen Subpopulation Cre-abhängige AAV-Vektoren, die Codierung für die Reporter oder Effektor gen Wahl injiziert. Dieses Protokoll beschreibt, wie Cre-abhängige rAAV Vektoren erzeugen und wie Sie transduzieren Neuronen im Hinterhorn des Rückenmarks lumbale Segmente L3-L5 mit rAAVs. Als der lumbalen Wirbelsäule Segmente L3-L5 sind die peripheren sensorischen Neuronen, die sensorische Informationen aus der Hintergliedmaßen übertragen innerviert, werden spontanes Verhalten und Reaktionen auf sensorische Prüfungen auf die Megalosauridae ipsilateral zur Injektion Seite angewendet analysiert, um die Funktion der manipulierten Neuronen in sensorischen Verarbeitung zu befragen. Wir liefern Beispiele dafür, wie diese Technik verwendet werden kann, um genetisch analysieren Teilmengen von der spinalen Neuronen definiert. Die wichtigsten Vorteile der Virus-vermittelten Transgene Ausdruck in Cre Transgene Mäuse im Vergleich zu klassischen Reporter Maus-induzierte Transgene Ausdruck sind die folgenden: 1) verschiedene Cre-abhängige rAAVs Codierung verschiedene Reporter oder Effektor-Proteine kann sein in einer einzelnen Cre transgene Linie überwinden somit die Notwendigkeit, mehrere mehrere Transgene Maus Linien schaffen injiziert. (2) Intraspinal Injektion beschränkt Manipulation der Cre exprimierenden Zellen an der Injektionsstelle und auf die Zeit nach der Injektion. Die wichtigsten Nachteile sind: 1) Reporter-Gen-Expression von rAAVs ist variabler. (2) Operation ist erforderlich, um die spinalen Neuronen des Interesses transduzieren. Welche der beiden Methoden besser geeignet ist, hängt von der Neuron Bevölkerung und Forschung Frage angegangen werden.
Introduction
Die dorsale Rückenmark ist wichtig für den Informationsaustausch zwischen der Peripherie des Körpers und des Gehirns. Sensorische Reize wie Hitze, Kälte, tippen, oder Schmerzreize werden durch spezialisierte peripheren Nervenzellen, die diese Informationen an Neuronen des Rückenmarks Hinterhorn vermitteln erkannt. Hier, ein komplexes Netzwerk von exzitatorischen und inhibitorischen Interneuronen moduliert und schließlich Relais sensorische Informationen über spinale Projektion Neuronen zu supraspinalen Standorten1,2. Die Berechnungen von Rückenmark durchgeführten inter- und Projektion Neuronen gate sensorische Informationen, so bestimmen, welche Informationen unterdrückt oder mit welcher Intensität weitergeleitet. Änderungen bei der Integration der sensorischen Reize, wie eine veränderte Balance zwischen Hemmung und Erregung, können sensorische Funktionsstörungen wie Überempfindlichkeit oder Allodynie (schmerzhafte Empfindungen nach der Regel schmerzhafte Stimulation) verursachen. Diese Änderungen werden gedacht, um die zugrunde liegende Ursache der verschiedenen chronischen Schmerzen3,4Staaten. So, spinale Schaltungen sind von großer Bedeutung in der sensorischen Verarbeitung und damit in der Wahrnehmung der Umwelt eines Organismus und selbst. Mit dem jüngsten aufkommen und Kombination von molekularen, genetischen und chirurgische Techniken, mit denen die präzise Manipulation von genetisch identifizierten spinale Neuronen Subpopulationen, beginnen Wissenschaftler jetzt zu verstehen, die zugrunde liegende Rückenmark Schaltungen verantwortlich für die Verarbeitung von verschiedenen sinnesmodalitäten.
Intraspinal Injektion von rAAV in Wildtyp oder Transgene Mäuse trug wesentlich zum Verständnis der Funktion von bestimmten Teilmengen der spinalen Neuronen5,6,7, , Manipulation und Analyse 8 , 9 , 10 , 11. diese Technik ermöglicht die Lieferung von Marker-Proteine (z. B. GFP / GFP Fusionsproteine), Reporter Proteine (z. B. GCaMP) oder Effektor-Proteine (z. B. bakterielle Toxine, Channelrhodopsin oder pharmakogenetischen Rezeptoren) in einer räumlich eingeschränkten Weise spinale Neuronen. Lokale Injektion von Cre-abhängigen rAAVs in transgenen Mäusen, die mit dem Ausdruck Cre-Rekombinase in eine bestimmte Teilmenge der spinalen Neuronen ermöglicht die spezifische Analyse der entsprechenden neuronalen Bevölkerung. Wir haben diese Technik zu beschriften, Abtragen, hemmen oder aktivieren spinale glycinergen Neuronen, die beweisen, dass sie sind ein wesentlicher Bestandteil der spinalen Tor Steuerung Schmerzen und Jucken Übertragung7beschäftigt. In diesen Experimenten aktiviert intraspinal Injektion von Cre-abhängige rAAV in GlyT2::Cre Mäusen die selektive Manipulation von glycinergen Neuronen in der Lendenwirbelsäule Rückenmark. Dadurch kann gleichzeitige Manipulation der supraspinalen Schaltungen, die kritisch für das Überleben des Tieres glycinergen Neuronen enthalten vermieden werden.
Während eine intraspinal Injektion von rAAVs Infektion auf der Website der Injektion beschränkt, kann virale Transduktion auftreten, nicht nur in lokalen Neuronen, sondern auch in Neuronen, die an der Injektionsstelle über axonalen Projektionen anschließen. Letzteres dient oft zur Spur CNS Bereichen Bereitstellung von neuronalen Input zu einem bestimmten Kern in das Gehirn. Die Infektion der axonalen Projektionen kann, jedoch auch eine verwirrende Faktor sein, wenn an einer bestimmten Stelle eine definierte Population von Neuronen untersucht werden soll. Um diese Probleme anzugehen, haben wir vor kurzem durchgeführt, eine umfassende Analyse der AAV-Serotypen und Expressionskassetten Serotypen und Promotoren, die verwendet werden können, zu minimieren oder maximieren retrograde Transduktion zu identifizieren. Im Rahmen dieser spezifischen Forschung in spinaler Schaltungen analysierten wir die Fähigkeit der verschiedenen Serotypen und Promotoren, doppelthebel transduzieren Neuronen in den Dorsal Root Ganglien (DRG), der rostral ventromedialen Medulla (RVM) und somatosensorischen Cortex 12. die Technik in diesem Protokoll beschriebenen kann daher verwendet werden, um spinale Neuronen an der Injektionsstelle zu analysieren oder Projektion Neuronen zu analysieren, die Beiträge zu den injizierten Seite des Rückenmarks liefern. In dem hier beschriebenen Protokoll werden drei Injektionen von rAAV in die linke Seite des lumbalen Rückenmarks durchgeführt, um die Transduktion von Neuronen in den drei Lendenwirbel (L3-L5) zu ermöglichen. Die L3-L5-Segmente erhalten die meisten sensorischen Input von ipsilateral Megalosauridae an der Injektionsstelle. Wir zeigen, dass funktionale Manipulation von genetisch beschrifteten Neuronen im L3-L5 ausreichend robuste Verhaltensänderungen hervorrufen so funktional Nachweis für die Funktion der Schaltung solch eines genetisch beschrifteten Neuron-Untertyps.
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Protocol
Alle Tierversuche wurden genehmigt durch Schweizer kantonalen Veterinäramt (Zürich) und sind in Übereinstimmung und die Einhaltung aller relevanten rechtlichen und institutionellen Richtlinien.
Hinweis: Alle Materialien zusammen mit der jeweiligen Hersteller bzw. Lieferanten sind in der Tabelle der Materialienaufgeführt.
1. Generation der Cre-abhängige AAV-Vektoren
Hinweis: Eine Vielzahl von Cre-abhängigen Vektoren mit verschiedenen Promotoren kann erworben werden (siehe Tabelle der Materialien) oder wenn der gewünschte Ausdruck Konstrukt nicht verfügbar ist, kann es durch eine Änderung der bestehenden AAV Konstrukte generiert werden. Beachten Sie, dass der Projektträger und der Serotyp können einen Einfluss auf die Ausbreitung der virale Transduktion (s. 12). Der erste Teil dieses Protokolls beschreibt kurz die Generierung von zwei verschiedenen Cre-abhängige AAV-Vektoren geeignet für Gewinn und Verlust der Funktion Experimente, beziehungsweise.
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Pharmakogenetische Aktivierung (Gain-Funktion)
- Bestellen Sie pAAV.hSyn.flex.hM3D (Gq)-mCherry (siehe Tabelle der Materialien) für Designer-Rezeptoren aktiviert ausschließlich von Designerdrogen (DREADD)-vermittelte Aktivierung.
- Nach Erhalt der bakteriellen Stich-Kultur, ergänzt Streifen Bakterien auf LB-Platten (bakteriologische Grade Agar aufgelöst im flüssigen Medium Luria-Bertani) mit dem entsprechenden Antibiotikum. Über Nacht bei 37 ° C inkubieren Sie und wählen Sie eine einzelne Kolonie am nächsten Tag.
Hinweis: Plasmide mit AAV Vektor Genome instabil sein können und Rekombination des Virusgenoms, vor allem innerhalb der viralen inverted Terminal wiederholt (ITR) kann auftreten, während der Amplifikation in E. Coli. Wir empfehlen solche Stämme mit RecA-defizienten/unterdrückt als MDS42 oder Stbl3, Rekombination in das Plasmid mit dem AAV-Genom zu vermeiden. - Bakterien, die nach den Anweisungen des Verkäufers des gewählten zu verstärken DNA-Maxi-Kit und bereiten hochwertige Plasmid-DNA mit einem im Handel erhältlichen DNA-Maxi-Kit (z.B., siehe Tabelle der Materialien). Führen Sie eine Qualitätskontrolle der Plasmid-DNA-Vorbereitung durch die Überprüfung der Integrität und Identität von Plasmid DNA durch Beschränkungsauswahl der eine Aliquote von Plasmid DNA.
Hinweis: Es gibt Anerkennung Websites für die Einschränkung Endonuklease SmaI innerhalb der ITRs. Enthalten Sie einen SmaI Digest in der Qualitätskontrolle zum Überprüfen der Integrität der ITRs. - Senden Sie die DNA zu einer viralen Vektoren Kern Einrichtung um hochwertige rAAV zu produzieren.
Hinweis: Hohe Titer, hochwertige virale Preps sind entscheidend für die Vermeidung von Störfaktoren Phänotypen verursacht durch Verunreinigungen in der viralen Prep. Wir empfehlen daher die rAAV Wahl produziert in einer etablierten Vektor-Kern-Anlage sei die AAV-Herstellung im Labor etabliert.
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Ablation (Funktionsverlust)
Hinweis: Bakterientoxine oder Toxin Rezeptoren einsetzbar, Zelle Ablation oder neuronale Stummschaltung zu vermitteln. Wir haben pAAV.EF1α.flex.DTA auf ausdrückliche Diphtherie Toxin Fragment A (DBA) in eine Cre-abhängigen Weise erzeugt.- Um Cre-abhängige viralen Vektoren zu generieren, wählen Sie einen Cre-abhängigen Vektor mit einem geeigneten Promotor (z.B., pAAV.EF1α.flex.hChR2(H134R)-eYFP). Verstärken Sie die kodierende Sequenz Wahl (z. B.DTA) durch Polymerase-Kettenreaktion mit Primern, die AscI und NheI oder kompatibel Einschränkung Endonuklease Anerkennung Websites in ihre Überhänge enthalten (siehe Foster Et al. ( 7)
- Mit standard molekularbiologischen Techniken durchführen Beschränkungsauswahl der Vektor-DNA (pAAV.EF1α.FLEX.hChR2(H134R)-eYFP) und von der PCR verstärkt (NheI-DTA-AscI) mit der Beschränkung Endonucleases AscI und NheI einsetzen. Verbinden Sie die gereinigten Fragmente.
- Verwandeln die Ligatur Reaktion in geeigneten Bakterien nach dem Protokoll vom Lieferanten der zuständigen Bakterien Wahl gegeben, und die Bakterien auf LB-Platten Teller. Verwenden Sie RecA-defizienten/unterdrückt Stämme, wie MDS42 oder Stbl3, für das Klonen und anschließende Verstärkung von Plasmid DNA.
- Am Tag nach der Transformation wählen Sie Klone und impfen sie in LB-Medium ergänzt durch die entsprechenden Antibiotika über Nacht bei 37 ° C. Am nächsten Tag Plasmid DNA Extrahieren von kultivierten Bakterien. Überprüfen Sie erfolgreiche Klonen von Beschränkungsauswahl und der extrahierten Plasmid DNA-Sequenzierung.
- Hohen Qualität, bakterielle Plasmid DNA zu verstärken (siehe Punkt 1.1.3). Senden Sie verstärkte DNA an einer viralen Vektoren zentrale Einrichtung für Virus-Produktion.
(2) Transduktion von spinalen Zellen
- Vorbereitung der Virus-Lösung
Achtung: Viren sind infektiöse Reagenzien und nach den einschlägigen Richtlinien behandelt werden. In den meisten Fällen können rAAVs auf Biosafety Niveau 1 (BSL1) behandelt werden.- Am Tag der Injektion tauen Sie ein Lager Aliquote des gewünschten gereinigten Virus auf Eis auf und halten sie auf dem Eis bis unmittelbar vor der Injektion. Vermeiden Sie wiederholte Frost-Tau-Zyklen, da diese die effektive Titer des Virus verringert.
Hinweis: Bei Bedarf kann die aufgetaute Virus aliquoten bei 4 ° C bis zu 3 Tage aufbewahrt werden. - Verdünnen Sie die Viruspartikel in steriler 0,9 % NaCl oder Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS).
Hinweis: Die entsprechenden Titer hängt die experimentelle Ziele und experimentell bestimmt werden soll. Eine gute virale Gesamtlast ist 3 x 109 Genom Kopien (3.33x1012 GC/mL, 3 x 300 nL injiziert). Nehmen überschüssige und einige Verluste beim Laden der Kapillare zu berücksichtigen, etwa 2,5 µL des Virus-Lösung für jede Maus benötigt werden.
- Am Tag der Injektion tauen Sie ein Lager Aliquote des gewünschten gereinigten Virus auf Eis auf und halten sie auf dem Eis bis unmittelbar vor der Injektion. Vermeiden Sie wiederholte Frost-Tau-Zyklen, da diese die effektive Titer des Virus verringert.
- Vorbereitung der Mikropipetten für Intraspinal Injektionen
- "Pull" dünnwandige Glaskapillaren (Außendurchmesser 1 mm) auf einer Mikropipette Puller erstelle ich eine ~5.5 mm lang, flach Schaft. Verwenden Sie eine 3,0 mm-Heizung-Filament und Einstellungen des Programms 00 mit P(A) angepasst wie in Tabelle 1.
Hinweis: Ziehen kann im Voraus erfolgen. Die gezogenen Kapillaren sollten gespeichert werden, in einem geschlossenen Behälter auf Knetmasse um Staub zu vermeiden, die später die Mikropipette verstopfen könnten. Autoklavieren von Mikropipetten ist nicht notwendig. - Clip des Schafts der gezogenen Kapillare mit Laminektomie Zange auf eine Länge von etwa 4,5 bis 5 mm um eine Spitze, die Öffnung mit einem Innendurchmesser von 25-35 μm zu erstellen. Messen Sie unter Verwendung eines Mikroskops mit einem Mikrometer Skala, den Innendurchmesser des mehrere Mikropipetten zu bekommen ein Gefühl dafür wie groß die Öffnung sollte, oder für jeden Mikropipette messen.
Hinweis: Ein kleiner Tipp zu Verstopfungen führen kann; eine größere Spitze könnte dazu führen, dass Gewebeschäden und Schwierigkeiten, das Rückenmark zu durchdringen.
- "Pull" dünnwandige Glaskapillaren (Außendurchmesser 1 mm) auf einer Mikropipette Puller erstelle ich eine ~5.5 mm lang, flach Schaft. Verwenden Sie eine 3,0 mm-Heizung-Filament und Einstellungen des Programms 00 mit P(A) angepasst wie in Tabelle 1.
- Vorbereitung der OP-Setup und Tools
- Stellen Sie sicher, dass das Gerät sauber und einsatzbereit ist. Desinfizieren Sie der Arbeitsbereich durch Abwischen mit 70 % Ethanol zu und Sterilisieren Sie Werkzeuge durch Autoklavieren oder Desinfizieren sie. Lassen Sie Desinfektionsmittel nicht auf den Mikroliter-Spritze, die die viralen Vektoren zu verwendenden Schaden würde.
- Anästhesie und Vorbereitung des Tieres für die Chirurgie
Hinweis: Die Gesamtdauer der Operation beträgt 60-90 min..- Wählen Sie 6-bis 10 - Woche alte Mäusen, den chirurgischen Eingriff zu erleichtern.
Hinweis: Wenn das experimentelle Design erfordert, ist die Injektion von jüngeren oder älteren Tieren möglich. Jede Belastung und beide Geschlechter können grundsätzlich verwendet werden, sondern verwenden die gleichen Hintergrund-Stamm (z.B. C57BL/6J) zum Vergleich von Verhaltensweisen zwischen verschiedenen transgene Mauslinien. Geschlechtsunterschiede sind zu erwarten oder zu untersuchen, zu analysieren, Männchen und Weibchen in getrennten Gruppen. - Anästhesie mit ~ 5 % Isofluran zu induzieren. Legen Sie das Tier in der stereotaktischen Rahmen auf einer Wärme-Matte und pflegen Anästhesie bei 1-2,5 % Isofluran (Luft Durchfluss 900 mL/min). Die Atemfrequenz während der Operation zu überwachen.
- Gelten Sie Schmierstoff Augensalbe Hornhaut Trocknen während der Operation zur Vermeidung.
- Den Rücken des Tieres zu rasieren und Haare vorsichtig mit nassen Gewebe zu entfernen. Desinfizieren Sie die rasierte Haut mit Jod-Lösung und lassen Sie die Haut trocknen.
- Schmerzlindernde Behandlung (z.B.0,1-0,2 mg/kg Buprenorphin subkutan).
- Wählen Sie 6-bis 10 - Woche alte Mäusen, den chirurgischen Eingriff zu erleichtern.
- Belastung der Wirbelsäule auf der Ebene der lumbalen Wirbelsäule
Hinweis: Aufgrund der differenzierten Entwicklung des Rückenmarks und der Wirbelsäule, die jeweiligen Ebenen nicht ausgerichtet sind, sondern die Lendenwirbelsäule Rückenmark Segment L4 ist auf dem gleichen Niveau wie der Brustwirbel T13.- Suchen Sie die meisten kaudalen Rippe paar durch Abtasten entlang der Wirbelsäule. Mit einem Skalpell, machen Sie einen 1,5-2,5 cm längs schnitt in die Haut nur rostral der meisten kaudalen Rippe paar ab.
- Heben Sie die Haut mit einer Pinzette und trennen Sie die darunter liegenden Muskeln mit einer Schere. Während der Operation die exponierten Geweben feucht halten mit steriler 0,9 % NaCl.
- Mit feinen Zangen und kleine Schere, einen Einschnitt in die nächste, dünnen häutigen Schicht direkt neben der Mittellinie und von den Dornfortsätzen abgeschnitten. Es ist unabhängig von der zugrunde liegenden Paraspinous Muskel, sondern an den Dornfortsätzen befestigt.
- Identifikation der Wirbel auf die Lendenwirbelsäule Rückenmark-Ebene
Hinweis: Sobald die Wirbelsäule ausgesetzt ist, sollte der intertransverse Bänder und dorsal Dornfortsätze sichtbar sein. Mehreren anatomische Landmarken können Hilfe bei der Ermittlung der richtigen Wirbel zum Ziel (Abbildung 1 b).- Ziehen Sie die Haut wieder nach hinten, der Beckenkamm verfügbar zu machen. Auf der gleichen Ebene verbindet die meisten kaudalen paar sichtbar intertransverse Bänder L6-Dornfortsatz. Zählen Sie rückwärts in eine Caudale rostral Richtung des Wirbels von Interesse zu identifizieren.
- Palpieren Sie entlang der Wirbelsäule. Die meisten kaudalen Rippe paar befindet sich nur rostral zu T13 Wirbel und Beckenknochen auf Hüfthöhe ist auf der Ebene des Wirbels L6.
- Suchen Sie die Stelle wo die Sehne an der Seite der Wirbelsäule weißesten und die mediale ist. T13 Wirbels befindet sich nur rostral. Die Lendenwirbelsäule Rückenmark Segment L4 befindet sich innerhalb dieses Wirbels.
- Fixierung der Wirbelsäule und Exposition des lumbalen Rückenmarks
- Legen Sie das Tier auf einem Luftkissen aufgerollten Gewebe, es an die Wirbelsäulen Klemmen des stereotaktischen Rahmens zu erheben.
- Befestigen Sie die Ziel-Wirbel um Bewegungen der Wirbelsäule durch Atmung zu vermeiden. Richten Sie zu diesem Zweck die Klammern neben der Ziel-Wirbel, fixieren Sie eine Klammer und festhalten Sie und die Wirbelsäule mit Adson Pinzette fixieren die zweite Leiste.
Hinweis: Die Spalte sollte senkrecht zur Ebene Injektion und fest fixiert, so dass es nicht auf Druck von oben bewegt. Bei Bedarf kann ein zweites Paar Schellen an der Wirbelsäule befestigt werden. In diesem Fall ist es sinnvoll, die beiden Paare von Klammern an den beiden Wirbeln angrenzend an die Ziel-Wirbel zu beheben. - Entfernen Sie den Paraspinous Muskel oben die Wirbel von Interesse. Mit einem Skalpell, machen Sie einen parallelen Schnitt nur medial die Sehnen, die parallel zu der Wirbelsäule als auch senkrechte Einschnitte rostral und kaudalen auf dem Ziel-Wirbel. Achten Sie darauf, dass Sie nicht zu tief schneiden. Geschnitten Sie Träne weg/den Muskel mit Rongeurs. Verwenden Sie Zange Bedarf um zu bleiben auf dem Wirbel oder über die Dura in der Bandscheibe Raum Gewebe zu entfernen.
- In der Bandscheibe Raum sollte der dorsale Blutgefäß Kennzeichnung der Mittellinie des Rückenmarks sichtbar. Durchführen Sie für einseitige Injektionen eine partielle Laminektomie durch Bohren ein Loch in der Mitte der Zielseite des Wirbels. Verwenden Sie eine feine Zahnheilkunde Apparat mit einem 0,5 mm sphärische Fräser Bohren und Bohren Sie besonders sorgfältig bei der Annäherung an das Rückenmark. Entfernen Sie alle restlichen Knochenfragmente mit einer abgeschrägten 26G-Nadel des Rückenmarks aussetzen.
- Mit Hilfe einer 26G abgeschrägte Nadel Perforieren der Dura im Bohrloch, und in den Bandscheiben Raum rostral und kaudalen zu dem Ziel Wirbel, alle etwa 200 µm Lateral, dorsal Blutgefäß. Liquor cerebrospinalis sollte aus den Löchern entkommen und das Rückenmark sollte sich leicht prall gefüllt.
- Vorbereitung der Injektionsspritze
Hinweis: Der Injektionsspritze sollte unmittelbar vor Beginn der Injektion vorbereitet werden, um die Gefährdung durch Staubpartikel verstopfen die Mikropipette.- Montieren Sie die Glas-Kapillare auf einem Mikroliter-Spritze mit abnehmbaren Nadel Klemmverschraubung Kit. Befestigen Sie die Mutter fest um einen festen und sicheren Sitz zu gewährleisten.
- Füllen Sie Mikroliter Spritze mit sterilem destilliertem Wasser und starten Sie es heraus mit den Kolben drücken.
Hinweis: Wenn gibt es zu viel Widerstand, so dass das Wasser nicht einfach aus der Spitze kommt, der Mikropipette wahrscheinlich blockiert und ausgetauscht werden. - Montieren Sie die Spritze auf einem Mikromanipulator, verbunden mit einer elektronisch gesteuerten Microinjector. Achten Sie darauf, dass Sie nicht alles mit der Mikropipette berühren.
- Verwenden die Microinjector, aufstellen Sie, etwa 1 µL der Luft eine Blase zwischen dem Wasser und den Virus zu erstellen.
- Legen Sie ein 2,5 µL Tröpfchen Virenschutzlösung auf ein Stück Folie Paraffin, vorsichtig die Spitze der Mikropipette in das Tröpfchen mit dem stereotaktischen Rahmen bewegen und es auszuarbeiten. Dann sorgfältig Presse verzichten, bis an die Spitze ein wenig Virus-Lösung entsteht.
- Ziehen Sie die Spritze und markieren die Mikropipette mit einer Skala mit einem Stift, und beachten Sie die Ebene der Virus-Lösung; Dies erleichtert die Überwachung der ob die Infusion voranschreitet, wie programmiert.
- Intraspinal Injektionen
- Bewegen Sie die Spitze der Mikropipette oberhalb eines der Löcher in die Dura und dann nach unten Sie, bis eine leichte delle in der Dura vermerkt ist. Um die Injektion an der Wirbelsäule Hinterhorn Ziel, nach unten 500 µm in 100 µm aufeinander folgenden Schritten (1 mm/s Geschwindigkeit) und dann 200 µm bis zur mechanischen Stabilisierung des Gewebes ermöglichen.
Hinweis: Die endgültige Tiefe der Spitze 300 µm in diesem Fall ist, aber kann je nach Zielgebiet angepasst werden.- Wenn das Gewebe eindringen resistent ist, könnte die Mikropipette auf die Dura fangen. In diesem Fall zurückzuziehen Sie, und bewegen Sie etwas nach überlagern das Loch, oder verwenden die Nadel erneut, um die Dura Perforieren ordnungsgemäß vor den Penetration-Versuch zu wiederholen.
- Programmieren Sie die Pumpe ein Zielvolumen Injektion von 300 nL bei einer Injektion Geschwindigkeit von 50 nL/min und drücken Sie die Schaltfläche "Start" um die Infusion zu beginnen.
- Nach die Injektion abgeschlossen ist, überprüfen Sie die Waage, um festzustellen, ob das Virus Niveau gesunken ist und lassen die Mikropipette für eine zusätzliche 3 min um den Druck zu equilibrate vor die Spritze langsam zurückziehen lassen.
- Wiederholen Sie Schritt 2.9.1.-2.9.3. für die anderen zwei Injektionsstellen.
- Bewegen Sie die Spitze der Mikropipette oberhalb eines der Löcher in die Dura und dann nach unten Sie, bis eine leichte delle in der Dura vermerkt ist. Um die Injektion an der Wirbelsäule Hinterhorn Ziel, nach unten 500 µm in 100 µm aufeinander folgenden Schritten (1 mm/s Geschwindigkeit) und dann 200 µm bis zur mechanischen Stabilisierung des Gewebes ermöglichen.
- Nähen und Erholung
- Entfernen Sie die Wirbelsäulen Klemmen und das Kissen unter der Maus.
- Schließen Sie die Wunde schichtweise mit unterbrochenen Stiche, der Haut und den oberflächlichen Gewebeschichten mit resorbierbaren Fäden mit nicht resorbierbaren Fäden vernähen. Jod-Desinfektionsmittel auf die genähten Wunde auftragen.
- Kündigen Sie die Narkose zu und verlassen Sie das Tier auf der Wärme-Matte zu, bis es vor seinem Hause Käfig wieder erholt.
- Postoperative Pflege
- Überwachen Sie den Status des Tieres am OP-Tag, am nächsten Tag und dann alle 2-3 Tage. Stellen Sie sicher, dass das Tier hat eine normale Gang, ein gesundes Aussehen (Gewicht, Augen, Fell und Verhalten), und die Wundheilung.
- Schmerzlindernde Behandlung fortsetzen (z.B.0,1-0,2 mg/kg Buprenorphin subkutan) wie nötig, drei Mal pro Tag.
3. Verhaltens- und morphologische Analysen
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Verhaltensanalyse
Hinweis: Können Sie Tiere, zu der jeweiligen Einrichtung für mindestens 30 min vor Beginn der Messungen an der neuen experimentellen Umgebung anpassen lassen unterzubringen.-
Testen von Frey
- Setzen Sie Tiere einzeln in einzelne Fächer von etwa 10 cm x 10 cm auf einem Metallgitter-Boden.
- Stimulieren Sie die plantare Oberfläche des ipsilateral Hindpaw auf die Injektionsstelle mit einem dynamischen von Frey-Filament. Beachten Sie die Kraft, an der das Tier seine Pfote aus dem Reiz zurückzieht.
- Wiederholen Sie fünfmal und berechnen Sie die durchschnittliche Auszahlung Schwelle aus den sechs Messungen für jedes Tier.
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PIN-Prick-Test
- Setzen Sie Tiere in einzelne Fächer von ca. 10 cm x 10 cm auf einem Metallgitter-Boden.
- Die plantare Oberfläche des ipsilateral Hindpaw an der Einstichstelle mit einer abgestumpften 26 G-Nadel ohne Durchdringung der Haut zu stimulieren. Verhalten der Gäste als NULL (keine Reaktion) oder ein (Reaktion).
- Wiederholen Sie 9 mal mit Abständen von 3 min zwischen Stimulationen und berechnen Sie Prozentsatz Antwort aus den 10 Messungen für jedes Tier zu.
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Injektion von DREADD-Liganden Clozapin-N-oxid (CNO)
- Lösen sich CNO in Dimethyl Sulfoxid (DMSO) erstelle ich eine Stammlösung von 0,2 mg/µL, die bei Raumtemperatur gelagert werden kann.
- Am Tag des Experiments, verdünnen Stammlösung in steriler 0,9 % NaCl, 0,2 µg/µL und intraperitoneale Injektion von 10 µL/g Körpergewicht. Kontrolltieren mit Fahrzeug zu injizieren (0,2 % DMSO in 0,9 % NaCl).
Hinweis: Erfahrungsgemäß Peak Auswirkungen auf Verhalten können erwarteten 1-3 h nach der Injektion, und Effekte sollte vollständig nach 24 Stunden nachlassen. Im Falle der Aktivierung der glycinergen Neuronen beobachteten Verhaltensweisen reduzierte Schmerzen und Juckreiz Reaktionen gehören. Verhaltensweisen, hervorgerufen durch DREADD-vermittelte Aktivierung von Neuronen richtet sich nach der gezielten Teilmenge der spinalen Neuronen.
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Injektion von Pruritogens induzieren Juckreiz
- Auflösen von Pruritogens in 0,9 % NaCl-Lösungen von 8 mg/mL (Chloroquin) oder 10 mg/mL (Histamin). 2 h nach Verabreichung der CNO, injizieren 10 µL des Pruritogen oder Fahrzeug-Lösung in die plantar Oberfläche des ipsilateral Hindpaw an der Wirbelsäule Injektionsstelle subkutan. Alternativ injizieren Sie die Pruritogen mikrodialysemembranen in der Wade, die am Vortag rasiert worden, aversive Verhalten verursacht durch die Rasur selbst reduzieren.
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Spontane Nocifensive oder Pruritogen-induzierte Juckreiz Verhaltensweisen zu analysieren Videoaufnahmen
- Setzen Sie Tiere einzeln in transparente Fächer (ca. 10 cm Durchmesser) mit ein wenig Einstreu aus ihrer jeweiligen Heimat-Käfig auf dem Boden.
- Videoband die Tiere für 5 min zum Datensatz spontan und für 30 min um Pruritogen-induzierte Verhaltensweisen aufzuzeichnen. Analysieren Sie die Videos offline in Behältern von 5 Minuten.
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Schmerzen im Vergleich zu jucken Verhaltensweisen
- Beobachten Sie und notieren Sie zu zucken, lecken und beißen Verhalten.
Hinweis: Zu zucken und lecken an der betroffenen Stelle ist als Reaktionen auf Schmerz, während beißen mit Juckreiz verbunden. - Analysieren Sie Videos mit normaler Geschwindigkeit zu, Messen Sie die Zeit, dass die Maus verbrachte lecken oder beißen die betroffenen Stelle oder in Zeitlupe eine genauere Unterscheidung zwischen lecken und beißen Reflexe zu messen. Alternativ die Anzahl der Anfälle lecken/beißen/zucken.
- Beobachten Sie und notieren Sie zu zucken, lecken und beißen Verhalten.
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Testen von Frey
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Morphologische Analyse
- Morphologische Analysen von eins bis drei Wochen nach der Injektion des Virus oder am Ende eines behavioral Experiments.
Hinweis: Wir haben erkannt eGFP Ausdruck bald 48 h nach der Injektion, aber auch festgestellt, dass Ausdruck innerhalb der nächsten Tage und sogar Wochen erhöht. Für Zellen mit starken Reporter Ausdruck kann eine Woche Inkubationszeit (von intraspinal Versenkung bis Perfusion) ausreichen. Für Zellen mit schwachen Transgene Ausdruck, Viren mit schwachen Promotoren oder schwächeren Fluorophore, eventuell ein längerer Ausdruck nachweisbare Konzentrationen zu gewährleisten. -
Gewebe-Fixierung
- Durchspülen Sie jede Maus Transcardially, zunächst mit 20 ml eiskaltes künstliche Liquor cerebrospinalis (ACFS)-Lösung (NaCl-125 mM, Nahco33 25 mM, NaH2PO4 1,25 mM, D-Glukose 20 mM KCl 2,5 mM und CaCl2 2 mM MgSO4 1 mM), dann mit 100 mL von 4 % eiskaltem Paraformaldehyd (in 0,1 M Natriumphosphat Puffer, pH-Wert 7,4).
Achtung: Paraformaldehyd ist giftig und muss mit Vorsicht behandelt werden. - Sofort sezieren Sie die Lendenwirbelsäule Rückenmark, und nach dem beheben Sie des Gewebes für 2 h mit 4 % Paraformaldehyd auf Eis. Das Post-fixierte Gewebe mit 0,1 M-Natrium-Phosphat-Puffer (pH 7,4) kurz waschen und dann es in 25 % Saccharoselösung (in 0,1 M Natriumphosphat Puffer, pH-Wert 7,4) über Nacht bei 4 ° c inkubieren
- Das Cryoprotected Gewebe an 30 μm auf einem Kryostat geschnitten und die Abschnitte auf Objektträger zu montieren.
- Durchspülen Sie jede Maus Transcardially, zunächst mit 20 ml eiskaltes künstliche Liquor cerebrospinalis (ACFS)-Lösung (NaCl-125 mM, Nahco33 25 mM, NaH2PO4 1,25 mM, D-Glukose 20 mM KCl 2,5 mM und CaCl2 2 mM MgSO4 1 mM), dann mit 100 mL von 4 % eiskaltem Paraformaldehyd (in 0,1 M Natriumphosphat Puffer, pH-Wert 7,4).
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Immunfluoreszenz-Färbung
- Nach kurzen Waschgängen mit PBS-Puffer gelten 300 μl Lösung zu blockieren (10 % normale Esel Serum in 0,3 % Triton-PBS) auf den Abschnitten für 1 h bei Raumtemperatur.
- Inkubieren Sie die Folien mit 300 μL der jeweiligen Kombinationen von primären Antikörper blockieren Lösung (siehe Tabelle der Materialien) über Nacht bei 4 ° C. Waschen Sie in den Abschnitten 3 Mal für 5 min in PBS.
- Inkubieren Sie die Folien mit den jeweiligen Kombinationen von sekundären Antikörper blockiert Lösung für 1 h bei Raumtemperatur. Waschen Sie in den Abschnitten 3 Mal für 5 min in PBS.
- Kurz spülen Sie die Folien in DdH2O, dann montieren Sie die Verwendung von fluoreszierenden Eindeckmedium Deckgläsern.
- Erwerben Sie fluoreszierende Bilder mit einem konfokalen Mikroskop mit einem 20 X und einem 40 X Objektiv ausgestattet.
- Morphologische Analysen von eins bis drei Wochen nach der Injektion des Virus oder am Ende eines behavioral Experiments.
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Representative Results
Um den Ausdruck-Ebenen zu verdeutlichen, die durch die intraspinal Injektion von rAAV Codierung ein Marker Protein gewonnen werden kann, injiziert wir zuerst AAV1. CAG.eGFP in der Lendenwirbelsäule Rückenmark von Wildtyp Mäusen. Drei Injektionen im Abstand von ca. 1 mm auseinander produziert eine nahezu permanente Infektion der lumbalen Wirbelsäule Segmente L3, L5 (Abb. 1A-C). Virus-Injektion in einer Tiefe von 300 µm von der Wirbelsäule Oberfläche führt zu überwiegenden Infektion von Zellen im Hinterhorn Rückenmarks. Jedoch können auch infizierte Zellen im ventralen Horn (Abbildung 1) gefunden werden. Als nächstes war Ziel es, den Unterschied in rAAV-vermittelten Ausdruck zu verdeutlichen, wenn eine Cre-abhängige rAAV Injektion in eine Cre transgenen Maus. Wir injiziert daher die Cre-abhängige AAV1. CAG.flex.eGFP Vektor ins Rückenmark von transgenen Mäusen GlyT2::Cre. Wie vor, eGFP Ausdruck in den dorsalen und ventralen Horn beobachtet werden. Wie erwartet, wurde der Ausdruck von eGFP jedoch stärker eingeschränkt, was die Verteilung der GlyT2 + Neuronen, d.h. relativ spärlich Ausdruck im oberflächlichen Hinterhorn und dichten Ausdruck im tief Hinterhorn (Abbildung 1E).
Als nächstes um die Machbarkeit der Adressierung Schaltung Funktion der Wirbelsäule neuronalen Subpopulationen, zwei verschiedene Cre-abhängige Flugabwehrpanzer zeigen Codierung für verschiedene Effektorproteine (DTA und hM3Dq) wurden in injiziert GlyT2::Cre transgenen Mäusen. Analog zu den viralen Ausdruck nach drei Injektionen von AAV1 beobachtet. CAG.eGFP in Wildtyp Mäusen, gab es im lumbalen Segmente L3-L5 robuste Ablation von hemmenden Neuronen (Pax2 +) nach der Injektion von AAV1. EF1a.Flex.dta in Glyt2::Cre Mäuse (Abb. 2AC). Verlust von glycinergen hemmenden Neuronen in diesen Segmenten evoziert eine deutliche mechanische Überempfindlichkeit (Abb. 2D) und spontane aversive Verhalten gerichtet ipsilateral Megalosauridae (Abb. 2E). Das aversive Verhalten führte zu Self-inflicted Läsionen, die auf die Pfoten, Wade und Oberschenkel beobachtet werden konnte (Daten siehe Foster Et Al. 7) gegenläufige Effekte wurden beobachtet bei der Aktivierung glycinergen Neuronen durch Injektion von AAV1.hSyn.flex.hM3Dq und anschließende intraperitoneale Injektion von CNO (Abb. 2 b). Mäusen wurde desensibilisiert, mechanische Schmerzreize (Abb. 2F) und andere schädliche Reize (siehe Foster Et al. ( 7) Darüber hinaus als mit dem Pruritogens Histamin oder Chloroquin behandelt, hM3Dq-vermittelte Aktivierung von Neuronen glycinergen effizient unterdrückt Prurifensive Reaktionen (Abbildung 2). Diese Ergebnisse zeigen, dass drei Injektionen von rAAV in der Lendenwirbelsäule Rückenmark transduzieren eine Fläche des lumbalen Rückenmarks ausreichend robuste Verhaltensänderungen, hervorgerufen durch Stimulation der entsprechenden Megalosauridae beobachten können.
In eine abschließende Reihe von Experimenten wollten wir die möglichen Unterschiede in Cre Reporter Mäusen im Vergleich zu Cre Reporter Viren zeigen. Daher wurde eine Cre-gen Fahrer gewählt, die zuvor beschrieben wurde, wie die Anzeige einer eingeschränkten Expressionsmuster im Rückenmark Maus. Das Gen RORβ ist vorgeschlagen worden, überwiegend in hemmende Interneurone der tief Hinterhorn13,14ausgedrückt werden. Diese Studie verwendete RORβCre Knock-in Mäuse und überquerte sie nach Rosa26Lox-STOP-Lox-TdTomato (R26Tom) Cre Reporter Mäuse, die auf den Ausdruck des TdTomato in allen Zellen Cre Ausdruck zu jedem Zeitpunkt vor Analyse (Anzeige führen ( Abb. 3A). Charakterisierung der TdTomato +-Zellen in RORβCre; R26Tom Mäuse zeigten Ausdruck in Neuronen und Astrozyten Hinterhorn (Abb. 3 bC). In der Tat, Quantifizierung der TdTomato + Zellen vorgeschlagen, dass der Großteil der Zellen in der Cre-vermittelten Rekombination (58 %) nicht-neuronale waren. Wir injiziert dann eine Cre-abhängige TdTomato Reporter rAAV (AAV1. CAG.flex.tdTomato) ins Rückenmark von Mäusen P40 RORβCre (Abbildung 3D). Im Gegensatz zu R26Tom-vermittelte Reporter Ausdruck, wir fanden, dass alle TdTomato + Zellen gekennzeichnet durch das Reporter-Virus zu Neuronen (Abbildung 3EF). Zu guter Letzt wurde die Identität der TdTomato + Neuronen in beiden Sätzen von Mäusen (RORβCre; analysiert. R26Tom und RORβCre mit AAV1 injiziert. CAG.flex.tdTomato). In beiden Fällen wurden die meisten Neuronen hemmende (> 85 %) und der Minderheit der exzitatorischen Neuronen (< 20 %) (Abbildung 3 G-ich), die vorherigen Bewertungen über die Identität des RORβ + Neuronen13,14stimmt.
Abbildung 1: Intraspinal Injektion von AAV1-eGFP/AAV1-Flex-eGFP
(A) schematische Darstellung einer intraspinal Injektion eine AAV1. CAG.eGFP (AAV1-eGFP) in der Lendenwirbelsäule Rückenmark, die aus der Megalosauridae innerviert ist. (B) anatomische Lage des lumbalen rückenmarkssegmente L3-L4 kann in einer Top-down-Ansicht von der Rückseite einer Maus gesehen werden. Die Haut wurde eröffnet, um die Wirbelsäule freizulegen. Dornfortsätze der Wirbel T13-L6 sind als anatomische Referenzen farbig und ein Pfeil zeigt den Beckenkamm. (C) repräsentatives Bild der ganze Berg lumbalen Rückenmarks. Grüne Fluoreszenz zeigt Virus ausgestrahlt Bereiche des Rückenmarks. (D) repräsentatives Bild eines Querschnitts durch eine AAV1-eGFP-ausgestrahlt Lendenwirbelsäule Rückenmark von Wildtyp Maus. (E) repräsentatives Bild eines Querschnitts einer AAV1. CAG.flex.eGFP ausgestrahlt Rückenmark Mausklick GlyT2::Cre. Gestrichelte Linien stehen für Gliederung der grauen Substanz und oberflächliche Hinterhorn des Rückenmarks. Skalieren Sie Bars C = 1 mm, D = 100 µm. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 2: Funktionale Manipulation der Wirbelsäule Cre exprimierenden Glycinergen Neuronen
(A + B) Schematische Darstellung einer intraspinal Injektion eine AAV1. EF1a.Flex.dta (A) oder ein AAV1. EF1a.Flex.hM3Dq (B) in der Lendenwirbelsäule Rückenmark. CRE-abhängige Expression von Diphtherie-Toxin Fragment A (DTA) führt zur Ablation von den glycinergen Neuronen (GlyT2 +) (A), während Cre-abhängige Expression von pharmakogenetischen Designer Rezeptor hM3Dq GlyT2 Neuronen durch aktivierbare gerendert wird Clozapin-N-oxid (CNO) (B). (C) drei Injektionen von AAV1. EF1a.Flex.dta in den Segmenten L3-L5 GlyT2::Cre Mäusen führte zu einem deutlichen Verlust von hemmenden Neuronen in den jeweiligen Sparten der ipsilateralen aber nicht von der kontralateralen Seite. (D) Verlust der GlyT2 Neuronen evoziert eine lang anhaltende Überempfindlichkeit gegenüber mechanischen von Frey-Stimulation in der ipsilateralen Hinterpfote GlyT2::Cre Mäuse injiziert mit AAV1. EF1a.Flex.dta, aber keine Änderung wurde beobachtet, wenn Cre-Negative Mäuse injiziert wurden. (E) Verlust der GlyT2 Neuronen hervorgerufen spontane aversive Verhalten erinnert an chronischen Juckreiz. (F) hM3Dq-vermittelte Aktivierung der GlyT2 Neuronen gelindert schädlichen mechanischen Schmerzen hervorgerufen durch Pinprick-Stimulation. (G) hM3Dq-vermittelte Aktivierung der GlyT2 Neuronen reduziert Pruritogen (Chloroquin oder Histamin)-aversive Verhalten hervorgerufen. Daten sind als Mittelwert ± SEM vertreten *** p < 0,001; p < 0,01. Skala bar C = 1 mm. g = Gramm. Bilder sind wieder verwendet und modifiziert von Foster Et al. 7 Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 3: genetische und Virus-vermittelten Kennzeichnung von RORβ exprimierenden Zellen. (A) das Diagramm zeigt die Strategie für die Cre-abhängige Expression von fluoreszierenden TdTomato Reporter im RORβCre; Rosa26Lox-STOP-Lox-TdTomato (R26Tom) Mäuse. (B) Immunostaining am Rückenmark Abschnitte der RORβCre; R26Tom Mäusen ergab, dass NeuN + RORβ-Tom Neuronen in Schichten-IV zu finden. (C) Cre-abhängige Expression von TdTomato wurde auch in GFAP + Zellen der RORβCrebeobachtet; R26Tom Mäuse, was darauf hindeutet, dass RORβ während der Entwicklung in Astrozyten exprimiert wird. Pfeilspitzen zeigen Doppel beschriftet Astrozyten in Lamina III. (D) Diagramm intraspinal Injektion von AAV-Flex-Tom (rAAV1.CAG.flex.tdTomato) Virus in RORβCre Mäuse, um lokale Cre-abhängige Expression TdTomato Laufwerk. (E) Immunostaining am Rückenmark Abschnitte der RORβCre Mäuse injiziert mit AAV-Flex-Tom-Virus. RORβ-Tom Neuronen wurden auf die oberflächlichen Schichten der spinalen Hinterhorn lokalisiert und Ausdruck der TdTomato fehlte aus Astrozyten. (F) Prozentsatz der RORβ-Tom Zellen mit dem Ausdruck des neuronalen Markers NeuN in Wirbelsäulen Abschnitten der RORβCre; R26Tom Mäuse und RORβCre Mäuse injiziert mit AAV-Flex-Tom-Virus. (G-H) Immunostaining am Rückenmark Abschnitte (G) RORβCre; R26Tom Mäuse und (H) RORβCre Mäuse injiziert mit AAV-Flex-Tom-Virus zeigt ns1 zwischen RORβ-Tom Neuronen und die hemmenden Markierung Pax2 oder der exzitatorischen Marker Lmx1b. (I) Prozentsatz der RORβ-Tom Neuronen, die mit dem Ausdruck Lmx1b und Pax2 in RORβCre; R26Tom Mäuse und RORβCre Mäuse injiziert mit AAV-Tom-Virus. Daten sind als Mittelwert ± SEM Daten stammen aus 2-3 Mäuse und 1-3 Abschnitte pro Maus dargestellt. Maßstabsleisten stehen für 100 µm (B, E) und 20 µm (C, E in starker Vergrößerung Bilder, G und H). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
| Variable | Eingestellten Wert | Einheit |
| Wärme (H) | 450 | -(Wert proportional zur Kraft der abgestrahlten Wärme) |
| vorläufige ziehen (F(TH)) erzwingen | 20 | -(Wert proportional zur Spannung um die Spule zu erzwingen) |
| Entfernung Threshold (s(TH)) | 25 | 0,12 mm |
| Heatstop (t(H)) zu verzögern | 30 | 0,5 ms |
| Entfernung Heatstop (s(H)) | 0 | 0,12 mm |
| Zug 1 (t(F1)) zu verzögern | 200 | 0,5 ms |
| Kraft ziehen 1 (F1) | 300 | -(Wert proportional zur Spannung um die Spule zu erzwingen) |
| Entfernung ziehen 2 (s(F2)) | 30 | 0,12 mm |
| Kraft ziehen 2 (F2) | 600 | -(Wert proportional zur Spannung um die Spule zu erzwingen) |
| anpassen (AD) | 0 | - |
Tabelle 1: Puller Einstellungen
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Discussion
Intraspinal Injektion von Flugabwehrpanzer kann eine leistungsfähige Technik in einem Forschungslabor ermöglicht die Analyse der Wirbelsäule Zellen mit einer hohen zeitlichen und räumlichen Lösung geworden. Dieses Protokoll ermöglicht die Signalweiterleitung der drei wichtigsten wirbelsäulensegmente sensorischen Neuronen erweitern ihre peripheren Axone, die Megalosauridae innerviert. Transducing drei Segmente produziert robuste und reproduzierbare Verhaltensdaten. Es ermöglicht auch ein größerer sensorischen Bereich als möglich nach einer einzelnen Injektion intraspinal testen. Das gleiche Regime Injektion ermöglicht zum Beispiel die Pfote zu Testzwecken (von Frey, Hargreaves, etc.) und die Oberschenkel (intradermale Injektionen, Stimulation der Mechano-Rezeptoren), erweitert damit die sensorischen Modalitäten, die behandelt werden können.
Wichtige Schritte:
Es gibt mehrere Schritte für den Erhalt der robuste morphologische und Verhaltensstörungen Daten und zur Vermeidung von Artefakten von entscheidender Bedeutung. Das Design des viralen Vektors und die Wahl der Veranstalter und der Serotyp können einen starken Einfluss auf Transduktion Effizienz und den Umfang des Bereichs transduced haben und daher auf Verhaltensstörungen Ergebnisse (Einzelheiten auf virale Verbreitung und Transduktion Wirkungsgrade, finden Sie unter 12). hochwertige virale Vorbereitungen sind erforderlich, um Nebenwirkungen der Injektion Virus zu minimieren, die auftreten können, wenn Verunreinigungen oder Zelle Ablagerungen in der Virus-Lösung vorhanden sind. Die Operation, die erforderlich sind, um das Rückenmark zu injizieren muss mit großer Sorgfalt durchgeführt werden, um morphologische und Verhaltensstörungen Artefakte eingeführt durch die Operation zu vermeiden. Besondere Aufmerksamkeit ist erforderlich, im Umgang mit dem Rückenmark, vor allem während der Laminektomie und die Perforation der Dura mit der Nadel. Schäden des Rückenmarks könnten somatische Empfindungen und motorische Koordination der Maus, damit gefährden alle geplanten Verhaltensexperimente beeinträchtigen. Darüber hinaus ist es wichtig, die Spritze sorgfältig zu montieren. Unsachgemäße Montage oder Verstopfung der die Mikropipette kann das Experiment behindern. Spinal Gewebe an der Injektionsstelle muss am Ende des Experiments untersucht werden, um erfolgreiche Injektion und Transduktion von der Injektionsbereich zu überprüfen und übermäßige Gewebeschäden infolge der Operation auszuschließen. Dieses Protokoll hat virale Titer bis zu einer Konzentration von 1 x 1013 GC/mL ohne scheinbare Toxizität verwendet, noch höhere Titer von Virus könnte irgendwann mal toxisch. Darüber hinaus hängt die Toxizität höchstwahrscheinlich auch auf das Protein kodiert, indem die injizierten AAV.
Modifikationen:
Mehrere Parameter in das Protokoll können für die neuronale Bevölkerung und die Forschungsfrage zu untersuchenden angepasst werden. Injektion von 300 nL-Virus-Lösung in einer Tiefe von 300 µm führt zu Transduktion von Neuronen im gesamten, und überwiegend im Hinterhorn. Wenn das Ziel, Ziel Neuronen weiter ventralen ist, kann die Tiefe eingestellt werden. Injektion von größere Mengen des Virus (wir haben verwendet, bis zu 500 nL pro Injektion) führt zu einer größeren Verbreitung in dorsoventral und Rostrocaudal Richtungen. Dies kann vorteilhaft sein, Angriffe auf weitere Zellen im Rostrocaudal Umfang zu erreichen, sondern steigern das Übergreifen auf der kontralateralen Seite, die die Verwendung von der kontralateralen Seite als interne Kontrolle behindern kann. Darüber hinaus erhöht die dorsoventral Ausdehnung der Zellen ausgestrahlt, die möglicherweise den gewünschten Effekt oder vermieden werden. Injektion von 300 nL in einer Tiefe von 300 µm vermieden Seite Auswirkungen auf die Motorsteuerung bei GlyT2::Cre Mäusen, während der Injektion von 500 nL oder Injektion in eine größere Tiefe erzeugt gelegentlich motorische Phänotypen, wie spastische Verlängerung der Megalosauridae (Daten nicht gezeigt). Injektion kleinerer Mengen lässt sich die Ausrichtung auf noch mehr beengten5zu beschränken. Die virale Titer ist ein weiterer Parameter, der geändert werden kann und in der Tat für jeden Virus bestimmt werden soll. Für bakterielle Toxine, wie z. B. das hocheffiziente DBA möglicherweise geringe Expression Ebenen ausreichend, um den gewünschten Effekt zu induzieren, während für fluoreszierende Reporter und DREADDs, höhere Titer für nachweisbar oder effektive Ausdruck erforderlich sind.
Bedeutung der Methode in Bezug auf bestehende/Alternative Methoden:
Bisher wurden vor allem zwei Techniken zur funktional Verhören die neuronale Schaltkreise, die für die Übertragung der sensorischen Signale benötigt. Viele Forscher haben intraspinal Injektionen von rAAV Codierung für Reporter und Effektor Proteine in Rekombinase exprimierenden Mäuse um beschriften und manipulieren Wirbelsäule neuronale Subpopulationen verwendet. Der bislang beschriebenen15,16intraspinal Injektion als Technik, spinale Zellen zu manipulieren. Die hier beschriebene Protokoll wurde speziell für genetisch beschrifteten Neuronen in drei aufeinander folgenden Segmenten des lumbalen Rückenmarks transduzieren bei gleichzeitiger Minimierung der chirurgischen Manipulation. Dies wird erreicht, indem man zwei der drei Injektionen in den Bandscheiben Raum rostral und kaudalen der T13 Wirbel, und zweitens, durch Bohren eines Loches in T13 für die dritte Injektion statt der Beseitigung der Wirbel. Die gezielte L3-L5-Segmente sind die wichtigsten Kündigung sensorischen Neuronen innervieren die Megalosauridae. Wir zeigen, dass diese Art der Transduktion ausreichend ist, um robuste Verhaltensänderungen nach der Manipulation von glycinergen Neuronen produzieren und deuten darauf hin, dass es für die Analyse einer Vielzahl von verschiedenen genetisch beschrifteten spinale Neuronen geeignet ist.
Die zweite Methode, die verwendet wurde, um die Funktion der Wirbelsäule Neuron Teilmengen zu manipulieren basiert auf Kreuzung transgener Tiere. Hier haben Mäuse mit dem Ausdruck einer Rekombinase in eine bestimmte Teilmenge der spinalen Neuronen Reporter Mäusen überqueren müssen, um Ausdruck der gewünschten Marker oder Effektor Protein in der entsprechenden neuronalen Teilmenge17,18, zu erreichen 19. zur Veranschaulichung einiger der Unterschiede, die auftreten können, beim Vergleich der Ergebnisse mit Reporter Mäuse oder intraspinal Virus-Injektionen erhalten wir entweder RORβCre Knock-in Tiere gekreuzt, um eine Cre-abhängige Reporter Maus oder injiziert RORβ CRE Mäuse mit einem Cre-abhängige Reporter rAAV. Wir verglichen Reporter-gen-Expression erhielt von der rAAV bis Reporter-gen-Expression in RORβCreerhalten; R26Tom Mäuse. Reporter-Gen-Expression der intraspinal Injektion eine Cre-abhängige rAAV eingeholt wurde beschränkt auf Neuronen des Rückenmarks, während R26Tom Reporter Maus-evozierten TdTomato Ausdruck findet sich auch in Astrozyten. Dies deutet darauf hin, dass RORβ vorübergehend in Astrozyten exprimiert wird. In ähnlicher Weise Gutierrez-Mecinas Et Al. einen eingeschränkteren Reporter Ausdruck gefunden (räumlich und Zelltyp spezifisch) nach viralen Injektion im Vergleich zur Maus-evozierten Reporter Ausdruck in Tac1Cre Mäuse20. Mithilfe von intraspinal Injektionen eines rAAV-Reporter ins Rückenmark Erwachsener Mäuse beschränken Reporter und/oder Effektor Genexpression effizient, die Bevölkerung der Zellen, die Ausdruck des Gens in den Erwachsenen und vermeiden so Rekombination/Ausdruck in diese Populationen mit früheren transiente Genaktivität.
Eine zweite Hauptvorteil der intraspinal rAAV-Injektionen ist die Fähigkeit, die Expression der Gene rAAV-codiert auf der Injektionsstelle zu beschränken. Bei transgenen Mäusen ist Cre Treiber-vermittelten Ausdruck oft nicht nur in der neuronalen Subpopulation von Interesse, sondern auch in anderen Populationen innerhalb des Nervensystems gefunden. Dymecki und Kollegen sowie die Gruppen von Ma und Goulding, entstanden elegante Möglichkeiten der Verwendung intersektionale Reporter Maus-basierte Ansätze, die Rekombination in Teilen des Nervensystems zu vermeiden, die bleiben unverändert17, 18,19,21,22,23. Mit Knock-in Mäusen, um Marker oder Effektor Proteinexpression zu erhalten ist auch davon auszugehen, weniger variabel sein, denn da gibt es nur eine genomische Kopie der jeweiligen Expressionskassette pro Zelle und der Expressionskassette in allen Zellen in der Region von Interesse ist . Im Gegensatz dazu das Vorhandensein der jeweiligen Expressionskassette und auch die Kopienzahl des Expressionskassette nach virale Transduktion ist abhängig von der Transduktion Effizienz, die variieren von Zelle zu Zelle, Injektion, Injektion, und richtet sich nach der Virus-Menge. Schließlich ist der größte Nachteil der Virus-vermittelten Genexpression über traditionelle Methoden die Notwendigkeit einer Operation. Chirurgie-vermittelten Verletzungen/Entzündungen können Neuronen und Schaltungen direkt beeinflussen. Einbeziehung der Kontroll-Mäusen, die die gleiche Operation unterzogen wurden ist daher zwingend erforderlich.
Zukünftige Anwendungen:
Intraspinal Injektion kann verwendet werden, zum Analysieren und bearbeiten alle genetisch identifizierten spinale Subpopulation durch Überexpression von Proteinen, Marker und Effektor. Es ist daher wahrscheinlich in Zukunft, dass viele dieser Technik, um die neuronale Populationen in ihren besonderen Schwerpunkt studieren annehmen werden. Darüber hinaus neben der Verwendung von intraspinal Injektion von rAAVs, um Überexpression von exogenen Effektorproteine zu erreichen, diese Technik kann auch zur Stille oder Overexpress körpereigene Proteine und somit die Funktion einer bestimmten Gens mit hoher studieren räumliche und zeitliche Auflösung.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts preisgeben.
Acknowledgments
Wir danken für die großzügige Unterstützung dieser Arbeit Hanns Ulrich Zeilhofer. Hendrik Wildner wurde von Olga Mayenfisch-Stiftung unterstützt. Wir danken Carmen Birchmeier für den Lmx1b-Antikörper.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| micropipette puller: DMZ-Universal-Electrode-Puller | Zeitz | NA | |
| anesthesia unit: Oxymat3 oxygen concentrator | Weinmann | NA | |
| anesthesia unit: VIP 3000 Veterinary Vaporizer | Midmark | NA | |
| Heat mat: Mio Star Thermocare 100 | Migros | 717614700000 | |
| Electric shaver | Philips | BT9290 | |
| surgical microscope (OPMI pico) | Zeiss | NA | |
| Small animal stereotaxic apparatus | Kopf | NA | |
| Neurostar StereoDrive (optional) | Neurostar | NA | |
| Model 51690 Cunningham mouse spinal adaptor | Harvard Apparatus | 72-4811 | |
| PHD Ultra syringe pump with nanomite | Harvard Apparatus | 70-3601 | |
| Hamilton 701 RN 10 μl glass microliter syringe | Hamilton | 7635-01 | |
| Hamilton Removable needle (RN) compression fitting 1 mm | Hamilton | 55750-01 | |
| fine dentistry drilling apparatus: Osada success 40 | Osada | OS-40 | |
| spherical cutter, 0.5mm | Busch | 12001005B | |
| electronic von Frey anesthesiometer | IITC | 23905 | |
| flexible von Frey hairs | IITC | #7 | |
| LSM710 Pascal confocal microscope | Zeiss | NA | |
| 0.8 NA × 20 Plan-apochromat objective | Zeiss | NA | |
| 1.3 NA × 40 EC Plan-Neofluar oil-immersion objective | Zeiss | NA | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Surgical Tools | |||
| Scalpel Handle #4, 13cm | Fine Science Tools | 10004-13 | |
| Extra Fine Bonn Scissors | Fine Science Tools | 14084-08 | |
| Adson forceps, 1 x 2 teeth, 12 cm | Fine Science Tools | 11027-12 | |
| Friedman-Pearson rongeurs, curved, 0.7 mm cup | Fine Science Tools | 16121-14 | |
| Dumont #2 laminectomy forceps | Fine Science Tools | 11223-20 | |
| Olsen-Hegar needle holders, serrated, 8.5 mm clamp length | Fine Science Tools | 12002-12 | |
| Fine forceps #5 | Fine Science Tools | 11254-20 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Consumables and Chemicals | |||
| Thin-wall glass capillary, 1mm outside diameter | World Precision Instruments | TW 100-3 | |
| Syringes (1, 5 and 20 ml) | B. Braun | (9166917V, 4606051V, 4606205V) | |
| 26G beveled needle | B. Braun | 4665457 | |
| Sterile scalpel blades | B. Braun | BB523 | |
| Surgical sutures Safil Quick+ 4/0, absorbable | B. Braun | C1046220 | |
| Surgical sutures Premilene 5/0, non-absorbable | B. Braun | C0932191 | |
| Sterile PBS or saline (0.9%) | NA | ||
| Ethanol, 70% (disinfectant) | NA | ||
| Iodine solution (e.g. Braunol) | B. Braun | 18380 | |
| Anaesthetics (e.g. Attane isoflurane) | Provet | 2222 | |
| Aldasorber | Provet | 333526 | |
| analgesics (e.g. buprenorphine: temgesic) | Indivior | GTIN: 7680419310018 | |
| Ophthalmic ointment (e.g. vita-pos) | Pharma medica | GTIN: 4031626710635 | |
| Cotton swabs (e.g. from) | IVF Hartmann | 1628100 | |
| Facial tissues (e.g. from) | Uehlinger AG | 2015.10018 | |
| Superfrost plus microscope slides | ThermoScientific | J1800AMNZ | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Mice | |||
| C57BL/6J mice (wildtype) | The Jackson Laboratory | RRID:IMSR_JAX:000664 | |
| Rorbtm1.1(cre)Hze/J mice (RORβCre) | The Jackson Laboratory | RRID:IMSR_JAX:023526 | |
| Gt(ROSA)26Sortm14(CAG-tdTomato)Hze/J mice (R26Tom) | The Jackson Laboratory | RRID: IMSR_JAX:007914 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Viral vectors | |||
| AAV1.CB7.CI.eGFP.WPRE.rBG (AAV1.CAG.eGFP) | Penn Vector Core | AV-1-PV1963 | |
| AAV1.CAG.flex.eGFP.WPRE.bGH (AAV1.CAG.flex.eGFP) | Penn Vector Core | AV-1-ALL854 | |
| AAV1.CAG.flex.tdTomato.WPRE .bGH (AAV1.CAG.flex.tdTomato) |
Penn Vector Core | AV-1-ALL864 | |
| AAV1.EF1a.flex.DTA.hGH (AAV1.EF1a.flex.DTA) | Penn Vector Core | Custom production | |
| AAV1.hSyn.DIO.hM3D(Gq)-mCherry.hGH (AAV.flex.hM3D(Gi)) | Penn Vector Core | Custom production | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Plasmids | |||
| pAAV.hSyn.flex.hM3D(Gq)-mCherry | Addgene | 44361 | |
| pAAV.EF1α.flex.hChR2(H134R)-eYFP | Addgene | 20298 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bacteria | |||
| MDS42 | ScarabGenomics | ||
| Stbl3 | ThermoScientific | C737303 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Reagents | |||
| EndoFree Plasmid Maxi Kit | Quiagen | 12362 | |
| NucleoBond PC 500 | Machery & Nagel | 740574 | |
| clozapine-N-oxide (CNO) | Enzo Life Sciences | BBL-NS105-0025 | |
| chloroquine diphosphate salt | Sigma | C6628 | |
| histamine | Sigma | H7125 | |
| Dapi | Invitrogen | D3571 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Antibodies (dilution) | |||
| Rabbit anti-GFP (1:1000) | Molecular Probes | RRID:AB_221570 | |
| Rabbit anti-NeuN (1:3000) | Abcam | RRID:AB_10711153 | |
| Goat anti-Pax2 (1 : 200) | R & D Systems | RRID:AB_10889828 | |
| Guinea pig anti-Lmx1b (1 : 10 000) | Dr Carmen Birchmeier | Muller et al. 2002 | |
| Rabbit anti-GFAP (1 : 1000) | DakoCytomation | RRID:AB_10013382 | |
| Secondary antibodies raised in donkey (1:800) | Jackson ImmunoResearch Laboratories | NA |
References
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