Summary
Nous présentons ici une demande d’une norme technique immunologique (CFSE teinté OT-j’ai la prolifération) permettent de contrôler rapidement induite par le traitement adjuvant des lymphocytes T cytotoxiques (CTL) génération in vivo. Cette estimation rapide des capacités CTL est utile pour le développement de vaccins prophylactiques contre les pathogènes intracellulaires, mais aussi des vaccins thérapeutiques contre le cancer.
Abstract
L’évaluation des vaccins sous-unité moderne révèle que la production d’anticorps neutralisants est important mais insuffisant pour le choix de l’adjuvant. Par conséquent, les adjuvants grâce aux fonctions cellulaires et humorales immuno-stimulant qui sont en mesure de promouvoir les réponses (CTL) les lymphocytes T cytotoxiques sont urgent. Ainsi, la surveillance fidèle des candidats adjuvant qui induisent des croix-amorçage et ensuite améliorent la génération de CTL représente une étape cruciale dans le développement de vaccins. Ici, nous présentons une demande pour une méthode qui utilise SIINFEKL-spécifique (OT-je) les cellules T pour surveiller la présentation croisée du modèle antigène ovalbumine (OVA) in vivo en présence de candidats différents adjuvants. Cette méthode représente un test rapide pour sélectionner les adjuvants avec les meilleures capacités de croix-amorçage. La prolifération des CD8+ T cellules est la plus précieuse indication de croix-amorçage et il est également considéré comme un corrélat de la présentation croisée induite par le traitement adjuvant. Cette fonctionnalité peut être évaluée dans les différents organes du système immunitaire comme les ganglions lymphatiques et la rate. L’étendue de la génération de CTL peut être également surveillée, ce qui donne des idées sur la nature d’un local (drainage ganglionnaire principalement) ou une réponse systémique (ganglions éloignées et/ou la rate). Plus loin, cette technique permet plusieurs modifications pour tester des médicaments qui peuvent inhiber les voies spécifiques de présentation croisée et offre également la possibilité d’être utilisé dans différentes souches de souris classiques et génétiquement modifiées. En résumé, l’application que nous vous présentons ici sera utile pour les laboratoires de vaccin dans l’industrie ou des universités qui développent ou modifient des adjuvants chimiques pour la recherche sur les vaccins et le développement.
Introduction
Les lymphocytes T cytotoxiques (CTL) induisant des vaccins sont les principales interventions thérapeutiques qui ont été développées pour lutter contre certains types de cancer1. CTL sont également importants pour les vaccins prophylactiques contre les pathogènes intracellulaires2. En outre, CTL sont l’un de ses mécanismes de défense immunitaires peu fonctionnellement actifs dans les populations à risque tels que les nouveaux-nés3,4 dont dépendent aussi de CTL pour lutter contre le début vie infections5. À cet égard, les vaccins contre le Virus Respiratoire Syncytial (RSV) qui ont été élaborés avec un adjuvant qui ne pas permis d’obtenir les réponses CTL (alun) a abouti à un échec complet du vaccin conduisant à des complications graves sur les infections chez les nourrissons de6. Ces effets négatifs de la vaccination peuvent être renversés par un CD8+ réaction de lymphocytes T7. Nous avons démontré précédemment que les principales cytokines (interférons de type I) provoquées par certains stimulateur d’agonistes de gènes (STING) interféron sont essentiels pour les réponses CTL générés par ces adjuvants8, en partie par la mesure de la prolifération des OT-I T cellules après vaccination et en utilisant ces résultats comme une mesure de CTL induisant des capacités fait observer dans l’extension de vaccination annexes9. La mesure de la prolifération des OT-j’ai CD8+ T des cellules dans une souris destinataire C57BL/6 de type sauvage (WT) de colorant de carboxyfluorescéine succinimidyl ester (CFSE) dilution est une estimation fiable de la capacité de l’adjuvant du vaccin à générer Croix-amorçage de SIINFEKL, (le peptide immuno-dominante de l’ovalbumine, ovules). Les variations de cette technique sont largement utilisées pour l’évaluation de la prolifération des OT-j’ai CD8+ et OT-II CD4+ T des cellules. Par exemple, il a été utilisé en l’absence de certaines cytokines (souris KO) ou pour mesurer l’efficacité du vaccin après rappel antigène chez les animaux de WT. Nous mis au point un protocole court (4 jours experiment) dans lequel après transfert passif des OT CFSE teinté-j’ai CD8+ T cells, une vaccination sous-cutanée de (c.s.) consistant en une seule dose de 50 µg d’ovules exempte d’endotoxine additionnée d’adjuvants de test est administré (Figure 1). Le suivi des résultats 48 heures après la vaccination fournit une preuve fiable de la capacité de l’adjuvant pour générer des réponses CTL. Par cette stratégie, il est possible d’évaluer la puissance de la réponse immunitaire locale dans le ganglion lymphatique drainant après vaccination ainsi que l’ampleur de la réponse en mesurant l’activité CTL dans la rate (ou d’éloignés des ganglions).
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Protocol
Toutes les souris utilisées dans cette étude proviennent de l’arrière-plan de C57BL/6. Tous les animaux se trouvaient dans des conditions exempts de micro-organismes pathogènes. Toutes les expériences ont été réalisés selon la normative de la loi allemande de protection animale (TierSchG BGBl. J’AI S 1105 ; 25.05.1998) et ont été approuvés par le Comité de Basse Saxe sur l’éthique de l’expérimentation animale et de l’office de l’État (Basse Saxe État Office de la Protection des consommateurs et la sécurité alimentaire), sous le numéro de permis 33,4-42502-04-13/1281 et 162280.
1. CFSE coloration des OT-j’ai T cellules et transfert adoptif
NOTE : OT-je souris sont des animaux transgéniquement générés qui expriment un récepteur des cellules T (TCR) avec α fixe et chaînes β qui ensemble reconnaissent le peptide immuno-dominante des ovules, SIINFEKL10,11. En conséquence, ces souris ont un nombre considérablement élevé de CD8 spécifiques SIINFEKL+ T cells (97 %)12 par rapport aux souris normales ou ovules vaccinés (≤ 1 %)13.
- Isolement des CD8 traçables les cellules de+ T de OT-j’ai des souris exprimant l’allèle de lymphocytes T spécifiques Thy1un (Thy1.1) :
- Euthanasier OT âgés de 6 à 9 semaines-j’ai souris par inhalation de CO2 suivie de dislocation cervicale14. Disséquer la rate et les principaux ganglions lymphatiques (paires inguinales, axillaires et col de l’utérus) en coupant la peau avec des ciseaux chirurgicaux, détacher la peau du corps avec l’aide de pinces chirurgicales et forceps et placez-les dans des boîtes de Pétri (60 x 15 mm) contenant chacune un 100µm pore maille coupe libération de meulage et cellule de tissus.
- Maintenir Pétri (chacun avec un maillage tasse) dans 3 à 5 mL de milieu RPMI complet (RPMI 1640, 10 % v/v FCS, 100 U/mL de pénicilline, 50 µg/mL de streptomycine) gardé sur glace.
- Écraser les organes à l’aide d’un piston de la seringue ou un instrument stérile similaire (la découpe préalable n’est pas nécessaire) et recueillir la suspension monocellulaire qui en résulte dans des tubes à centrifuger 15 mL.
- Centrifuger la suspension de cellules à 300 g pendant 10 min à 4 ° C. Jeter le surnageant. Laver les cellules dans 10 mL de PBS froid par centrifugation et lyse des érythrocytes de la rate par re-suspension du culot dans 1 mL/rate de chlorure d’ammonium buffer (tampon ACK, disponible dans le commerce). Incuber les cellules pendant 1,5 min sur glace et par la suite laver les cellules avec 10 mL de PBS froid par centrifugation (comme avant).
- Resuspendre le culot dans le même tube dans 1 mL de PBS (pH 7,2) contenant 5 % sérum de veau fœtal pour isolation magnétique.
- Pour une isolation magnétique, procéder à la sélection négative des CD8+ T des cellules à l’aide d’un kit d’isolation magnétique selon les instructions du fabricant ou la publication des protocoles15.
- Pour effectuer CFSE coloration, tout d’abord compter le nombre de CD8+ T cellules obtenues à partir des OT-je souris à l’aide d’un compteur de cellules automatisées (compteur de particules). Tache 1-5 x 107 cellules/mL dans un volume de 1 à 5 mL avec 5 µM CFSE dans du PBS pendant 7 min à 37 ° C, abri de la lumière dans un tube falcon de 15 ml.
- Étancher la CFSE coloration en ajoutant le même volume (1:1) de sérum de veau fœtal aux cellules et les incuber supplémentaire 7 min à 37 ° C, abri de la lumière. Laver les cellules avec 10 mL de PBS.
- Compter les cellules à l’aide d’un compteur de cellules automatisées. Définir le nombre de cellules à 3-5 x 107 cellules/mL de PBS afin d’injecter 3 à 5 x 106 cellules/souris dans 100 µL par voie intraveineuse (i.v.) via la veine caudale.
- Pour effectuer des injections de veine de queue, immobiliser les souris dans retardateurs appropriés. Réchauffer le dos et la queue des souris pour être injecté à l’aide d’une lampe de lumière rouge, placée entre 20 à 25 cm des souris pendant 1-3 min afin de permettre une vasodilatation de la queue veineuse.
Remarque : Cela contribue à la détection de veine de facilité et de l’administration de la suspension cellulaire. - S’assurer que (avec la main placée entre les souris et la lampe) qu’il n’est pas trop chaud pour les souris et lorsque les veines de queue sont clairement visibles, procéder à l’injection. Injecter les cellules dans la veine de queue latéral ou dorsal, à l’aide d’une seringue de 1mL avec une aiguille de calibre 2516.
2. vaccination (Endo-free OVA +/-Adjuvant)
- Placez les souris transplantées avec OT-j’ai des cellules (étape 1.7, Figure 1) dans une chambre d’anesthésie et d’administrer isoflurane en oxygène par une anesthésie machine14.
- Lorsque la souris est complètement endormie sous anesthésie, sortez-le de la chambre et raser la fourrure de la souris sur la zone au-dessus du gluteus superficialis (latéral bas du dos) à l’aide d’une machine de coupe de cheveux électriques, afin d’effectuer une injection propre avec une bonne vue de la zone d’application.
- Injecter 50 µL du vaccin, l.c. dans la zone rasée à l’aide d’une aiguille de calibre 25.
3. isolement des Lymphocytes et de coloration pour l’analyse en cytométrie en flux
- Isolement des lymphocytes et des splénocytes
- Euthanasier les souris vaccinées par inhalation de2 CO suivie par dislocation cervicale.
- Extraire le drainants et lointains des ganglions lymphatiques et la rate et les placer dans séparé de Pétri contenant 100 µm pore maille tasses libération de meulage et cellule de tissus. Suivez les étapes 1.1.2 par 1.1.3.
- Décanter le liquide surnageant après centrifugation et remettre en suspension les granules cellulaires dans le même volume de vestige PBS (env. 100 µL).
- Coloration pour l’analyse en cytométrie en flux
- Dans un tube à centrifuger de 15 mL, préparez un mélange maître contenant les anticorps coloration dans les concentrations décrites dans le tableau 1, produisant ainsi un 2 x mélange concentré de coloration. Préparer un volume suffisant de mélange maître d’avoir 100 µL par échantillon. Mélanger les cellules et master mix 1:1 et il incuber à 4° C pendant 30 min.
Remarque : Le volume final de coloration par échantillon devrait être de 200 µL (100 µL de cellules pellet + 100 µL du mélange maître d’anticorps). - Laver les cellules deux fois par centrifugation, tel que décrit en 1.1.3, ajouter 10 mL de PBS, deux fois.
- Remettre en suspension les cellules colorées en 0,5 à 1 mL de PBS pour l’acquisition et la cession de la suspension aux tubes cytomètre de flux. Toujours garder les échantillons sur la glace et abri de la lumière.
- Dans un tube à centrifuger de 15 mL, préparez un mélange maître contenant les anticorps coloration dans les concentrations décrites dans le tableau 1, produisant ainsi un 2 x mélange concentré de coloration. Préparer un volume suffisant de mélange maître d’avoir 100 µL par échantillon. Mélanger les cellules et master mix 1:1 et il incuber à 4° C pendant 30 min.
4. cytométrie en flux
- Préfiltre toujours les échantillons de cellules à l’aide de filtres de 70 à 100 µm.
- Préparer les contrôles de compensation coloration unique pour les fluorophores détaillés dans le tableau 1 (perles ou cellules).
Remarque : Une indemnité devrait être effectuée dans cytomètre ou analyse logiciel17,18,19 et appliquée à tous les échantillons. - Suivre la stratégie de blocage illustrée au tableau 2. En bref, les populations de porte en hauteur avant dispersion vs zone de dispersion vers l’avant (Figure 2 a), puis diffusion latérale large vs zone de dispersion latérale (SSA, Figure 2 b) afin d’exclure les doublets.
- Porte la population de la Figure 2 b en traçant BV 650 (auto-fluorescence) vs FITC (CFSE) afin de discriminer le vrai CFSE teinté de cellules provenant des cellules auto-fluorescent hautes. Inclure des perles ou cellules colorées avec l’anticorps conjugué à BV 650 dans les contrôles de compensation. Ce terrain BV 650 vs FITC (Figure 2) est utilisé pour la porte de l’ancien testament-j’ai CFSE teinté de cellules.
- Porte la population de la Figure 2 C pour Pe-Cy7 (Thy1.1 - CD90.1-) vs APC (CD8) afin de distinguer les cellules provenant de donneurs vs souris destinataires.
Remarque : Les cellules dérivées de OT-je souris de donateurs sont Thy1.1+ (CD90.1), tandis que les cellules d’origine souris (C57BL/6, destinataires) WT sont Thy1.2+ (CD90.2) (Figure 2D). Certains laboratoires ont OT-je souris dans un contexte de Thy1.2 et WT (C57BL/6) dans un Thy1.1. Dans ce cas vous devez utiliser un anticorps contre Thy1.2 pour l’OT-I de cellules Gate. - Re-gate CD8 les cellules de+ de Thy1.1+ population en traçant il sur un portail comprenant 450 BV (CD4) vs APC (CD8) (Figure 2E).
- Afficher la population Figure 2E contrôlée à l’aide d’un affichage de l’histogramme de la CD8+ cellules montrant CFSE (FITC, 530/15 canaux - bleu laser-), porte la population constituée en incluant des intensités de 102 jusqu’au niveau où les populations de contrôle indivis sont (intensités ~ 105, selon l’efficacité de la coloration de CFSE et le réglage de la tension sur le cytomètre en flux) (Figure 2F).
- Faire une porte supplémentaire (ne pas affiché à la figure 2) traçage marqueur FITC vs L/D (450/20 canaux, laser UV) afin d’évaluer les cellules mortes en parallèle à l’évaluation de la prolifération.
- Acquérir au moins 5000 manifestations pour les commandes de compensation et 10,000 (porte E, Figure 2) des échantillons à un cytomètre en flux. Exécutez le cytomètre à débit faible ou moyenne (ne pas dépasser les vitesses d’écoulement de 20.000 événements/s).
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Representative Results
Afin de tester les traitements à l’aide d’une combinaison différente des adjuvants (ADJ1 et ADJ2), nous avons évalué la capacité de production de CTL en mesurant la prolifération des OT Moutschen transféré-j’ai CD8+ T des cellules par cytométrie en flux (Figure 2). Pour ce faire, nous avons teinté précédemment cellules isolées du drainage des ganglions et rate (tableau 1). En mesurant la prolifération des CD8+ T des cellules dans les ganglions lymphatiques et la rate, nous avons pu corroborer une plus grande capacité de production de CTL de ADJ2 dans les ganglions lymphatiques de drainage (Figure 3) par rapport à ADJ1, ovules seuls ou contrôle de PBS. En revanche, nous avons observé que ADJ2 n’a pas réussi à générer une réponse CTL dans un compartiment systémique (rate), tandis que ADJ1 était montrant des niveaux élevés de prolifération par splénique CD8+ T cells, pas seulement par rapport aux contrôles (PBS et ovules) mais aussi de qualité supérieure à ADJ1. En disséquant l’action de ADJ2 à l’aide de ce test de prolifération rapide in vivo , nous pouvons confirmer son action forte comme un local, mais pas un générateur CTL systémique. En outre, ADJ1 tous deux sur le site local d’injection (ganglions lymphatiques de drainage) agit ainsi comme systématiquement avec un OT accrue-j’ai la prolifération dans la rate. Les résultats obtenus nous permettent de caractériser l’activité de l’adjuvant et son ampleur, illustrée par les effets observés du ADJ2 (local) et ADJ1 (systémique).
Figure 1 : le calendrier de dosage. Le scénario de test représente l’initiale OT-T cell transférer au jour 0, la vaccination l.c. au jour 1 et de la rate d’échantillonnage et de ganglions lymphatiques du drainage 2 jours plus tard. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : schéma de la stratégie de blocage suivi pour mesurer la prolifération des CD8+ T des cellules (OT-I, Thy1.1+) par cytométrie. Deux échantillons sont représentées dans différentes couleurs (rouge et bleu clair) pour une meilleure visualisation. A-B. Cellules individuelles sont discriminés de doublets successivement dans les deux premières portes en traçant forward scatter-hauteur vs forward scatter-zone et côté-scatter-largeur vs côté-scatter-zone. C. affichage des cellules B contrôlés par leurs intensités de fluorescence du canal BV 650 (fluorescence auto) en fonction de leur intensité CFSE (où diming indique divisions/prolifération des cellules) dans le chenal YG 530/30. Cette porte permet de sélectionner les cellules positives CFSE vrais en exerçant une discrimination ceux disposant de fluorescence auto élevé. D. cellules positives CFSE étaient bloqués avec leur intensité de fluorescence élevée de Pe-Cy7 (Thy1.1, marqueur pour l’OT-I cellules) par rapport à l’intensité de leur APC (CD8). E. BV 450 (CD4) complotèrent contre APC (CD8) pour précédemment gated Thy1.1 les cellules positives pour sélectionner avec précision les CD8+ T des cellules. F. précédemment bloquées CD8+ cellules sont tracées dans un histogramme contre l’intensité CFSE à porte enfin la prolifération de la population. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Adjuvant piloté par génération de CTL. La possibilité d’obtenir des réponses CTL locales ou systémiques est représentée pour 2 traitements adjuvants différents (ADJ1 et ADJ2) le long de l’antigène et les contrôles de PBS. La prolifération de l’ancien testament Moutschen transféré-j’ai T cellules est examinée dans le ganglion lymphatique drainant (inguinal, pour l’injection sous-cutanée (s.c.) illustre) et dans la rate, comme il est indiqué dans les lignes de la figure. La prolifération cellulaire est mesurée dans tous les traitements (colonnes) afin de comparer avec précision l’ampleur de la réponse immunitaire dans son local (drainage ganglionnaire) ou gamme systémique (rate) d’action. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
| Colorants - anticorps | Clone | Fluorophore/canal-filtre | Concentration 2 X |
| Thy1.1 (CD90.1) | HIS51 | PE-Cy7 - YG 780/60 | 1:750 |
| CD8 | 53-6,7 | APC - 670/14 R | 1 : 280 |
| CD4 | RM4-5 | BV 421-450/50 V | 1/100 |
| CFSE | - | FITC - 530/30 GY | (selon le protocole de coloration CFSE) |
| DCM (marqueur de cellules mortes) | - | -/ U.V. - 450/50 UV | 1/500 |
Tableau 1 : anticorps salissures à la cytométrie. Clones de l’anticorps conjugué fluorophore utilisé et recommandé de coloration des concentrations (2 x).
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Discussion
Idéalement, les vaccins modernes sont composedof antigène purifié et adjuvants, avec l’ajout éventuel d’un système de livraison comme les liposomes, les Pseudo-particules virales, les nanoparticules ou les vecteurs vivants. Un aspect clé lors de la conception d’un vaccin consiste à choisir le bon adjuvant selon les besoins cliniques. Partie du champ d’application pourrait impliquer favorisant un humorale vs réponse immunitaire cellulaire (ou les deux), l’élection d’un local par rapport à une réponse immunitaire systémique (ou les deux) et le genre de mémoire que le vaccin doit générer dans la population cible. Un aspect crucial de l’évaluation de l’adjuvant doit rapidement déterminer sa capacité à générer des CTL. Nous présentons une méthode basée sur des techniques déjà connues, afin de déterminer rapidement les caractéristiques du CTL réponse in vivo dans un modèle murin en mesurant OT-j’ai T CD8 la prolifération cellulaire. Cette méthode permet la prédiction de la puissance de la réponse immunitaire provoquée par les adjuvants (prolifération des OT-j’ai T cellules) en seulement 4 jours ouvrables. De plus, cette méthode facilite la comparaison entre les actions des adjuvants en fonction de la réponse immunitaire (local vs systémique) et son action efficace. Ici, nous avons montré un exemple sur comment l’immunisation avec des traitements différents adjuvants (ADJ1 vs ADJ2) affectera la réponse immunitaire. L’action de ADJ2 a été limitée à la zone d’administration où il active la réponse immunitaire dans les ganglions lymphatiques de drainage, tandis que l’action de ADJ1 avec la même dose était plus répandue, générant une réponse CTL les deux à la locale et systémique, mais niveau avec moins de puissance que ADJ2 dans les ganglions lymphatiques de drainage.
Les étapes essentielles pour l’évaluation réussie de la capacité CTL de l’adjuvant sont le choix des jeune OT-j’ai animaux (comme source de cellules T CD8) et l’utilisation des ovules exemptes d’endotoxines pour la vaccination. Depuis OT-je souris sont des animaux transgéniques pour produire des cellules T CD8 qui reconnaissent des peptides OVA SIINFEKL dans un MHC-I contexte, sa sélection artificielle de la souris TCR augmente les apparitions de CD8 proliférative hyper+ T cells20 avec l’âge. Une inflammation des ganglions axillaires est donc une caractéristique plus commune d’ans OT-je souris. Compte tenu de cela, il est recommandé d’utiliser les jeune OT-j’ai animaux lorsque cela est possible (animaux âgés de 6-9 semaines) et à éviter l’isolement des cellules de toute grande organes (soit de rate des ganglions lymphatiques). L’utilisation d’organes élargies avec la prolifération des cellules T CD8 affectera l’essai entier étant donné que des différences très probables en prolifération entre les contrôles et les traitements ne s’obtiendra pas. Un écueil similaire pour la discrimination de capacité de production de CTL adjuvant pourrait être généré en utilisant protéine ovules avec des traces de l’endotoxine, qui peuvent déclencher une réponse immunitaire plus puissante par rapport à exempte d’endotoxine OVA21,22 (voir Matériels et réactifs), étant donné que les endotoxines sont fortement immuno-modulateurs en soi 23. Par conséquent, la protéine d’ovules utilisée pour l’immunisation doit être exempte d’endotoxine. L’utilisation de 20 ou 50 µg d’ovules exempte d’endotoxine dépend de l’itinéraire de vaccination étant 50 µg une dose appropriée d’essai sous-cutanée des adjuvants. En outre, l’utilisation de fortes concentrations de CFSE a été signalée dans la littérature pour tuer les cellules colorées24 et pourrait également entraîner l’échec du test.
Des modifications ou des améliorations aux différentes techniques utilisées dans le protocole ont été mis en place afin de réduire le stress des animaux, d’augmenter la reproductibilité des expériences. Par exemple, pour réduire au minimum le chauffage des animaux en chauffant juste le dos et la queue des souris et pas l’animal entier ou pour éviter l’injection sous-cutanée liés stress par anesthésier les animaux avant la vaccination. L’anesthésie n’est pas tenu par les règlements de protection des animaux pour une injection sous-cutanée, mais d’après notre expérience, il améliore la reproductibilité en diminuant les modifications introduites par la réponse au stress.
Une grande limitation de cette méthode est que puisque CFSE colore la membrane des cellules, sa luminosité élevée altère généralement la détection des signaux du cytosol. Par conséquent, si la confirmation de la capacité CTL est nécessaire, la sécrétion d’IFN-γ doit être évaluée par un dosage de sécrétion spécifiques 25et non par coloration de cytokine intracellulaire.
L’utilisation de la mesure de la prolifération d’estimer la capacité de production de CTL par adjuvants en seulement 4 jours a l’avantage de la plus courte nécessaire que CTL traditionnel tests26 et c’est une bonne prospective expérimenter dans le cas où plus confirmation par d’autres méthodes est nécessaires.
Bien que limité aux ovules comme antigène et donc à l’usage des OT-j’ai T cells, la méthode présentée ici permet l’étude des propriétés de l’activation induite par des adjuvants différents après le tri des cellules en prolifération. Une des applications possibles est l’étude des signatures métaboliques induites par des adjuvants différents dans l’ancien testament prolifération-j’ai T cellules et ses liens avec le développement de la mémoire27. Les projections secondaires supplémentaires peuvent d’évaluer les propriétés biologiques des cellules stimulées, telles que l’expression des cytokines ou des marqueurs de dégranulation par cytométrie en flux ou leur capacité cytotoxique en effectuant des tests in vivo de CTL8, 26 , 28. Étant donné que cette application a la limitation de son utilisation chez les souris, les extrapolations à l’homme peuvent être effectuées par des projections exploiteuses issues des souris humanisées29,30,31.
Cette méthode que nous présentons ici est assez robuste pour être utilisé comme une première projection pour la sélection des activateurs de la réponse cellulaire et également assez souple pour être modifiés ou couplé à une analyse plus approfondie des cellules T prolifération. En résumé, cette évaluation in vivo rapide de capacité de production de CTL adjuvant est un outil idéal pour les laboratoires de vaccins dans les universités et l’industrie qui sont intéressés à une caractérisation rapide du mode d’action de leurs molécules de candidat adjuvant.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Nous sommes redevables à nos assistants techniques : Bröder U. et H. Shkarlet, qui nous ont aidé au cours de procédures expérimentales. Ce travail a été financé en partie par des subventions de l’UE (UniVax, contrat n° 601738 et TRANSVAC2, contrat n° 730964) et une subvention de l’Association Helmholtz (HAI-IDR). Les sources de financement n’a pas influencé la recherche conception, génération de manuscrit ou décision de le soumettre pour publication.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BD LSR Fortessa Cell Analyzer | BD | Special Order | Flow Cytometer |
| CFSE | Molecular Probes | C34554 | Proliferation Dye |
| MojoSort Mouse CD8 T Cell Isolation Kit | Biolegend | 480007 | Magnetic Isolation Beads and antibodies for negative selection of untouched CD8 T cells. |
| LIVE/DEAD Fixable Blue Dead Cell Stain Kit, for UV excitation | Molecular Probes | L23105 | Dead Cell Marker |
| CD90.1 (Thy-1.1) Monoclonal Antibody (HIS51), PE-Cyanine7 | eBioscience | 25-0900-82 | antibody |
| APC anti-mouse CD8a Antibody | BioLegend | 100712 | antibody |
| BV421 Rat Anti-Mouse CD4 | BD | 740007 | antibody |
| Z2 coulter Particle count and Size Analyzer | Beckman Coulter | 9914591DA | Cell counter. Z2 Automated particle/cell counter |
| EndoGrade Ovalbumin (10 mg) | Hyglos(Germany) | 321000 | Ovalbumin endotoxin free tested. |
| Cell Strainer 100µm nylon | Corning | 352360 | Cell strainer (100 µm pore mesh cups). |
| Sample Vials | Beckman Coulter | 899366014 | Sample vials for Z2 automated counter |
| C57BL/6 mice (CD90.2) | Harlan (Rossdorf, Germany) | Company is now Envigo | |
| OT-I (C57BL/6 background, CD90.1) | Harlan (Rossdorf, Germany) | Inbreed at our animal facility. Company from where adquired is now Envigo | |
| FACS tubes | Fischer (Corning) | 14-959-5 | Corning Falcon Round-Bottom Polystyrene Tubes |
| Falcon 15 mL tubes | Fischer (Corning) | 05-527-90 | Falcon 15mL Conical Centrifuge Tubes |
| PBS (500 mL) | Fischer (Gibco) | 20-012-027 | Gibco PBS (Phosphate Buffered Saline), pH 7.2 |
| Red lamp (heating lamp) | Dirk Rossmann GmbH (Germany) | 405096 | Heating infrred lamp (100 wats) |
| IsoFlo (Isoflurane) | Abbott Laboratories (USA) | 5260.04-05. | Isoflurane anesthesic (250 mL flask). |
| Tabletop Anesthesia Machine/Mobile Anesthesia Machine with CO2 Absorber | Parkland Scientific | V3000PK | Isoflurane anesthesia machine. |
| RPMI 1640 medium | Gibco (distributed by ThermoFischer) | 11-875-093 | Base medium with Glutamine (500 mL) |
| Pen-Strept antibiotic solution (Gibco) | Gibco (distributed by ThermoFischer) | 15-140-148 | Gibco Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) |
| Fetal Bobine Serum (Gibco) | Gibco (distributed by ThermoFischer) | 10082147 | Fetal Bovine Serum, certified, heat inactivated, US origin |
| ACK Lysing Buffer (100 ml) | Gibco (distributed by ThermoFischer) | A1049201 | Amonium Chloride Potasium (ACK) Whole Blood Lysis Buffer, suitable for erytrocyte lysis in spleen suspensions also |
| Plastic Petri Dishes | Nunc (distributed by ThermoFischer) | 150340 | 60 x 15mm Plastic Petri Dish, Non-treated |
| Cell Clump Filter | CellTrics (Sysmex) | 04-004-2317 | CellTrics® 50 μm, sterile |
References
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