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Un moniteur de jauge de contrainte (SGM) pour les mesures continues Gape Valve dans les mollusques bivalves en réponse à l’hypoxie de laboratoire induite par Diel-cyclisme et pH

Published: August 1, 2018 doi: 10.3791/57404

Summary

Comprendre les réponses comportementales des suspensivores bivalves à des variables environnementales, telles que de l’oxygène dissous, peut expliquer certaines fonctions des écosystèmes. Nous avons développé un moniteur peu coûteux, en laboratoire, les jauges de contrainte (SGM) pour mesurer les réponses gape vanne d’huîtres, Crassostrea virginica, à l’hypoxie de cycle nycthéméral et pH cyclique.

Abstract

Un moniteur de baillement vanne peu coûteux, en laboratoire, les jauges de contrainte (SGM) a été développé pour contrôler le comportement de baillement vanne de mollusques bivalves en réponse à l’hypoxie cycle nycthéméral. Un pont de Wheatstone a été connecté à jauges de contrainte qui étaient attachés à des coquilles d’huîtres (Crassostrea virginica). Les signaux enregistrés autorisés pour l’ouverture et la fermeture des bivalves à être enregistrées en continu sur des périodes de deux jours d’expérimentalement induite par l’hypoxie cycle nycthéméral et variations nycthémérales-cyclisme de pH. Ici, les auteurs décrivent un protocole pour le développement d’un moniteur de jauge de contrainte peu coûteux et décrire, lors d’une expérience de laboratoire exemple, comment nous l’avons utilisé pour mesurer le comportement de baillement vanne d’orientale des huîtres (c. virginica), en réponse à l’hypoxie diel-cyclisme et variations cycliques de pH. Gape de soupape a été mesurée sur les huîtres soumis à sévères cyclique hypoxique (0,6 mg/L) dissous des conditions d’oxygène avec et sans des changements cycliques en pH, les conditions de doux cyclique hypoxique (1,7 mg/L) et les conditions normoxiques (7,3 mg/L). Nous démontrons que quand les huîtres rencontrent les cycles nycthéméraux répétées, ils fermer leur coquille en réponse à l’hypoxie sévère et ferment rapidement avec un décalage dans le temps à l’hypoxie doux. Lorsque normoxie est rétablie, ils ouvrent rapidement à nouveau. Les huîtres ne répondent pas aux conditions de pH cyclique superposées sur nycthémérale cyclisme hypoxie sévère. Dans des conditions d’oxygène, plus d’un tiers des huîtres fermées simultanément. Nous démontrons que les huîtres répondent aux cycle nycthéméral hypoxie, qui doit être considéré quand évaluer le comportement de mollusques bivalves de l’oxygène dissous. La valve SGM peut servir à évaluer les réponses des mollusques bivalves à l’évolution de l’oxygène dissous ou de contaminants. Techniques pour mieux joint d’étanchéité les jauges de contrainte de baillement vanne d’eau de mer besoin d’amélioration supplémentaire pour augmenter la longévité des capteurs.

Introduction

Hypoxie, c'est-à-dire dissous des concentrations d’oxygène [faire] suffisamment faible pour nuire biologiques et des processus écologiques mais souvent fonctionnellement définie comme [faire] de < 2 mg / L1et l’anoxie (fonctionnellement définie comme [] de 0,0 à 0,2 mg/L) se produisent plus fréquemment et fortement dans l’océan profond2,3 , les estuaires et les eaux côtières du monde et sont souvent exacerbées en augmentant l’eutrophisation4,5. Avec une superficie croissante de l’hypoxie et l’anoxie, macrofaune sont affectés négativement et perdre l’étendue de l’habitat et la qualité de l’habitat. Le changement climatique devrait pour s’aggraver à l’hypoxie et l’anoxie6.

Dans nombreux estuaires stratifiés, enrichis de nutriments tels que la baie de Chesapeake, USA, hypoxie saisonnièrement persistant peut l’emporter et peut se produire chaque année2. En outre, diel-cyclisme de l’hypoxie est fréquente dans les estuaires comme la baie de Chesapeake et d’autres lieux et survient tardivement au cours de la nuit ou tôt le matin dans l’été7,8.

La plupart des études ont mis l’accent sur l’effet d’une exposition continue des organismes à faible [] et leur tolérance à l’hypoxie et l’anoxie9,10,11,12,13,14 . En outre, des études ont examiné le passage à grande échelle dans la composition spécifique de répartition, l’abondance et espèces en réponse à étendue [] faible4,15. Souvent les espèces qui sont très sensibles aux faibles [faire], mourir dans les masses,16 en déplaçant les espèces restantes une faune plus jeune, plus petite taille, éphémères, comme, par exemple, trouvés sur le plateau de Louisiane-Texas écosystème4.

Les changements de comportement généralement précédant communauté effondrement17 et études ont rapporté sur les réponses comportementales des organismes à longues bas []4,16,17,18,19 ,20,21,22,23,24,25. Ces études, cependant, ne vous focalisez pas sur les réponses des organismes de l’exposition journalière-cyclisme de l’hypoxie et la nature fluctuante de disponibilité [] dans les estuaires.

Cycle nycthéméral hypoxie dans les estuaires peu profonds a reçu de conscience comme études surveillent [faire] plus fréquemment au cours des jours avec des sondes dans les estuaires16,26. L’eau peut rester hypoxique pour les heures à la fin de la nuit ou tôt le matin en été quand il n’y a aucune photosynthèse générateurs d’oxygène pendant la nuit, mais haute consommatrices d’oxygène respiration aérobie7,16. Il a été constaté aussi que les marées affecté le diel cyclisme d’est faible avec la plus extrême minima observés quand les marées coïncide avec la fin de la nuit27. Seulement après plusieurs heures d’hypoxie [fait] revenir normoxie7,16,28 dans le cycle quotidien.

Pour déterminer la réponse comportementale de c. virginica à hypoxie cycle nycthéméral et pH nous avons mesuré l’ouverture et la fermeture des valves d’huîtres exposés au laboratoire induit nycthémérale cyclisme de [DO] et cyclique, pH. Réponses de baillement de mollusques bivalves ont été utilisés pour détecter des conditions environnementales défavorables. Fermeture de vanne de bivalves en réponse aux contaminants29,30,31, algues toxiques32,33,34, la pollution thermique35,36 , 37, diminuer la quantité de nourriture38,39,40, alimentation régime39,41, émersion37,,42,43 de la photopériode , 44, pH45,46et combinée de pH et l’oxygène dissous,47 ont été mesurés. Gape techniques ont, par exemple, inclus des observations directes48,49,13, mesures en continu à l’aide des interrupteurs reed et aimants (Dreissena moniteur)50ou capteurs à fibre optique 51 qui nécessitent de l’eau claire. En outre, capteurs Hall de force magnétique et champ magnétique ont été utilisés pour étudier les moules gape angle52,53,,du5455et un système d’induction électromagnétique haute fréquence que peut mesurer la distance variable entre deux bobines électriques qui sont collés sur les vannes a été utilisé56,57,58,59. Une source de haute tension est nécessaire pour le système d’induction électromagnétique et électrique doit être livré aux deux côtés de la coque52. Ce système est également disponible dans le commerce comme le « MOSSELMONITOR » (http://mosselmonitor.nl/).

Sur un budget serré de recherche, nous avons construit un moniteur de jauge de contrainte peu coûteux (SGM) pour mesurer en continu gape huîtres sur nycthémérale induite par le laboratoire vélo de [DO] et pH, dans des conditions de faible visibilité. Notre système est aussi beaucoup plus simple que les systèmes concurrents, ce qui permet de nombreux animaux à instrumenter pendant une expérience. Nous avons voulu déterminer les réponses comportementales de c. virginica à nycthémérale cyclisme sévère ([DO] = 0,6 mg/L) hypoxie avec pH control (pH = 7,8) et cyclisme pH (pH = 7,8-7.0), respectivement et baillement réponses à léger ([DO] = 1,7 mg/L) hypoxie. En outre, nous avons voulu déterminer si les huîtres sont capables de s’adapter rapidement aux changements [faire] sur le diel cycle et comment ils réagissent quand normoxie revient après un événement hypoxique. Peut-être les huîtres sont parfaitement adaptés à l’environnement fluctuant rapidement que l'on retrouve dans de nombreux estuaires16,27 où ils vivent. Bien qu’il existent des moniteurs de baillement vanne plus complexes, la SGM offre une technique peu coûteuse qui permet des mesures en continu des soupape gape dans les eaux même dans des conditions de faible visibilité.

Figure 1
La figure 1Pont de Wheatstone pour l’appareil de baillement soupape. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Les capteurs de la jauge de contrainte utilisés pour la surveillance des bivalve gape sont film résistif dans un motif méandre sur un polyimide backing. De petites quantités de souche modulent la résistance du capteur. Le bivalve fléchit l’extensomètre lorsqu’il Baille provoquant un changement dans la résistance de la sonde. Nous avons utilisé un pont de Wheatstone invalide, équilibré, pour chaque canal de bivalve, comme illustré à la Figure 1 pour mesurer le changement de résistance de la sonde. Le pont de Wheatstone est annulé par le potentiomètre permettant un gain relativement élevé d’être employée par l’enregistreur de données. Un pont de Wheatstone est une méthode standard pour mesurer avec précision une résistance inconnue à l’aide d’un rapport à une norme de résistance connue et un voltmètre. L’histoire de cette technique très ancienne est discutée dans Ekelof (2001)60. Nous avons intégré 12 canaux, chacun avec son propre pont de Wheatstone et potentiomètre invalide, dans l’unité de jauge de contrainte moniteur (SGM).

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Protocol

1. construction du pont de Wheatstone pour l’appareil de Gape de Valve

Remarque : La jauge de contrainte est nominalement 1000 Ω, donc à bien équilibrer et null le pont, tous les composants doivent être Ω de 1000.

  1. Comme dans la Figure 1, résistances de précision deux 1 kΩ souder les uns aux autres, puis à une résistance de ~ 976 Ω et un Ω 100 10 tourner le potentiomètre. La gamme typique des jauges de contrainte est quelques Ω hors de la Ω 1000 nominal, que cette résistance doit être mis en correspondance. À cette fin, utiliser une résistance fixe de 976 Ω et une résistance réglable (potentiomètre 10 tours).
  2. Apporter un côté du bras variable et un côté de la résistance de kΩ 1 à un connecteur pour attacher à la jauge de contrainte bivalve, comme illustré à la Figure 1.
  3. Attachez le haut et le bas du pont à un bloc d’alimentation pour fournir le courant vers le pont tel qu’illustré à la Figure 1de polarisation.
  4. Attacher les milieux du pont au préamplificateur et enregistreur de données, comme illustré à la Figure 1. Ceci permettra d’enregistrer la réponse de bivalve comme son mouvement gape module la résistance de la jauge de contrainte.
  5. Une fois la jauge de contrainte bivalve attachée, null le pont en ajustant les 10 tourner le potentiomètre jusqu'à ce que la tension sur l’entrée d’enregistreur de données est égal à zéro. Utiliser un autre connecteur BNC et une main tenue voltmètre à cet effet.
    Remarque : Suppression de la sortie signifie que des gains très élevés sont utilisables avec l’enregistreur de données sans saturer l’entrée, permettant à des tensions très précises (réponse de baillement) à mesurer.
    NOTE : Notre configuration multicanal utilise des composants discrets main soudé sur une pièce standard de l’électronique « perf-Conseil ». Cela pourrait facilement être formalisé sur un circuit très bon marché avec peu d’effort supplémentaire.

2. général réglage pH hypoxie cycle nycthéméral et cyclique

  1. Garder les huîtres avec maladie connue de faible prévalence61 75-L Aquarium sous une lumière de 14 h : photopériode foncé de 10 h, 7 jours par semaine48et exposer les changements cycliques dans [DO] imitant le cycle nycthéméral hypoxie comme trouvés dans la nature7, 8. au cours de 14 h de lumière, simuler les niveaux de lumière sur une journée ensoleillée à 2 m de profondeur dans le Rhode River (Maryland)61.
  2. Mettre en place cycle nycthéméral hypoxie et pH cyclique en laboratoire pour des expériences à long terme tel que décrit dans le détail par Burrell et al. (2015) 49. manipuler [] et le pH dans chaque aquarium et maintenir aux niveaux prédéterminés en permanence. Pour éviter la fermeture de la soupape en raison de la limitation de la nourriture, ajoute phytoplancton62 pour les aquariums. Compenser toute absorption potentielle de décomposition algue en régulant le débit [] dans chaque aquarium.

3. bivalve acclimatation

  1. Acclimater les huîtres à l’hypoxie diel-cyclisme pendant environ une semaine avant de procéder à des expériences de baillement.

4. mise en place des étapes du cycle nycthéméral hypoxie Plateau

Figure 2
Figure 2 . [Faire] a été manipulée expérimentalement de tous les jours pour générer l’hypoxie cyclisme nycthémérale. Ici, 2 cycles nycthéméraux consécutifs sont présentés au cours de laquelle gape a mesuré. Chaque cycle nycthéméral contient quatre phases [] : un = sursaturation (SS), b = normoxie après sursaturation, c = bas plateau (LP), d = normoxie après plateau bas. Pour le Plateau de la basse, l’hypoxie sévère ([DO] = 0,6 mg/L) avec contrôle ou pH cyclisme est indiquée par une ligne noire épaisse, légère hypoxie ([DO] = 1,7 mg/L) avec le vélo de pH avec une fine ligne grise et la normoxie ([DO] = 7,3 mg/L) avec une ligne en pointillés. Cases grises indiquent 10 h d’intervalle sombre pendant deux jours. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

  1. Pour créer l’hypoxie cyclisme diel, réglez [] au cours d’une journée en quatre phases consécutives où [faire] est maintenue constante : sursaturation en 2 h, 6 h normoxie après sursaturation, de 4 h bas plateau (normoxie dans le cas de commandes) et de normoxie 2 h après la basse phases de plateau.
  2. Au cours de la phase de plateau bas, maintenir le traitement normoxique constante à un [DO] de 7,3 mg/L, la constante de traitement légèrement hypoxique à a [ne] de 1,7 mg/L et la constante de traitements d’hypoxie sévère à un [DO] de 0,6 mg/L.
  3. Hypoxie sévère, exécutez deux traitements de pH en plateau bas, c'est-à-dire de l’hypoxie sévère avec un pH de contrôle dont le pH est maintenu à 7,8 et hypoxie sévère dont le pH est cyclique où le pH est à vélo de 7,8 à 7,0 durant le plateau bas. Exécutez le traitement légèrement hypoxique dont le pH est cyclique où le pH est roulé de 7,8 à 7.0. Exécuter un deuxième traitement hypoxique légèrement avec un pH constant si vous le souhaitez.

5. ramping Up/Down [do] entre les phases de Plateau

  1. Planifier la rampe vers le haut ou vers le bas [do] entre les quatre phases constants pour prendre 2 h chacun, sauf pour la rampe vers le bas de normoxie après sursaturation vers la phase de plateau bas, qui prend souvent 3 h., hypoxie a été trouvée pour se produire tard dans la nuit ou tôt le matin dans le été7,8; ainsi, gardez la phase plateau faible dans l’obscurité ainsi que les périodes de montée en puissance vers le bas pour elle ou vers le haut de celle-ci, pour une longueur totale de l’obscurité de 10 h.
  2. Répétez l’hypoxie diel-vélo 4-5 jours une semaine61.
  3. Ajoutez les huîtres avec capteurs dans la phase de montée en puissance avant de sursaturation et retirez-les, après leur fermeture, deux jours plus tard afin qu’ils l’expérience deux cycles nycthéméraux complet (Figure 2) avec capteurs attachés.

6. faire le câble du capteur

Figure 3
Figure 3 . Bivalve capteur robinet de jauge de contrainte SGM. (a) capteur de jauge de contrainte, jauges de contrainte (b) attaché à une huître montrant une boucle de la souche calibre entre les deux valves, capteur de jauge de contrainte (c) monté sur une huître. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

  1. Construire des câbles à soupape baillement en tournant deux 32 AWG désiré de fils (7/40) (voir la Table des matières) de couleur (Figure 3a). Couper une longueur de fil double de la longueur du câble du capteur du baillement désirée, c'est-à-dire deux fois la longueur de l’aquarium à la SGM, plus un petit extra.
  2. Avoir deux personnes debout en face de l’autre, chacun tenant une extrémité du câble.
  3. Glisser la poignée d’une paire de ciseaux sur le câble alors qu’au milieu du câble une paire de ciseaux est détenue par le câble. Garder le câble sous tension en permanence (il ne peut pas aller mou).
  4. Avoir les deux gens tordre le câble dans le sens opposé, garder le câble sous tension. Comme le câble commence à se tordre, la paire de ciseaux dans le milieu (ce qui donne le poids) va couler vers le bas, et les deux extrémités du câble peuvent s’enrouler autour de l’autre.
  5. Assembler les deux extrémités du câble et de les tenir très haut, ne permettant pas les ciseaux avec le câble de toucher le sol ou aller mou. Lorsque le câble est terminé tordant, couper le câble à l’autre extrémité, il y a 4 câble conduit au total, deux à chaque extrémité.
  6. Sinon, pour accélérer cette étape, avoir une personne tenir une perceuse avec les fils serrés dans une extrémité, maintenir la tension sur les câbles et torsadez les fils en allumant la perceuse.
  7. Bande de 2 cm d’isolation des câbles à chaque extrémité de la paire torsadée.

7. le capteur à souder

  1. Tin la partie exposée du câble.
  2. Souder les broches de sertir mâle connecteur d-Sub sur les deux fils à une extrémité du câble de la sonde en pretinning les broches et en insérant les câbles.
  3. Puis, isolez les fils en mettant shrink tube sur chaque câble. Choisissez shrink tube qui n’est pas beaucoup plus grand diamètre que les fils du câble. Rétrécir les gaines thermorétractables avec un pistolet à air chaud. Le psy tube maintenant doit être emballé dans les fils.
    Remarque : Ces deux fils se brancher sur le pont de Wheatstone au cours d’expériences.
  4. Souder l’autre extrémité du câble de la sonde pour les deux contacts d’une souche de 1000 Ω manomètre avec dimensions des grilles de 13,5 mm * 5. 5 mm sur les deux autres fils (Figure 3a).
  5. Ajouter un capteur identification de balise pour le câble du capteur (Figure 3a).

8. le capteur de cachetage

Remarque : Les jauges de contrainte se corroder rapidement dans l’eau de mer et doit donc être très bien scellés. La qualité du joint influe sur la durée de vie utile du capteur.

  1. Scellez les jauges de contrainte en les attachant au PCT-2 a ruban laissant 15 mm de bande aux extrémités de longues et 2 mm sur les côtés de la sonde (Figure 3a). Après avoir branché PCT-2 a ruban sur le dessous de la jauge de contrainte, ajouter gel rapide sur les fils du capteur et les extrémités ouvertes attachées des câbles.
  2. Fixer un deuxième morceau de ruban de PCT-2 a de la même taille que la pièce de fond sur le dessus du capteur et fixez ensemble les deux morceaux de ruban avec la jauge de contrainte dans le milieu. Ne permettent pas le gel rapide à débit n’importe où autre que sur les fils et les câbles de sonde.
  3. Afin d’améliorer l’étanchéité, ajouter des bandes minces de PCT-2 a aux bords où les deux morceaux de ruban entourant le capteur se rencontrent. Procéder ainsi pour les trois bords exposés des capteurs.
  4. Répétez les étapes de 6,1 à 8,4 onze fois de construire 12 câbles de capteurs avec capteurs, un pour chaque voie sur le pont de Wheatstone.
    Remarque : Étanchéité réussie des jauges était la variable clé affectant la survie de capteur de bivalves baillement en eau de mer et pour réduire au minimum des « sauts » occasionnels en sortie du capteur. Des essais antérieurs sans l’étanchéité technique décrite ci-dessus a entraîné début capteur corrosion et finalement, la défaillance ou dérive rapide au-delà de la plage de mesure. Les améliorations futures devraient inclure des techniques permettant d’améliorer l’étanchéité.

9. fixation du capteur de Gape de Valve pour un Bivalve (Figure 3b, c)

  1. Retirer les huîtres de diel-cyclisme aquarium hypoxie avant la phase plateau bas.
  2. Avec vernis à ongles écrire un numéro d’identification sur le réservoir propre et sec de chaque c. virginica.
  3. Fixez les jauges de contrainte scellés aux vannes propres et secs de direct c. virginica (Figure 3b, c) à l’aide du mastic aquarium pour permettre au détecteur à enlever après la course. Fixez le capteur gape avec les fils sur la valve droite (plat) d’huître à mi-chemin sur le réservoir (Figure 3c) et laisser une boucle de la jauge de contrainte (Figure 3b) à travers les valves de manière à ne pas gêner l’ouverture des vannes ( Figure 3b). Coller l’autre extrémité libre de la sonde sur la valve gauche.
    Remarque : Les Observations confirment que les huîtres ouvrir leurs vannes normalement avec les capteurs en place.
  4. Il n’importe pas quel sens autour du capteur est collé, toutefois, la direction du signal sera modifiée si quelques pistes sont collées sur la valve gauche et certains sur la valve droite. La direction du signal devient résulte de la fermeture forcée de bivalves à l’extrémité d’une série. Pour tous les bivalves, collage de la partie de jauge de contrainte avec le capteur conduit à du même côté de la valve pour une orientation cohérente du changement dans le signal de réponse de baillement.
  5. Au cours de chaque étape du procédé de scellement des capteurs et les attacher pour les huîtres, vérifiez la résistance de sonde périodiquement pour s’assurer qu’il reste dans le secteur de l’électronique de lecture et pour vérifier les dommages liés au capteur pendant le traitement.
  6. Attachez 12 huîtres à 12 sondes pour remplir les 12 canaux du SGM.
  7. Ajouter les huîtres pour les aquariums différents juste avant la phase de plateau de sursaturation.

10. installation du Datalogger et multiplexeur pour l’appareil de Gape de Valve

  1. Fixez un capteur sur le bivalve et puis connectez le câble à la SGM avec ponts de Wheatstone individuels (Figure 1) pour chaque capteur (un total de 12 ponts) et relié à un enregistreur de données.
  2. L’enregistreur de données de la valeur période d’échantillonnage de lire une fois chaque 2.5 s et fait ensuite la moyenne pendant 15 s.
    Remarque : La mémoire d’échantillon k 62 sur l’enregistreur de données utilisé ici permis 12 h de fonctionnement sans surveillance. Enregistreurs de données plus grandes et des fréquences d’échantillonnage plus rapides peuvent être sélectionnés, si vous le souhaitez.
  3. Zéro du signal de baillement pour chaque capteur individuel après que fixation du capteur à un bivalve à l’aide du potentiomètre cadrans sur le SGM.
  4. Lorsque cela est nécessaire, comme dans des salinités plus élevées, corriger chaque capteur périodiquement de dérive dans la réponse du capteur pour que le capteur reste toujours dans la gamme du SGM (-25 à + 25 mV) sortie du pont de Wheatstone. La gamme SGM a été choisie pour une sensibilité maximale entre le pont de Wheatstone et l’entrée de l’enregistreur de données.

11. déploiement de Bivalves avec capteurs Gape en hypoxie Diel-cyclisme

  1. Après l’aquarium mastic a séché (ca 30 min) renvoyez les bivalves dans un seau de tenue oxygéné avec cheminement d’eau pendant au moins 5 h permettre le mastic aquarium lessiver avant l’immersion dans l’expérience.
  2. Placer les huîtres dans les aquariums pendant la phase de montée vers le plateau de sursaturation (SS) (Figure 2).

12. récupération des Bivalves avec capteurs Gape

  1. Lorsque vous récupérez l’huître de l’aquarium avec le cycle nycthéméral hypoxiaat la fin de la période de deux jours, utilisez vos doigts pour déclencher l’huître pour fermer et produire un signal de fermeture dans la tension du capteur. De cette façon, la direction et l’amplitude du signal de fermeture peuvent être enregistrées
  2. Qualifier l’huître ouverte si la valeur de la sonde est supérieure à la moitié de la valeur fermée. Définir l’huître comme fermée si la valeur de la sonde est inférieure de ½ de la valeur de clôture.
    Remarque : Huîtres orientales n’ouvrez pas beaucoup à la gamme intermédiaire.

13. linéarisation de Valve brut Gape données

Figure 4
La figure 4. Linéarisation des données brutes baillement d’une huître. (a) 14 h de lumière : phases sombres de 10 h, (b) [] sur une période de deux jours avec des périodes d’hypoxie sévère ([ne] 0,6 mg/L), (c) gape Raw données quand la série d’une huître. Drift linéaire des données est causée par la corrosion du capteur et doit être retirée dans le post-traitement, (d) gape séries chronologiques de données après post-traitement, (e) en temps réel approximatif. Pour déterminer l’ampleur et la direction de la pointe de la clôture, l’huître est déclenchée pour clôturer à la fin d’une course. Amplitudes varient entre les différents capteurs. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

  1. Visuellement identifier huître gape activité et utiliser le clos (ou ouvert, celui qu’on est plus longue) phases de bivalves pour déterminer la dérive de l’instrument. Utiliser des instructions IF dans tableur pour marquer les valeurs fermés avec un et ouvrir valeurs avec zéro (par exemple, = si (cellule > 5, 1 (true), 0 (false))).
  2. Supprimer les phases plus court et exécuter une régression linéaire sur le reste des données brutes. L’équation de régression permet de linéariser les données expérimentales (Figure 4). Linéarisation doit être fait individuellement pour chaque capteur.
    Remarque : Dérive de capteur est linéaire plus court (minutes) et de temps (jours) échelles ainsi que le montant de la dérive varie du capteur vers le capteur. La dérive est généralement négligeable sur des portées de courte période comme une heure, dans lequel dérive linéaire a été relevée qu’occasionnellement. Dérive de capteur nécessite que les étalonnages de baillement de la vanne et baillement capteur doivent être fait séparément pour chaque capteur et qu’une linéarisation doit être fait pour chaque capteur en post-traitement des données.

14. l’étalonnage de capteurs : largeur réelle Gape Versus capteur mV

Dans une expérience côté, tensions des capteurs peuvent être calibrée à la largeur réelle baillement d’huîtres.

  1. Dans un aquarium, mis en place une huître avec un capteur d’ouverture de la bouche. Lancer l’enregistrement gape. Déclencher l’huître de fermer par le toucher. Peu après, l’huître s’ouvre à nouveau.
  2. Comme l’huître s’ouvre, prendre des photos et écrire vers le bas de la tension du capteur de l’appareil de baillement chaque fois qu’une photo est prise. Garder une trace de qui photographie va avec quelle lecture d’appareil de baillement. Placer une échelle de référence dans la photographie, au même niveau des soupapes.
  3. Analyser la distance l’huître est ouvert dans chaque photo (mm) à l’aide d’un programme de traitement d’image open source comme ImageJ.
  4. Comparer la largeur réelle baillement à la tension du capteur et exécuter une analyse de régression. Cela donne l’étalonnage pour l’état de l’ouverture réelle et plus Carrier peut alors être associés à largeur réelle gape de bivalves.
    Remarque : Alors que cela montre la largeur de l’ouverture de la bouche est linéairement liée à tension du capteur, en réalité, ce processus prend trop de temps et ne se faisait pas pour les expériences de baillement d’hypoxie. Pour les expériences de baillement hypoxie, il était important d’enlever les huîtres pour la moindre quantité de temps nécessaire de leurs aquariums pour les doter de capteurs et retournez-les pour les aquariums. Pour certaines expériences, la mesure de largeur d’ouverture de la bouche peut être importante et les techniques d’étalonnage ci-dessus doivent être suivies.

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Representative Results

Huîtres exposées à l’eau estuarienne normoxique sans interruption (sans hypoxie pendant la phase de plateau bas du cycle journalier) étaient ouvertes la plupart du temps et que brièvement fermée est rare (Figure 5). Quand on les referme a varié de l’huître à l’huître. Ce modèle a également été trouvé par Loosanoff et Nomejko 194644 et Higgins 198039. Aussi les huîtres n’a pas répondu à la différence de phases sombres et claires.

Figure 5
Figure 5 . (a-g) Un sous-ensemble des réponses gape de sept huîtres exposées à (h) deux jours de normoxie ([DO] = 7,3 mg/L) fermer à l’occasion, chaque huître avec un motif différent. Simulée nocturne est indiqué dans les barres noires, simulées temps de jour avec les barres blanches. Ce chiffre a été modifié par Porter et 2016 Breitburg63. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

La plupart des huîtres exposés à une hypoxie sévère ([DO] = 0,6 mg/L) durant le plateau bas, phase au cours du cycle nycthéméral hypoxie fermé peu après la cible [] a été atteint, et quelques huîtres même fermés avant que la cible [] a été atteint et est restée fermé pendant la majeure partie du temps qui l’hypoxie sévère suite (Figure 6). Contrôle et pH cyclique n’affecte pas de baillement.

Figure 6
La figure 6(a-g) Un sous-ensemble des réponses gape de sept huîtres exposées à (h) deux jours d’hypoxie cycle nycthéméral avec hypoxie sévère ([DO] = 0,6 mg/L) au cours de la phase de plateau bas. Simulée nocturne est indiqué dans les barres noires, simulées temps de jour avec les barres blanches. Ce chiffre a été modifié par Porter et 2016 Breitburg63. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Avec hypoxie doux ([DO] = 1,7 mg/L), fermetures souvent a eu lieu plus tard au cours de la phase de plateau bas au lieu d’au point lorsque la cible [] a été atteinte (Figure 7).

Figure 7
La figure 7(a-g) Un sous-ensemble des réponses gape de sept huîtres exposées à (h) deux jours d’hypoxie cycle nycthéméral avec hypoxie doux ([DO] = 1,7 mg/L) au cours de la phase de plateau bas. Simulée nocturne est indiqué dans les barres noires, simulées temps de jour avec les barres blanches. Alimentation a été interrompue en c, e, g (« aucune donnée »). Ce chiffre a été modifié par Porter et 2016 Breitburg63. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Pendant la phase de plateau bas avec variés [ne], huîtres sous sévère ([DO] = 0,6 mg/L) cycle nycthéméral hypoxie avec pH control (pH = 7,8) ainsi que cyclique pH (pH = 7,87.0) ont été fermés significativement plus longtemps que les huîtres sous normoxie (7,3 mg / L). Il n’y a aucune différence significative d’un montant de fermetures entre le contrôle et le pH cyclique selon l’hypoxie sévère. Huîtres sous légère ([DO] = 1,7 mg/L) cycle nycthéméral hypoxie étaient fermés des quantités similaires de temps durant le plateau bas comme les huîtres sous l’hypoxie sévère avec contrôle pH ou pH cyclique. En outre, huîtres sous légère hypoxie diel-vélo ont été fermées une quantité semblable de temps que les huîtres sous conditions normoxiques durant la phase de plateau bas. Il n’y a aucune différence significative d’un montant de fermetures entre le contrôle et le pH cyclique selon l’hypoxie sévère dans l’une des phases.

Pendant la phase de normoxie après le plateau du bas, les huîtres qui ont connu l’hypoxie sévère pendant le plateau bas étaient ouvertes la plupart du temps (Figure 8) et ils ont souvent ouvert tandis que les niveaux [] ont été montée, avant même que le plateau de normoxie est intervenu) La figure 6). Au cours de la sursaturation et la normoxie après les phases de sursaturation, respectivement, les huîtres de tous les traitements étaient ouvertes la plupart du temps. Les huîtres ont montré ces patrons sur nycthémérale répétée de cycles au cours de ces deux jours de temps.

Figure 8
La figure 8Huîtres du pourcentage de temps ont été fermés pendant le plateau b faible, la normoxie (b) après le plateau bas, sursaturation (c) et d normoxie après suspersaturation phases pendant le diel vélo de [ne]. Pendant la phase de plateau bas (a) : « 0.6, cyclique » = [] de 0,6 mg/L (hypoxie sévère), cyclique pH (pH = 7,87.0) (n = 4) ; « contrôle de 0,6, » = [] de 0,6 mg/L (hypoxie sévère), contrôler le pH (pH = 7,8) (n = 4) ; « 1.7, cyclique » = [] de 1,7 mg/L (hypoxie doux), cyclique pH (pH = 7,87.0) (n = 4) ; « contrôle, contrôle » = [] de 7,3 mg (normoxie), contrôler le pH (pH = 7,8) (n = 4). Des différences statistiques sont indiquées par des lettres différentes au-dessus des barres (Nested ANOVA, p≤ 0,05). Barres d’erreur sont les erreurs-types de la moyenne. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Au cours de la phase de plateau bas, huîtres 1/3 ou plus de l’hypoxie sévère, pH cyclique ont été fermé 70 % du temps et des huîtres de l’hypoxie sévère, contrôlent pH ont été fermés 49 % du temps (Figure 9). En revanche, au cours de la phase de plateau bas, 1/3 ou plus des huîtres de la pH cyclique hypoxique doux étaient fermé 29 % du temps et du traitement normoxique contrôle pH 12 % du temps. Les huîtres plus que fermé simultanément au cours de la phase de plateau bas, ont été de 82 % et 67 % des huîtres en hypoxie sévère, pH cyclique et l’hypoxie sévère, contrôlent les traitements à pH, respectivement. Dans le doux pH hypoxique, cyclique, traitement, un maximum de 45 % des huîtres fermées pendant le plateau bas et les huîtres exposés à seulement normoxie un maximum de 42 % fermé brièvement en même temps. Dans la normoxie après le bas plateau, la sursaturation et la normoxie après sursaturation, rarement plus de 1/3 d’huîtres fermées en tout temps.

Figure 9
Figure 9 . Pour cent des huîtres fermé en même temps pendant le bas plateau, la normoxie après plateau bas, sursaturation et normoxie après les phases de sursaturation représenté dansFigure 2. Pour (a), le plateau du bas a été sévèrement hypoxique ([DO] = 0,6 mg/L) et avait cyclique pH (pH = 7,87.0) (n = 13 huîtres). (B), le plateau bas était légèrement hypoxique ([DO] = 1,7 mg/L) et avait cyclique pH (pH = 7,87.0) (n = 11 huîtres). (C), le plateau du bas a été sévèrement hypoxique ([DO] = 0,6 mg/L) et avait le contrôle de pH (pH = 7,8) (n = 11 huîtres). (D), la phase plateau bas était normoxique ([DO] = 7,3 mg/L) (n = 11 huîtres). Ligne horizontale représente où un tiers des huîtres ont été fermés en même temps. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure. 

Largeur de l’ouverture de la bouche est linéairement liée à capteur mV (Figure 10). La direction que le capteur est collé sur la valve détermine la direction du signal.

Figure 10
Figure 10 . Étalonnages de tension capteur baillement à largeur réelle ouverture des huîtres. (a, b) Gape capteur conduit annexée à la valve droite des huîtres, capteur d’ouverture de la bouche (c, d) conduit annexée à la valve gauche. Par souci de cohérence dans le sens de la réponse, les capteurs doivent être apposées dans la même direction de vanne de chaque huître. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure. 

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Discussion

Accent typique d’études sur le continu, étendu les périodes de temps des conditions de faible teneur en oxygène et la réponse, souvent mesuré comme la survie, des animaux. Toutefois, à l’heure actuelle, notre compréhension des réponses comportementales des animaux à l’hypoxie cycle nycthéméral est minimale63. Ainsi, plusieurs études devraient porter sur le comportement des organismes en réponse à l’hypoxie diel-vélo qui se produit régulièrement au cours de l’été de nombreux estuaires7,8.

Nous présentons ici une méthode de mesure en continu les réponses comportementales de mollusques bivalves à l’hypoxie de cycle nycthéméral et pH cyclique. Huîtres n’a pas répondu sur le plan comportemental au diel-cyclisme du pH. Cependant, les huîtres réagissent fortement aux conditions de faibles concentrations d’oxygène en réduisant considérablement l’ouverture de la coquille. En outre, plus d’un tiers des huîtres fermées simultanément pendant de longues périodes de temps selon les traitements hypoxiques mais plus ouvert encore dans le cadre de la phase normoxique qui a suivi. Augmentant le baillement et réduisant la fermeture de la soupape afin de compenser pour prolongée fois de valve de fermeture pendant l’hypoxie sévère pourrait réduire les effets de l’hypoxie diel-cyclisme sur les huîtres s’et sur le phytoplancton ils filtrent. Ainsi, cette indemnisation comportementale pourrait minimiser trophique ou les effets sur les écosystèmes.

Une étape cruciale dans cette méthode SGM est de sceller avec succès le capteur d’ouverture de la bouche. Si le capteur n’est pas correctement scellé, l’eau de mer peut se rendre à la jauge de contrainte, augmenter la dérive et finalement la rendent inutilisable. 29 capteurs ont été installés au cours d’une expérience en mésocosme Bergeron (2005)64 et évalué la durée pendant laquelle elles ont fonctionné. Les capteurs longues a fonctionné pendant plus de 16 jours, lorsque l’expérience a pris fin. Le plus court laps de temps qu'un capteur a duré était de 0,5 j. La longueur moyenne du déploiement réussi de capteurs était 4,9 ± 3,0 jours, qui comprend les capteurs qui ont été abandonnées au début. La plupart des capteurs ont travaillé sur le déploiement de deux jours dans le diel-cycle expérience d’hypoxie.

La durée de vie des capteurs doit être améliorée, bien que le dispositif actuel est adapté pour de nombreuses applications. Le mastic aquarium contient de l’acide acétique qui peuvent augmenter la corrosion dans les capteurs. À l’avenir, silicone de RTV de qualité électronique non acide doit être utilisé. Cela peut aussi éviter la dérive linéaire qui a été trouvé et qui devaient être enlevées en post-traitement. À l’heure actuelle, il est recommandé de construire un nouveau capteur pour chaque baillement exécuter.

Une limitation actuelle est que la SGM n’a été utilisé dans un environnement de laboratoire et câbles doivent être suffisamment longues pour atteindre les différents aquariums. Une autre limite de la méthode est que les analyses ne se font pas automatiquement et doivent être réalisées à la main et la dérive linéaire doit être corrigé individuellement. Si l’espace réel gape de bivalves doit être mesurée, chaque capteur doit être étalonné individuellement, car l’amplitude du signal varie du capteur vers le capteur. Il est important à la fin d’une course pour déclencher le bivalve pour obtenir près de la grandeur et la direction de la pointe de la clôture. Si baillement est mesurée sur le terrain, des conditions environnementales défavorables, tels que les périodes des conditions de faibles concentrations d’oxygène peuvent être détectées par les bivalves à l’aide de la SGM de surveillance et détection lorsque plus d’un tiers ferment simultanément.

Avant de Porter et Breitburg (2016)63, gape de soupape n’a pas avait été mesuré sur les bivalves exposés à une hypoxie diel-cyclisme. Cependant, diverses techniques existent pour mesurer le baillement de la soupape. Un avantage de cette technique est qu’elle est très peu coûteuse et ne nécessite pas de ligne de vue directe pour le bivalve. Coûts récurrents sont uniquement les coûts pour les jauges de contrainte. Le système est également déployable sur le terrain par le pont de Wheatstone et l’enregistreur de données dans un boîtier étanche à enlever régulièrement pour télécharger des données de logement. Les bivalves seraient installés dans un compartiment humide.

Nous manifester responses de baillement vanne significative d’huîtres à l’hypoxie diel-cyclisme et démontrer que les huîtres ne répondent pas aux variations cycliques de pH. Les travaux futurs devraient se concentrer sur la meilleure étanchéité du capteur pour réduire l’échec précoce de capteur et dérive probablement avec du ruban adhésif colle thermique flexible comme Jou et al. (2013) 57 et à l’aide de silicone RTV de catégorie électronique non acides. Futures études devraient mesurer la réponse de baillement vanne d’autres espèces de bivalves à l’hypoxie diel-cyclisme et aussi examiner l’effet du cycle nycthéméral limitation l’hypoxie et de l’alimentation sur le comportement du baillement vanne. On sait que les bivalves fermer en réponse aux aliments faibles concentrations mais l’interaction entre le cycle nycthéméral hypoxie et de la concentration dans la nourriture n’a pas été examinée.

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Disclosures

Nous n’avons rien à divulguer.

Acknowledgments

Nous remercions Melinda Forseth pour prendre des photos d’huîtres et de mesurer la largeur de leur bouche dans ImageJ. Nous remercions Denise Breitburg pour accéder à l’aquarium avec nycthémérale cyclisme hypoxie et des conditions de pH cyclique. Nous remercions le Smithsonian Environmental Research Center, Edgewater, Maryland, espace pour les expériences. Les expériences d’hypoxie ont été financés par un National Oceanic and Atmospheric Administration - Center for parrainé Coastal Ocean Research grant no. Le Fonds de Hunterdon Smithsonian à Denise Breitburg et de NA10NOS4780138. La valve gape mesures pendant l’hypoxie expériences ont été financés par une bourse de perfectionnement Faculté par Washington College à Elka T. Porter.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Campbell CR 10x data logger Campbell Scientific, Logan, Utah Or other data logger. At Campbell the CR 10X has been replaced with the CR 1000
Campbell CR 10x multiplexer Campbell Scientific, Logan, Utah Data logger needs to have space for 12 channels
Dsub connector male crimp pins TE Connectivity 205089-1 pins for gape sensor leads
PCA tape Micro Measurements Corp, NC To seal the strain gauge
Duro Quick Gel Ace Hardware Superglue
SG13/1000-LY43 or LY41 Omega Engineering Inc., Stanford, CT Strain gauges
32 AWG (7/40) teflon Alpha wires AlphaWire, Elizabeth, NJ 2840/7 Sensor cables, different colors are available
1/16" heat shrink tubing Qualtek B01A3QKKO6 To seal the leads of the sensor cable
Weller WES51 Analog Soldering Station Amazon Lots of soldering, need a good soldering iron. https://www.amazon.com/Weller-WES51-Analog-Soldering-Station/dp/B000BRC2XU/ref=sr_1_23?s=hi&ie=UTF8&qid=1505654295
&sr=1-23&keywords=soldering+iron
Rosin Soldering Flux Paste Amazon Needed for soldering
60-40 Tin Lead Rosin Core Solder Wire Amazon Needed for soldering
Aquarium sealant Home Depot Attach sensors to bivalve
PC Laptop Any old PC to run Campbell gape program
heat gun Amazon shrink shrink tubing
Drill Hardware store, Amazon for twisting wires to make sensor cables
AC to DC power module Acopian DB15-30 Wheatstone bridge power supply
Poteniometer Clarostat 733A Wheatsone bridge nulling
isolating BNC connector Sterren Electronics "200-148 Wheatstone bridge output for multimeter
Fused AC receptical panel module Adam technologies IEC-GS-1-200 Wheatstone bridge power supply connector
976 ohm 1% resistor Vishay Dale CMF50976R00FHEB Wheatstone bridge resistor
1 kohm 1% resistor Vishay Dale CMF501K0000FHEB Wheatstone bridge resistor
Potentiometer scale dial Kilo International 462 10 turn dial for nulling potentiometer
DB25 male panel connector TE connectivity 1757819-8 Data logger connector on Wheatstone bridge
DB25 female panel connector TE connectivity 1757819-8 Sensor connector to Wheatstone bridge
perforated circuit board Vector electronics 64P44WE circuit board for mounting of bridge components
enclosure Hammond Manufacturing 1444-29 Enclosure for sensor readout electronics

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References

  1. Vaquer-Sunyer, R., Duarte, C. M. Thresholds of hypoxia for marine biodiversity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (40), 15452-15457 (2008).
  2. Diaz, R. J., Rosenberg, R. Spreading dead zones and consequences for marine ecosystems. Science. 321, 926-929 (2008).
  3. Levin, L. A., Breitburg, D. L. Linking coasts and seas to address ocean deoxygenation. Nature Climate Change. 5, 401-403 (2015).
  4. Diaz, R. J., Rosenberg, R. Marine benthic hypoxia: A review of its ecological effects and the behavioural responses of benthic macrofauna. Oceanography and Marine Biology: An annual Review. 33, 245-303 (1995).
  5. Patterson, H. K., Boettcher, A., Carmichael, R. H. Biomarkers of dissolved oxygen stress in oysters: a tool for restoration and management efforts. PLoS One. 9 (8), 104440 (2014).
  6. Altieri, A. H., Gedan, K. B. Climate change and dead zones. Global Change Biology. 21 (4), 1395-1406 (2015).
  7. Tyler, R. M., Brady, D. C., Targett, T. E. Temporal and spatial dynamics of diel-cycling hypoxia in estuarine tributaries. Estuaries and Coasts. 32 (1), 123-145 (2009).
  8. Breitburg, D. L., et al. Landscape-level variation in disease susceptibility related to shallow-water hypoxia. PLoS One. 10 (2), 0116223 (2015).
  9. Stickle, W. B., Kapper, M. A., Liu, L. -L., Gnaiger, E., Wang, S. Y. Metabolic adaptations of several species of crustaceans and molluscs to hypoxia: toterance and microcalometric studies. Biological Bulletin. 177 (2), 303-312 (1989).
  10. Gamenick, I., Jahn, A., Vopel, K., Guiere, O. Hypoxia and sulphide as structuring factors in a macrozoobenthic community on the Baltic Sea shore: colonization studies and tolerance experiments. Marine Ecology Progress Series. , 73-85 (1996).
  11. Modig, H., Olafsson, E. Responses of Baltic benthic invertebrates to hypoxic events. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 229 (1), 133-148 (1998).
  12. Riedel, B., Zuschin, M., Stachowitsch, M. Tolerance of benthic macrofauna to hypoxia and anoxia in shallow coastal seas: a realistic scenario. Marine Ecology Progress Series. 458, 39-52 (2012).
  13. Lombardi, S. A., Harlan, N. P., Paynter, K. T. Survival, acid-base balance, and gaping responses of the Asian Oyster C. ariakensis and the Eastern Oyster C. virginica during clamped emersion and hypoxic immersion. Journal of Shellfish Research. 32 (2), 409-415 (2013).
  14. Jansson, A., Norkko, J., Dupont, S., Norkko, A. Growth and survival in a changing environment: Combined effects of moderate hypoxia and low pH on juvenile bivalve Macoma balthica. Journal of Sea Research. 102, 41-47 (2015).
  15. Gooday, A. J., et al. Faunal responses to oxygen gradients on the Pakistan margin: A comparison of foraminiferans, macrofauna and megafauna. Deep Sea Research Part II: Topical Studies in Oceanography. 56 (6-7), 488-502 (2009).
  16. Montagna, P. A., Ritter, C. Direct and indirect effects of hypoxia on benthos in Corpus Christi Bay, Texas, U.S.A. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 330 (1), 119-131 (2006).
  17. Villnas, A., Norkko, J., Lukkari, K., Hewitt, J., Norkko, A. Consequences of increasing hypoxic disturbance on benthic communities and ecosystem functioning. PLoS One. 7 (10), 44920 (2012).
  18. Breitburg, D. Effects of hypoxia, and the balance between hypoxia and enrichment on coastal fishes and fisheries. Estuaries. 25 (4), 767-781 (2002).
  19. Costantini, M., et al. Effect of hypoxia on habitat quality of striped bass (Morone saxatilis) in Chesapeake Bay. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 65 (5), 989-1002 (2008).
  20. Ludsin, S. A., et al. Hypoxia-avoidance by planktivorous fish in Chesapeake Bay: Implications for food web interactions and fish recruitment. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 381, 121-131 (2009).
  21. Zhang, H., et al. Hypoxia-driven changes in the behavior and spatial distribution of pelagic fish and mesozooplankton in the northern Gulf of Mexico. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 381, 80-91 (2009).
  22. Sparks, B. L., Strayer, D. L. Effects of low dissolved oxygen on juvenile Elliptio complanata (Bivalvia:Unionidae). Journal of the Norther American Benthological Society. 17, 129-134 (1998).
  23. Llanso, R. J. Effects of hypoxia on estuarine benthos: the lower Rappahannock River (Chesapeake Bay), a case study. Estuarine, Coastal and Shelf Science. 35 (5), 491-515 (1992).
  24. Riedel, B., Zuschin, M., Haselmair, A., Stachowitsch, M. Oxygen depletion under glass: Behavioural responses of benthic macrofauna to induced anoxia in the Northern Adriatic. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 367 (1), 17-27 (2008).
  25. Riedel, B., et al. Effect of hypoxia and anoxia on invertebrate behaviour: Ecological perspectives from species to community level. Biogeosciences. 11 (6), 1491-1518 (2014).
  26. Breitburg, D. L. Near-shore hypoxia in the Chesapeake Bay: Patterns and relationships among physical factors. Estuarine Coastal and Shelf Science. 30, 593-609 (1990).
  27. Baumann, H., Wallace, R. B., Tagliaferri, T., Gobler, C. J. Large natural pH, CO2 and O2 fluctuations in a temperate tidal salt marsh on diel, seasonal, and interannual time scales. Estuaries and Coasts. 38, 220-231 (2015).
  28. Breitburg, D. L., et al. Landscape-level variation in disease susceptibility related to shallow-water hypoxia. PLoS One. 10 (2), 0116223 (2015).
  29. de Zwart, D., Kramer, J. M., Jenner, H. A. Practical experiences with the biological early warning system "mosselmonitor". Environmental Toxicology and Water Quality. 10 (4), 237-247 (1995).
  30. Kadar, E., et al. Avoidance responses to aluminum in the freshwater bivalve Anodonta cygnea. Aquatic Toxicology. 55, 137-148 (2001).
  31. Soliman, M. F. M., El-Shenawy, N. S., Tadros, M. M., Abd El-Azeez, A. A. Impaired behavior and changes in some biochemical markers of bivalve (Ruditapes decussatus) due to zinc toxicity. Toxicological & Environmental Chemistry. 97 (5), 674-686 (2015).
  32. Shumway, S. E., Cucci, T. L. The effects of the toxic dinoflagellate Protogonyaulax tamarensis on the feeding and behaviour of bivalve molluscs. Aquatic Toxicology. 10, 9-27 (1987).
  33. Basti, L., et al. Effects of the toxic dinoflagellate Heterocapsa circularisquama on the valve movement behaviour of the Manila clam Ruditapes philippinarum. Aquaculture. 291 (1-2), 41-47 (2009).
  34. Tran, D., Haberkorn, H., Soudant, P., Ciret, P., Massabuau, J. -C. Behavioral responses of Crassostrea gigas exposed to the harmful algae Alexandrium minutum. Aquaculture. 298 (3-4), 338-345 (2010).
  35. Shumway, S. E., Koehn, R. K. Oxygen consumption in the American oyster Crassostrea virginica. Marine Ecology Progress Series. 9, 59-68 (1982).
  36. Nicastro, K. R., Zardi, G. I., McQuaid, C. D., Pearson, G. A., Serrao, E. A. Love thy neighbour: group properties of gaping behaviour in mussel aggregations. PLoS One. 7 (10), (2012).
  37. Dowd, W. W., Somero, G. N. Behavior and survival of Mytilus. congeners following episodes of elevated body temperature in air and seawater. Journal of Experimental Biology. 216 (3), 502-514 (2013).
  38. Higgins, P. J. Effects of food availability on the valve movements and feeding behavior of juvenile Crassostrea virginica (Gmelin). I. Valve movements and periodic activity. Journal of Experimental and Experimental Marine Biology and Ecology. 45, 229-244 (1980).
  39. Riisgård, H. U., Lassen, J., Kittner, C. Valve-gape response times in mussels (Mytilus edulis)-Effects of laboratory preceding-feeding conditions and in situ tidally induced variation in phytoplankton biomass. Journal of Shellfish Research. 25, 901-911 (2006).
  40. Robson, A. A., De Leaniz, C. G., Wilson, R. P., Halsey, L. G. Behavioural adaptations of mussels to varying levels of food availability and predation risk. Journal of Molluscan Studies. 76, 348-353 (2010).
  41. Robson, A. A., de Leaniz, C. G., Wilson, R. P., Halsey, L. G. Effect of anthropogenic feeding regimes on activity rhythms of laboratory mussels exposed to natural light. Hydrobiologia. 655, 197-204 (2010).
  42. Nicastro, K. R., Zardi, G. I., McQuaid, C. D., Stephens, L., Radloff, S., Blatch, G. L. The role of gaping behaviour in habitat partitioning between coexisting intertidal mussels. BMC Ecology. 10, 17 (2010).
  43. Loosanoff, V. S., Nomejko, C. A. Feeding of oysters in relation to tidal stages and to periods of light and darkness. Biological Bulletin. 90 (3), 244-264 (1946).
  44. Comeau, L. A., Mayrand, E., Mallet, A. Winter quiescence and spring awakening of the Eastern oyster Crassostrea virginica at its northernmost distribution limit. Marine Biology. 159 (10), 2269-2279 (2012).
  45. Pynonnen, K. S., Huebner, J. Effects of episodic low pH exposure on the valve movements of the freshwater bivalve Anodonta cygnea L. Water Research. 29 (11), 2579-2582 (1995).
  46. Jakubowska, M., Normant-Saremba, M. The effect of CO2-induced seawater acidification on the behaviour and metabolic rate of the baltic clam Macoma balthica. Annales Zoologici Fennici. 52 (5-6), 353-367 (2015).
  47. Jakubowska, M., Normant, M. Metabolic rate and activity of blue mussel Mytilus edulis trossulus.under short-term exposure to carbon dioxide-induced water acidification and oxygen deficiency. Marine and Freshwater Behaviour and Physiology. 48 (1), 25-39 (2015).
  48. Newell, C. R., Wildish, D. J., MacDonald, B. A. The effects of velocity and seston concentration on the exhalent siphon area, valve gape and filtration rate of the mussel Mytilus edulis. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 262, 91-111 (2001).
  49. Maire, O., Amouroux, J. -M., Duchene, J. -C., Gremare, A. Relationship between filtration activity and food availability in the Mediterranean mussel Mytilus galloprovincialis. Marine Biology. 152 (6), 1293-1307 (2007).
  50. Borcherding, J. Ten years of practical experience with the Dreissena-monitor, a biological early warning system for continuous water quality monitoring. Hydrobiologia. 556 (1), 417-426 (2006).
  51. Frank, D. M., Hamilton, J. F., Ward, E. E., Shumway, S. E. A fiber optic sensor for high resolution measurement and continuous monitoring of valve gape in bivalve molluscs. Journal of Shellfish Research. 26 (2), 575-580 (2007).
  52. Wilson, R., Reuter, P., Wahl, M. Muscling in on mussels: New insights into bivalve behaviour using vertebrate remote-sensing technology. Marine Biology. 147 (5), 1165-1172 (2005).
  53. Nagai, K., Honjo, T., Go, J., Yamashita, H., Seok Jin, O. Detecting the shellfish killer Heterocapsa circularisquama (Dinophyceae) by measuring bivalve valve activity with a Hall element sensor. Aquaculture. 255 (1-4), 395-401 (2006).
  54. Robson, A., Wilson, R., de Leaniz, C. G. Mussels flexing their muscles: a new method for quantifying bivalve behaviour. Marine Biology. 151 (3), 1195-1204 (2007).
  55. Robson, A. A., Thomas, G. R., de Leaniz, C. G., Wilson, R. P. Valve gape and exhalant pumping in bivalves: optimization of measurement. Aquatic Biology. 6 (1-3), 191-200 (2009).
  56. de Zwart, D., Kramer, J. M., Jenner, H. A. Practical experiences with the biological early warning system "mosselmonitor". Environmental Toxicology and Water Quality. 10 (4), 237-247 (1995).
  57. Jou, L. -J., Lin, S. -C., Chen, B. -C., Chen, W. -Y., Liao, C. -M. Synthesis and measurement of valve activities by an improved online clam-based behavioral monitoring system. Computers and Electronics in Agriculture. 90, 106-118 (2013).
  58. Barile, N. B., Scopa, M., Recchi, S., Nerone, E. Biomonitoring of coastal marine waters subject to anthropogenic use: development and application of the biosensor Mosselmonitor. Ovidius University Annals of Chemistry. 27 (2), 81-86 (2016).
  59. Ballesta-Artero, I., Witbaard, R., Carroll, M. L., van der Meer, J. Environmental factors regulating gaping activity of the bivalve Arctica islandica in Northern Norway. Marine Biology. 164 (5), 116 (2017).
  60. Ekelof, S. The genesis of the Wheatstone bridge. Engineering Science and Education Journal. 10, 37-40 (2001).
  61. Keppel, A. G., Breitburg, D. L., Wikfors, G. H., Burrell, R. B., Clark, V. M. Effects of co-varying diel-cycling hypoxia and pH on disease susceptibility in the eastern oyster Crassostrea virginica. Marine Ecology Progress Series. 538, 169-183 (2015).
  62. Burrell, R. B., Keppel, A. G., Clark, V. M., Breitburg, D. L. An automated monitoring and control system for flow-through co-cycling hypoxia and pH experiments. Limnology and Oceanography: Methods. 14, 168-185 (2015).
  63. Porter, E. T., Breitburg, D. L. Eastern oyster Crassostrea virginica, valve gape behavior under diel-cycling hypoxia. Marine Biology. 163 (218), (2016).
  64. Bergeron, C. M. The impact of sediment resuspension on mercury cycling and the bioaccumulation of methylmercury into benthic and pelagic organisms. , University of Maryland. M.S. thesis (2005).

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Sciences de l’environnement question 138 Valve gape Crassostrea virginica huître hypoxie cycle nycthéméral pH cyclique comportement bivalve bivalve gape SGM
Un moniteur de jauge de contrainte (SGM) pour les mesures continues Gape Valve dans les mollusques bivalves en réponse à l’hypoxie de laboratoire induite par Diel-cyclisme et pH
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Porter, E. T., Porter, F. S. AMore

Porter, E. T., Porter, F. S. A Strain Gauge Monitor (SGM) for Continuous Valve Gape Measurements in Bivalve Molluscs in Response to Laboratory Induced Diel-cycling Hypoxia and pH. J. Vis. Exp. (138), e57404, doi:10.3791/57404 (2018).

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