Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Developmental Biology

Hela-mount konfokalmikroskopi för vuxna öron hud: modellsystem studera Neuro-vaskulär förgrenade morfogenes och immunceller Distribution

doi: 10.3791/57406 Published: March 29, 2018

Summary

Här beskriver vi en hög upplösning hela-mount bildgivande metod i hela vuxen mus öra huden, vilket gör det möjligt för oss att visualisera förgrenade morfogenes och mallning av perifera nerver och blodkärl, samt immunceller distribution.

Abstract

Här presenterar vi ett protokoll av en hela-mount vuxen öra hud bildteknik för att studera omfattande tredimensionell neuro-vaskulär förgrenade morfogenes och mallning, samt immunceller distribution på cellnivå. Analysen av perifer nerv och blodkärl anatomiska strukturer i vuxna vävnader ger viss insikt i förståelsen av funktionella neuro-vaskulär ledningar och neuro-vaskulär degeneration i sjukdomstillstånd såsom sårläkning. Som mycket informativ modellsystem, har vi fokuserat våra studier på vuxna öra huden, som är lätt åtkomlig för dissektion. Vår enkla och reproducerbara protokollet ger en exakt skildring av de cellulära komponenterna i hela huden, såsom perifera nerver (sensoriska axoner, sympatiska axoner och Schwann celler), blodkärl (endotelceller och vaskulära glatta muskelceller ), och inflammatoriska celler. Vi anser att detta protokoll kommer att bana väg att undersöka morfologiska abnormiteter i perifera nerver och blodkärl samt inflammation i vuxen öra huden under olika sjukdomstillstånd.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Huden består av tre lager: epidermis, dermis och hypodermis. Det har använts som ett modellsystem studera stamceller underhåll, differentiering och morfogenes i utveckling samt förnyelse, uppkomst och inflammation i vuxen. Huden är rikligt vaskulariserad och innerveras så att utvecklingen av det perifera nervsystemet och kärlsystemet är väl samordnad.

Vi har tidigare visat en hela-mount embryonal hud bildteknik med flera märkning för att studera intakt perifera nerver och blodkärl inklusive deras cellulära komponenter1,2,3, 4: sensoriska axoner, sympatiska axoner, Schwann celler i nerver, endotelceller, pericyter och vaskulära glatta muskelceller (VSMCs) i blodkärl. Under angiogenes, en primär kapillär nätverket genomgår intensiv vaskulär remodeling och utvecklas till en hierarkisk vaskulär förgrenade nätverk. I utveckla dermis/hypodermisna, artärer filial tillsammans med perifera sensoriska nerver och vener sedan bilda anslutning till artärerna. Efter det hierarkiska vaskulär nätverket är ordentligt täckt med VSMCs, sympatiska nerver sträcker sig längs och innerverar blodkärlen stor diameter1,5,6. Trots betydelsen i det nära samarbete mellan utvecklingsländer nervös och vaskulära system varit en viktig fråga att ta itu med vad som händer med de neuro-vaskulära nätverk i olika patologiska situationer på vuxna. En tredimensionell högupplöst avbildning är nödvändigt att uppskatta patogenes, tillsammans med anatomiskt igenkännliga förgrenade morfogenes och mallning.

Neuronala och vaskulär morfogenes i vuxen mus huden analyseras vanligen genom vävnaden avsnitt färgning. Andra studier har använt hela-mount avbildning av huden för att visualisera perifera nerver och blodkärl, förutom hårsäckar, talgkörtlar och arrector pili muskler7,8,9. Tjockleken på vuxen hud har dock gjort det svårt att analysera huden över dess hela djup.

I den aktuella studien, har vi utvecklat en roman högupplösta hela-mount avbildning av vuxen öra hud att övervinna dessa utmaningar. Öra hud är lätt åtkomliga för dissekering och efterföljande hela-mount avbildning av huden över dess hela djup. Det är därför en okomplicerad och mycket reproducerbar metod som kan användas för att jämföra tredimensionella arkitektur av perifera nervsystemet och vaskulära system i huden, med omfattande kvantifiering mätningar. Vi visat att anpassningen av perifera sensoriska och sympatiska nerver med stor diameter blodkärl bevaras i vuxen huden. Målet med detta protokoll är att visualisera förgrenade morfogenes, och mönstringen av perifera nerver och blodkärl, samt immunceller fördelningen på cellnivå i vuxen musmodeller i olika förhållanden såsom inflammation och förnyelse.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Alla experiment i detta avsnitt utfördes under godkännande från nationella hjärta, lunga, och blod Institute (NHLBI) djur vård och användning kommittén.

1. vuxen mus öra hud samling

  1. Avliva vuxna möss av koldioxid (CO2) exponering i en sluten kammare och sedan bekräfta dödshjälpen av cervikal dislokation.
    Obs: Experimentet följer National Institutes of Health (NIH) riktlinje för metoden dödshjälp.
  2. Dissekera örat från basen och placera den i en 35 x 10 mm2 petriskål innehållande 2 mL av Hank's Balanced Salt lösning (HBSS). Kort klipp håren med sax.
  3. Skala bakre hud och främre huden bort noggrant från mellanliggande brosk.
    Obs: Brosket fäster på främre huden.
  4. Överför bakre och främre hud separat till en 24 väl plåt innehållande 1 mL av iskall frisk 4% PARAFORMALDEHYD (PFA) i fosfatbuffrad saltlösning (PBS) per brunn. Platta till bakre och främre huden i de 4% PFA.
  5. Fixa bakre och främre huden med brosk vid 4 ° C för 1 h.
  6. Tvätta huden bakre och främre 3 gånger för 5 min i 1 mL PBS med mild blandning på en mixer i rumstemperatur.
  7. Överföra bakre och främre huden med brosk till botten av en 35 x 10 mm2 petriskål. Avskurna regionen bas, som viks och har fett och bindväv. Skrapa av brosk från främre huden med fina böjda pincetten.
  8. Ta försiktigt bort de hårstrån, fettvävnad och bindväv från insidan av bakre huden med hjälp av fina böjd pincett. Hålla huden våt med PBS.

2. hela-mount immunhistokemisk färgning av mus öra hud

Obs: Alla experimenten i följande avsnitt utfördes enligt NIH laboratorium säkerhetsriktlinjer.

  1. Förbereda det blockerande buffert. Filter 10% värme inaktiverat get serum (HIGS) utspätt i PBS med 0,2% triton x-100 (TX-100) blockerande buffert, eller 10% åsna serum (DS) utspätt i PBS med 0,2% TX-100 blockerande buffert, använder en 0,45 µm filterenhet.
  2. Överför bakre och främre huden till en 24 plattan väl innehåller 1 mL 10% HIGS blockerande buffert eller 10% DS blockerande buffert per brunn. Inkubera huden för 30 min med mild blandning på en mixer i rumstemperatur.
  3. Bereda primär antikropp-lösning genom att späda ut de primära antikropparna (Tabell för material) i blockerande buffert (antingen 10% HIGS eller 10% DS).
    Obs: Hela-mout immunhistokemisk analys av vuxen öra hud med antikroppar mot pan-neuronala markör neuron-specifika klass III β-tubulin (Tuj1, kanin polyklonalt IgG eller mus monocloncal IgG2a, 1: 500 utspädning med en slutlig koncentration på 2 µg/mL), Pan-endotelceller markör trombocytantal endotelceller vidhäftning molekylen 1 (PECAM-1, hamster monoklonal IgG, 1:300 utspädning vid slutliga koncentration på 3,3 µg/mL), myelinskidan markör myelin grundläggande protein (MBP, kanin polyklonalt IgG, 1: 200 utspädning vid den slutlig koncentration på 5 µg/mL) och inflammatoriska myeloida celler markör CD11b (råtta monoklonala IgG2b, 1:50 utspädning vid slutliga koncentration på 20 µg/mL) visades i figur 1 och figur 2. Huden var inkuberas med Cy3-konjugerad antikropp för vaskulär glatt muskulatur cell markör α smooth muscle aktin (αSMA) tillsammans med sekundära antikroppar (2,6). De primära antikroppar testas av oss själva finns förtecknade i Tabell för material. Flera primära antikroppar som härrör från olika arter kan blandas samtidigt.
  4. Överföra bakre och främre huden till ny brunn innehållande 150 µL av primära antikroppar lösningen. Inkubera huden med skonsamma blandning på en mixer vid 4 ° C över natten.
  5. Följande dag, överföra bakre och främre huden till nya brunnar i 24 väl plattan eller aspirera det blockerande buffert innehållande primära antikroppar. Tillsätt 1 mL av antingen 2% HIGS utspädd i PBS med 0,2% TX-100 tvätt buffert eller 2% DS utspätt i PBS med 0,2% TX-100 tvätt buffert. Tvätta huden med 3 ändringar av tvätt bufferten varje 15 min med mild blandning på en mixer i rumstemperatur.
  6. Bered den sekundära antikroppar (Tabell för material). Späd sekundära antikroppar i blockerande buffert (antingen 10% HIGS eller 10% DS) och filtrera det blockerande buffert innehållande sekundära antikroppar genom ett 0,22 µm polyvinylidene kryptondifluorid (PVDF) spruta membranfilter ansluten till en 1 mL spruta.
    Obs: Alexa 488 eller 633-konjugerad get anti-kanin IgG (H + L) eller mus IgG2a för Tuj1, Alexa 647-konjugerad get anti hamster IgG (H + L) för PECAM-1, Alexa 488-konjugerad get anti-kanin IgG (H + L) för MBP, och Alexa 594-konjugerad råtta IgG (H + L) för CD11b användes med 1: 250 utspädning vid slutliga koncentration på 8 µg/mL. Huden var inkuberas med Cy3-konjugerad αSMA antikropp (1: 500 utspädning med en slutlig koncentration på 2-3 µg/mL) i kombination med dessa sekundära antikroppar.
  7. Centrifugera lösningen vid 13 000 x g i 10 min att ta bort aggregerade partiklar av sekundära antikroppar från det blockerande buffert.
    Obs: Olika fluorescerande konjugerade sekundära antikroppar härrör från olika arter kan blandas samtidigt.
  8. Överföra bakre och främre huden till brunn innehållande 150 µL av sekundära antikroppar lösningen. Linda 24 väl plattan i aluminiumfolie att undvika ljus och inkubera huden för 1 h med mild blandning på en mixer i rumstemperatur.
  9. Överföra bakre och främre huden till nya brunnar i 24 väl plattan eller aspirera sekundär antikropp lösningen av Pipettera helt. Tillsätt 1 mL av antingen 2% HIGS tvätt buffert eller 2% DS tvätt buffert.
  10. Linda 24 väl plattan i aluminiumfolie och tvätta med 3 ändringar av tvätt bufferten varje 15 min med mild blandning på en mixer i rumstemperatur.

3. montering öra huden på bild

  1. Placera huden på botten av en 35 x 10 mm2 petriskål. Ta försiktigt bort de hårstrån, fettvävnad, bindväv, damm och fibrer från insidan av huden med fina böjda pincetten under stereomikroskopet med låg belysning för att minimera omfattande foto blekning. Hålla huden våt med PBS.
  2. Överföra huden till en självhäftande objektglas med pincett. Placera de bakre och främre hud med insidan uppåt i bilden. Platta till huden med hjälp av tången.
  3. Montera huden i en flytande anti fade monteringsmedium att undvika fotoblekning och bevara fluorescerande signaler. Se till att inga luftbubblor är på eller runt huden.
  4. Täck med täckglas av prov som huden noggrant och förvara de monterade hud exempelbilder i den mörka natten i rumstemperatur att tillåta montering media få fast. Försegla täckglaset till bild med nagellack och lagra den på 4 ° C för långsiktig lagring.

4. konfokalmikroskopi

  1. Ställ in lämpliga lasrar för fluorophores. En confocal Mikroskop med tre laserkällor (Argon 488 nm, DPSS 561 nm och HeNe 633 nm) används i detta experiment.
  2. Använd verktyget sekventiell scan, som samtidigt väcker triple-färgade prover, att undvika och minska överlappning.
    Obs: Bilderna kommer att tas i en sekventiell sätt använder sekventiell skanningsläge.
  3. Bilden under ett 10 X-objektiv. Använd verktyget kakel scan för att fånga hela örat huden. Ange Z-stack och kontrollera att z-ställning täcker hela tjockleken på örat hud.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Vuxen mus bakre öra hud (figur 1A) och främre öra hud (figur 1B) var immunostained med antikroppar mot αSMA (röd), Tuj1 (grön), och PECAM-1 (blå). Bakre hud var immunostained att studera neuro-immun distribution via antikroppar mot CD11b (röd) och MBP (grön), tillsammans med Tuj1 (blå) (figur 2A). Distribution av CD11b+ inflammatoriska celler, inklusive makrofager upptäcktes vid en enda cellulära resolution (figur 2B).

Figure 1
Figur 1: justering ofperipheral nerver och blodkärl i vuxen öra hud. Hela-mount trippel immunofluorescens konfokalmikroskopi av bakre och främre öra hud med antikroppar mot αSMA (röd), Tuj1 (grön), och PECAM-1 (blå) visas. (A), VSMC-täckt stor diameter blodkärl justera med perifera nerver i bakre öra huden. (B) mindre diameter blodkärl täckt med VSMCs justera med mindre diameter perifer nerv buntar i främre öra huden. Skalstapeln = 1 mm vänligen klicka här för att visa en större version av denna siffra.

Figure 2
Figur 2: Myelinisering av perifera nerver och CD11b+ myeloida cell distribution i vuxen öra hud. Hela-mount trippel immunofluorescens konfokalmikroskopi av bakre öra hud med antikroppar mot CD11b (röd) och MBP (grön), tillsammans med Tuj1 (blått), visas. (A) medelstora till stora diameter perifera nerver är myeliniserade. (B) närbild bild (a). CD11b+ inflammatoriska celler fördela jämnt i bakre öra huden. Skalstapeln = 1 mm (A), 100 µm (B). Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Det här protokollet beskriver det hela-mount immunonohistochemical avbildning av vuxen öra hud för analys av neuro-vaskulära strukturer och immunceller distribution. Vi anser att denna metod har många experimentella fördelar för forskare att studera förgrenade morfogenes och mönstringen av perifera nerver och blodkärl samt tredimensionell distribution av huden komponenter inklusive immunceller och hår folliklar. Resultaten av imaging kan kvantifieras med tänkbar mjukvaran för ytterligare kvantitativ analys.

Ordentlig förberedelse av örat huden är kritiska för att lyckas med detta protokoll. Det första bör örat huden vara noggrant dissekeras snart efter euthanizing musen. Den bakre delen av örat huden bör skalas bort från brosk. Sedan, brosk bör vara skalade bort från främre hud innan färgning. Det andra bör bindväv, fettvävnad och hårstrån tas bort försiktigt och noggrant före montering. På grund av förekomsten av perifera nerver på ytan av huden krävs noggrann borttagning att undvika att skada nerverna. Det tredje bör örat huden Övik med avlägsnande av vissa tjocka vävnader från örat huden. Slutligen bör öra huden monteras platt utan luftbubblor.

En begränsning i detta protokoll är att örat-taggade öra hud inte är lämpliga för analys som öronmärke orsakar ett hål eller ett ärr. Identifiering av möss med olika metoder än öronmärke såsom märkning på svansen därför nödvändigt om det finns flera möss att analysera.

Hela örat huden kan skannas av konfokalmikroskopi med en kakel scan verktyg, även om en tidigare rapporter visat att en region av intresse kan avbildas med en hög upplösning10. Intressant, det hela-mount avbildning av hela örat huden avslöjar distinkta förgrenade morfogenes och mallning av perifera nerver och blodkärl mellan bakre och främre huden (figur 1): bakre huden har stor diameter nervskada buntar (20 – 50 µm) i linje med ombyggda stor diameter blodkärl täckt med αSMA+ VSMCs (20 – 60 µm), medan den främre hud har mindre diameter nerv buntar (< 20 µm) i linje med mindre diameter men ombyggd blodkärl täckt med αSMA+ VSMCs (< 20 µm).

I området i närheten finns det ett anmärkningsvärt antal mus modeller11 att belysa mekanismen av dermatologiska sjukdomar såsom atopisk dermatit12, psoriasis13, sår läkning14- och diabetisk neuropati15. Vi har tillämpat detta protokoll till örat huden av kost-inducerad fetma möss och typ 2 diabetes möss för att studera diabetesneuropati16. Detta protokoll kan tillämpas från juvenil vuxen mus huden i olika sjukdomstillstånd.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har något att avslöja.

Acknowledgments

Vi tackar K. Gill för laboratoriet förvaltning och teknisk support, J. Hawkins och personalen av National Institutes of Health (NIH) bygga 50 djuranläggningen för hjälpen med mus-och sjukvård, och R. Reed och F. Baldrey för administrativt stöd. Tack också till S. Motegi och M. Udey för deras öra hud dissektion protokoll, N. brännskador för redaktionell hjälp, och medlemmar av laboratorium av stamcellen och Neuro-vaskulär biologi för teknisk hjälp och tankeväckande diskussion. T. Yamazaki stöddes av Japan Society för främjande av vetenskap (JSPS) NIH-KAITOKU. Detta arbete stöds av intramurala forskningsprogrammet av nationella hjärtat, lungorna och blodet Institute (HL005702-11 till Y.M.)

Materials

Name Company Catalog Number Comments
10 x Phosphate Buffered Saline KD Medical RGE-3210 PBS, without Ca2+/Mg2+
Hank’s Balanced Salt Solution Gibco 14025-092 HBSS, with Ca2+/Mg2+
16% Paraformaldehyde Electron Microscopy Sciences 15710 PFA, fixative, diluted in PBS
Triton X-100 Sigma X100 Detergent
Normal goat serum Gibco 16210064 Component of blocking/washing buffer
Normal donkey serum Jackson Immuno research 017-000-121 Component of blocking/washing buffer
Curved fine tweezers Dumont RS-5047
Curved tweezers Integra Miltex Vantage V918-782, V918-784
Filter Unit 0.45 mm Thermo Scientific 157-0045 For filtration
1 mL syringe Coviden 8881501400 For filtration
Syringe filter Unit 0.22 mm Millex-GV SLGVR04NL For filtration
ProLong Gold Thermo Scientific P36934 Anti-fade mounting medium
Nail Polish Electron Microscopy Sciences 72180 For sealing
Dissecting microscope Leica MZ95
Confocal microscope Leica TCS SP5
Photoshop CC 2017 Adobe Graphics editor software
Illustrator CC 2017 Adobe Graphics editor software
Image J NIH Image processing software
Anti-PECAM-1 (CD31) antibody Millipore MAB1398Z Hamster IgG, vascular endothelial cell marker, 1:300
Anti-PECAM-1 (CD31) antibody BD Pharmingen 553369 Rat IgG2a kappa, vascular endothelial cell marker, 1:300
Anti-αSMA antibody conjugated with cy-3 Sigma C6198 Mouse IgG2a, vascular smooth muscle cell marker, 1:500
Anti-EphB1 antibody Santa Cruz sc-9319 Goat polyclonal, venous endothelial cell marker, 1:100
Anti-neuron-specific Class III β-tubulin (Tuj1) Abcam AB18207 Tuj1, Rabbit polyclonal IgG, pan-axonal marker, 1:500
Anti-Tuj1 antibody Covance MMS-435P Mouse IgG2a, pan-axonal marker, 1:500
Anti-MBP antibody Abcam AB40390 Rabbit polyclonal IgG, myelination marker, 1:200
Anti-Tyrosine Hydroxylase antibody Chemicon AB152 Rabbit polyclonal, sympathetic neuron marker, 1:500
Anti-Peripherin antibody Chemicon AB1530 Rabbit polyclonal, peripheral neuron marker, 1:1000
Anti-CD11b antibody Bio-Rad MCA74G Rat IgG2b, inflammatory cell marker (macrophages), 1:50
Anti-CD45 antibody Thermo Fisher Scientific 14-0451-85 Rat IgG2b kappa, pan-hematopoietic cell marker, 1:500
Anti-CD3 antibody Bio-Rad MCA1477T Rat IgG1, immune cell marker, 1:100
Anti-CD45R (B220) antibody Thermo Fisher Scientific 14-0452 Rat IgG2a kappa, inflammatory cell marker, 1:200
Anti-GFP antibody Thermo Fisher Scientific A11122 Rabbit polyclonal, 1:300
Anti-GFP antibody Abcam Ab13970 Chicken polyclonal, 1:500
Anti-β-gal antibody Cappel 55976 Rabbit polyclonal, 1:5000
Anti-RFP antibody Abcam Ab62341 Rabbit polyclonal, 1:300
Goat anti-rabbit IgG (H+L) Alexa 488 Thermo Fisher Scientific A11034 Rabbit polyclonal secondary antibody, 1:250
Goat anti-hamster IgG (H+L) Alexa 647 Jackson Immuno research 127-605-160 Hamster polyclonal secondary antibody, 1:250
Goat anti-rat IgG (H+L) Alexa 594 Jackson Immuno research 112-585-167 Rat polyclonal secondary antibody, 1:250
Goat anti-mouse IgG2a Alexa 633 Thermo Fisher Scientific A21136 Mouse IgG2a secondary antibody, 1:250

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Mukouyama, Y. S., Shin, D., Britsch, S., Taniguchi, M., Anderson, D. J. Sensory nerves determine the pattern of arterial differentiation and blood vessel branching in the skin. Cell. 109, 693-705 (2002).
  2. Mukouyama, Y. S., James, J., Nam, J., Uchida, Y. Whole-mount confocal microscopy for vascular branching morphogenesis. Methods Mol Biol. 843, 69-78 (2012).
  3. Li, W., Mukouyama, Y. S. Whole-mount immunohistochemical analysis for embryonic limb skin vasculature: a model system to study vascular branching morphogenesis in embryo. J Vis Exp. (2011).
  4. Yamazaki, T., et al. Tissue Myeloid Progenitors Differentiate into Pericytes through TGF-beta Signaling in Developing Skin Vasculature. Cell Rep. 18, 2991-3004 (2017).
  5. Mukouyama, Y. S. Vessel-dependent recruitment of sympathetic axons: looking for innervation in all the right places. J Clin Invest. 124, 2855-2857 (2014).
  6. Li, W., et al. Peripheral nerve-derived CXCL12 and VEGF-A regulate the patterning of arterial vessel branching in developing limb skin. Dev Cell. 24, 359-371 (2013).
  7. Chang, H., Wang, Y., Wu, H., Nathans, J. Flat mount imaging of mouse skin and its application to the analysis of hair follicle patterning and sensory axon morphology. J Vis Exp. e51749 (2014).
  8. Salz, L., Driskell, R. R. Horizontal Whole Mount: A Novel Processing and Imaging Protocol for Thick, Three-dimensional Tissue Cross-sections of Skin. J Vis Exp. (2017).
  9. Liakath-Ali, K., et al. Novel skin phenotypes revealed by a genome-wide mouse reverse genetic screen. Nat Commun. 5, 3540 (2014).
  10. Gunawan, M., et al. The methyltransferase Ezh2 controls cell adhesion and migration through direct methylation of the extranuclear regulatory protein talin. Nat Immunol. 16, 505-516 (2015).
  11. Avci, P., et al. Animal models of skin disease for drug discovery. Expert Opin Drug Dis. 8, 331-355 (2013).
  12. Jin, H., He, R., Oyoshi, M., Geha, R. S. Animal models of atopic dermatitis. J Invest Dermatol. 129, 31-40 (2009).
  13. Wagner, E. F., Schonthaler, H. B., Guinea-Viniegra, J., Tschachler, E. Psoriasis: what we have learned from mouse models. Nat Rev Rheumatol. 6, 704-714 (2010).
  14. Nunan, R., Harding, K. G., Martin, P. Clinical challenges of chronic wounds: searching for an optimal animal model to recapitulate their complexity. Dis Model Mech. 7, 1205-1213 (2014).
  15. O'Brien, P. D., Sakowski, S. A., Feldman, E. L. Mouse models of diabetic neuropathy. ILAR J. 54, 259-272 (2014).
  16. Yamazaki, T., et al. Whole-Mount Adult Ear Skin Imaging Reveals Defective Neuro-Vascular Branching Morphogenesis in Obese and Type 2 Diabetic Mouse Models. Sci Rep. 8, (2018).
Hela-mount konfokalmikroskopi för vuxna öron hud: modellsystem studera Neuro-vaskulär förgrenade morfogenes och immunceller Distribution
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Yamazaki, T., Li, W., Mukouyama, Y. S. Whole-mount Confocal Microscopy for Adult Ear Skin: A Model System to Study Neuro-vascular Branching Morphogenesis and Immune Cell Distribution. J. Vis. Exp. (133), e57406, doi:10.3791/57406 (2018).More

Yamazaki, T., Li, W., Mukouyama, Y. S. Whole-mount Confocal Microscopy for Adult Ear Skin: A Model System to Study Neuro-vascular Branching Morphogenesis and Immune Cell Distribution. J. Vis. Exp. (133), e57406, doi:10.3791/57406 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter