Summary
Descriviamo un metodo di alto-rendimento di misurazione sonno per mezzo di monitoraggio basato su attività di home-gabbia. Questo metodo offre vantaggi rispetto ai metodi tradizionali basati su EEG. E è convalidata anche per la determinazione della durata totale di sonno e può essere un potente strumento per monitorare il sonno nei modelli del roditore della malattia umana.
Abstract
Tradizionalmente, il sonno è monitorato da un elettroencefalogramma (EEG). Gli studi di EEG in roditori richiedono impianto chirurgico di elettrodi seguita da un periodo di recupero lunghi. Per eseguire una registrazione EEG, l'animale è collegato a un ricevitore, creando un tether innaturale per il montaggio a testa. Il monitoraggio EEG è che richiede tempo, porta un rischio per l'animale e non è un ambiente completamente naturale per la misura di sonno. Metodi alternativi per rilevare il sonno, specialmente in una moda di alto-rendimento, avanzerebbe notevolmente il campo di ricerca di sonno. Qui, descriviamo un metodo convalidato per la rilevazione del sonno tramite monitoraggio basato su attività di home-gabbia. Studi precedenti hanno dimostrato che il sonno valutato tramite questo metodo ha un alto grado di accordo con sonno definita da misure basate su EEG tradizionale. Considerando che questo metodo viene convalidato per tempo totale di sonno, è importante notare che durata di attacco di sonno dovrebbe essere valutata da un EEG che ha la migliore risoluzione temporale. L'EEG può differenziare anche rapido del movimento oculare (REM) e non - REM del sonno, dando maggiori dettagli circa l'esatta natura del sonno. Tuttavia, determinazione basata sulle attività di sonno può essere utilizzato per analizzare più giorni di sonno indisturbato e valutare il sonno come una risposta ad un evento acuto (come lo stress). Qui, ci mostra la potenza di questo sistema per rilevare la risposta dei topi per le iniezioni intraperitoneali quotidiane.
Introduction
Sonno ha funzioni importanti per il restauro del corpo e del cervello che segue il carico quotidiano di Veglia1. È stato dimostrato che il sonno gioca un ruolo nella conservazione della memoria e di plasticità cerebrale generale1. L'EEG è il gold standard per rilevare il sonno2. Nei roditori, monitoraggio EEG richiede l'impianto chirurgico di elettrodi applicata ad un testa-mount, dopo che l'animale ha bisogno di un periodo di tempo per recuperare2. Dopo il recupero, l'animale è collegato al dispositivo di registrazione e viene dato un altro periodo di assuefazione2. A causa di questi necessari periodi di recupero e assuefazione, EEG è che richiede tempo e laborioso e non può essere ragionevolmente eseguita su larga scala. Inoltre, la procedura chirurgica di impianto dell'elettrodo trasporta un rischio intrinseco all'animale. Infine, l'analisi dei dati per il Punteggio di sonno negli studi di EEG è molto laborioso. In alternativa, metodo non invasivo, ad alta produttività di sonno monitoraggio sarebbe molto gli aiuti ricerca roditore sonno.
Un activity based casa-gabbia sistema di monitoraggio utilizzato per rilevare sonno risolve i limiti degli studi EEG. La semplice premessa è che un animale inattivo è probabilmente un animale dorme. È stato dimostrato che 40 s di inattività continuo (cestinate in 10 epoche di s) è una misura affidabile del sonno come misurato con un EEG (indicato per avere 88-94% accordo)3. Sistemi di monitoraggio casa-gabbia possono essere utilizzati per studiare i grandi gruppi di animali con il tempo di installazione minima. Abbiamo dimostrato che ci vuole circa un giorno gli animali per habituate per alloggi individuali in casa-gabbia monitoraggio sistema4 in contrasto con le settimane di recupero necessari per EEG studi2. Inoltre, alcune configurazioni è in grado di rilevare i parametri fisiologici come la temperatura corporea, frequenza cardiaca, attività e l'alimentazione. Temperatura e frequenza cardiaca sono determinati dall'impianto di un piccolo trasmettitore. Questi parametri possono fornire ulteriori informazioni sul mouse e possono essere utilizzati in parallelo con la registrazione del sonno per ulteriormente aggiungere alla nostra comprensione del sonno e come è influenzato.
Mentre è un potente strumento, ci sono alcune limitazioni ai tipi di dati che possono essere acquisiti da monitoraggio basato su attività di home-gabbia. Studi di EEG possono differenziare fra REM e non - REM del sonno, che possono essere importanti per una più profonda comprensione dell'architettura di sonno. Sistemi di monitoraggio casa-gabbia di Activity based possono fornire solo dati per la durata totale di sonno. Inoltre, anche se l'output per monitoraggio basato su attività di home-gabbia dà informazioni sulla durata del periodo di sonno, noi non possiamo valutare con precisione Durata incontro a causa dei limiti intrinseci di 40 s intervalli3. Nonostante queste limitazioni, casa-gabbia il monitoraggio della durata del sonno fornisce un'importante misura biologica che può influenzare molti fattori a valle, compresa la salute dell'animale e comportamento5.
Monitoraggio basato su attività di home-gabbia è stato utilizzato per rilevare il sonno in molti studi che indicano la sua versatilità. Citiamo un esempio di questi studi4,6,7,8,9,10,11,12. Oltre al metodo presentato, ci sono altri metodi di rilevazione del sonno tramite monitoraggio basato su attività, ciascuno dei quali contiene la propria limitazioni13,14. Alcuni di questi studi esaminare lunghi periodi di sonno ininterrotto (72 h) mentre alcuni esaminare sonno in blocchi di 24 h. In questo studio, presentiamo sonno analisi per ogni periodo di 24 h dopo la risposta per le iniezioni intraperitoneali quotidiane di (IP) e ai cambiamenti periodici gabbia in un modello murino di sindrome (Fmr1 KO topi) del X fragile. Abbiamo scelto di topi Fmr1 KO perché hanno ridotto il sonno4 e sono supposti per essere iper-reattive a informazioni sensoriali15. I nostri dati evidenziano la capacità di rilevare i cambiamenti nel ritmo del sonno in risposta a un evento stressante. Questo metodo è ideale per ottenere informazioni generali su sonno in larghe coorti di topi. Il metodo può essere utile per la comprensione degli effetti di specifiche alterazioni genetiche sul sonno, gli effetti di trattamenti farmacologici, o le risposte agli eventi, ad esempio un fattore di stress. Inoltre, il metodo fornisce un semplice mezzo di screening per una risposta prima di iniziare gli studi più coinvolti.
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Protocol
Tutte le procedure sono state approvate dal comitato di uso nazionale Istituto di mentale salute Animal Care ed ed eseguite secondo gli istituti nazionali di salute orientamenti sull'uso degli animali e manutenzione.
1. impostazione delle unità di rilevamento Sleep
- Acquistare il numero di unità e il software desiderato.
- Seguire le istruzioni per configurare i sistemi di monitoraggio.
- Allineare un rivelatore di fronte un emettitore. Assicurarsi che i raggi infrarossi sono rivolti verso l'interno e sono allineati alla stessa altezza.
- Utilizzare le viti in dotazione per posizionare i rivelatori e gli emettitori all'altezza desiderata sul cavalletto in metallo. Questa altezza deve essere regolata in modo che la biancheria da letto della gabbia è sotto il livello dei raggi infrarossi, ma la trave è ad altezza adeguata per rilevare l'attività dell'animale. Questo crea una superficie interna di 27 cm × 32 cm (10,625 × in 12,75).
- Se sono necessarie altre viti, acquisto più a un hardware memorizzare (6-32 ¼ Pan vite a testa).
- Collegare ogni rivelatore con ogni emettitore. Collegare l'emettitore all'hub fornito collegato al ricevitore. Eseguire questa operazione per la x e il y aerei. Ripetere questo passaggio per tutte le configurazioni.
- Collegare il ricevitore a un computer con l'hub USB fornito.
2. il software Setup
- Installare il software di analisi e selezionare il file di configurazione dell'hardware fornito come predefinito. Il file di configurazione dell'hardware deve essere modificato solo dall'azienda.
- Fare clic su File | Aprire Configurazione di esperimento. Aprire la configurazione di esperimento predefinito.
- Fai clic su esperimento | Proprietà.
- Scegliere la scheda scansione modificare la velocità di scansione a 10 s.
- Scegliere la scheda attività modificare la frequenza di campionamento di attività a 10 s.
- Fare clic su File | Salvare esperimento come per salvare queste impostazioni di configurazione per gli esperimenti futuri.
3. installazione animale
- Casa singolarmente i topi in gabbie pulite che sono 31 cm (12,25 in) di lunghezza e larghezza 16,5 cm (6,5 pollici). Per impedire la creazione la biancheria da letto il mouse e che ostruisce le travi, utilizzano letti ad una profondità di 3 mm. Non forniscono materiale di nidificazione aggiuntivo per i topi.
- I topi con accesso al cibo e acqua ad libitum per mezzo di un alimentatore di filo che riposa nella parte superiore della gabbia fuori del modo le travi. Se necessario, riempire il cibo e cambiare le bottiglie di acqua quando gabbie vengono cambiate ogni 3-5 giorni per tutta la durata dello studio.
- Allineare la gabbia del mouse all'interno del fascio infrarosso istituito, assicurando che si riposa in circa la metà dei fasci per una copertura completa.
- Garantire la luce del ciclo di buio della camera è impostata su specchio ciclo luminoso scuro delle condizioni normali alloggiamento dei topi, o modificare come desiderato in base all'esperimento.
4. preparazione e iniezioni di droga
- Ottenere acqua sterile e sterile ciclodestrina.
- Per tutte le iniezioni, utilizzare una siringa da 1 mL con ago ipodermico 25.5-30.5 G. Un nuovo ago sterile e la siringa deve essere utilizzati per ogni mouse.
- Per ridurre il tempo tra le iniezioni, assemblare tutte le siringhe in anticipo.
- Per preparazioni iniettabili ciclodestrina: preparare la soluzione di ciclodestrina aggiungendo 3 g di ciclodestrina a 10 mL di acqua per fare una soluzione di ciclodestrina del 30%.
- Amministrare 0,3 mL di soluzione fisiologica o di ciclodestrina tramite iniezione del IP.
5. software per registrare sonno
- Aprire il file di configurazione dell'hardware.
- Fare clic su File | Aprire Configurazione di esperimento. Aprire il desiderato o esperimento configurazione predefinita.
- Fai clic su esperimento | Installazione.
- Designare il percorso in cui salvare il file di dati, nonché un percorso in cui salvare il file di backup. Il software richiede che il file di dati memorizzato nei File di programma nella cartella di programma specifico.
Nota: dato che alcuni computer Mostra i File di programma come sensibile, accesso al file di dati potrebbe non essere possibile dopo l'esperimento. Pertanto, si consiglia di salvare il file di backup in un'altra area non sensibili sul computer locale. - Designare l'animale ID per ogni sonno dell'alloggiamento e inserire il peso dell'animale, se lo si desidera. Se una camera non viene utilizzata nell'esperimento, deselezionando la casella si disattiva quella camera. Una volta immesse le informazioni di identificazione, fare clic su fatto.
- Designare il percorso in cui salvare il file di dati, nonché un percorso in cui salvare il file di backup. Il software richiede che il file di dati memorizzato nei File di programma nella cartella di programma specifico.
- Fare clic su File | Salvare sperimentare come per salvare la configurazione corrente di esperimento sotto il nome di file desiderato.
- Fai clic su esperimento | Eseguire o F5 per avviare la registrazione. Attendere un epoca s 10 per assicurarsi che tutti gli alloggiamenti sono raccogliendo attività. Come gli animali erano appena iniettati, è molto probabile che gli animali si spostano abbastanza per essere rilevato dai raggi infrarossi.
- Se non viene rilevata alcuna attività, provare a spostare la gabbia del mouse manualmente per garantire che le travi ritirare il movimento. Continuare la risoluzione o spostare in una camera di lavoro, se l'attività non è ancora registrata.
Nota: Eseguire l'esperimento, non appena le iniezioni sono finite.
- Se non viene rilevata alcuna attività, provare a spostare la gabbia del mouse manualmente per garantire che le travi ritirare il movimento. Continuare la risoluzione o spostare in una camera di lavoro, se l'attività non è ancora registrata.
- Coprire gli schermi di computer con una copertura opaca per bloccare la luce. Coprire le luci lampeggianti sul misuratore di attività.
- Eseguire l'esperimento per 24 h.
Nota: A causa del tempo necessario per eseguire le iniezioni, non sarà un pieno 24 h. Le iniezioni devono essere eseguite allo stesso tempo ogni giorno. Sonno non deve essere registrato durante le iniezioni. - Il giorno seguente, al momento delle iniezioni, fare clic esperimento | Interrompere per terminare la registrazione. Fare clic su File | Esportare | Generare il soggetto CSVs per raccogliere i dati grezzi per ogni mouse.
Nota: Può prendere qualche tempo da esportare, quindi farlo immediatamente e quindi procedere alle iniezioni, mentre il computer sta elaborando. - Fare clic su File | Esportare | Sonno per esportare il file di sonno per ogni esperimento aprendo il raw. File di dati di DDAT su qualsiasi computer che ha installato il software.
- In Origine di attività di rilevamento parametri, verifica che siano selezionate sia l'asse x e asse y caselle.
- In Epoche di soglia dormire, assicurarsi che siano selezionate 4 epoche.
- Sotto Soglia di attività soglia dormire, assicurarsi che siano selezionati 0 conteggi.
- Sotto Ciclo luce/buio, controllare il tempo appropriato per il ciclo luce/buio.
- Sotto la Finestra di analisi, selezionare l'ora desiderata per l'analisi. Nel caso di studi di iniezione, lasciare il giorno come predefinito. Impostare l' ora di inizio come ExpSTART. Impostare la durata come 24:00 per 24 h. analisi utilizzando che il software può essere fatto per un massimo di 72 ore.
- Salvare la configurazione per risparmiare tempo per l'esportazione di dati.
- Fare clic su Aggiorna.
- Fare clic su Genera File CSV e salvare il file nella posizione desiderata.
6. analisi dei dati
- Per ogni sessione di registrazione, aprire il file di sonno. Per assegnare l'ID di oggetto, aprire il file CSV individuale per ogni camera determinare l'ID di oggetto. Registrare il TOT sonno HH.mm.SS per sia la luce e le fasi di scure per tutti gli animali.
- Controllare il file CSV soggetto individuale per le incoerenze che indica il fallimento della registrazione. Se abbaglianti conteggi vengono rilevati in un piano, ma nessun conteggi sono osservato su altro aereo, ciò indica un errore di larghezza.
Nota: Il "% dormire" per le fasi di luce e buia è calcolato durante il periodo di registrazione complessiva, che comprende fasi sia chiaro e scure. Per cicli di luce/buio di 12 h, moltiplicare questo numero per 2 per ottenere il sonno di"%" nella fase scura o 12 ore di luce. Dato che gli studi di iniezione non è andato per un pieno 24 h, calcolato "% dormire" non è preciso. Per generare la corretta "% dormono", dividere il "TOT dormire HH.mm.SS" per il "tempo trascorso esperimento: HH.mm.SS," moltiplicare per 2 e poi moltiplicare per 100 per ottenere la percentuale. Se le iniezioni sono state effettuate nella fase di luce, quindi solo la fase della luce deve essere regolata in questo modo.
- Controllare il file CSV soggetto individuale per le incoerenze che indica il fallimento della registrazione. Se abbaglianti conteggi vengono rilevati in un piano, ma nessun conteggi sono osservato su altro aereo, ciò indica un errore di larghezza.
- Poiché fasi e diversi giorni vengono confrontati con gli altri, analizzare la durata del sonno per cento per ogni fase e ogni giorno.
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Representative Results
Per determinare l'effetto delle iniezioni quotidiane su sonno e se gli animali habituate alle iniezioni, abbiamo effettuato le iniezioni quotidiane di IP per 14 giorni consecutivi alle 9:00 (ciclo di luce iniziò alle 6:00) e durata del sonno ha registrato nei 12 Fmr1 KO C57Bl/6J. Abbiamo usato all'interno di design degli oggetti, iniettando ogni animale con soluzione salina normale per 4 giorni consecutivi (giorni 1-4) e poi il 30% ciclodestrina per i seguenti dieci giorni consecutivi (giorni 5-14). Ciclodestrina è stato scelto perché può essere utilizzato per sciogliere composti idrofobici per l'amministrazione di droga e che eravamo interessati a come iniezione veicolo può influenzare il sonno in topi. Data la lunga durata della registrazione, abbiamo anche cambiato gabbie due volte alla settimana in tutto lo studio. Cage modifiche sono state effettuate allo stesso tempo come le iniezioni nei giorni indicati. Segnaliamo la durata di sonno percentuale medio per la fase di luce e buia attraverso i 14 giorni di iniezioni e modifiche di gabbia (Figura 1). Gli animali non hanno ricevuto un periodo di ulteriori assuefazione all'apparato di sonno senza iniezioni. Abbiamo trovato una significativa fase x interazione giorno (F = 16.463) (p < 0,001), che indica che la variazione nella durata di sonno durante i quattordici giorni differiva tra le fasi di luce e buia. Marino di post-test ha rivelato che, nella fase di luce, durata di sonno al giorno 1 era diversa da quello che quasi tutti gli altri giorni. Ciò è coerente con gli effetti di assuefazione al setup di sonno anche senza iniezioni4. Anche nella fase di luce, durata 6 giorni, 9, di sonno e 13 (quando gabbie sono state cambiate dopo le iniezioni IP) era significativamente differente (p < 0,05) rispetto a durata di sonno sulla vicina giorni che indica che il cambiamento di gabbia altera la durata del sonno. Mentre c'è lieve variazione quotidiana in durate di sonno (che è un evento normale), la diminuzione significativa nella durata di sonno nella fase di luce quando erano cambiate gabbie suggerisce che modifiche gabbia influenzano il sonno. Non c'era differenza significativa nella durata di sonno nella fase di luce nei giorni dell'amministrazione di ciclodestrina senza modifiche gabbia (cioè, giorni 5, 7, 8, 10, 11, 12 e 14). Questi dati indicano che i topi abituati a iniezioni di IP di ciclodestrina in un tempo relativamente breve. Nella fase scura, durata di sonno era differente fra 2 giorni e 6 (il primo cambiamento di gabbia) suggerendo la compensazione di potenziale per la diminuzione della durata del sonno nella fase di luce che si è verificato il giorno 6. Un'alternativa presentazione della durata di sonno che irrompe con incrementi di 2 h 4 giorni a 6 Mostra l'effetto immediato di iniezioni e gabbia modifiche sulla durata del sonno (Figura 2).
Figura 1: percentuale di tempo di sonno in luce (A) e le fasi scure (B) sono mostrati in tutto il periodo di quattordici giorni registrazione. Alle 9 in fase di luce, i topi hanno ricevuto le iniezioni quotidiane di IP di salino (frecce bianche) o 30% ciclodestrina (frecce nere). Scatole intorno le frecce indicano un cambio di gabbia. La fase x interazione di giorno era statisticamente significativa (p < 0,001). Post-hoc t-test suggeriscono che la durata di sonno differiva per la fase leggera il giorno 1 da altri giorni, che indica l'assuefazione alla sia alla configurazione di sonno che le iniezioni di IP. Sonno è stato ridotto dai cambiamenti di gabbia nei giorni 6, 9 e 13 rispetto ad altri giorni (giorno 5, 7, 8, 10 11, 12 e 14). Durata di sonno dopo iniezioni di ciclodestrina è rimasta relativamente stabile tra i giorni quando le gabbie non sono state cambiate che indica che i topi abituati alle iniezioni ciclodestrina IP. Rappresentano punti significa ± errori standard della media (SEM) in 12 topi. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: percentuale della durata del sonno tra frame 2 h inizia dopo le iniezioni saline il 4 ° giorno e termina alla fine del giorno 6. Ogni punto di dati è presentata come il sonno medio dei topi durante le seguenti un periodo di 2 h. I topi hanno ricevuto le iniezioni quotidiane di IP di salino (freccia bianca) o 30% ciclodestrina (frecce nere). Le iniezioni sono state fatte alle 9 e registrazione del sonno ripreso dopo 1-1,5 h. caselle intorno le frecce indicano un cambiamento di gabbia. Gabbie sono state cambiate a seguito di iniezioni alle 9 AM e registrazioni di sonno riprende alle 11. Le linee grigie indicano sonno che durante il ciclo di luce mentre linee nere indicano il sonno che si è verificato nel ciclo scuro. I punti rappresentano mezzi ± SEM in 12 topi. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Qui, presentiamo un metodo non invasivo, ad alta produttività per la determinazione della durata del sonno basata sul monitoraggio delle attività nella casa-gabbia. Questo metodo di valutazione del tempo totale di sonno è stato convalidato contro EEG studi3. Monitoraggio basato su attività di home-gabbia è semplice, non invadente e applicabile per gli studi di popolazione in gran numero di animali. È limitato in quanto non può dare informazioni dettagliate riguardanti il sonno (ad esempio di fasi di sonno e di durata di incontro sonno).
Insidie a questo metodo di analisi sono abbastanza facili da rilevare. È importante che nessuno dei fasci siano ostruite durante lo studio. Ciò potrebbe verificarsi da un accumulo di biancheria da letto in una zona della gabbia. Questo può essere minimizzato limitando l'altezza della biancheria da letto a 3 mm e rimozione di ulteriore materiale di nidificazione. Questa quantità di biancheria da letto è sufficiente per coprire il fondo della gabbia e biancheria da letto basso volumi non sono stati trovati per influenzare i livelli di stress in topi 17. Ulteriore materiale di nidificazione anche potrebbe interferire con altezza telaio e pertanto non deve essere concessa. È anche importante per garantire che tutte le travi sono funziona correttamente durante la procedura di installazione e per esaminare le gabbie prima della conclusione dello studio e di estrazione dei dati. In caso di malfunzionamento di una trave, potrebbe verificarsi una sovrastima della durata del sonno. Un malfunzionamento del fascio o un'ostruzione può essere rilevata durante la fase di analisi di dati osservando attentamente il file CSV. Istanze di alti conteggi su un asse senza eventuali conteggi su altro asse indicano che uno dei set di travi è stato malfunzionamento o ostruito. Questo potrebbe essere a causa di problemi di allineamento (il rivelatore non correttamente allineato con l'emettitore), problemi di connessione o malfunzionamento di apparecchiature. Analisi del file sonno sarebbero solo perdere queste informazioni, e la durata di sonno potrebbe essere sopravvalutata se esso non è la contabilità per entrambe le direzioni delle travi.
Un'altra considerazione di monitoraggio casa-gabbia sonno è la necessità per le singole abitazioni. Topi devono essere alloggiati singolarmente per garantire la registrazione di sonno è specifico per ogni mouse in fase di studio. Pertanto, la durata della valutazione di sonno dovrebbe essere limitata per evitare l'isolamento sociale prolungato. Inoltre, perché gli animali devono essere singolarmente ospitato per casa-gabbia monitoraggio, lo studio di animali prima dello svezzamento non è possibile. Inoltre, abbiamo dimostrato che ci vogliono circa 24 h per habituate per la condizione di monitoraggio casa-gabbia singola custodia in topi alle diverse età differenti, ma può essere necessario verificare per assuefazione se diversi ceppi o topi transgenici che vengono studiati4. I risultati di questo studio suggeriscono anche che le gabbie non devono essere modificate in tutto l'esperimento per evitare la riduzione collegata nel sonno.
Questo metodo ha il potere di sonno in gran numero di animali con minimo lavoro e il tempo di studio. Di conseguenza, che promette di essere utile per behavioral phenotyping di diverse linee del roditore e per valutare gli effetti delle manipolazioni diverse (tra cui studi farmacologici) il sonno.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla a rivelare.
Acknowledgments
Gli autori si desidera ringraziare la redazione di Fellows NIH per la loro assistenza editoriale. Questa ricerca è stata finanziata dal programma di ricerca intramurale del NIMH (ZIA MH00889). RMS è stato supportato anche da una borsa di studio post-dottorato di FRAXA.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Comprehensive Lab Animal Monitoring System (CLAMS) | Columbus Instruments | Equipment and software to analyze sleep duration | |
| Captisol Research Grade | Captisol | RC-0C7-100 | Captisol for dissolving hydrophobic compounds |
| 30 G BD Needle 1/2 inch | BD | 305106 | Needle for injections |
| BD Disposable Syringes | Fisher | 14-823-30 | Syringes for injections |
| B6.129P2-Fmr1tm1Cgr/J | Jackson Labs | 3025 | Fmr1 KO mice |
| Super Mouse 750 Mouse Cage | Lab Products, Inc. | Homecages for the mice | |
| SANI-Chips Bedding | PJ Murphys | Bedding for the mice |
References
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