Summary
We presenteren een gedetailleerde aanpak voor het uitvoeren van speeksel inzameling, met inbegrip van lymfkliertest tracheostomy en het isolement van de drie grote speekselklieren.
Abstract
Hyposalivation wordt meestal waargenomen in de auto-immune reactie van het Sjögren syndroom of volgende straling letsel van de grote speekselklieren. In deze gevallen blijven vragen met betrekking tot de pathogenese van de ziekte en effectieve interventies. Een geoptimaliseerde techniek waarmee functionele beoordelingvan de speekselklieren is van onschatbare waarde voor het onderzoeken van exocrine klier biologie, dysfunctie en therapeutics. Hier presenteren we een stapsgewijze aanpak voor het uitvoeren van pilocarpine speeksel secretie, met inbegrip van tracheostomy en de dissectie van de drie grote lymfkliertest speekselklieren gestimuleerd. We detail ook de juiste lymfkliertest hoofd en nek anatomie die toegankelijk is tijdens deze technieken. Deze aanpak is schaalbaar, zodat meerdere muizen tegelijk worden verwerkt dus verbetering van de efficiëntie van de workflow. Wij streven naar het verbeteren van de reproduceerbaarheid van deze methodes, die allemaal verder toepassingen binnen het veld. Naast speeksel collectie bespreken we statistieken voor kwantificeren en normaliseren van de functionele capaciteit van deze weefsels. Representatieve gegevens zijn opgenomen uit submandibulaire klieren met depressief speekselklier functie 2 weken na gefractioneerde straling (4 doses van 6,85 Gy).
Introduction
Speekselklier aandoeningen omvatten syndromen van dysregulated of verminderde secretie leidt tot overproductie (sialorrhea) of Onderdelenoverzicht (xerostomia en hyposalivation) van speeksel1. In beide gevallen is er een belang bij het verbeteren van ons begrip van de speekselklier biologie naar het einddoel van therapeutische ontwikkeling2.
De speekselklieren zijn zeer radiosensitive organen, en vaak zijn beschadigd tijdens het hoofd en de nek kanker radiotherapie, wat leidt tot permanente droge mond (xerostomie)3,4. In tegenstelling tot andere radiosensitive weefsels, echter de Verwerkingsfrequentie van de speekselklier is relatief laag, en het mechanisme van secretoire verlies is slecht begrepen5,6. In de omgeving van deze unieke letsel vereist weefsels regeneratie en stralingsbescherming strategieën speeksel functionele beoordeling. Experimenteel, is lymfkliertest speeksel collectie een bijzonder waardevol instrument bij de evaluatie van de klier reactie op zowel de straling en de therapeutische agenten.
Hier presenteren we een methode voor het uitvoeren en kwantificeren van de secretie van speeksel gestimuleerd met behulp van pilocarpine, een potente muscarinerge agonist7. Pilocarpine stimuleert het autonome zenuwstelsel te induceren klier secretie8,9. Om deze test op passende wijze te voeren, is een tracheostomy nodig om ervoor te zorgen dat de muis onderhoudt een patent luchtwegen gedurende de hele procedure, en verminderen de risico's van verstikking en aspiratie van gebundelde afscheidingen in de mondholte10.
Dit is een terminal procedure, culminerend in de verwijdering van de drie grote speekselklieren: de oorspeekselklier (PG), de submandibulaire (SMG) en de sublinguaal (SLG). Voor functionele studies, klier gewichten worden opgenomen en worden vaak gebruikt om te normaliseren speeksel meting11,12,13. Deze gegevens zijn bijzonder belangrijk in straling studies, waarin de atrofie van de klier een verwachte uitkomsten14,15 is
Er is variabiliteit in de literatuur met betrekking tot hoe gestimuleerde secretie van speeksel wordt uitgevoerd en gerapporteerd16. Bijvoorbeeld, pilocarpine doses binnen de literatuur bereik ten minste drie ordes van grootte17,18,19,20,21,22,23. Hier presenteren we een geoptimaliseerde hooggedoseerde pilocarpine protocol met de bedoeling van betere reproduceerbaarheid in uitvoering van de methode, evenals het verstrekken van een modulair platform van technieken (tracheostomy speeksel collectie en klier dissectie) die aangepast worden kunnen nodig.
Naast protocol demonstratie omvatten wij representatieve functionele gegevens van speeksel stroom op 2 weken na gefractioneerde straling (4 doses van 6,85 Gy) naar de SMG-regio.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle in vivo procedures zoals hieronder beschreven werden goedgekeurd door het Comité van de Universiteit voor dier middelen aan de University of Rochester, Rochester. NY.
1. voorbereiding
- Met behulp van een analytische balans, weeg 20 mg pilocarpine. Los het op in 2 mL steriele zoutoplossing in een microcentrifuge buis.
Opmerking: Omdat pilocarpine lichtgevoelig is en activiteit na verloop van tijd verliest, deze oplossing moet worden bereid van de dag van de injectie, en beschermd tegen licht tot toegediend. - Gebruik een analytische balans, wegen en alle collectie buizen en glazen capillairen aanwijzen. Het aantal collectie buizen en glazen capillairen moet overeenkomen met het aantal muizen.
2. tracheostomy
- Weeg C57/BL6 muizen met behulp van een analytische balans.
- Met een 0,5 mL injectiespuit met 29G x ½" naald, anesthetize muizen met een intraperitoneally geïnjecteerd steriele zoutoplossing van 100 mg/kg ketamine en 10 mg/kg xylazine. Ga naar de volgende stap wanneer de muis niet meer reageert op prikkels (d.w.z. de afwezigheid van de pedaal terugtrekking reflex), die in het algemeen optreedt binnen 5 tot 10 minuten na de injectie.
- Na verstrekking smeermiddel op een katoen-tipped applicator, voorzichtig toepassing op ogen en plaatst u de muisaanwijzer in een liggende positie in het werkgebied. De narcose dier moet worden bewaard op warme oppervlak.
Opmerking: Alle stappen worden uitgevoerd bij kamertemperatuur. - Beveilig de neus, ledematen en staart naar het werkgebied met behulp van chirurgische tape.
- Reinigen en nat van de nek met een alcohol doekje.
Opmerking: Dit zal helpen voorkomen dat bont invoeren van latere insnijdingen. - Het verhogen van de huid van de nek ventral midline met pincet, maken een kleine, oppervlakkige knippen met behulp van ontleden schaar. Begeleiden van de schaar in de opening en langzaam open de messen subcutaan te scheiden van weefsel vliegtuigen.
- Houden van de huid aan de orde gesteld, zorgvuldig gesneden tot 1 cm onder de mond.
- Maak twee zijdelingse insnijdingen minderwaardig en superieure aspecten van de eerste snede. Met behulp van Tang, weerspiegelen zachtjes weg de huid zodat toegang tot de structuren van het hoofd en de nek.
- Met behulp van de ontleden Microscoop op 8 X vergroting, visualiseren de submandibulaire klieren (middellijn: Figuur 1).
- Met behulp van fijne pincet, til voorzichtig de klieren om de vier infrahyoid (riem) spieren bevolkingsspreiding in de luchtpijp bloot te stellen. Vermijd scheuren of verstoren van de omliggende therapieën of uitscheidingsmechanisme leidingen.
- Als het verzamelen van speeksel van meer dan één muis, herhaalt u stappen 2.1-2.10 met elke muis voordat u verdergaat.
Opmerking: Deze procedure kan worden veilig uitgevoerd op maximaal 5 muizen gelijktijdig. - Met een kleine ontleden schaar, door het mediale gedeelte van riem spieren tijdens uw verblijf zo dicht bij de middellijn mogelijk te verwijderen. Snij alleen maar liefst nodig om te visualiseren luchtpijp en riem spieren uit de weg te houden tijdens de procedure. Vermijd plukt geen nabijgelegen schepen, want als er volume uitputting ondergeschikt aan belangrijke bloeding, pilocarpine zal niet effectief in het inducerende secretie.
- Weerspiegelen de spieren van de band uit de buurt van de luchtpijp.
- Visualiseren van het strottenhoofd, de luchtpijp en de schildklier. Zorg ervoor dat de luchtpijp duidelijk van de bevolkingsspreiding weefsel.
- Breng een horizontale snede in de luchtpijp inferieur/posterior aan de schildklier met behulp van kleine ontleden schaar. Zorg ervoor dat de luchtwegen octrooi- en duidelijk van vloeistof.
3. speeksel collectie
- Verwijder de tape in de buurt van mond en hoek dissectie etappe naar beneden (45°, cranially) om te helpen met speeksel stroom.
- Intraperitoneale injectie van 10 µL/g lichaam gewicht pilocarpine voor een totale dosis van 100 mg/kg met een 0,5 mL injectiespuit met 29G x ½" naald, uitvoeren.
- Een timer te starten. Als dosering meerdere muizen, verlaagt u overlappingstijd door snel te verplaatsen en door het hebben van een assistent gelijktijdig injecteren de resterende muizen.
- Open de mond voor capillair toegang met behulp van standaard pincet.
- Zodra een kraal van speeksel in de mond wordt waargenomen, plaats het proximale uiteinde van de capillaire buis in de vloeistof, met het distale uiteinde in een verzamelen buis geplaatst onder het ontleden podium (beide buizen gewogen) geplaatst.
Opmerking: Bij de vrouwelijke muizen C57/BL6 6-10 weken van leeftijd, bruto speekselvloed treedt op binnen 2 min van pilocarpine injectie. - Als speeksel is gebouw in de mond, maar niet door de buis stroomt, probeer te brengen vorige stap. Zorg ervoor dat de buis niet direct tegen een mucosal oppervlakte, die de inlaat belemmeren kan wordt geplaatst.
- Verzamelen van speeksel voor een totaal van 12 min na pilocarpine stimulatie. Ervoor zorgen dat de stoma duidelijk blijft.
Opmerking: Verhoogde ademhalingsvolume en afscheidingen (speeksel, urine, fecale) zijn normaal gedurende deze tijd. - Als muizen hebben depressief speeksel functie (bijv., als gevolg van letsel of interventie), de resterende vloeistof uit de mond overbrengen in de buis van de collectie met behulp van een P200-micropipet. Als verzamelt van meerdere muizen, zorg dat de uiteinden worden gewijzigd.
- Het record van het gewicht van de verzamelde speeksel plus buizen 12 min na pilocarpine injectie.
4. klier dissectie
- Euthanaseren muizen door CO2 euthanasie (zoals beschreven in de AVMA richtsnoeren voor euthanasie van dieren: 2013 editie) gevolgd door Thoracotomie, zorg voor het behoud van de structuren van het hoofd en de nek. Vermijd daarom cervicale dislocatie als een methode van euthanasie.
- Plaats de muis in een liggende positie in het werkgebied. Klieren in de oorspronkelijke site verplaatsen via de luchtpijp (Figuur 1).
- Met behulp van een ontleden Microscoop onder 8 X vergroting, het visualiseren van de belangrijkste klieren: de PG, SMG en SLG. Bepalen dat de PG diffuus is, liggend aan de SMG en SLG laterale om te onderscheiden van de klieren tijdens de dissectie.
Opmerking: Als de ontrafeling van de PG, dit moet gebeuren eerst omdat het de minste gedefinieerd en meest waarschijnlijk worden gescheurd. - Begrijpen van de staart van de PG met pincet, te trekken uit de buurt van onderliggende structuren, en zachtjes toe te passen spanning voordat het hoofd van de PG met het ontleden van schaar te knippen.
- Een inbreuk op de capsule rond de SMGs met pincet. Zachtjes de linker- en SMG te scheiden.
- Gratis het dorsale aspect van het SMG van zelfklevend nonglandular weefsel met pincet.
- Verwijder de SMG vanaf de nek door te tekenen van de Wharton buis strak met een tang en snijden van de koker met het ontleden van de schaar.
- Zachtjes de SLG te scheiden van het gebruik van pincet SMG.
Opmerking: De SLG is in het superolateral aspect van het SMG. - Gebruik een analytische evenwicht, opnemen SMG gewichten.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Wanneer het uitvoeren van hooggedoseerde pilocarpine gestimuleerd speeksel-collectie, is het belangrijk om te houden van de luchtwegen om te voorkomen dat aspiratie of verstikking van afscheidingen in de mondholte. Een schematische voorstelling van de tracheostomy wordt verstrekt (Figuur 1). Na de tracheale insnijding van moet de stoma blijven duidelijk van de weefsels en vloeistoffen.
Om capillaire actie tijdens speeksel collectie te verbeteren, moeten de muizen met hun hoofd naar beneden in een hoek van 45° worden geplaatst. Deze stappen kunnen worden uitgevoerd op > 1 muis, hoewel het niet raden is maximaal 5 muizen tegelijk (Figuur 2). Zodra collectie is voltooid, is het raadzaam dat de buizen snel worden gewogen om te voorkomen dat verliezen door verdamping.
Naar aanleiding van speeksel collectie, zijn muizen euthanized. Cervicale dislocatie moet niet worden uitgevoerd, zoals het hoofd en de nek structuren kan beschadigen. Muizen zijn keerde terug naar het ontleden toneel, en de klieren moeten worden verplaatst over de luchtpijp, als oorspronkelijk bevonden. Klier dissectie (Figuur 3) moet beginnen met de PG, vanwege zowel de positie en de diffuse consistentie. De SMG SLG zijn stevig en kunnen gemakkelijk worden verwijderd.
Na 4 breuken van de lymfkliertest SMG 6,85 Gy straling, speeksel functie aanzienlijk vermindert door 2 weken (Figuur 4). Beide total secretie speeksel, en secretie genormaliseerd naar klier versgewicht werden uitgezet. Met behulp van beide metrisch, wordt speeksel functionele capaciteit verminderd, zoals verwacht, op 2 weken na bestraling24.
Klier weefsel kunnen vaste en verdeelde voor histologisch vlekken en/of immunohistochemistry. De Haematoxyline en eosine-kleuring (H & E) soortgelijke blijkt bruto SMG het platform met of zonder pilocarpine stimulatie (Figuur 5). Kleuring voor Nkcc1, toont een membraan natriumchloride-kalium transporter, vergelijkbare cel morfologie ongeacht pilocarpine stimulatie (Figuur 6).
Figuur 1 . Tracheostomy schematische. (A) na het openen van de nek regio, visualiseer belangrijke structuren. (B) om te voltooien een tracheostomy, zachtjes heffen, maar doen niet loskoppelen, de SMGs zonder het verstoren van aangrenzende structuren, met inbegrip van de bloedtoevoer en innervatie arm uitscheidingsmechanisme leidingen. De spieren van de riem om bloot tracheale kraakbeen alvorens een insnijding in de luchtpijp te knippen. Laat SMG in plaats en luchtpijp blootgesteld tijdens gehele speeksel verzameling procedure. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 2 . Speeksel collectie. Na pilocarpine stimulatie, hoek van de muizen naar beneden en speeksel door capillaire buisjes in de vooraf gewogen collectie buizen, die worden geplaatst onder het podium van de dissectie verzamelen. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 3 . Grote speekselklier dissectie. Zodra muizen hebben zijn euthanized, verplaatsen en scheiden van de linker- en SMG. Scheid zorgvuldig elke klier uit de omliggende nonglandular weefsels en bloedvaten. De PG is een diffuse, laterale structuur. De SMG en SLG zijn toegetreden, maar netjes kunnen worden gescheiden met een tang. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 4 . De secretie van de representatieve gegevens. Twee weken na gefractioneerde straling (4 doses van 6,85 Gy) naar de SMG, werd pilocarpine-gestimuleerd speeksel secretie gemeten. Speeksel functie wordt gerapporteerd als de totale speeksel volume (A) en totale speeksel volume (B) genormaliseerd naar totaal SMG natte gewicht. Zoals verwacht, is er een significante daling in de functionele capaciteit van de SMG (± SD bedoel **p < 0.01 met behulp van tweezijdige ongepaarde t-test). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 5 . De Haematoxyline en eosine SMG kleuring. SMG weefsel werd geoogst van een muis na pilocarpine stimulatie (100 mg/kg, rechts), vergeleken met controle, onbehandelde muis SMG (links). H & E kleuring toont bruto klier structuur op 10 X (schaal bars: 200 µm) (A, B) en 40 X (schaal bars: 50 µm) (C, D). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 6 . Nkcc1 SMG Immunohistochemistry. SMG weefsel werd geoogst van een muis na pilocarpine stimulatie (100 mg/kg, rechts), vergeleken met controle, onbehandelde muis SMG (links). Nkcc1 is een membraan eiwit en kan worden gebruikt voor het evalueren van de cellulaire morfologie. DAPI wordt gebruikt als een nucleaire counterstain (schaal bars: 75 µm). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
We presenteren een meerstaps methode voor de beoordeling van de speekselklier functie, die kan worden toegepast op de studie van de klier letsel en therapeutics. Onze procedure impliceert tracheostomy, speeksel collectie en klier dissectie, die allemaal experimentele toepassingen die een geïntegreerde studie van biologie van de speekselklier kunnen ondersteunen. Bijvoorbeeld is lymfkliertest tracheostomy gebruikt voor het beheer van de algemene luchtweg tijdens procedures belemmeren de mondholte.
Juiste dissectie en trachea insnijding zijn vereist voor pilocarpine gestimuleerd speeksel secretie bij 100 mg/kg. Als alternatief, een verminderde pilocarpine dosis kon voorkomen dat hij de noodzaak van tracheostomy en daarom worden gebruikt voor longitudinale beoordeling van16secretie speeksel.
Dit protocol biedt naast het opnemen van de secretie speeksel, ook een accurate, consistente manier voor het verzamelen van speeksel voor verder analyses. Dergelijke studies omvatten reologie, proteomics, enzymactiviteit, speeksel osmolariteit25,26,27en biomerker ontdekking28,29.
Ten slotte hebben de dissectie van de gestandaardiseerde methoden voor de grote speekselklieren nut buiten speeksel collectie. Er is een rente in het begrip van de ontwikkeling van de klier en reactie op schade. Voor effectieve onderzoeken is het belangrijk om uit te voeren van consistente, schone ontledingen van de grote speekselklieren. Schoon en efficiënt klier isolatie is van cruciaal belang voor culturen afgeleid van primaire cellen die zijn mechanisch en enzymatisch losgekoppeld van de grote speekselklieren30,31, en voor histologische en immunohistochemische preparaten. Bovendien, wanneer kleuring voor secreted eiwitten in weefselsecties klier, is het essentieel te overwegen en te controleren voor de waarschijnlijk uitputting van deze producten gestimuleerd speeksel collectie volgen.
Kwantificeren van de speekselklier functie in onderzoeken van schade of interventie is een vitale experimentele techniek. Klier histologie is informatief en kan belangrijke opmerkingen ontlokken, maar conclusies zijn het best ondersteund door duidelijke functionele gegevens.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Onderzoek gemeld in deze publicatie werd gesteund door het nationale Instituut van Dental en craniofaciale onderzoek (NIDCR) en het National Cancer Institute (NCI) van de National Institutes of Health onder Award nummer R56 DE025098, UG3 DE027695 en CA206296 van de F30. De inhoud is uitsluitend de verantwoordelijkheid van de auteurs en vertegenwoordigt niet noodzakelijk de officiële standpunten van de National Institutes of Health. Dit werk werd ook ondersteund door de NSF DMR-1206219 en de IADR Innovation in mondelinge zorg Award (2016).
Wij wil Dr. Eri Maruyama en Andrew Hollomon bedanken voor hun hulp met speeksel collectie. We zouden graag bedanken Pei-Lun Weng voor zijn hulp met klier dissectie. Wij wil Matthew Ingalls bedanken voor zijn hulp ter voorbereiding van de figuur. We zouden graag bedanken Dr. Elaine Smolock en Emily Wu voor kritische lezing van dit manuscript.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Pilocarpine hydrochloride | Sigma Aldrich | P6503 | Pilocarpine |
| Student Vannas Spring Scissors | Fine Science Tools | 91500-9 | Spring Scissors for Tracheostomy |
| Sterile Saline Solution | Medline | RDI30296H | Saline |
| Dumont #7 Forceps | Fine Science Tools | 11274-20 | Curved Forceps |
| Dumont #5 Forceps | Fine Science Tools | 11251-10 | Straight Forceps |
| Standard Pattern Forceps | Fine Science Tools | 11000-12 | Blunt Forceps |
| Fine Scissors- Tungsten Carbide | Fine Science Tools | 14568-09 | Dissection Scissors |
| Microhematocrit Heparinized Capillary Tubes | Fisher Scientific | 22362566 | Capillary tubes |
| Lubricant Eye Ointment | Refresh | N/A | Refresh Lacri-Lube |
| Goat polyclonal anti-Nkcc1 | Santa Cruz Biotech | SC-21545 | Nkcc1 Antibody |
| DAPI (4',6-Diamidino-2-Phenylindole, Dihydrochloride) | Thermo Fisher Scientific | D1306 | DAPI |
| GraphPad Prism | GraphPad | ver6.0 | Statistical Software |
| Cotton tipped applicator | Medline | MDS202000 | Applicator for eye ointment |
| 0.5cc Insulin Syringe, 29G x 1/2" | BD | 7629 | Syringe for intraperitoneal injection |
References
- Bradley, P., O'Hara, J. Diseases of the salivary glands. Surgery (Oxford). 33 (12), 614-619 (2015).
- Fox, P. C. Salivary enhancement therapies. Caries Research. 38 (3), 241-246 (2004).
- Konings, A. W. T., Coppes, R. P., Vissink, A. On the mechanism of salivary gland radiosensitivity. International Journal of Radiation Oncology Biology Physics. 62 (4), 1187-1194 (2005).
- Burlage, F. R., Coppes, R. P., Meertens, H., Stokman, M. A., Vissink, A. Parotid and submandibular/sublingual salivary flow during high dose radiotherapy. Radiotherapy and Oncology. 61 (3), 271-274 (2001).
- Aure, M. H., Konieczny, S. F., Ovitt, C. E. Salivary gland homeostasis is maintained through acinar cell self-duplication. Developmental Cell. 33 (2), 231-237 (2015).
- Aure, M. H., Arany, S., Ovitt, C. E. Salivary Glands: Stem Cells, Self-duplication, or Both? Journal of Dental Research. 94 (11), 1502-1507 (2015).
- Ono, K., et al. Distinct effects of cevimeline and pilocarpine on salivary mechanisms, cardiovascular response and thirst sensation in rats. Archives of Oral Biology. 57 (4), 421-428 (2012).
- Proctor, G. B., Carpenter, G. H. Regulation of salivary gland function by autonomic nerves. Auton Neuroscience. 133 (1), 3-18 (2007).
- Nezu, A., Morita, T., Tojyo, Y., Nagai, T., Tanimura, A. Partial agonistic effects of pilocarpine on Ca(2+) responses and salivary secretion in the submandibular glands of live animals. Experimental Physiology. 100 (6), 640-651 (2015).
- Urita, Y., et al. Rebamipide and mosapride enhance pilocarpine-induced salivation. North American Journal of Medical Sciences. 1 (3), 121-124 (2009).
- Arany, S., Benoit, D. S., Dewhurst, S., Ovitt, C. E. Nanoparticle-mediated gene silencing confers radioprotection to salivary glands in vivo. Molecular Therapy. 21 (6), 1182-1194 (2013).
- Kondo, Y., et al. Functional differences in the acinar cells of the murine major salivary glands. Journal of Dental Research. 94 (5), 715-721 (2015).
- Evans, R. L., et al. Severe impairment of salivation in Na+/K+/2Cl- cotransporter (NKCC1)-deficient mice. Journal of Biological Chemistry. 275 (35), 26720-26726 (2000).
- Delanian, S., Lefaix, J. L. The radiation-induced fibroatrophic process: therapeutic perspective via the antioxidant pathway. Radiotherapy and Oncology. 73 (2), 119-131 (2004).
- Guchelaar, H. J., Vermes, A., Meerwaldt, J. H. Radiation-induced xerostomia: pathophysiology, clinical course and supportive treatment. Support Care Cancer. 5 (4), 281-288 (1997).
- Lin, A. L., et al. Measuring short-term γ-irradiation effects on mouse salivary gland function using a new saliva collection device. Archives of Oral Biology. 46 (11), 1085-1089 (2001).
- Montenegro, M. F., et al. Profound differences between humans and rodents in the ability to concentrate salivary nitrate: Implications for translational research. Redox biology. 10, 206-210 (2016).
- Choi, J. S., Park, I. S., Kim, S. K., Lim, J. Y., Kim, Y. M. Morphometric and Functional Changes of Salivary Gland Dysfunction After Radioactive Iodine Ablation in a Murine Model. Thyroid. 23 (11), 1445-1451 (2013).
- Imamura, T. K., et al. Inhibition of pilocarpine-induced saliva secretion by adrenergic agonists in ICR mice. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 39 (12), 1038-1043 (2012).
- Ma, T., et al. Defective Secretion of Saliva in Transgenic Mice Lacking Aquaporin-5 Water Channels. Journal of Biological Chemistry. 274 (29), 20071-20074 (1999).
- Parkes, M. W., Parks, J. C. Supersensitivity of salivation in response to pilocarpine after withdrawal of chronically administered hyoscine in the mouse. British Journal of Pharmacology. 46 (2), 315-323 (1972).
- Nishiyama, T., et al. Up-Regulated PAR-2-Mediated Salivary Secretion in Mice Deficient in Muscarinic Acetylcholine Receptor Subtypes. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 320 (2), 516 (2007).
- Yang, B., Song, Y., Zhao, D., Verkman, A. S. Phenotype analysis of aquaporin-8 null mice. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 288 (5), C1161-C1170 (2005).
- Kamiya, M., et al. X-Ray-Induced Damage to the Submandibular Salivary Glands in Mice: An Analysis of Strain-Specific Responses. BioResearch Open Access. 4 (1), 307-318 (2015).
- Patel, R. M., Varma, S., Suragimath, G., Zope, S. Estimation and Comparison of Salivary Calcium, Phosphorous, Alkaline Phosphatase and pH Levels in Periodontal Health and Disease: A Cross-sectional Biochemical Study. Journal of Clinical and Diagnostic Research. 10 (7), ZC58-ZC61 (2016).
- Droebner, K., Sandner, P. Modification of the salivary secretion assay in F508del mice--the murine equivalent of the human sweat test. Journal of Cystic Fibrosis. 12 (6), 630-637 (2013).
- Lamy, E., et al. Changes in mouse whole saliva soluble proteome induced by tannin-enriched diet. Proteome Science. 8 (1), 65 (2010).
- Mahomed, F. Recent advances in mucin immunohistochemistry in salivary gland tumors and head and neck squamous cell carcinoma. Oral Oncology. 47 (9), 797-803 (2011).
- Kohlgraf, K. G., et al. Quantitation of SPLUNC1 in saliva with an xMAP particle-based antibody capture and detection immunoassay. Archives of Oral Biology. 57 (2), 197-204 (2012).
- Maimets, M., Bron, R., de Haan, G., van Os, R., Coppes, R. P. Similar ex vivo expansion and post-irradiation regenerative potential of juvenile and aged salivary gland stem cells. Radiotherapy and Oncology. , (2015).
- Lombaert, I. M., et al. Rescue of salivary gland function after stem cell transplantation in irradiated glands. PLoS One. 3 (4), e2063 (2008).
