Summary
Aquí, presentamos un protocolo para cuantificar los folículos en los ovarios cultivados de ratones jóvenes sin seccionamiento serial. Con inmunofluorescencia de todo órgano y tejido claro, seccionar físico se sustituye por seccionamiento óptico. Este método de preparación de la muestra y visualización mantiene la integridad de órganos y facilita la cuantificación automática de células específicas.
Abstract
Investigación en el campo de la biología reproductiva de mamífero a menudo implica evaluar la salud general de los ovarios y los testículos. Específicamente, en las mujeres, fitness ovárico a menudo es evaluado por visualización y cuantificación de los folículos y ovocitos. Porque el ovario es un opaco tejido tridimensional, los enfoques tradicionales requieren laborioso cortar el tejido en numerosas secciones seriadas para poder visualizar las células en el órgano entero. Además, porque la cuantificación por este método típicamente conlleva puntuación sólo un subconjunto de las secciones separadas por el diámetro aproximado de un ovocito, es propensa a la inexactitud. Aquí, se describe un protocolo que utiliza en su lugar claro de tejido órgano entero y tinción de inmunofluorescencia de ovarios de ratón para visualizar los folículos y ovocitos. En comparación con los enfoques más tradicionales, este protocolo es ventajoso para la visualización de las células en el ovario por muchas razones: 1) el ovario se mantiene intacto a lo largo de la preparación de la muestra y el procesamiento; 2) ovarios pequeños, que son difíciles de sección, pueden examinarse con facilidad; 3) celular cuantificación se logra más fácilmente y con precisión; y 4) el órgano entero reflejado.
Introduction
Para estudiar la composición celular y las características morfológicas de los ovarios mamíferos, los científicos a menudo confían en vivo experimentos, seguidos por la coloración de immunohistological de los ovarios de embebido de parafina. Más recientemente sin embargo, cultura de órgano entero ovario ha demostrado para ser una alternativa eficaz para el estudio de la función ovárica1,2,3,4 porque la técnica puede combinarse con mejor visualización y herramientas de cuantificación. Tradicionalmente, el análisis de la morfología ovárica depende de reconstrucción tridimensional arquitectura ovárica de embebido de parafina secciones seriales, pero, además de ser laborioso y desperdiciador de tiempo, en serie Seccionando tejido embebido de parafina no garantía de reconstrucción adecuada del órgano y secciones a menudo se pierden o mal ordenadas en el proceso.
Además de los desafíos técnicos asociados con el seccionamiento serial, también hay variaciones en los métodos habitualmente utilizados para cuantificar el número de folículos por ovario de5,6. La variabilidad metodológica utilizada actualmente deteriora metanálisis de reserva ovárica a través de estudios5,7. Por ejemplo, números de folículos de diferentes artículos pueden variar en 10 veces o más entre las edades del desarrollo similares dentro de una cepa específica6. Estas grandes diferencias en la cuantificación reportados del folículo pueden conducir a la confusión y han obstaculizado las comparaciones Cruz-estudio. Experimentalmente, los enfoques tradicionales para cuantificación de folículo de secciones seriales realizan recuento de folículos de un número predefinido de secciones (por ejemplo, cada quinto, décimo, u otra sección). Variabilidad en folículo cuenta con este enfoque surge no sólo de la periodicidad en que secciones se cuentan sino también de las variaciones en el grosor de la sección y experiencia técnica en la generación de secciones seriadas de5,6. Además de su variabilidad, otra desventaja de seccionamiento de tejidos tradicionales es que el seccionamiento de ovarios pequeños de animales jóvenes es especialmente difícil y depende en gran medida de tejido orientación8.
El protocolo a continuación describe un ovario rutinariamente usada cultura técnica1 pero mejora grandemente sobre cuantificación de folículo tradicional mediante la sustitución física de seccionamiento con tejido claro y seccionamiento óptico usando microscopia confocal8 ,9. Mediante inmersión del tejido (sin la necesidad de perfusión de transcranial o electroforesis) en una urea y sorbitol basado en solución (por ejemplo, ScaleS(0)10) resultó compatible con la inmunotinción y permitió la reducción de tiempo de limpieza sin comprometer la profundidad de la proyección de imagen. Otros métodos reportados (p. ej., ScaleA28,10, SeeDB11, Clear12y ClearT212) están más tiempo consumiendo o no permite profundidad resolución óptica de la muestra. Seccionamiento óptico es ventajoso porque es menos mano de obra y mantiene arquitectura tridimensional7,8 el órgano. Otra ventaja de este enfoque es que la preparación de las muestras no requiere de costosos reactivos para eliminar el tejido y puede llevarse a cabo con relativa facilidad.
Específicamente, el protocolo descrito ha sido optimizado para los ovarios de ratón cultivadas en día postnatal cinco pero se ha realizado en los ovarios desde día postnatal 0 - 10. El método hace uso de un sistema de cultivo de ovario en el que el tejido naturalmente se une a la membrana en la que se cultiva, facilitando el manejo del órgano y manipulación. El sistema de cultivo descrito puede utilizarse para mantener explanted ovarios hasta por 10 días y evaluar cómo las diferentes condiciones experimentales pueden interferir con el oocyte supervivencia13. El procedimiento de cuantificación descrito se realiza utilizando el paquete ImageJ FIJI14 de procesamiento de imágenes no comerciales y puede llevarse a cabo en la mayoría de los ordenadores personales. Además, las imágenes utilizadas para la cuantificación es posible disponibles para la comunidad científica, permitiendo así futuros metanálisis.
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Protocol
Institucional Animal Care y el Comité uso (IACUC) de la Universidad de Cornell ha aprobado todos los métodos descritos aquí, bajo protocolo 2004-0038 JCS.
1. elaboración de instrumentos y medios de cultivo
- Limpie el área de trabajo con 10% bleach y deje que el blanqueador en la superficie del área de trabajo durante al menos 5 minutos. Después de 5 minutos, quitar el exceso cloro con toallas de papel limpias y 70% de etanol (EtOH). Limpiar el microscopio de disección con el 70% EtOH.
Nota: Es importante que el área de trabajo al menos semi estéril para evitar la contaminación de cultivos de órganos. - Wrap limpieza pinzas y las tijeras con una toalla de papel humedecida con 70% EtOH hasta el tiempo de uso.
Nota: Las herramientas de disección ideal pueden variar según el edad/tamaño del ovario. Mejores resultados se obtienen utilizando la tijera de disección micro aguda uno, dos pinzas de punta fina (o número 5 o 55) y un micro disección tijera de iris. - En un tubo cónico, hacer 50 mL de medio de cultivo de ovario y caliente en un baño de agua de 37 ° C.
- Realizar medio de cultivo de ovario4suplemento 1 x medio esencial mínimo (MEM) con 10% suero bovino Fetal (FBS), 25 mM (ácido-(2-hydroxyethyl)-1--1-ácido 4 (HEPES), 100 unidades/mL de penicilina, estreptomicina 100 de μg/mL, 0.25 μg/mL Anfotericina B (p. ej., 45 mL de MEM, 5 mL de calor inactiva FBS, 1,25 mL de HEPES y 0,5 mL de 100 acciones de x de la penicilina, estreptomicina y anfotericina B).
- Preparar las placas y los partes movibles antes la cultura de ovario.
- En una campana de cultivo de tejidos, añadir 1 mL de medio de cultivo de ovario a una placa de cultivo de tejidos de 35 mm.
- Remojo previo colocar membrana con medio de cultivo. Añadir suficiente medios de comunicación, generalmente alrededor de 0,55 mL por bien, a la placa de cultivo de tejidos de portadora de 24 pocillos y coloque un cultivo celular introducir en el pozo. Asegúrese de que la membrana del inserto toca los medios de comunicación.
- Preparar el número de placas de 35 mm y los pozos con células cultura insertos según el número esperado de ovarios en el experimento. Coloque las placas de 35 mm que contiene 1 mL de medio de cultivo y la placa de 24 pocillos portadora que contienen medios de cultivo y los partes movibles en 37 ° C, 5% CO2y atmosférica O2 la incubadora.
- Arreglar una placa junto a la alcance de disección y ajustar la temperatura a 37 ° C. Mantenga a 37 ° C, 5% CO2 y la atmosférica O2 la incubadora está cerca de la sala de disección.
2. ovario disección y cultivo
Nota: Los ovarios pueden disecar a temperatura ambiente como la exposición a la temperatura ideal no es mínima.
- Eutanasia a los ratones hembra en día postnatal 5, por decapitación, uno a la vez.
Nota: Eutanasia debe realizarse según las pautas IACUC presentes en las instalaciones donde se realiza la investigación. - Rociar al animal con el 70% EtOH. Coloque el animal en la parte superior de la toalla de papel bajo el microscopio de disección. Colocar un plato de cultivo de tejidos de 35 mm que contienen medios de cultivo de ovario cerca del microscopio de disección.
- Con pinzas o con una tijera de iris de micro disección, hacer una incisión a través de la piel del animal y en la cavidad abdominal, con precaución de no para cortar los intestinos. Empujar los intestinos fuera de la cavidad abdominal y localice los ovarios. Extraer los ovarios y colocarlos en el plato de cultivo de tejidos de 35 mm que contienen medios de cultivo.
- Una vez los ovarios han sido disecados del animal, aumentar la magnificación del microscopio de disección para visualizar mejor los ovarios y los tejidos adjuntos. Con limpiar pinzas de punta fina, quitar todo el tejido no ovárico, como bursa y tejido graso. Tenga cuidado de mantener los ovarios intactos al retirar el tejido no ovárico adjunto.
- Una vez que los ovarios están aislados, coloque el par en los insertos de cultura celular previamente remojadas de la placa de 24 pocillos de portadora (consulte los pasos 1.4.2 y 1.4.3) y ajustar el volumen del medio para que sea suficiente para mantener el órgano húmedo (sin completamente sumergiéndola).
PRECAUCIÓN: Tenga cuidado de no meter un agujero en la membrana de la célula cultura insertar al transferir los ovarios. - Lugar explantados órganos en 37 ° C, 5% CO2y atmosférica O2 la incubadora.
- Repita los pasos insertar 2.1-2.6 hasta los ovarios de cada animal disecados y puestos en cultivo celular de la placa de 24 pocillos que contienen el medio de cultivo de ovario.
- Cambio el medio de cultivo de ovario cada 2 días, utilizando calentado alícuotas de los medios de comunicación de ovario de un baño de agua de 37 ° C y proceder a 3 parte del protocolo en el deseado momento experimental.
3. tejido fijación
- En un tubo cónico de 15 mL, preparar 4% paraformaldehido (PFA) en 1 x solución salina tamponada con fosfato (PBS) (p. ej., añadir 2 mL de grado de la microscopia electrónica PFA 16% 6 mL de PBS 1 x).
PRECAUCIÓN: PFA es una sustancia peligrosa y debe ser manejado bajo una campana química. - Fijar los ovarios cultivados, sin quitar el tejido de la inserción de la cultura, cubriendo el tejido con la solución recién preparada de PFA 4%. Sellar los bordes de la placa con plástico adhesivo (para evitar la evaporación) y las muestras a 4 ° C durante la noche.
Nota: Para facilitar la manipulación y la integridad de tejidos, evite desplazar los ovarios de la inserción de la cultura de célula a lo largo de todo el procedimiento. Cultivadas ovarios atados a la superficie de la pieza de inserción son ventajosos para el manejo sin dañar o perder el órgano. - Enjuague el tejido 3 x con el 70% EtOH y tampoco proceda al paso 4.1 o tienda en viales de centelleo llenó de 70% EtOH a 4 ° C hasta más de procesamiento.
Nota: Si se utiliza tejido endógeno expresan proteínas fluorescentes, almacenamiento de las muestras con el 70% EtOH puede reducir grandemente la señal. Alternativamente, tejido puede enjuagarse y almacenado en PBS con azida de sodio 0.2% (NaN3). NaN3 es, sin embargo, altamente tóxico y representa un peligro para la inhalación grave. La solución en la campana y manejar usando equipo de protección personal como los guantes de capa y nitrilo de un laboratorio.
4. todo montaje inmunofluorescencia
- Coloque el tejido fijo en 1 x PBS a temperatura ambiente durante un mínimo de 4 h antes del paso de permeabilización 4.3.
- Preparar solución de permeabilización y bloqueo.
- Preparar solución de permeabilización como se describe. A PBS 1 x, agregue 0.2% alcohol polivinílico (PVA), solución al 0.1% Sodio borohidruro (NaBH4) (de 12 wt.% en solución de hidróxido de sodio (NaOH) de 14 M) y 1,5% terc -Octylpheny éter de polietilenglicol (detergente tensioactivo no iónico). En un tubo cónico de 50 mL, agregar 5 mL de 10 x PBS, 0,1 g de PVA, 50 μl de NaBH4y 750 μl de detergente tensioactivo no iónico y, a continuación, añadir ultrapura hasta 50 mL de agua y agite bien a temperatura ambiente hasta que la mezcla esté completamente en solución.
- Preparar solución de bloqueo como se describe. PBS 1 x, agregar surfactante no iónico 0,1% detergente, 0.15% de 2, 5 M pH de glicina 7.4, suero de cabra normal 10% 3% albúmina de suero bovino (BSA), 0.2% NaN3, 100 unidades/mL de penicilina, estreptomicina 100 de μg/mL y 0,25 μg/mL de anfotericina B. preparan una solución de 2.5 M glicina disolviendo 93,8 g de glicina en agua ultrapura hasta un volumen final de 500 mL (pH 7.4) y una solución de 10% NaN3 disolviendo 5 g en 50 mL de agua ultrapura; Luego, en un tubo cónico de 50 mL preparar la solución de bloqueo añadiendo 5 mL de PBS de x 10, 50 μl de un detergente tensioactivo no iónico, 750 μl de la solución madre de glicina, 5 mL de suero de cabra, 1,5 g de BSA, 1 mL de solución NaN3 y 0,5 mL de 100 acciones de x de la penicilina, estreptomicina y anfotericina B. Añadir agua ultrapura hasta un volumen final de 50 mL y jeringa de filtro de la solución final.
- Quitar y descartar el PBS 1 x del frasco y luego agregar suficiente solución de permeabilización para sumergir completamente los ovarios. Colocar la muestra en solución de permeabilización en un agitador orbital (por ejemplo, nutator) a temperatura ambiente durante 4 horas.
Nota: El tiempo de incubación puede variar según el grosor del órgano. - Reemplazar la solución de permeabilización con suficiente solución de bloqueo para sumergir completamente los ovarios. Sellar el frasco con el plástico adhesivo y dejar el tejido incubando durante un mínimo de 12 h a temperatura ambiente en un agitador orbital.
- Preparar la dilución del anticuerpo primario en solución de bloqueo según el datasheet del fabricante.
Nota: Tenga en cuenta que no todos los anticuerpos son compatibles con el agente de claro. El volumen promedio necesario por muestra es aproximadamente 750 μl.- Para la cuantificación del ovocito, utilice TAp63 (marcador nuclear del ovocito) y MVH (marcador citoplasmáticos célula de germen).
Nota: Los anticuerpos utilizados en las imágenes de inmunofluorescencia son ratón anti-p63 y conejo anti-MVH). La solución del anticuerpo primario puede ser reutilizados 2 x o más si se almacena a 4 ° C entre protocolos de tinción y maneja correctamente para evitar el crecimiento bacteriano.
- Para la cuantificación del ovocito, utilice TAp63 (marcador nuclear del ovocito) y MVH (marcador citoplasmáticos célula de germen).
- Coloque el inserto que contiene el tejido en una placa de 24 pocillos y añadir unos 750 μl de solución de anticuerpo primario. Asegúrese de que los ovarios estén completamente sumergidos. Selle la placa con plástico adhesivo para minimizar la evaporación y dejar el tejido incubar durante 4 días a temperatura ambiente en un agitador orbital.
- Preparar solución de lavado.
- Preparar solución de lavado como se describe. Hacer 1 x PBS, agregar 0.2% PVA 0.15% tensioactivo no iónico, detergente. En un tubo cónico de 50 mL, agregar 5 mL de 10 x PBS, 0,1 g de PVA, 75 μl de tensioactivo no iónico, detergente y agua ultrapura hasta un volumen final de 50 mL.
- Eliminar la dilución del anticuerpo primario y agregue una generosa cantidad de solución de lavado. Asegúrese siempre de sumergir los ovarios. Permiten que los ovarios se sumerja en la solución durante la noche a temperatura ambiente en el agitador orbital.
- Reemplazar la solución de lavado e incubar en Agitador orbital durante 2 h o más.
- Repita el paso 4.9 un tiempo adicional.
- Preparar la dilución del anticuerpo secundario en solución de bloqueo.
Nota: Los anticuerpos secundarios utilizados son colorante fluorescente 488 anti-ratón planteado en cabra y anti-conejo 594 colorante fluorescente en cabra. Consulte el paso 4.5. el volumen promedio necesita por ejemplo. - Retire la solución de lavado de los ovarios y añadir solución de anticuerpo secundario. Proteger las muestras de la luz (placa de envolver con papel de aluminio) y sellar la placa con plástico adhesivo para minimizar la evaporación. Incubar las muestras en un agitador orbital a temperatura ambiente durante 2 días.
Nota: Seguir protegiendo las muestras de la luz con papel de aluminio durante todos los pasos de incubación posterior. - Retire la solución de anticuerpo secundario de las muestras y agregue solución de lavado. Incubar en un agitador orbital durante 8 h.
Nota: Si desea tinción de 4, 6-Diamidino-2-phenylindole (DAPI), añadir 50 ng/mL de DAPI a la primera etapa de lavado (~ 8 h de incubación). - Reemplazar la solución de lavado para un lavado durante la noche.
- Mientras se prepara la solución de claro (ver sección 5), reemplazar la solución con solución fresca de lavado durante la noche y mantener las muestras en el agitador orbital a temperatura ambiente.
5. ovario claro y la proyección de imagen
- Preparar ScaleS(0) solución de limpieza.
- Preparar ScaleS(0) claro solución10 mediante la adición de reactivos en la proporción dada: 40% D-(-) sorbitol (w/v), 10% glicerol, urea de 4,3 M y 20% de dimetilsulfóxido (DMSO), pH 8.1 (p. ej. en un tubo cónico de 50 mL, agregar 2,5 mL de glicerol, 10 g de sorbitol , 5 mL de DMSO y 12 mL de urea de 9 M para un volumen total de 25 mL. Mezcle la solución por inversión a 50 ° C por 30 min y desgasificar antes del uso.)
- Retire la solución de lavado y sumergir las muestras en la solución de limpieza. Para obtener mejores resultados, mantener las muestras en el agitador orbital.
- Reemplazar la solución de limpieza 2 veces al día hasta que el tejido se vuelve transparentes (aproximadamente 2 días).
- Una vez que el tejido se borra, preparar la muestra para la proyección de imagen retirando cuidadosamente la membrana de insertar que contiene los ovarios cultivados con una fina punta de bisturí y colocar la muestra en un portaobjetos de vidrio.
- Proceder a las muestras en un microscopio capaz de seccionar óptico de la imagen.
6. ovocito cuantificación
Nota: Hay muchos programas diferentes que son capaces de cuantificar las células. Se describe a continuación es un protocolo para la cuantificación de ovocitos utilizando el paquete de procesamiento de imagen no-comercial, ImageJ FIJI14.
- Usando una proyección de intensidad máxima aplanado de la serie de imagen Z -stack para los marcadores celulares específicos de interés (sin el canal DAPI), convertir la imagen en una imagen de 8 bits blanco y negro en tipo en el desplegable de la imagen menú.
- En el menú desplegable de imagen , resaltar la ficha ajuste y seleccione umbral.
- Ajuste el umbral a un nivel que mejor identifica cada ovocito individual. Una vez que se determina el nivel, haga clic en aplicar para generar una imagen en blanco y negro. Una vez completado, cuantificar la muestra delimitación utilizando el icono ovalado o Freehand .
Nota: FIJI-ImageJ tiene diferentes opciones para ajustar la imagen que se utilizarán para la cuantificación de partículas. Por ejemplo, en proceso | Binario pestaña, hay diferentes opciones que pueden utilizarse para mejorar la detección de lo que se contará. En la figura 4, las opciones utilizadas para individualizar mejor los folículos fue Erode, seguido por tapar agujerosy por último cuenca. - En el menú analizar , seleccione analizar partículas. Configurar los parámetros de acuerdo a la resolución deseada.
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Representative Results
Este protocolo incluye 6 pasos principales tras disección de ovarios, como se indica en la figura 1. Figura 2 , Figura 3 , Figura 4 destacar las características más novedosas de este protocolo, que incluyen optimización de tejido para los ovarios y todo tejido cuantificación de ovocitos con ImageJ de FIJI. Figura 2A muestra imágenes de un inculto 5 días postnatal ovario fijo antes (izquierda) y 1 h después (derecha) agregando solución clearing al ovario. El ovario comienza a ser translúcido a minutos de ser sumergido en la solución de limpieza. Una vez desatascada, ovarios pequeños como la reflejada en la figura 2A se convierten en difíciles de manejar sin dañar. Por lo tanto, trabajar con ovarios explanted cultivados es ventajoso porque se adhieren a la superficie porosa de la membrana de insertar en el que se cultivan. Fijación del ovario a la membrana de insert permite al experimentador manejar la inserción de la membrana en lugar del ovario (figura 2B y figura 3). También, ovarios cultivados cerca de fusible y figura 2B muestra adjunta ovarios fusionados antes (izquierda) y después de borrar (derecha) en hematoxilina manchadas las muestras.
Realizar el seccionamiento óptico de ovarios cultivados sin claro es posible; sin embargo, las células profundas dentro del tejido tienen una señal de que es difícil de distinguir del fondo y esta falta de señal clara impide cuantificación de ovocitos adecuado (Figura 3A). A diferencia de la Figura 3A, 3B figura es una imagen representativa de una muestra limpia en la que es posible cuantificación del ovocito a través del órgano entero. Figura 3B demuestra que proyección de imagen de todo órgano de ovarios cultivados despejados puede llevarse a cabo sin pérdida significativa de la señal profunda dentro de los tejidos e imágenes como la que se muestra (figura 3B) puede cuantificarse fácilmente. Un enfoque para la cuantificación de ovocitos en muestras como estas es por conversión de la serie Z-stack de secciones ópticas en una proyección de intensidad máxima y luego proseguir el archivo con un paquete de procesamiento de imagen. Figura 4 y figura 1 complementaria destacan los pasos utilizados para cuantificar el número de ovocitos en la figura 3B con ImageJ de FIJI. 1 tabla suplementaria incluye cuantificación de partículas (ovocitos) de FIJI-ImageJ. Cuantificación de partículas usando este método también permite el análisis de los diferentes folículos basado en el tamaño del ovocito, ya información sobre el número de partículas y el área correspondiente de cada partícula es calculado por el software proporcionado a la usuario.
Figura 1: representación esquemática del protocolo entero. Resumen visual de los principios de protocolo con la disección del ovario (1), seguido por la cultura de ovario (2), fijación de tejido con 4% PFA (3), inmunotinción con anticuerpos específicos (4), claro tejido profunda proyección de imagen (5), obteniendo la sección óptica utilizando un microscopio confocal (6) y terminando con cuantificación de ovocitos (7). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: diferencia de opacidad tejido entre ovarios no limpia y despejados. Ovario (A) de un día postnatal cinco cachorro sin compensación (izquierda) y después suave claro de aproximadamente 1 h (derecha). (B) múltiples ovarios cultivados en cerca de uno a siete días. Se muestran dos diferentes aumentos de cada muestra. Imágenes de la izquierda son sin imágenes de la derecha y claro con claro. Los ovarios se adherirá a la membrana de la inserción de la cultura y pueden manejarse mejor si se mantiene unido a través del protocolo. Para mejorar el contraste del tejido para la proyección de imagen usando luz blanca, los ovarios se sumergieron en hematoxilina por 5 min después de la fijación. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: proyección de imagen de inmunofluorescencia de ovarios no limpia y despejados. Los ovarios de cachorros día postnatal 5 fueron cultivados por 7 días y teñido según el Monte toda la inmunofluorescencia descrito protocolo de tinción. En rojo se muestran marcadas con homólogo de vasa (MVH) para identificar las células germinales del ratón y en verde las células son células con el marcador nuclear de específicos del ovocito, p63. DAPI, en azul, fue utilizado para etiquetar todos los núcleos de la célula. (A) imagen de inmunofluorescencia de ovarios sin compensación. (B) imagen de inmunofluorescencia de los ovarios con claro. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: flujo de trabajo Visual de cómo cuantificar ovocitos utilizando el software ImageJ FIJI. Para facilitar el análisis de datos, imágenes derivadas de los aviones confocales se pueden reducir a una proyección de intensidad máxima en lugar de una imagen 3D. Con la proyección de máxima intensidad, el usuario puede definir los parámetros de umbral imagen de tal manera que las partículas de la blanco se hacen evidentes. Una vez obtenida la imagen simplificada, el software se utiliza para contar los ovocitos. Examinar críticamente imágenes mientras ajusta los parámetros es crucial. Esta figura muestra un ejemplo de cómo se puede configurar el umbral de partículas/ovocitos. El texto sobre cada imagen destaca el parámetro utilizado para obtener esa imagen en FIJI ImageJ. El software genera una tabla con la medida del área de las partículas (ver suplemento tabla 1). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Suplementario Figura 1: flujo de trabajo Visual de cómo cuantificar ovocitos utilizando el software ImageJ FIJI (menor aumento). Esta figura muestra la cuantificación de ovocitos de dos ovarios en proximidad cercana. Los pasos realizados son los mismos que figura 4. folículos de partículas 2.436 fueron contados por el software. Datos de cuantificación obtenidos con el software pueden encontrarse en la tabla adicional 1. Haga clic aquí para descargar este archivo.
Suplemento tabla 1: cuantificación de folículo calculado por FIJI ImageJ. Esta tabla contiene la lista de contado de los folículos y el área correspondiente generados a partir de la imagen en la figura 1 complementaria. El tamaño de partícula utilizado para la cuantificación fue fijado de 10 μm2-infinito. Haga clic aquí para descargar este archivo.
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Discussion
El estudio de mamífero reproducción requiere utilizar y cuantificar las células especializadas que no son habitualmente susceptibles de cultivo celular. Sin embargo, sistemas de cultivo ex vivo son efectivos en mantener ovario folículo viabilidad1,15. Durante cultura de ovario, el tejido requiere una mayor superficie para el intercambio de nutrientes a través de la difusión. Por lo tanto, 5 - viejo ratón ovarios son ideales en tamaño y forma de cultivo. Este protocolo fue optimizado para ovarios mantenidos durante siete días en cultivo, pero ovario cultura longitud se puede ajustar según la pregunta científica específica de1,4. Se han logrado resultados comparables en ovarios cultivados para tan poco como tres días y tan largos como diez días (datos no mostrados), pero los ovarios de animales mayores de diez días son grandes y la cultura no puede ser tan eficaz, subrayando así una limitación del protocolo.
Si no es necesario el cultivo ex vivo del ovario, es posible fijar y ovarios mayores de la mancha con el protocolo descrito, aunque se requiera modificaciones para adaptarse a los más grandes del tejido tamaño9,16. El protocolo de tinción descrito depende de la difusión pasiva de los anticuerpos en el órgano, lo que indica que es posible teñir los ovarios más grandes o más pasos de incubación del anticuerpo o dividiendo el tejido en pocos trozos más pequeños que pueden ser reconstruido después de la proyección de imagen. El uso de urea y sorbitol en la ScaleS(0) claro agente resultado eficaz para ovarios cultivados neonatales porque requiere un período de incubación más corto que los registrados para agentes claro con urea y glicerol (ScaleA2)8,10 . Además, el uso de una concentración baja de borohidruro de sodio (NaBH4) en la solución de permeabilización disminuyó el ruido de fondo y, junto con incubaciones más larga de las muestras con anticuerpos primarios y secundarios, facilitó la coloración en el tejido. Además, el uso de PVA en la permeabilización y soluciones de lavado evita que las partículas espurias se adhiera al tejido17,18.
En este protocolo, ovarios saludables cultivados adjuntará a la membrana del parte movible, mientras que los ovarios no saludables pueden separar de él sobre fijación y dirección. Manejo de tejido laxo con fórceps pueden dañar el ovario y la proyección de imagen de probable compromiso. Alternativamente, tejido laxo puede ser incrustado en tacos de agarosa al 5% o manejado con pipetas de transferencia como la punta de apertura es amplio suficiente no se dañe. Con respecto a la inmunotinción, anticuerpos primarios distintos de los utilizados en el presente Protocolo pueden llevar a cabo de manera diferente y pueden requerir optimización en los pasos de incubación y permeabilización.
Por último, el protocolo describe un método alternativo para cuantificar los folículos de los ovarios pequeños en comparación con las secciones seriales de parafina tradicionales incrustado u otro descrito Cuantificación volumétrica de los folículos de montaje todo imágenes 5 , 9 , 16. según necesidades del investigador, el procedimiento para cuantificación de ovocitos se describe en el protocolo también puede ser utilizado las caracterizan distintas etapas de desarrollo folicular19. El área de partículas generado por el software puede utilizarse para determinar el diámetro de la célula y así deducir la fase folicular.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Agradecemos a Rebecca Williams y Johanna Dela Cruz de la imagen de BRC de Cornell y Andrew Recknagel para sugerencias y asistencia técnica. Este trabajo fue apoyado a institutos nacionales de la subvención de salud S10-OD018516 (al centro de la proyección de imagen de Cornell), T32HD057854 a J.C.B. y R01-GM45415 a J.C.S.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Micro dissecting scissor 4.5", straight, sharp points | Roboz | RS-5912 | Micro dissecting scissor |
| Jewelers style forceps 4-3/8", style 5 | Integra Miltex | 17-305X | Fine tip forceps |
| Micro Iris Scissors 4", straight, sharp points | Integra Miltex | 18-1618 | Micro dissecting iris scissor or micro dissecting spring scissor |
| 1X Minimal Essential Media (MEM) | ThermoFisher Scientific | 11090-081 | |
| Fetal Bovine Serium | Corning | 35011CV | |
| HEPES (1M) | Gibco | 15630080 | |
| Antibiotic-Antimycotic (100X) | Gibco | 15240062 | Used in Step 1.3.1 |
| 35mm Tissue Culture Treated Dish | Corning | 430165 | |
| Nunc™ 24-Well Carrier Plate for Cell Culture Inserts | ThermoFisher Scientific | 141006 | Pore size: 8μm |
| Paraformaldehyde (PFA) | Electron Microscopy Sciences | 15710 | 16% solution |
| 1X Phosphate-Buffered Saline (PBS) | Gibco | 10010023 | |
| Nutator mixer GyroTwister™ | Labnet | S1000-A-B | three dimensional shaker |
| Normal Goat Serum | VWR | 103219-578 | |
| Bovine Serum Albumen (BSA) | VWR | 97061-416 | |
| Sodium Azide (NaN3) | Sigma-Aldrich | S2002-25G | |
| Sodium borohydride solution (NaBH4) | Sigma-Aldrich | 452904-25ML | Use the solution, rather than the tablet or powder form |
| Polyvinyl Alcohol (PVA) | Sigma-Aldrich | P8136-250G | Cold water soluble |
| Triton™ X-100 | Sigma-Aldrich | 93443-100ML | polyethylene glycol tert-octylphenyl ether |
| Syringe filters | ThermoFisher Scientific | 725-2520 | 25mm |
| 10mL Syringes | BD | 309695 | |
| Mouse anti-p63 antibody (4A4) | Biocare Medical | CM 163A | Dilution 1:500 |
| Rabbit anti-MVH antibody | Abcam | ab13840 | Dilution 1:600 |
| Alexa Fluor® goat anti-mouse 594 | ThermoFisher Scientific | A-11032 | Dilution 1:1000 |
| Alexa Fluor® goat anti-rabbit 488 | ThermoFisher Scientific | A-11034 | Dilution 1:1000 |
| 4,6-Diamidino-2-phenylindole (DAPI) | ThermoFisher Scientific | 62248 | |
| D-(-)sorbitol | Sigma-Aldrich | 240850-100G | |
| Glycerol | Sigma-Aldrich | G9012-100ML | |
| Urea | Sigma-Aldrich | U5378-500G | |
| Dimethyl sulfoxide (DMSO) | Sigma-Aldrich | D2650-5X10ML | |
| FIJI-ImageJ | Image processing software | ||
| Disposable plastic transfer pipettes | VWR | 414044-034 |
References
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